Studiare il rimodellamento inverso ventricolare sinistro mediante lo scioglimento aortico nei roditori

Summary

Qui descriviamo un protocollo passo-passo di scioglimento dell'aorta chirurgica nel consolidato modello di topi di costrizione aortica. Questa procedura non solo consente di studiare i meccanismi alla base del rimodellamento inverso ventricolare sinistro e della regressione dell'ipertrofia, ma anche di testare nuove opzioni terapeutiche che potrebbero accelerare il recupero del miocardio.

Abstract

Per comprendere meglio il rimodellamento inverso ventricolare sinistro (LV) (RR), descriviamo un modello di roditore in cui, dopo il rimodellamento lv indotto dalla bande aortica, i topi subiscono RR dopo la rimozione della costrizione aortica. In questo articolo, descriviamo una procedura passo-passo per eseguire uno scioglimento aortico chirurgico minimamente invasivo nei topi. L'ecocardiografia è stata successivamente utilizzata per valutare il grado di ipertrofia cardiaca e disfunzione durante il rimodellamento della LV e RR e per determinare la migliore tempistica per lo scioglimento aortico. Alla fine del protocollo, è stata condotta una valutazione emodinamica terminale della funzione cardiaca e sono stati raccolti campioni per studi istologici. Abbiamo dimostrato che lo scioglimento è associato a tassi di sopravvivenza chirurgica del 70-80%. Inoltre, due settimane dopo lo scioglimento, la significativa riduzione del post-carico ventricolare innesca la regressione dell'ipertrofia ventricolare (~20%) e fibrosi (~26%), recupero della disfunzione diastolica valutata dalla normalizzazione del riempimento ventricolare sinistro e delle pressioni end-diastoliche (E/e' e LVEDP). Lo scioglimento aortico è un utile modello sperimentale per studiare l'LV RR nei roditori. L'estensione del recupero del miocardio è variabile tra i soggetti, quindi, imitando la diversità di RR che si verifica nel contesto clinico, come la sostituzione della valvola aortica. Concludiamo che il modello di bande/scioglimento aortico rappresenta uno strumento prezioso per svelare nuove intuizioni sui meccanismi della RR, vale a dire la regressione dell'ipertrofia cardiaca e il recupero della disfunzione diastolica.

Introduction

La costrizione dell'aorta trasversale o ascendente nel topo è un modello sperimentale ampiamente utilizzato per l'ipertrofia cardiaca indotta dal sovraccarico di pressione, la disfunzione diastolica e sistolica e^{l'insufficienza cardiaca 1,2,3,4}. La costrizione aortica porta inizialmente all'ipertrofia concentrica del ventricolo sinistro (LV) compensata per normalizzare lo stress della parete¹. Tuttavia, in determinate circostanze, come il sovraccarico cardiaco prolungato, questa ipertrofia è insufficiente a ridurre lo stress della parete, innescando disfunzione diastolica e sistolica (ipertrofia patologica)⁵. In parallelo, i cambiamenti nella matrice extracellulare (ECM) portano alla deposizione di collagene e al retillo incrociato in un processo noto come fibrosi, che può essere suddiviso in fibrosi sostitutiva e fibrosi reattiva. La fibrosi è, nella maggior parte dei casi, irreversibile e compromette il recupero del miocardio dopo il sollievo dal^{sovraccarico 6,7}. Tuttavia, recenti studi di risonanza magnetica cardiaca hanno rivelato che la fibrosi reattiva è in grado di regredire a lungo^{termine 8}. Complessivamente, fibrosi, ipertrofia e disfunzione cardiaca fanno parte di un processo noto come rimodellamento miocardico che progredisce rapidamente verso l'insufficienza cardiaca (HF).

Comprendere le caratteristiche del rimodellamento miocardico è diventato un obiettivo importante per limitare o invertire la sua progressione, quest'ultimo noto come reverse remodeling (RR). Il termine RR include qualsiasi alterazione miocardica cronicamente invertita da un dato intervento, come la terapia farmacologica (ad esempio, farmaci antipertensivi), la chirurgia valvolare (ad esempio, stenosi aortica) o i dispositivi di assistenza ventricolare (ad esempio, HF cronico). Tuttavia, l'RR è spesso incompleto a causa dell'ipertrofia prevalente o della disfunzione sistolica / diastolica. Pertanto, manca ancora il chiarimento dei meccanismi sottostanti RR e delle nuove strategie terapeutiche, il che è dovuto principalmente all'impossibilità di accedere e studiare il tessuto miocardico umano durante la RR nella maggior parte di questi pazienti.

Per superare questa limitazione, i modelli di roditori hanno svolto un ruolo significativo nel far progredire la nostra comprensione delle vie di segnalazione coinvolte nella progressione HF. Nello specifico, lo scioglimento aortico dei topi con costrizione aortica rappresenta un modello utile per studiare i meccanismi molecolari alla base del rimodellamento avverso dell'LV⁹ e RR^10,11 in quanto consente la raccolta di campioni miocardiali in diversi punti di tempo in queste due fasi. Inoltre, fornisce un'eccellente impostazione sperimentale per testare potenziali nuovi obiettivi in grado di promuovere / accelerare RR. Ad esempio, nel contesto della stenosi aortica, questo modello potrebbe fornire informazioni sui meccanismi molecolari coinvolti nella vasta diversità della risposta miocardica alla base della (in)completezza dell'RR^6,12, nonché, la tempistica ottimale per la sostituzione della valvola, che rappresenta una grave lacuna delle conoscenze attuali. In effetti, la tempistica ottimale di questo intervento è oggetto di dibattito, principalmente perché è definita in base all'entità dei gradienti aortici. Diversi studi sostengono che questo punto di tempo potrebbe essere troppo tardi per il recupero del miocardio poiché la fibrosi e la disfunzione diastolica sono spesso^{già presenti 12}.

Per quanto ne sappiamo, questo è l'unico modello animale che riassume il processo di rimodellamento del miocardio e RR che avviene in condizioni come stenosi aortica o ipertensione prima e dopo la sostituzione della valvola o l'insorgenza di farmaci anti-ipertensivi, rispettivamente.

Cercando di affrontare le sfide riassunte sopra, descriviamo un modello animale chirurgico che può essere implementato sia nei topi che nei ratti, affrontando le differenze tra queste due specie. Descriviamo i passaggi principali e i dettagli coinvolti nell'esecuzione di questi interventi chirurgici. Infine, segnalamo i cambiamenti più significativi in atto nell'LV immediatamente prima e in tutto il RR.

Protocol

Tutti gli esperimenti sugli animali sono conformi alla Guida alla cura e all'uso degli animali da laboratorio (pubblicazione n. 85-23 del NIH, rivista nel 2011) e alla legge portoghese sul benessere degli animali (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). Le autorità locali competenti hanno approvato questo protocollo sperimentale (018833). I topi maschi C57B1/J6 di sette settimane sono stati mantenuti in gabbie appropriate, con un ambiente regolare a ciclo chiaro-scuro di 12/12 ore, una temperatura di 22 °C e un'umidità del 60% con accesso all'acqua e un ad libitum dietetico standard.

1. Preparazione del campo chirurgico

1. Disinfettare il sito operativo con il 70% di alcol e posizionare una copertura del tavolo della sala operatoria usa e getta sull'area chirurgica.
2. Sterilizzare tutti gli strumenti prima dell'intervento chirurgico.
   NOTA: Questa procedura richiede forbici microchir chirurgiche, 2 pinze curve fini, 3 forcep dritte fini, un bisturi, piccole pinze, una forbice sezionata angolata, un supporto per aghi, un aiuto alla legatura ultrafine, 2 emostati e, infine, un sistema di retrazione del fissatore magnetico è altamenteraccomandato (Figura 1A).
3. Curvare la punta di un ago smussato da 26 G a 90° per un approccio più facile all'aorta. Un ago da 26 G creerà un restringimento aortico di 0,45 mm di diametro (Figura 1B).
4. Regolare la temperatura del riscaldante a 37 ± 0,1 °C.

2. Preparazione e intubazione dei topi

1. Anestetizzare i giovani topi C57B1/J6 (20-25 g) per inalazione dell'8% di sevoflurane con 0,5 - 1,0 L/min 100% O₂ in un tubo del cono.
2. Controllare la profondità dell'anestesia utilizzando il riflesso di prelievo del dito del dito del dito.
3. Posizionare il topo a rimostranza dorsale su una piastra inclinata e procedere all'intubazione orotracheale.
4. Spostare il mouse sul pad di riscaldamento e collegare rapidamente il tubo orotracheale al ventilatore per avviare la ventilazione meccanica.
5. Regolare i parametri del ventilatore a una frequenza di 160 respiri/min e a un volume di marea di 10 mL/kg.

3. Preparazione per l'intervento chirurgico (sia per gli interventi di fasciatura che per lo scioglimento)

1. Radere e applicare la crema depilatoria dalla scollatura al livello medio toracico dei topi.
2. Applicare gel oftalmico agli occhi degli animali per evitare l'essiccazione dalla cornea.
3. Posizionare una sonda rettale e l'ossimetro alla zampa o alla coda per monitorare rispettivamente la temperatura e l'ossigenazione del sangue e la frequenza cardiaca.
   NOTA: L'anestesia induce un'ipotermia significativa, pertanto è importante mantenere la normale temperatura corporea durante l'intervento chirurgico per evitare una rapida diminuzione della frequenza cardiaca.
4. Mantenere l'anestesia con sevoflurane (2,0 - 3,0%). Controllare il corretto livello di anestesia per la mancanza del riflesso del dito del dito del clic.
5. Posizionare i topi in decubito laterale destro su un riscaldatore e fissare gli arti al sistema di retrazione del fissatore magnetico con un nastro adesivo per mantenere l'animale nella posizione corretta durante l'intervento chirurgico(Figura 2, Figura 3A).
6. Disinfettare il torace del topo con il 70% di alcol seguito da soluzione di providone-iodio.

4. Chirurgia ascendente della fascia aortica

NOTA: per una descrizione dettagliata del protocollo, ^{consultare 2,3,4,13}.

1. Con una lama monouso, eseguire una piccola incisione cutanea (~ 0,5 cm) sul lato sinistro immediatamente sotto il livello dell'ascella e sezionare la pelle.
2. Sezionare delicatamente e separare il muscolo pettorale e altri strati muscolari fino a quando le costole diventano visibili. Utilizzare forcep fini ed evitare di tagliare il muscolo.
3. Al microscopio, identificare gli spazi intercostali e aprire una piccola incisione tra il^{2° e} il 3°^spazio intercostale con forcep fini.
4. Ritrarre le costole posizionando il riavvolgitoretoracico ( Figura 2A).
5. Utilizzare piccole forcep per sezionare delicatamente e separare i lobi timici fino a quando l'aorta ascendente diventa visibile.
   NOTA: Gli applicatori di cotone devono essere utili in caso di sanguinamento. La salina sterile calda deve essere somministrata per via sottocutanea in caso di sanguinamento significativo (ad esempio, l'arteria mammaria).
6. Utilizzare piccole forcep per sezionare delicatamente l'aorta.
   NOTA: Aorta è considerato sezionato quando non ci sono grassi o altre aderenze intorno ad esso ed è possibile circondare facilmente il vaso con una piccola curva forcep.
7. Dopo la dissezione aortica, posizionare una legatura di polipropilene 7-0 attorno all'aorta utilizzando l'ausilio alla legatura e le forcep curve(Figura 2B).
8. Posizionare l'ago smussato da 26 G parallelo all'aorta (punta puntata verso la testa dei topi)(Figura 2B). Per topi di peso compreso tra 20 e 25 g, questo ago induce una costrizione aortica riproducibile al 65-70%.
9. Fare 2 nodi sciolti intorno all'aorta e all'ago da 26 G con l'aiuto di 2 pini(Figura 2B).
10. Stringere il nodo 1^st e, subito dopo, il^{2 °} nodo. Confermare brevemente il giusto posizionamento della costrizione e rimuovere rapidamente l'ago per ripristinare il flusso sanguigno aortico. Infine, fare un 3^° nodo (gruppo BA).
11. Riposizionare il timo e i muscoli nella loro posizione iniziale.
12. Eseguire la procedura sham identica alla procedura di costrizione, ma mantenendo la sutura libera intorno all'aorta (gruppo SHAM).
13. Tagliare le estremità della sutura e rimuovere il retrattile del torace.
    NOTA: Le estremità corte della sutura possono aumentare la probabilità che i nodi si allentno con la pressione aortica, mentre le estremità lunghe rendono la procedura di scioglimento più rischiosa poiché possono verificarsi aderenze tra la sutura e l'atrio sinistro.
14. Chiudere la parete toracica utilizzando la sutura in polipropilene 6-0 con una sutura semplice interrotta o continua utilizzando il minor numero possibile di punti. Stringere l'ultimo nodo toracico con i polmoni gonfiati all'ispirazione finale pizzicando il deflusso del ventilatore per 2s per gonfiare i polmoni.
15. Chiudere la pelle con una sutura 6-0 seta/polipropilene in un motivo di sutura continuo.
    NOTE: Se viene utilizzato un ventilatore più recente, è possibile programmarlo per fermarsi in ispirazione (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)

5. Assistenza post-operatoria

1. Applicare la soluzione di providone-iodio sul sito di sutura della pelle.
2. Per una corretta analgesia, somministrare buprenorfina per via sottocutanea 0,1 mg/kg, due volte al giorno, fino a quando l'animale non si riprende completamente (di solito 2-3 giorni dopo l'intervento chirurgico).
3. Iniettare soluzione salina sterile intraperitonealmente per prevenire la disidratazione in caso di sanguinamento significativo durante l'intervento chirurgico.
4. Spegnere l'anestesia (senza distiziare il topo) e attendere che l'animale recuperi i riflessi (i movimenti dei baffi sono un segnale di risveglio) e inizia a respirare spontaneamente.
5. Rimuovere la cannula tracheale.
6. Lasciare che l'animale si riprenda in un'incubatrice a 37 °C.
7. Riportare l'animale in una stanza del ciclo chiaro / scuro di 12 ore dopo il pieno recupero.

6. Chirurgia di scioglimento aortico

1. Sette settimane dopo, eseguire lo scioglimento dell'aorta in metà degli animali BA e rimuovere la sutura sciolta dalla metà dei topi SHAM, dando origine a 2 nuovi gruppi - scioglimento (DEB) e scioglimento shama (DESHAM), rispettivamente. DESHAM rappresenta il controllo per il gruppo DEB (Figura 4).
2. Ripetere tutti i passaggi da 2.1 a 3.6 sopra menzionati.
3. Sezionare delicatamente i tessuti, le aderenze e la fibrosi intorno all'aorta fino a quando la sua costrizione diventa visibile.
4. Sezionare attentamente l'aorta e separare la sutura dall'aorta. Tagliare la sutura con forbici angolate a molla con un sondaggio(Figura 3B).
5. Chiudere la parete toracica utilizzando la sutura in polipropilene 6-0 con una sutura semplice interrotta o continua utilizzando il numero minimo di punti possibile.
   NOTA: Prova a stringere l'ultima sutura toracica quando i polmoni sono gonfiati per evitare lo pneumotorace.
6. Chiudere la pelle con una sutura 6-0 seta/polipropilene in un motivo di sutura continuo.
7. Eseguire tutte le procedure di assistenza post-operatoria come menzionato al 5.
8. Sacrifica gli animali 2 settimane dopo.

7. Ecocardiografia per valutare la funzione cardiaca e l'ipertrofia ventricolare sinistra in vivo

1. Eseguire l'esame ecocardiografico ogni 2-3 settimane per seguire la progressione dell'ipertrofia e della funzione cardiaca.
2. Anestetizzare gli animali, come descritto, per inalazione del 5% di sevoflurane con un cono del naso. Regolare il livello di anestesia diminuendolo al 2,5%.
3. Radere e applicare la crema depilatoria dalla scollatura al livello medio del torace.
4. Posizionare l'animale su una pastiglia riscaldante e posizionare gli elettrodi ECG. Assicura una buona traccia ECG e mantieni la frequenza cardiaca tra 300 e 350 battiti / min.
5. Monitorare la temperatura (~37 °C).
6. Applicare il gel eco e posizionare l'animale al decubito laterale sinistro.
7. Avviare l'ecocardiografo e regolare le impostazioni.
8. Posizionare una sonda ad ultrasuoni sul torace.
9. Valutare il gradiente di pressione attraverso la fascia a 7 e 2 settimane dopo l'intervento chirurgico di bande e scioglimento, rispettivamente. Posizionare la sonda sull'asse lungo LV e posizionare il fascio sopra aorta. Premere il tasto PW per attivare l'ecocardiografia Doppler ad onda pulsata. Dopo sette settimane di bande, i gradienti aortici saranno > 25 mmHg negli animali fasciati.
10. Registra immagini guidate bidimensionali di aorta che mostrano la presenza o l'assenza della costrizione aorta ascendente per visualizzare anatomicamente l'efficacia della bandettatura e dello scioglimento.
    NOTA: È possibile visualizzare il flusso turbolento a livello di costrizione se la modalità colore è disponibile.
11. Valutare l'ipertrofia posizionando la sonda su un asse corto LV, a livello dei muscoli papillari, e premere il tracciamento in modalità M per visualizzare la parete anteriore LV (LVAW), il diametro LV (LVD) e la parete posteriore LV (LVPW) in diastole (D) e sistole (S)(Figura 5).
12. Valutare la funzione sistolica, calcolare la frazione di espulsione e l'accorciamento frazionato come^{descritto in precedenza 14,15}.
13. Valutare la funzione diastolica di 1) determinare il picco di Doppler ad onda pulsata della velocità del flusso mitralico precoce e tardivo (onde E e A, rispettivamente) usando una vista apicale a 4 camere apicale appena sopra i foglioline mitraliche; 2) registrazione delle velocità diastolica precoce del miocardio anulare mitralico laterale (E') e del picco sistolico (S') utilizzando la TDI pulsata e la vista apicale a 4 camere apicale(figura 5).
14. Registrare almeno tre heartbeat consecutivi in ogni valutazione dei parametri. Questi valori saranno successivamente mediati.

8. Valutazione emodinamica

1. Alla fine del protocollo ( Figura4), eseguire l'ecocardiografia finale, come descritto al punto 7, prima della valutazione emodinamica terminale.
2. Ripetere i passaggi da 2.1 a 3.6.
3. Cannulate la vena giugulare destra e perfondete la soluzione salina sterile a 64 mL/kg/h.
4. Ruotare leggermente l'animale sul lato sinistro e fare un'incisione cutanea a livello dell'appendice xifoide.
5. Separare la pelle dal muscolo con le forcep o con una forbice.
6. Fare un'incisione laterale tra le costole sinistra a livello dell'appendice xifoide.
7. Eseguire una toracotomia laterale sinistra per esporre completamente il cuore.
   NOTA: Per evitare sanguinamenti e danni polmonari, inserire un batuffolo di cotone nella cavità toracica e spingere delicatamente il polmone inserendo due hemostat sul lato destro e sinistro del luogo per tagliare.
8. Preriripidi i cateteri ad anello P-V in un bagno d'acqua a 37 °C.
9. Calibrare il catetere (impostazione, impostazione del canale, scegliere il canale corretto per pressione e volume, unità).
10. Inserire un catetere apicamente nel LV e assicurarsi che i sensori di volume siano posizionati tra la valvola aortica e l'apice. I volumi possono essere valutati mediante ecocardiografia(figura 5). La visualizzazione dei loop pressione-volume aiuta a confermare il corretto posizionamento del catetere (Figura 6).
11. Consentire all'animale di stabilizzare 20-30 minuti senza cambiamenti significativi nella forma dei loop pressione-volume.
12. Con la ventilazione sospesa alla scadenza finale, acquisire registrazioni di base (Figura 6). Acquisire continuamente dati a 1.000 Hz per essere successivamente analizzati off-line da software appropriato.
13. Calcolare la conduzione parallela dopo il bolo salino ipertonico (10%, 10 μL).
14. Mentre anestetizzò, sacrifica l'animale per esanguinamento, raccogli e centrifuga il sangue.
15. Infine, le accise e raccogliere il cuore. Pesare separatamente il cuore, la sinistra e il ventricolo destro e conservare immediatamente i campioni in azoto liquido o formalina per successivi studi molecolari o istologici, rispettivamente.

9. Procedura di bande/scioglimento aortico nei ratti

1. Eseguire bande aortiche in giovane Wistar (70-90 g) usando un ago da 22 G e legatura in polipropilene 6-0 per restringere l'aorta.
2. Garantire procedure anestetiche e analgesiche adeguate con rispettivamente il 3-4% di sevoflurane e 0,05 mg/kg di buprenorfina.
3. Durante l'ecocardiografia, assicurare una frequenza cardiaca sempre superiore a 300 frequenza /min (idealmente tra 300 e 350).
4. Prima del passaggio 8.9, sezionare delicatamente l'aorta del ratto, posizionare una sonda di flusso intorno ad essa per misurare l'uscita cardiaca. L'uso della sonda a flusso aortica è la procedura gold standard per i ratti.
5. Per la valutazione emodinamica, cannulato la vena giugulare o femorale per la somministrazione di liquidi (32 mL/kg/h).
6. Sostituire il catetere pressione-volume SPR-1035 con l'SPR-847 o l'SPR-838, le cui dimensioni si adattano meglio alle dimensioni ventricolari del ratto.

Results

Sopravvivenza post-operatoria e tardiva
La sopravvivenza perioperatoria della procedura di banda è dell'80% e la mortalità durante il primo mese è in genere <20%. Come accennato in precedenza, il successo della chirurgia di scioglimento dipende fortemente da quanto fosse invasivo l'intervento chirurgico precedente. Dopo una curva di apprendimento, il tasso di mortalità durante le procedure di scioglimento è di circa il 25%. Per questo la mortalità spiega principalmente i decessi durante la procedur...

Discussion

Il modello proposto nel presente documento imita il processo di rimodellamento dell'LV e RR dopo la fasciatura e lo scioglimento aortici, rispettivamente. Pertanto, rappresenta un ottimo modello sperimentale per far progredire le nostre conoscenze sui meccanismi molecolari coinvolti nel rimodellamento avverso della LV e per testare nuove strategie terapeutiche in grado di indurre il recupero miocardico di questi pazienti. Questo protocollo descrive in dettaglio le fasi su come creare un modello animale roditore di bande ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Assorbimento Lances	F.S.T	18105-03	Per assorbire i liquidi durante l'intervento chirurgico
Lame	F.S.T	10011-00	Per eseguire l'incisione cutanea
Buprenorfina	Buprelief		Analgesia farmaco
Catutery	F.S.T	18010-00	Per prevenire il dissanguamento
Catutery tips	F.S.T	18010-01	Per prevenire batuffolo di cotone per dissanguamento
	Johnson's		Per assorbire i liquidi durante l'intervento chirurgico
Crema depilatoria	Veet		Per delipare l'animale
Copritavolo operatorio monouso	MEDKINE	DYND4030SB	Per coprire l'area chirurgica
Sonda ecografica	Siemens	Sequoia 15L8W	Acquisizione del segnale ecografico
Ecocardiografo	Siemens	Acuson Sequoia C512	Acquisizione del segnale a ultrasuoni
Monitor CO2 di fine espirazione	Kent Scientific	CapnoStat	Per controllare la saturazione del gas di espirazione
Pinze/Pinzette	F.S.T	11255-20	Per sezionare i tessuti e l'aorta
Pinze/Pinzette	F.S.T	11272-30	Per sezionare i tessuti e l'aorta
Pinze/Pinzette	F.S.T	11151-10	Per sezionare i tessuti e l'aorta
Pinze/Pinzette	F.S.T	11152-10	Per sezionare i tessuti e l'aorta
Sistema di gas	Penlon Sigma Delta		Per anestesia e ventilazione meccanica
Emostatici	F.S.T	13010-12	Per tenere la sutura prima di stringere l'aorta
Emostatici	F.S.T	13011-12	Per tenere la sutura prima di stringere l'aorta
Ausili per la legatura	F.S.T	18062-12	Per posizionare una sutura attorno all'aorta
Divaricatore magnetico	F.S.T	18200-20	Per aiutare a mantenere l'animale in una posizione corretta
Porta ago	F.S.T	12503-15	Per suturare l'animale
Ago 26G	B-BRAUN		Per fungere da stampo del diametro della costrizione aortica
Ossigeno	Aria Liquide		Per anestesia e ventilazione meccanica
Sutura in polipropilene	Vycril	W8304/W8597	Per suturare l'animale e fare la costrizione
di iodio povidone	Betadine®		Antisettico cutaneo
PowerLab	Strumenti Millar	ML880 PowerLab 16/30	PV loop Acquisizione del segnale
Pulsossimetro	Kent Scientific	MouseStat	Per controllare la frequenza cardiaca e la saturazione del sangue
Software	PVAN Strumenti		Per analizzare i dati emodinamici
Catetere PV loop	Strumenti Millar	SPR-1035. 1.4 F	PV loop Divaricatore di acquisizione del segnale
	F.S.T	17000-01	Per fornire una migliore panoramica dell'aorta
Impugnatura del bisturi	F.S.T	10003-12	Per eseguire l'incisione cutanea
Forbici	F.S.T	15070-08	Per tagliare la sutura nella chirurgia di debanding
Forbici	F.S.T	14084-09	Per tagliare altro materiale durante l'intervento chirurgico, ad es. sutura, papper
Sevoflurane	Baxter	533-CA2L9117
Modulo di controllo della temperatura	Kent Scientific	RightTemp	Per controllare la temperatura corporea degli animali
Ventilatore	Kent Scientific	PhysioSuite	Per ventilare l'animale
Bagnomaria	Thermo Scientific™	TSGP02	Per mantenere la temperatura dell'acqua adeguata a riscaldare i catalizzatori del circuito P-V