Circoscritto capsulare Infarct Modeling usando una tecnica Photothrombotic

Sommario

Questo manoscritto descrive una tecnica di modellazione di capsulare infarto. Qui abbiamo utilizzato una tecnica photothrombotic modificato con bassa intensità della luce dopo la mappatura di destinazione pre-intervento chirurgico. Utilizzando questa tecnica, abbiamo creato un modello circoscritto infarto capsulare con disabilità motoria persistente.

Abstract

Il recente aumento del tasso di prevalenza dell'ictus della sostanza bianca richiede una ricerca specifica nel campo. Tuttavia, la mancanza di un modello animale pertinente per l'ictus della sostanza bianca ha ostacolato le indagini della ricerca. Qui, descriviamo un nuovo metodo per creare un infarto capsulare circoscritto che minimizza il danno alle strutture vicine della materia grigia. Abbiamo utilizzato il tracciamento neurale pre-operatorio con la proteina fluorescente verde del virus adeno-associato (AAV-GFP) per identificare l'organizzazione somatotopica dell'area degli arti anteriori all'interno della capsula interna. La regolazione dell'intensità della luce in base alle diverse proprietà ottiche della materia grigia e bianca contribuisce alla distruzione selettiva della sostanza bianca con relativa conservazione della materia grigia. Il posizionamento accurato dell'interfaccia ottico-neurale consente la distruzione dell'intera area degli arti anteriori nella capsula interna, che porta a un deficit motorio marcato e persistente. Pertanto, questa tecnica produce lesioni infartuali capsulari altamente replicabili con un deficit motorio persistente. Il modello sarà utile non solo per studiare l'ictus della sostanza bianca (WMS) a livello comportamentale, circuitale e cellulare, ma anche per valutare la sua utilità per lo sviluppo di nuovi interventi terapeutici e riabilitativi.

Introduzione

Fino a poco tempo, il "colpo materia grigia (GMS) modelli" sono stati utilizzati esclusivamente per capire la fisiopatologia di ictus e per guidare lo sviluppo di nuovi trattamenti. Tuttavia, vi è stato un aumento della prevalenza di ictus che colpisce la sostanza bianca sottocorticale in individui anziani, che costituisce 15 - 25% di tutti gli ictus ^1,2. Numerosi studi sono stati condotti per quanto riguarda corsa utilizzando modelli GMS, mentre ci sono pochi studi che hanno utilizzato sostanza bianca ictus modelli (WMS). La sostanza bianca nei roditori è sostanzialmente inferiore della sostanza bianca in esseri umani o primati. Di conseguenza, è più difficile accedere selettivamente e distruggere le regioni bersaglio nella materia bianca ^3. Inoltre, non strumenti efficaci sono stati sviluppati fino ad oggi per distruggere selettivamente nella misura prevista della sostanza bianca mirato. Pertanto, vi è stata mancanza di modelli appropriati per lo studio di colpi materia bianca.

st Animalmodelli Roke sono spesso utilizzati per monitorare l'andamento della ripresa motore per lo sviluppo di nuovi metodi terapeutici e riabilitativi. E 'ideale per utilizzare un modello animale che presenta un deficit neurologico a lungo termine concorde con le alterazioni anatomiche dimostrato in corsa umana ^4,5. A questo proposito, il rapido recupero del deficit motorio e in largo coinvolgimento del cervello seguente lesione infartuale non può essere realistico nel perseguimento della ricerca ictus. Precedenti modelli capsulare infarto sono state fatte da occlusione della carotide interna o arterie coroide anteriori e diffusione di endotelina-1 (ET-1) nella capsula interna ^6-9. Tuttavia, occlusione dell'arteria richiede un'attenta dissezione delle arterie, ma produce una vasta area di infarto lesioni, compresa la capsula interna, senza deficit comportamentali persistenti. Inoltre, ET-1 non era diffusa distruggere completamente la parte posteriore della capsula interna, e quindi meno marcato o persistente behdeficit avioral.

Un modello infarto photothrombotic è stato ampiamente utilizzato per generare vari tipi di lesioni infarto nella corteccia e strutture sottocorticali ^10. La tecnica comprende la somministrazione endovenosa seguita da illuminazione focale, che conduce all'aggregazione piastrinica nei piccoli vasi e la generazione delle lesioni infarto ^10. Tecnica Photothrombotic è stato ampiamente utilizzato per creare lesioni GMS, mentre è stato raramente utilizzato per generare WMS lesioni ^5,11. Per questa tecnica, una combinazione di Rosa Bengala tintura e irradiazione di luce è stata dimostrata per essere utile nella distruzione della struttura bersaglio, causando corrispondente deficit funzionali. L'elemento chiave della tecnica photothrombotic è irradiazione di luce, perché determina la dimensione delle lesioni infarto. risultati irradiazione di luce in effetti diversi sulla materia grigia e materia bianca, perché la diffusione della luce è superiore a 4 volte superiore a ma biancotter rispetto a materia grigia ^12; Di conseguenza, se l'intensità della luce ha un sufficientemente basso irraggiamento (<1.140 mW / mm ^2), si può limitare l'estensione a cui lesione photothrombotic influenza il grado di sostanza bianca (es., Capsula interna). Ad esempio, la luce di energia più elevata può indurre infarti sia in materia grigia e bianca, ma più bassa di luce di energia può indurre photothrombosis solo in materia bianca. Inoltre, la penetrazione di energia luminosa era molto limitata. Circa il 99% di energia luminosa è stato perso oltre 1 mm dalla sorgente di luce ^13. Pertanto, si prevede che accuratamente mirata, minore energia luce induce photothrombosis solo nella materia bianca con una limitazione minima della sostanza grigia vicina.

Qui, descriviamo un nuovo metodo per creare lesioni infarto nell'area forelimb della capsula interna nei roditori. Descriviamo il metodo di identificazione della zona forelimb in ca internapsule, la tecnologia di irradiazione di luce, compresa la regolazione e la consegna di luce, e la generazione di una lesione infarto. Abbiamo anche descrivere test comportamentali utilizzati per valutare la completezza della modellazione capsulare.

Protocollo

Tutte le procedure sono state condotte secondo le linee guida istituzionali di Gwangju Institute of Science and Technology (GIST), e tutte le procedure sono state approvate dalla cura degli animali e del Comitato Istituzionale Usa a GIST.

1. Passi pre-lesione

1. Identificazione della zona zampa anteriore nella capsula interna con AAV-GFP
   1. Casa e maniglia ratti Sprague Dawley (~ 400 g, 11 - 13 settimane) in conformità con le linee guida istituzionali e nazionali.
   2. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici e gli elettrodi utilizzando uno sterilizzatore adeguato (a vapore o sterilizzazione al plasma). Utilizzare sterilizzatore a vapore a 121 ° C come impostazione di 30 minuti per la sterilizzazione e 30 min per secca.
   3. Anestetizzare l'animale con una miscela di ketamina cloridrato (100 mg / kg) e xilazina (7 mg / kg) con una iniezione intramuscolare. Controllare la profondità dell'anestesia con la zampa pizzicare. Mantenere la temperatura corporea a 37,5 ± 0,5 ° C tramite una piastra elettrica sottoil corpo dell'animale.
   4. Posto l'animale in un frame stereotassico utilizzando una barra orecchio e titolare bocca.
   5. Pulire e disinfettare il sito chirurgico con il 70% di alcol e la soluzione di iodio povidone. Infiltrati 2% lidocaina cloridrato sotto il cuoio capelluto nella zona del cranio di incisione destinati a ridurre il dolore intraoperatorio.
   6. Applicare veterinario pomata oftalmica per evitare l'essiccazione degli occhi. Posizionare un telino sterile sopra l'animale ai siti operativi. Mantenere tutte le procedure in condizioni sterili.
   7. Eseguire un'incisione mediana del cranio di 2 cm con un bisturi e ritrarre la pelle bilateralmente con divaricatori filo. Asciugare il cranio con tamponi di cotone e acqua ossigenata al 30%.
   8. Fare un foro con un trapano a mano pezzo sopra la zona degli arti anteriori di corteccia motoria (AP: +2,5 dal bregma, ML: ± 2,5 dalla linea mediana) e cancellare il tratto con micro-currette per il virus-iniezione.
   9. Scongelare la AAV-GFP (2 x 10 ¹² molecole di virus / ml) sul ghiaccio e di carico 1 ml divirus in una siringa da 10 microlitri. Posizionare la siringa sul telaio stereotassico.
   10. Spostare l'ago al foro pre-made e abbassare l'ago 1 mm di profondità nella dura.
   11. Iniettare il virus lentamente (0,1 ml / min) con una elevata precisione micropompa e lasciare l'ago in posizione per altri 10 minuti per consentire al virus di diffondere fuori.
   12. Dopo la pulizia del sito operatorio con irrigazione salina, fissare la ferita con 3-0 sutura in nylon; rilasciare il ratto dal telaio stereotassico e trasferirlo ad una camera di recupero. Somministrare ketoprofene (2 mg / kg) tramite un'iniezione intramuscolare per il controllo del dolore post-operatorio.
   13. Mantenere la temperatura corporea (37 ° C) con il rilievo di riscaldamento e somministrare antibiotici cefemi classe di seconda generazione (0,1%, 1 ml) mediante una iniezione intramuscolare e 2% lidocaina cloridrato per via sottocutanea come necessario. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a manteneredecubito sternale. Casa singola l'animale fino al completo recupero.
   14. Dopo 2 - 3 settimana di recupero, profondamente anestetizzare il ratto con una overdose di ketamina cloridrato (300 mg / kg) tramite un'iniezione intramuscolare nel cappuccio. Confermare la morte di animali per mancanza di punta pizzicare risposta, il polso e la respirazione. Posizionare la supina topo nella cappa.
   15. Aprire la cavità addominale attraverso un 'incisione a forma Y'per aprire la cavità toracica. Fissare di aorta discendente con una pinza emostatica e rottura nell'atrio destro del cuore di ratto per il drenaggio del sangue. Avviare perfusione nel ventricolo sinistro del cuore con fredda 1% paraformaldeide per 5 min (10 ml / min) seguito da 4% paraformaldeide per 30 min (10 ml / min).
   16. Togliere la testa topo da carcasse con un paio di forbici. Effettuare una incisione mediana dal collo al naso e rimuovere i muscoli del collo con forbice o rongeur in modo che il cranio è esposto. sezionare delicatamente le ossa del cranio e Duras fuori dal cervello.
   17. Estrarre il cervello e posizionare il cervello di ratto in una provetta conica da 50 ml riempito con 4% paraformaldeide overnight. Il giorno dopo, lavare il cervello con PBS 1X 3 volte e posizionarlo in una soluzione di saccarosio al 30%.
   18. Dopo il cervello affonda completamente al fondo della soluzione di saccarosio al 30%, posizionare il cervello in cryomold con OCT a -20 ° C in cryotome. Tagliare il cervello in piano coronale per uno spessore di 40 micron e un intervallo di 200 micron.
   19. Eseguire GFP colorazione immunoistochimica utilizzando il metodo di scorrimento ^14. Applicare l'anticorpo primario (1: 200 di proteina anti-verde fluorescente, frazione IgG di coniglio) a fettine di cervello notte a 4 ° C. Il 2 ^° giorno, lavare con 1% Phosphate Buffered Saline con (PBST) soluzione Tween-20 per 3 volte e applicare l'anticorpo secondario (1: 500 di capra anti-coniglio IgG (H + L)) per 1 ora. Sciacquare il vetrino con 1% PBST 3 volte. Posizionare il vetro di copertura sulla fetta cervello.
   20. Utilizzando un microscopio a fluorescenza (lunghezza d'onda di eccitazione470 nm, lunghezza d'onda di emissione di 525 nm, ingrandimento 5X), osservare la AAV-GFP assoni trasdotte nella capsula interna. Confrontare le posizioni di assoni trasdotti con il cervello di ratto Atlas ¹⁵ per determinare le coordinate stereotassica degli assoni trasdotte
2. Regolazione dell'intensità luminosa appropriata per capsulare Infarct Modeling Pre-la lesione
   1. Costruzione della Optical Neural Interface
      1. Tagliare una lunghezza appropriata (4 cm) di un ago spinale calibro 27 con un mandrino all'interno utilizzando un trapano taglio.
         NOTA: taglio può comprimere e schiacciare la punta dell'ago spinale; rimuovere il mandrino e lucidare la punta dell'ago spinale per rimuovere la porzione schiacciata dell'ago spinale e mantenere il calibro interno dell'ago spinale.
      2. Striscia di lunghezza appropriata (10 cm) della guaina della fibra ottica (125 micron con un nucleo 62,5 micron) del cavo di zona un lato.
      3. Inserire il fi ottica unjackedber nel tubo di metallo (diametro esterno 3,8 mm, diametro interno 3,3 mm e lunghezza 17 mm), che viene poi serrato intorno alla fibra. Il tubo di metallo è utile per riempire lo spazio tra la fibra ottica e il mozzo dell'ago spinale. Bloccare minore di 1/2 del tubo metallico con un pressore due volte.
      4. Applicare la resina epossidica induribile a caldo sulla fibra ottica e inserire la fibra ottica nel ago spinale. Applicare una resina epossidica aggiuntivo allo spazio vuoto nel mozzo. Cura il epossidica per 20 min a 100 ° C per il fissaggio stabile.
      5. Cleave la fibra ottica che sporge fuori l'ago spinale e lucidare la fibra ottica sulla punta dell'ago spinale mediante lappatura diamante (lucidatura) fogli.
      6. Collegare la parte del connettore FC / PC del cavo di zona per l'accoppiatore del sistema laser verde e misurare l'intensità della luce dalla punta della fibra ottica utilizzando potere ottico digitale e contatore di energia.

2. PhotothromBotic Infarct lesione nella capsula interna

1. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici e gli elettrodi utilizzando uno sterilizzatore adeguato (a vapore o sterilizzazione al plasma). Utilizzare sterilizzatore a vapore a 121 ° C come impostazione di 30 minuti per la sterilizzazione e 30 min per secca.
2. Anestetizzare l'animale (~ 400 g, 11 - 13 settimane) con una miscela di ketamina cloridrato (100 mg / kg) e xilazina (7 mg / kg) con una iniezione intramuscolare. Controllare la profondità dell'anestesia con la zampa pizzicare. Mantenere la temperatura corporea a 37,5 ± 0,5 ° C tramite una piastra elettrica sotto il corpo dell'animale.
3. Posto l'animale in un frame stereotassico utilizzando una barra orecchio e titolare bocca.
4. Pulire e disinfettare il sito chirurgico con il 70% di alcol e la soluzione di iodio povidone. Infiltrati 2% lidocaina cloridrato sotto il cuoio capelluto nella zona del cranio di incisione destinati a ridurre il dolore intraoperatorio. Applicare veterinario pomata oftalmica per evitare l'essiccazione degli occhi.
5. Applicare una garza sterile sopra il unIMAL ed esporre i siti operativi. Mantenere tutte le procedure in condizioni sterili.
6. Eseguire un'incisione mediana del cranio di 2 cm e ritrarre la pelle bilateralmente con divaricatori filo. Asciugare il cranio con swap di cotone e perossido di idrogeno.
7. Regolare l'altezza del morsetto naso fino al bregma e lambda sono allineate allo stesso livello. PUNTO CRITICO: Questo allineamento è fondamentale per avvicinarsi correttamente una struttura più profonda, come nell'eseguire una lesione infarto nella capsula interna nell'esperimento principale.
8. Fare un foro (diametro: 2 mm; AP: -2,04 da bregma; ML: ± 3.0 dalla linea mediana) utilizzando un trapano per indurre photothrombosis.
9. Polacco e pulire la punta della fibra ottica dell'interfaccia ottica. Fissare la ONI al telaio stereotassico senza piegarsi. Controllare la punta del ONI e pulirla chiaramente prima e dopo l'inserimento dell'interfaccia ottica.
10. Misurare l'intensità del laser dalla punta della fibra ottica prima dell'inserimento del Optical interfaccia al sito di destinazione del cervello di ratto. Regolare l'intensità del laser di 3,5 mW, come confermato dalle fasi pre-operatorie, sulla punta della fibra ottica.
11. Inserire la ONI nella zona di destinazione della capsula interna (-7,8 mm confermati dalla fase di pre-chirurgia) attraverso il foro.
12. Mantenere la temperatura corporea a 37,5 ± 0,5 ° C durante photothrombosis. Una temperatura corporea inferiore non può produrre la misura attesa di infarto. Iniettare Rosa Bengala (2 ml / kg) attraverso la vena della coda.
13. Accendere il 532 nm laser verde per 90 sec 1 min dopo l'iniezione Rosa Bengala. Dopo l'irradiazione, rimuovere delicatamente la ONI dal cervello. Dopo aver pulito la sede operativa, fissare la ferita fissare la ferita con 3-0 sutura in nylon; rilasciare il ratto dal telaio stereotassico e trasferirlo ad una camera di recupero.
14. Per il gruppo sham-operated (SOG), eseguire una procedura di lesione fabbricazione identici, tranne per l'iniezione di soluzione fisiologica (0,2 ml / 100 g) invece di Rose-Bengala.
15. Mantenere la temperatura corporea (37 ° C) con il rilievo di riscaldamento dopo l'intervento chirurgico e somministrare antibiotici (cefalosporine di seconda generazione, 0,1%, 1 ml) mediante una iniezione intramuscolare. Non lasciare l'animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire animali post-chirurgica alla gabbia occupata da altri animali fino alla completa guarigione.
    NOTA: esperimento preliminare è stata eseguita nelle stesse procedure per trovare l'intensità della luce ottimale da 1 mW a 5 mW e la procedura può essere richiesto di acquisire la misura soddisfacente di lesione in condizione diversa.

3. Valutazione di capsulare Infarct lesione

1. Behavioral Test e raggruppamento degli animali
   1. Eseguire singolo pellet raggiungendo compiti come descritto da Whishaw et al. ¹⁴ per valutare il deficit motorio dell'arto anteriore ogni giorno per 1 settimana dopo la modellazione ictus. Eseguire una singola attività pellet raggiungere(SPRT) in animali da limitato (90% del controllo del peso corporeo) usando plexiglass trasparente (30 x 15 x 35 cm di altezza) ad un'ampia feritoia 1 cm e una mensola cibo nel fronte al centro della parete anteriore.
   2. Mettere una pallina sullo scaffale cibo obliquamente controlaterale alla zampa anteriore preferito. Somministrare 20 pellet per sessione per 3 settimane.
      NOTA: Un numero di successo di termometri campioni a resistenza è definita come una portata in cui l'animale afferra un pellet cibo e la mette in bocca senza farla cadere.
   3. Calcolare il punteggio come percentuale raggiunge successo, che è definito dalla seguente formula:
      
      NOTA: Dividiamo gli animali in 3 gruppi: il gruppo sham-operated (SOG), gruppo di recupero moderato (MRG), e poveri gruppo di recupero (PRG). Se il punteggio SPRT post-stroke> 50%, classifichiamo i ratti come MRG, che indica la presenza di una lesione sostanziale, ma distruzione non completa della target. Se il punteggio SPRT post-ictus è <50% rispetto al punteggio SPRT pre-corsa, classifichiamo il gruppo come PRG, che indica la lesione completa nel target.
2. Conferma neuroistologici di Infarct lesione
   1. Eseguire perfusione cardiaca con 4% paraformaldeide come precedentemente descritto. Dopo il cervello affonda completamente nella soluzione di saccarosio al 30%, eseguire sezionamento coronale per uno spessore di 10 um e un intervallo di 200 micron utilizzando un microtomo o cryotome ^4.
   2. Stain con H & E, Nissl, Luxol veloce blu-PAS, Neurofilament proteina-L o gliali colorazione della proteina acida fibrillare e osservare i reperti istologici per determinare l'intensità della luce ottimale in grado di coprire l'intera larghezza della capsula interna nella zona di destinazione di osservare colorazione ^4,17.
   3. Utilizzando il software ImageJ, misurare il volume della zona infartuata photothrombotic della capsula interna sugli scivoli cerebrali.
      1. Per misurare il volume della zona dell'infarto, avviare il software 'ImageJ'. Per aprire i file da essere impilati, selezionare 'immagine per Stacks' ( 'Immagine' → 'pile' → 'immagine per pile'). Modificare il nome del file e selezionare 'impostare la scala' ( 'Analisi' → 'Impostazione della scala') per modificare in scala.
      2. In 'Plugin', selezionare 'Misura pile' per calcolare il volume o la zona di immagini. Inserire l'intervallo di distanza di 2 immagini in 'Fetta spacing'. Fare un disegno del ROI (regione di interesse) di tutte le immagini e cliccare su 'misura'.
         NOTA: Il software 'ImageJ' calcola automaticamente la superficie e il volume di ciascuna immagine e il volume totale di essi.

Risultati

Il metodo presentato qui è destinata a creare un infarto capsulare circoscritta con un deficit motorio persistente. Pertanto, è fondamentale per determinare correttamente il bersaglio all'interno della capsula interna nella fase pre-operatoria. La mappatura somatotopica di fibre piramidali nella capsula interna non è stata risolta fino ad oggi. Per identificare correttamente il bersaglio all'interno della capsula interna, l'area zampa anteriore deve essere delineata. Un'iniezione di AAV-...

Discussione

Il modello di infarto capsulare presentato qui dimostra una lesione mirata con disabilità motoria marcata e persistente della funzione degli arti anteriori. Modelli precedenti di ictus capsulare sottocorticale hanno dimostrato un insufficiente grado di compromissione motoria e un rapido ^6,8,9 processo di recupero. In questo senso, questo modello assomiglia casi capsulare infarto clinici che presentano compromissione funzionale a lungo termine.

Le fasi più critiche nello sviluppo d...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Controllore di temperatura DC	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
Strumenti stereotassici digitali	STOELTING CO.	51900
Stimolatore elettrico	CyberMedic Corp.	EMGFES 2000
Epossidico	Prodotti in fibra di precisione, INC.	PFP-353ND1	Rapporto di miscelazione: 10(A):1 (B-indurente) in peso  Programma di polimerizzazione: 1 min @ 150 ° C 2 ~ 5 min @120 ° C 5 ~ 10 min @100 ° C 15 ~ 30 min @80 ° C
Scriba in fibra ottica	THORLABS, INC	S90R
Cavo patch in fibra	KOREA OPTRON Corp.		Diametro esterno: 3 mm Ø 200 µ m 0,39 NA FC/PC-FC/PC Alimentatore
laser	CHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.	MGL-FN-532nm-200mW-14010196
Anello a crimpare	FORNITORE VERIFICATO - DAWOOTECH CO., LTD.		Lunghezza: 19 mm Diametro interno: 3 mm Diametro esterno: 3,8 mm Materiale: SUS
Micro4-micro controller della pompa a siringa	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	95100
Misuratore di potenza ottica	THOLABS, INC	PM100D
Foglio di lappatura diamantata (lucidatura)	THORLABS, INC	LF3D	Grana: 3 &; m
Foglio diamantato di lappatura (lucidatura)	THORLABS, INC	LF6D	Grana : 6 µ m
Rosa Bengala	SIGMA-ALDRICH CO. LLC.	330000
Ago per anestesia spinale con punta a matita (ago spinale)	B.BRAUN MELSUNGEN AG	4502027	Dimensioni: 27 g Lunghezza: 88 mm Ago: 0,40 mm
Carta vetrata impermeabile	DEERFOS CO., LTD	CC261	Grana : 1.000 & micro; m
Nanofil 10  µ l siringa	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	NANOFIL
Nanofil 33  G Ago BVLD	WORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC	NF33BV-2
AAV-GFP virus	UNC Vector Core	AAV2-CamKIIa-eYFP	2 x 1012 molecole virali/ml
Proteina fluorescente anti-verde, frazione IgG di coniglio	Life Technologies, INC	A11122	anticorpo primario (1:200)
IgG anti-coniglio di capra (H + L)	Life Technologies, INC	A11034	secondario anticorpo (1:500)
Ceftezole	GUJU Pharma CO.,LTD.	A27802741	0,1%, 1 ml
di lidocaina cloridrato iniezione	JEIL PHARMACEUTICAL CO., LTD.	A04900271	2%, 1 ml
Trapano a mano	Seshin
Misuratore ottico digitale di potenza ed energia	THORLABS, INC	PM100D
Ketoprofene	UNIBIOTech