ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Хирургическая техника для имплантации коммерчески доступных телеметрических передатчиков используются для непрерывного измерения биопотенциалов (одно-канальной ЭКГ), частота сердечных сокращений, температуры тела и двигательной активности в свободно движущихся мышей показано на рисунке. Рекомендации и протоколы для послеоперационного ухода и облегчения боли, улучшения восстановления, благополучие и выживаемость также представлены.
Protocol
Животное эксперимент был одобрен кантональной ветеринарной службы (Цюрих, Швейцария). Жилищно-экспериментальных процедур в соответствии со швейцарским законодательством о защите животных и соответствуют европейской директиве о защите животных, используемых в научных целях (ДИРЕКТИВА 2010/63/EU ЕВРОПЕЙСКОГО ПАРЛАМЕНТА И СОВЕТА от 22 сентября 2010 года).
1. Предоперационная соображений
1,1 Мыши: жилищные потребности, общее состояние здоровья и мониторинга
Рекомендуется, чтобы избавиться от мышей поставщиков или переведены из внешних колоний грызунов должны прибыть в субсидированного жилья по крайней мере за две недели до операции. Этот период должен позволять животным, чтобы адаптироваться к новой среде и по конкретным объектам жилищных условий. Мыши, как социальные животные, живущие, должны быть размещены в совместимых групп в течение этого периода адаптации. Для контроля уровня индивидапродукты питания и потребления воды, каждая мышь располагается отдельно от 3 дней до операции до 10 дней после хирургической имплантации передатчика. Тайм-линии для установления телеметрического передатчика мышей показано на рисунке 1. Очень важно, чтобы животные приходят к операции в добром здравии и состоянии. Поэтому, до операции, животных следует контролировать один раз в день в течение 2-3 дней, касающиеся общего состояния (внешний вид, осанка, спонтанное поведение), а также для массы тела, потребление корма и воды. Эти данные документируются на медицинские записи (общее состояние здоровья и данные мониторинга лист, таблица 1) установить индивидуальные сравнению с исходным уровнем общего самочувствия и общего состояния здоровья и благополучия. Любые животные появились симптомы заболевания или нарушения общего состояния до операции должны быть исключены из эксперимента.
1,2 Волосы отсечения на один день до операции
День до имплантации, для того, чтобы побриться Animлов для хирургии, анестезии мышей кратко в небольших (8x8x8cm) Perspex камеры использованием севофлурана (8%) или изофлуран (5%) в чистом кислороде (600 мл / мин). После потери рефлекса, мышей вынимают из камеры и передние волосы шеи и брюшной обрезается с животным лежащего в спинной отдохновение; анестезии сохраняется в течение приблизительно 5 минут нос маску с севофлурана 3-4% или изофлуран 1,5-3% в чистом кислороде при расходе 600 мл / мин. После отсечения волосы, животные могут находиться, чтобы пробудить, а затем вернулись в свои родные клетки.
2. Имплантация
2,1 Требования к окружающей среде, подготовка телеметрического передатчика
В день имплантации, все процедуры, касающиеся подготовки передатчика и операции осуществляются на верстак с капюшоном ламинарного потока оснащен хирургический микроскоп. Асептические условия обеспечивается использование автоклавного instrumродителей и стерилизовать материалов и дезинфицирующих верстак 7. До имплантации, телеметрические передатчики (ETA-F10, Data Sciences International, Сент-Пол, Миннесота, США) являются первыми готовы. После удаления из их стерильной упаковке, приводит передатчика укорачиваются до длины подходит для размеров мыши для имплантации. В большинстве взрослых беспородных или инбредных мышей, красный электрод может быть сокращен до примерно 42 мм и белый / бесцветный электрод длиной около 55 мм. Изоляция трубы удаляется из дистальных (сенсорная) часть ведет: около 20 мм труб удаляется из красного электрода, около 10 мм труб удаляется из белого / бесцветный электрода. Дистальной части каждого электрода (в настоящее время без трубки) формируется в петлю, фиксируя конец с тонкой нити шелка (Perma-Handseide, 6-0, Ethicon, Нордерштедт, Германия). После подготовки электродов, передатчик находится в вагт стерильного физиологического раствора готовы быть имплантированы когда животное находится под наркозом и хирургическим подготовлены.
2,2 Анестезия
На 5-10 минут до индукции ингаляционной анестезии, смесь мидазолама (4 мг / кг) и фентанила (0,04 мг / кг) вводят подкожно в качестве премедикации, обеспечивая тем самым седации и упреждающей анальгезии. Общая анестезия ингаляции индуцирована путем размещения животного в камере индукции и внедрение летучего анестетика (севофлурана 8% или 5% изофлуран в чистом кислороде 600 мин мл /). Когда животное показывает потерю рефлекса он переносится на верстаке под капотом ламинарного потока, и помещен в спинной отдохновение по специально разработанной металлической пластины оснащены маски нос и трубки из наркоза аппарат. Анестезия поддерживается за счет спонтанного дыхания (севофлурана 3-4% и 1,5-3% изофлуран в чистом кислороде при расходе 600 мл / мин). Во время наркоза, глаз животногоы защищены мазь (витамин А, Baush & Lomb, Steinhausen, Швейцария). Лежа на металлическую пластину животных нагревается от водяной бане нагревают поверхность (39 ° C + / -1) из верстаке.
2,3 хирургии
Кожу передней части шеи и брюшной обеззараживается с 70% этанола. 1 - до 1,5 см длиной разрез в коже производится из нижней грудной клетки вдоль средней линии на животе. Отрицательный (белый / бесцветный) свинец туннель подкожно от грудной клетки к шее, где маленький разрез (≤ 0,5 см) выполнен в продольном направлении. Кожи и подлежащих тканей готовы освободить место для фиксации проволочной петли электрода. Проволочная петля фиксируется между мышцы расположены справа от трахеи, с помощью двух тонких нитей шелка (Perma-Handseide, 6-0, Ethicon, Нордерштедт, Германия). Раной в области шеи затем закрывается с рассасывающиеся нити (Викрил 6-0, Ethicon, Нордерштедт, Германия) в слоях. Брюшной стенки, затем открылся в белой линии и тело телеметрического передатчика помещается в брюшную полость мыши. Проволоки петлю положительный (красный) электрод пришита к мечевидного отростка с шелковыми швами таким образом, что она лежит между печенью и диафрагмой в левой верхней области живота (рис. 2). Затем мышцы слоями брюшной области закрыты рассасывающиеся нити (Викрил 6-0, Ethicon, Нордерштедт, Германия). До окончательного закрытия брюшной стенки, смесь Sulfadoxin и триметоприм [(30 мг / кг и 6 мг / кг, соответственно; растворяют в 1 мл физиологического раствора (0,9%) и находится примерно температуры тела (38-39 ° С)] вводится в брюшную полость для целей антиинфекционной профилактики и поддерживать гомеостаз жидкости. Наконец, кожа брюшной области восстанавливается с помощью скоб (Точные, 3 M здравоохранения, Сент-Пол, Миннесота, США).
3. Послеоперационный уход
После завершения операции и анестезии, 0,1 мг / кг бупренорфина (Temgesic, Essex Chemie AG, Люцерн, Швейцария) и 5 мг / кг мелоксикама (Metacam, Boehringer Ingelheim, Базель, Швейцария) вводят подкожно для снятия болевого синдрома, а также животные остаются на теплой (39 ° C + / -1) поверхности верстак, чтобы восстановить в течение примерно 2 часов. Вместе с боли (два раза в день: бупренорфин, 0,1 мг / кг и мелоксикам 5 мг / кг), поддерживающая терапия, состоящая из 300 мкл глюкозы (5%) и 300 мкл физиологического раствора (0,9%), подогреть до температуры тела, применяется подкожно в два раза ежедневно в течение 4 дней. Для дальнейшей поддержки восстановления, стоит обеспечение животных с дополнительной бутылкой питьевой, содержащей 15% раствора глюкозы. Во время восстановительного периода в 4-10 дней, рекомендуется, чтобы животные в тепле. Таким образом, в нашем случае, мышей размещены в шкафу потепление (30 ° C + / - 1). Мониторинг общего состояния и веса тела, аа также потребление пищи и воды, проводится один раз в день в зависимости от общего состояния здоровья и мониторинга данных листа (табл. 1) в течение 10 дней после операции. Гуманное конечных точек, то есть жертву животное, чтобы избежать ненужных страданий и боли, если прогрессирование восстановления является неудовлетворительным, осуществляется при соблюдении следующих условий:
- Если в плохом общем состоянии, т.е. животных существенно апатичным (без движения после того, как коснулся / нажата) и ее поверхность тела чувствует холод, несмотря на потепление, животное должно быть euthanatized немедленно.
- Если, с 4-й день после имплантации передатчик, животное проявляет явные признаки апатии, чрезвычайно агрессивные или не показывает приема пищи, она должна быть euthanatized немедленно.
- На 8-й день после имплантации передатчик, животное должно проявлять четкое увеличение массы тела по сравнению с предыдущим послеоперационных дней. Более того, он должен потреблять в лвосток 80% дооперационном ежедневного рациона питания. Если одно из этих условий не выполняется, животное должно быть euthanatized немедленно.
В течение 10 дней после имплантации, животное передается обратно в комнату животных в стандартных условиях жилья. Мыши должны быть размещены в совместимых групп, чтобы социальные взаимодействия и, чтобы предотвратить негативные последствия долгосрочного индивидуального жилья, которые могут иметь существенное влияние на считывание последующих экспериментах 8, 9. Мыши должны иметь срок не менее 4 недель после выздоровления передатчик имплантации перед первым эксперимент проводится и сбора данных начинается.
4. Сбор данных
Сбор данных проводится по инициативе трогательное животное с магнитом, после чего передатчик включен. Dataquest ART Software (Data Sciences International, Сент-Пол, Миннесота, США) координаты обнаружения, сбора, анализа и грaphical презентации (в виде волновых форм) сигналов от одного или нескольких животных. Приобретение программа собирает данные сигналы, посылаемые к компьютеру, на преобразователи и приемники с помощью Data Exchange Matrix (Data Sciences International). Эта программа может либо собирать данные в течение определенного периода времени, через равные промежутки времени или образец непрерывно и сохранения данных на жестком диске компьютера. Как диапазон и качество излучаемого сигнала сильно зависит от вещественного состава клетки и окружающего оборудования (например, металла против пластика), предполагается, что приемник пластина помещается как можно ближе к животным это возможно, например, под животных клетку или выше экспериментальной области, например лабораторном столе или беговой дорожке. Рекомендуется правильной конфигурации системы передачи записи и данные будут проверены, делая короткие рассмотрение измерений в реальном времени в режиме непрерывного отбора проб. После того как данные были собраны и хранятся, они могут быть заговорТед, перечислены и проанализированы различные параметры с помощью анализа программы. Подробная информация о конфигурации системы записи (например, определение выборки модус), а также программное обеспечение для анализа (например, для вариабельности сердечного ритма параметров, PQ интервала QT интервала и установить по биопотенциалов / ЭКГ кривые) можно найти в руководствах производителя. Ценные советы для биометрических планирования и статистические методы, полезные для телеметрического сбора данных и интерпретации опубликованы в другом месте 3.
5. Представитель Результаты:
Общая схема описанная процедура показана на рисунке 1. Положение имплантировали передатчик, в том числе расположение электродов для получения биопотенциалов от сердца (одно-канальной ЭКГ) показан на рисунке 2. Примеры исходных данных от краткосрочных кривых биопотенциалов (одно-канальной ЭКГ) и долгосрочных сердечных сокращений, температуры тела и двигательной активности отдельных записеймышей приведены в рисунках 3 и 4, соответственно. На рисунке 5 приведен пример опубликованы данные из долгосрочных измерений в группах мышей после эксперимента. Некоторые другие параметры могут быть установлены с биопотенциалов кривых. Примеры для представления вариабельности сердечного ритма параметров 5, QT интервала и интервала PQ 10, 11 опубликованы в другом месте.
Таблица 1. Общее состояние здоровья и данные мониторинга листа. Нажмите здесь, чтобы загрузить лист. Этот шаблон облегчает мониторинг общего состояния отдельных мыши и здоровья. Базовое обследование появления животного, поза, и спонтанное поведение, а также определение массы тела, а потребление корма и воды должны быть установлены до имплантации операцию один раз в день в течение 3 дней. Сравнение базовых определений с результатами, полученнымиежедневно в течение 10 дней после операции служат для оценки прогрессирования послеоперационного восстановления. Кроме того, послеоперационный уход и лечение боли хорошо документированы в виде болезни. Инструкции по гуманным конечные точки даны для того, чтобы облегчить принятие решений о том, мышь должна быть принесена в жертву, чтобы предотвратить ненужную боль и страдания, если животное не отвечает критериям для быстрого восстановления после имплантации.
Рисунок 1. Расписание для установления телеметрического передатчика мышей. Порядок проведения процедур, связанных с имплантацией передатчиков, показывающая время точки, в которых мышь можно использовать для экспериментов и сбора данных.
Рисунок 2. Рентгенограмма / эскиз с указанием местонахождения имплантированных telemetры передатчика. Тело передатчик расположен в брюшной полости. Положительный вывод формируется в проволочную петлю и крепится к мечевидного отростка со швами. Отрицательный провод туннелируется подкожно от грудной клетки к шее и фиксируется как проволочную петлю между мышцами в непосредственной близости от трахеи. Рентгенограмма взята из авторов предыдущей публикации на лабораторных животных 9.
Рисунок 3. Биотоки кривых. Сырье распечатку одной привести кривые ЭКГ от сознательного мыши и того же животного при ингаляционной анестезии с севофлурана. Частота сердечных сокращений рассчитывается автоматически с помощью телеметрической системы. 3-второй последовательности записаны под наркозом указывается частота сердечных сокращений 440 ударов в минуту. Кривая записан в сознательном мыши показывает частоту сердечных сокращений 660 ударов в минуту из, который попадает в ожидаемый диапазон для частоты сердечных сокращений во время режимаСкорость физической деятельности, такой как уход или еды. С биопотенциалов / одна привести кривые ЭКГ, сердце параметры вариабельности ритма, interbeat интервала PQ и QT интервалы и могут быть установлены с использованием программного обеспечения фирмы-производителя.
Рисунок 4. Необработанные данные от долгосрочных измерений в здоровых и больных мышей. Сердечный ритм (уд), составляющего ядро температура (° С) и двигательную активность (рассчитывает) измеряются в то время как мыши расположены по отдельности в их доме клетку без каких-либо нарушений у человека или экспериментальных процедур. Сердечный ритм регистрируется в течение 30 секунд каждые 5 минут (частота дискретизации 1000 Гц). Температура тела выборка в течение 10 секунд каждые 5 минут. Двигательную активность записывается непрерывно и хранят при 5-минутными интервалами. Пять минут точек данных, прослеживаются на 6,5 дней. Телеметрических измерений записываются с трех мышей с различнымителесными условиями. Здоровые мыши, показывают четкий суточный ритм с нормальной увеличением физиологических значений и опорно-двигательного поведения активность в темное время (ночью) фазы. В противоположность этому, после серьезной операции, частота сердечных сокращений увеличивается, особенно в дневное фазу, и двигательная активность является депрессия. Третий мыши страдали от хронических опухолевых заболеваний, его циркадный ритм частоты сердечных сокращений и температуры тела появляется плоский, и двигательная активность снижается. Представитель данных измерений частоты сердечных сокращений (нормальные значения и после серьезной операции) взяты из авторов предыдущей публикации в Альтекс 12.
Рисунок 5. Пример представления результатов от долгосрочных телеметрических измерений после эксперимента. Рисунок взят из авторов предыдущей публикации на лабораторных животных 1. Как образцовая эксперимента, 50-минутный isoflurane или севофлурана анестезия была выполнена. Долгосрочного воздействия анестетиков на частоту сердечных сокращений, температуры тела и двигательную активность после того, животные проснулись было сравнивать. Использование 16 приемо-имплантированных мышам, телеметрические данные были зарегистрированы в восьми мышей в анестезии в то время как животные одного жилья, и разрешили свободно перемещаться в своих клетках дома. Для анализа долгосрочных последствий посленаркозный, мы приняли во внимание, что значения сильно различаются в течение 24-часового цикла с мышами активны в основном ночью. Таким образом, средства телеметрических значений для каждого животного были рассчитаны отдельно по ночам (12 ч темный) и день (12 часов света) фаз. Нормальных значений человека были установлены средства из расчета три дня до анестезии. За каждый день после анестезии, среднее темных и светлых фазы по сравнению с нормальными значениями человека, в результате чего дельта ценностей. Таким образом, дельта-значения представляют собой отклонение от нормальных значений (созданных додля анестезии) в соответствующий 12 ч дневное и ночное время. Столбцы представляют собой среднее из восьми мышей; полоски указывают на стандартное отклонение. Звездочки указывают значение при Р ≤ 0,05 (в одну сторону дисперсионного анализа для сравнения группы означает в каждом из четырех дней после анестезии с нормальными значениями).
Discussion
Радиотелеметрии является мощной альтернативой традиционным методам измерения физиологических параметров в биомедицинских исследованиях. Высококачественные телеметрической системы, состоящие из имплантируемые передатчики, приемники и сбора данных и аппаратных средств анализа и программного обеспечения в настоящее время коммерчески доступны, даже для животных, как малые, как мыши. Телеметрии представляет собой единственный способ в настоящее время для сбора данных от безудержного, свободно движущихся мышей. Используя этот метод, теперь это возможно, чтобы собрать данные непрерывно и / или в течение длительных периодов времени от животных, проживающих на их собственной привычной среде, что позволяет минимизировать стресс для животных и, как следствие экспериментальных артефактов. Форма и положение приводит была оптимизирована с целью получения сигналов даже во время быстрых движений (например, борьба, бег, борьба), либо в вертикальном положении 9. Таким образом, точных измерений могут быть получены в ходе экспериментов, например, во время анестезии, напряжение впроизводства, во время бега на беговой дорожке, в ходе поведенческих экспериментов, в ходе экспериментов инфекции и многих других экспериментальных ситуаций.
Однако, для того, чтобы получить достоверные, воспроизводимые и без артефактов данных, крайне важно, чтобы исключить влияние окружающей среды, и мы обращаем особое внимание на важность использования стандартных условиях. Рекомендуется, чтобы комната изолирована от электронных и акустических шумов, в том числе ультразвук, к которому мышей являются особенно чувствительными. Кроме того, ни нарушения, такие, как посетители или не связанных экспериментальной процедуры, должно быть разрешено при проведении измерений. Чтобы избежать вмешательства воздействий (в частности, в случае измерений домой клетку), все необходимые процедуры хозяйства должна быть завершена в комнату перед началом каждого измерения. Кроме того, корпус мышей, особенно если мужчины используются в группах или индивидуально могут иметь влияние на измерения и должны учитываться при плаnning эксперименты 9. Кроме того, мыши должны быть здоровыми и свободными от мышиных патогенов, так как скрытая или явная инфекций, а также заболеваний или любых других нарушений здоровья, может иметь значительное влияние на физиологические параметры и активность поведения. Соответственно, мышей должна полностью восстановиться после имплантации и иметь достаточно времени, чтобы адаптироваться к подшипник передатчик, прежде чем начать какие-либо эксперименты.
Сбор данных радиотелеметрии у мышей требует предварительной хирургической имплантации телеметрии передатчик. Это должно выполняться только квалифицированным персоналом с хирургическими навыками для того, чтобы свести к минимуму травму тканей и последующая боль и страдания. Для экспериментаторов проведения основной или даже продвинутый (микро-) хирургических навыков, рекомендуется выполнить первые испытания в свежих трупов мышей с использованием учебных имплантатов (например, соски, предоставляемых производителем) для установления процедур и ознакомиться с особенностями такого родахирургического вмешательства. После такой подготовки, большинство экспериментаторов были бы способны привить этот тип датчиков с успехом и достиг бы полезным знание через несколько имплантаций.
Асептических условиях должна быть сохранена во время операции, чтобы сохранить микробиологические бремя и риск инфекции низка. Тем не менее, полной стерильности не может быть предоставлена из-за некоторых специфических, бесплодие противоречивых условиях у мышей (например, охлаждающий эффект обширного отсечения волосы и дезинфекции, непрактичность повязки для защиты раны). Таким образом, антиинфекционной профилактики назначают во время имплантации. Ну с учетом обезболивающее лечение и четко определены план мониторинга, а также адекватные послеоперационного ухода играть решающую роль в удовлетворительных результатов эксперимента.
В целом, хирургическая имплантация телеметрического передатчика у мышей будет стресс для животного. В частности, если генетические изменения в спецификацииIFIC линий мышей влияет на фенотип, а также препятствует животных телесное состояние, осложнения в периоперационной сроки и увеличилась смертность после имплантации может быть риск. Чтобы избежать ненужных страданий, люди выставке неудовлетворительным восстановления или длительное выздоровление должны быть освобождены от эксперимента и пожертвовал до достижения умирающей стадии. Для этого лист данных (Таблица 1: общее состояние здоровья и данные мониторинга лист) содействие систематический мониторинг критических симптомов и предоставление консультаций по гуманным конечные точки было установлено. Таким образом, восстановление описано в стиле медицинской карте или лабораторный журнал, что делает проведение данной методики (например, процедура имплантации и послеоперационное восстановление) прозрачен для соответствующих органов власти и животных органов, ответственных за экспериментов на животных (например, IACUC).
Disclosures
Нет конфликта интересов объявлены.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить Charles River Германии за предоставление CD-1 мышей. Мы также благодарим Робин Шнайдер и сотрудников центрального биологической лаборатории для поддержки в жилищном мышей. Мы любезно поблагодарить Флора Николс за отличную техническую помощь и профессор Курт Burki за щедро обеспечение научно-исследовательских центров и ресурсов.
References
- Cesarovic, N. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice. Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).
- Gross, V., Luft, F. C. Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice. Hypertension. 41, 879-881 (2003).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).
- Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).
- Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).
- Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).
- Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory. J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).
- Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs. Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions. BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital. Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).
- Arras, M.
Tags
Медицина выпуск 57 телеметрии мыши мыши передатчик имплантации гуманных конечной точки послеоперационный уход интенсивной терапии восстановления хирургииErratum
Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016.
Citeable Link.
Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).
Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
