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Articolo metodologico

L'endotelina-1 indotta cerebrale media occlusione dell'arteria modello per l'ictus ischemico con guida laser flussimetria Doppler in Rat

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⸱

DOI:

10.3791/50014

⸱

16 febbraio 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, University of Florida , 2Department of Anatomical Sciences, Shiraz University of Medical Sciences, Shiraz, Iran , 3Department of Physiology and Functional Genomics, University of Florida , 4Department of Neurology, University of Florida

In questo articolo

Sommario

Modelli animali di ischemia cerebrale sono stati sviluppati per simulare la condizione umana di ictus. Questo protocollo descrive l'endotelina-1 (ET-1) indotta da occlusione dell'arteria cerebrale media (MCAO) modello per l'ictus ischemico nei ratti. Inoltre, importanti considerazioni, i vantaggi ei limiti di tale modello sono discussi.

Abstract

L'ictus è la prima causa di disabilità e la terza causa principale di morte nel mondo, che costano una cifra stimata di 70 miliardi negli Stati Uniti nel 2009 1, 2. Diversi modelli di ischemia cerebrale sono stati sviluppati per simulare la condizione umana di ictus. È stato suggerito che fino al 80% di tutte le corse da risultato nel danno ischemico cerebrale media (MCA) area 3. Nei primi anni 1990, endotelina-1 (ET-1) 4 è stato utilizzato per indurre ischemia applicandola direttamente adiacente alla superficie del MCA dopo craniotomia. Successivamente, questo modello è stato modificato 5 utilizzando una iniezione stereotassica di ET-1 adiacente alla MCA produrre ischemia cerebrale focale. I vantaggi principali di questo modello includono la capacità di eseguire la procedura rapida, la capacità di controllare costrizione dell'arteria alterando la dose di ET-1 espresso, nessuna necessità di manipolare i vasi extracranici forniscono sangue al cervello e graduale reperfusisui tassi che più strettamente imita la riperfusione nell'uomo 5-7. D'altra parte, l'ET-1 modello ha svantaggi che includono la necessità di una craniotomia, così come una maggiore variabilità della gittata sistolica 8. Tale variabilità può essere ridotta con l'uso di laser Doppler flussimetria (LDF) per verificare ischemia cerebrale durante ET-1 infusione. I fattori che influenzano la variabilità ictus comprendono la precisione di infusione e il lotto del ET-1 utilizzato 6. Un'altra considerazione importante è che, anche se la riperfusione è un evento comune nel tratto umano, la durata di occlusione per ET-1 indotta MCAO non strettamente imitare quello di ictus umano in cui molti pazienti hanno riperfusione parziale per un periodo di ore o giorni dopo occlusione 9, 10. Questo protocollo descrive in dettaglio l'ET-1 indotta modello MCAO per l'ictus ischemico nei ratti. Sarà inoltre richiamare l'attenzione su considerazioni particolari e gli svantaggi potenziali durante tutta la procedura.

Protocollo

Questo protocollo è stato approvato dalla cura degli animali e del Comitato Istituzionale uso (IACUC) presso l'Università della Florida, ed è in conformità con la "Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio" (ottava edizione, Accademia Nazionale delle Scienze, 2011).

Materiale

  1. Animali: otto settimane di età, di sesso maschile, Sprague Dawley (Charles River, Farms Wilmington, MA, USA) del peso di 250-300 g al momento dell'intervento chirurgico.
  2. Anestesia
    1. Inalazione sistema di anestesia (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, USA)
    2. Isoflurano anestetico (Farmaceutici Baxter, Deerfield, IL, USA)
  3. Stereotassico sistema (David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA)
    1. Piccolo animale sistema stereotassico
    2. Non rottura orecchio barre per i ratti
    3. Gas testa porta l'anestesia per i ratti
  4. Regolazione della temperatura
    1. BAT-12 Termometro microsonda (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, Stati Uniti d'America)
    2. T / POMPA, TP600 coperta termica (Gaymar Industries, Inc., Orchard Park, NY, Stati Uniti d'America)
  5. Strumenti chirurgici
    1. Manico bisturi e # 11 della lama, iris forcipe, Graefe pinze, divaricatori bulldog pinza, cacciavite, siringa da 10 ml con 26 gauge smussato (Strumenti di precisione del Mondo, Inc., Sarasota, FL, Stati Uniti d'America)
    2. Micromotore trapano e supporto stereotassica, Quintessential stereotassico Injector (Stoelting, Wood Dale, IL, USA)
    3. 1,0 millimetri fresa trapano rotondo, 1,0 mm di cono rovesciato trapano fresa (Roboz chirurgico Instrument Co., Inc., Gaithersburg, MD, USA)
  6. Forniture chirurgiche
    1. Viti di montaggio 0-80 x 3/32 con 2.4 mm di lunghezza dell'albero, da 21 gauge cannula guida [4 millimetri a lungo sotto il piedistallo] e manichino cannula (Materie plastiche uno, Roanoke, VA, USA)
    2. Jet acrilico protesi e liquidi (Lang Dental Manufacturing Co., Inc., Wheeling, IL, USA)
    3. 3,0 nylon sutura (Oasis, Mettawa, IL, USA)
    4. Tamponi di cotone, unguento oculare Puralube (Fisher Scientific, Pittsburgh, PA, USA)
    5. Tosatrici elettriche (Oster, Providence, RI, USA)
  7. Prodotti chimici
    1. L'endotelina-1 (American Peptide, Sunnyvale, CA, USA)
    2. Clorexidina al 2% (Agrilabs, St. Joseph, MO, USA)
    3. Buprenorfina HCl (Hospira Inc., Lake Forest, IL, USA)
  8. Visualizzazione Attrezzature
    1. Microscopio chirurgico (Strumento Seiler e Manufacturing, St. Louis, MO, USA)
    2. Fibra ottica illuminatore (TechniQuip Corp., Livermore, CA, USA)
  9. Laser Doppler flussimetria sistema (ADInstruments, Inc., Colorado Springs, CO, USA)
    1. StMatita sonda Andard
    2. Porta sonda
    3. Sangue flussometro
    4. Powerlab 4/30 con LabChart 7
  10. Misurazione del volume dell'infarto
    1. Rat cervello matrice (Zivic Miller-Lab., Inc., Allison Park, PA, USA)
    2. 2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro (Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA) diluito a 0,05% in PBS
    3. Scanner piano (Epson Perfection V30, Epson America, Inc., Long Beach, CA, USA)
    4. Image J software (ImageJ 1.42q software, US National Institutes of Health, Bethesda, MA, USA)

1. Pre-chirurgiche Steps

  1. Prima dell'intervento, i topi sono alloggiati sotto una 12:12 ciclo luce / buio con libero accesso all'acqua e roditori chow.
  2. Anestesia viene indotta con 4% isoflurano in 100% O 2 miscela di gas in una camera di induzione fino ratto non ritiri a pinch zampa posteriore.
  3. Latecnica settico dovrebbe essere mantenuta durante questa procedura, compreso l'uso di guanti sterili, sterili strumenti chirurgici, e un telo chirurgico sterile 11.
  4. La parte superiore della testa è rasata con tosatrici elettriche.
  5. Il ratto viene posto in posizione prona su un tampone assorbente sdraiata su una temperatura controllata superficie operativa (coperta termica).
  6. La testa viene posta nell'apparecchio stereotassico partire posizionamento della maschera frontale del gas anestetico.
  7. Successivamente, le barre auricolari sono inseriti e serrati.
  8. Durante la procedura di anestesia viene mantenuta con isofluorano 2% in 100% O 2 miscela di gas.
  9. Unguento oftalmico lubrificante viene applicato a entrambi gli occhi, e le palpebre sono chiuse per prevenire l'essiccamento occhio durante la procedura chirurgica.
  10. Una sonda di temperatura rettale è inserito per mantenere una temperatura interna costante di 37 animali ± 0,5 ° C.
  11. Con la testa saldamente nella stereotassicodispositivo, l'area chirurgica è purificato con alternanza di clorexidina al 2% e soluzione fisiologica per tre volte.

2. Fasi chirurgiche

  1. Utilizzando un bisturi, una incisione mediana è fatta sulla pelle sovrastante la calvarium dagli aspetti più caudali degli occhi (nasion) fra le orecchie (linea nucale superiore).
  2. La pelle viene quindi retratto lateralmente con 3 pinze bulldog.
  3. Tessuto connettivo è rimosso dal cranio con tamponi di cotone asciutti modo che molteplici strutture può essere visto chiaramente. Questi includono bregma, la sutura coronale, e la cresta a destra laterale del cranio. Tamponi di cotone sono usati per rimuovere il sangue dal campo operatorio.
  4. Utilizzando il microscopio operatorio, bregma si trova, ed i manipolatori stereotassiche vengono regolati fino alla rotonda 1,0 millimetri fresa trapano viene azzerato a bregma.
  5. La fresa trapano è poi spostato a 1,6 mm e 5,2 mm anteriore laterale bregma.
  6. Un foro fresa che penetra il cranio si è esercitato per cannula posizionamento (Figura 1). Detriti in eccesso e il sangue sono continuamente spengono con tamponi di cotone.

A questo punto, una cannula guida può essere inserito (passo 7) o diretta ET-1 attraverso il foro di iniezione può essere eseguita fresa (procedere direttamente al punto 16).

  1. Successivamente, fori fresa per 3 viti di montaggio si sono esercitati nello spessore parziale del cranio con un 1,0 mm di cono rovesciato trapano fresa (Figura 1). Un buco si è esercitato in ogni osso frontale di circa 1-2 mm anteriormente alla sutura coronale e 1-2 mm lateralmente alla sutura sagittale. Un buco si è esercitato nell'osso parietale circa 2-3 mm posteriormente alla sutura coronale e 2-3 mm lateralmente alla sutura sagittale ipsilaterale al foro di guida cannula fresa. Tre 0-80 x 3/32 viti di montaggio sono posti in questi buchi fresa e fornirà il supporto per il cemento che tiene nella cannula. Le viti devono essere solo advanced 2 o 3 giri in modo da non danneggiare la dura madre.
  2. La cannula guida è inserito nel supporto stereotassica cannula e bregma si trova.
  3. I manipolatori stereotassiche vengono regolati fino a quando la cannula guida è azzerato a bregma. La cannula viene spostato nel foro situato fresa anteriore 1,6 millimetri e 5,2 mm laterale bregma.
  4. Infine, la cannula guida è abbassato nel foro della fresa con la posizione della punta finale di 4,5 mm al bregma ventrale.
  5. Laser Doppler sonda collocamento di flusso (opzionale)
    1. Al fine di monitorare il flusso ematico cerebrale utilizzando LDF, un porta sonda può essere collocato in posizione prima apposizione della cannula guida con cemento dentale.
    2. La base porta sonda viene tagliata a filo con il piedistallo, tranne per la scheda a forma di piccolo cuneo.
    3. Il supporto sonda viene poi collocato posteriormente alla cannula guida e appena mediale alla cresta laterale del cranio con la linguetta orientata medialmente (Figura 1).
    4. Il titolare sonda e gUIDA cannula sono apposti insieme con cemento dentale.
  6. Cemento dentale viene quindi utilizzato per fissare la cannula in posizione. Il cemento è in contatto con tutte e tre le viti e circonda l'intera base della cannula.
  7. Il cemento dovrebbe essere completamente asciutto prima della rimozione del supporto cannula. Questa operazione richiede circa 5 minuti.

Dopo queste operazioni, l'incisione chirurgica può essere chiuso e il manichino cannula può essere avvitato nella cannula guida. In alternativa, ET-1 indotta MCAO può essere eseguita sul ratto dopo un periodo di recupero dalla chirurgia impianto cannula. Per questo metodo, passo 19 deve essere eseguita dopo e passi 14-18 possono essere eseguite in un secondo momento. Effettuare guida impianto cannula e ET-1 iniezione durante l'intervento stesso, passo 14 deve essere eseguita dopo.

  1. La siringa di infusione è caricato con ET-1 (diluito a 80 pM in PBS) e poi montate nel iniettore stereotassico.
  2. Ilmanipolatori stereotassiche vengono regolati finché la punta dell'ago viene azzerato al bordo della cannula guida.
  3. La punta dell'ago è abbassato attraverso la cannula guida in una posizione di 17,2 millimetri ventrale al bordo della cannula guida. Se una cannula guida non viene utilizzato, la punta dell'ago viene azzerato al bregma e abbassato attraverso il foro di una fresa 8,7 millimetri posizione ventrale al bregma.
  4. 3 ml di 80 mM ET1 viene infusa a una velocità di 1 ml al minuto.
  5. La siringa viene lasciato in posizione per 3 minuti dopo l'infusione è completa e quindi lentamente rimosso.
  6. L'incisione viene chiusa con sutura di nylon 3,0 e il manichino cannula viene avvitata nella cannula.
  7. Una dose di analgesico appropriato (ad esempio buprenorfina a 0,05-0,1 mg / kg) deve essere utilizzato dopo l'intervento chirurgico per ridurre al minimo il dolore e il disagio durante il periodo di recupero.
  8. Il ratto viene rimosso dalla sala operatoria e collocato in un ambiente caldo, zona di recupero asciutto per prevenire l'ipotermia, con connessione, facile accesso a cibo e acqua dolce.

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Risultati

1. Post-Op valutazione neurologica

Dopo che l'animale riprenda coscienza, una grande varietà di test possono essere utilizzati per valutare i deficit neurologici, tra cui l'equilibrio, forza di presa, messa zampa, asimmetria posturale e scala arrampicata. Il compito di semi di girasole è una valutazione lorda di funzione motoria e sensoriale che ha una correlazione significativa con il volume dell'infarto 7, 12. Durante questa attività, i ratti sono a tempo durante l'...

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Discussione

L'ET-1 indotta MCAO è un modello sperimentale consolidata di ictus ischemico che viene regolarmente utilizzato in molteplici ceppi di ratto. Molte variabili, come ceppo ratto, animale età, temperatura corporea, metodo di anestesia, e competenza operatore può portare ad un aumento dei volumi di variabilità infarto quando si utilizza questo modello 5, 14. Tuttavia, alcuni ricercatori hanno dimostrato che i vantaggi di questo modello sono l'approccio relativamente non-invasiva, dose-risposta del flusso ...

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Dichiarazioni

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dalle concessioni dal American Heart Association Greater Affiliato Sud-Est (09GRNT2060421), l'American Medical Association, e presso l'Università della Florida clinica e traslazionale Science Institute. Adam Mecca è un NIH / NINDS, compagno NRSA predoctoral (F30 NS-060335). Robert Regenhardt ricevuto il sostegno predoctoral borsa di studio presso l'Università di programma di formazione multidisciplinare in Florida Ipertensione (T32 HL-083810).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
  1. Animali: otto settimane di età, di sesso maschile, Sprague Dawley (Charles River, Farms Wilmington, MA, USA) del peso di 250-300 g al momento dell'intervento chirurgico.
  2. Anestesia
    1. Inalazione sistema di anestesia (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, USA)
    2. Isoflurano anestetico (Farmaceutici Baxter, Deerfield, IL, USA)
  3. Stereotassico sistema (David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA)
    1. Piccolo animale sistema stereotassico
    2. Non rottura orecchio barre per i ratti
    3. Gas testa porta l'anestesia per i ratti
  4. Regolazione della temperatura
    1. BAT-12 Termometro microsonda (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, Stati Uniti d'America)
    2. T / POMPA, TP600 coperta termica (Gaymar Industries, Inc., Orchard Park, NY, Stati Uniti d'America)
  5. Strumenti chirurgici
    1. Manico bisturi e # 11 della lama, iris forcipe, Graefe pinze, divaricatori bulldog pinza, cacciavite, siringa da 10 ml con 26 gauge smussato (Strumenti di precisione del Mondo, Inc., Sarasota, FL, Stati Uniti d'America)
    2. Micromotore trapano e supporto stereotassica, Quintessential stereotassico Injector (Stoelting, Wood Dale, IL, USA)
    3. 1,0 millimetri fresa trapano rotondo, 1,0 mm di cono rovesciato trapano fresa (Roboz chirurgico Instrument Co., Inc., Gaithersburg, MD, USA)
  6. Forniture chirurgiche
    1. Viti di montaggio 0-80 x 3/32 con 2.4 mm di lunghezza dell'albero, da 21 gauge cannula guida [4 millimetri a lungo sotto il piedistallo] e manichino cannula (Materie plastiche uno, Roanoke, VA, USA)
    2. Jet acrilico protesi e liquidi (Lang Dental Manufacturing Co., Inc., Wheeling, IL, USA)
    3. 3,0 nylon sutura (Oasis, Mettawa, IL, USA)
    4. Tamponi di cotone, l'unguento oculare Puralube (Fisher scientific, Pittsburg, PA, USA)
    5. Tosatrici elettriche (Oster, Providence, RI, USA)
  7. Prodotti chimici
    1. L'endotelina-1 (American Peptide, Sunnyvale, CA, USA)
    2. Clorexidina al 2% (Agrilabs, St. Joseph, MO, USA)
    3. Buprenorfina HCl (Hospira Inc., Lake Forest, IL, USA)
  8. Visualizzazione Attrezzature
    1. Microscopio chirurgico (Strumento Seiler e Manufacturing, St. Louis, MO, USA)
    2. Fibra ottica illuminatore (TechniQuip Corp., Livermore, CA, USA)
  9. Laser Doppler flussimetria sistema (ADInstruments, Inc., Colorado Springs, CO, USA)
    1. Matita sonda standard
    2. Porta sonda
    3. Sangue flussometro
    4. Powerlab 4/30 con LabChart 7
  10. Misurazione del volume dell'infarto
    1. Rat cervellomatrice (Zivic Miller-Lab., Inc., Allison Park, PA, USA)
    2. 2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro (Sigma-Aldrich, St Louis, MO, USA) diluito a 0,05% in PBS
    3. Scanner piano (Epson Perfection V30, Epson America, Inc., Long Beach, CA, USA)
    4. Image J software (ImageJ 1.42q software, US National Institutes of Health, Bethesda, MA, USA)

Riferimenti

  1. Stroke--1989. Recommendations on stroke prevention, diagnosis, and therapy. Report of the WHO Task Force on Stroke and other Cerebrovascular Disorders. Stroke. 20, 1407-1431 (1989).
  2. Lloyd-Jones, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2009 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 119, 480-486 (2009).
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  4. Robinson, M. J., Macrae, I. M., Todd, M., Reid, J. L., McCulloch, J. Reduction of local cerebral blood flow to pathological levels by endothelin-1 applied to the middle cerebral artery in the rat. Neurosci. Lett. 118, 269-272 (1990).
  5. Sharkey, J., Ritchie, I. M., Kelly, P. A. Perivascular microapplication of endothelin-1: a new model of focal cerebral ischaemia in the rat. J. Cereb. Blood Flow Metab. 13, 865-871 (1993).
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  16. Mecca, A. P., et al. Cerebroprotection by angiotensin-(1-7) in endothelin-1-induced ischaemic stroke. Exp. Physiol. 96 (1-7), 1084-1096 (2011).
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