Articolo metodologico

Un modello animale di pulpite basato su un ceppo di topi fuori ebrietà e la sua analisi istologica

DOI:

10.3791/69786

⸱

27 febbraio 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Operative Dentistry, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 2Dow Institute of Advanced Biological and Animal Research, Dow University of Health Sciences, 3Department of Pathology, Dow International Medical College, Dow University of Health Sciences, 4Department of Oral Pathology, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 5Qatar University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui presentiamo un protocollo per creare un modello di pulpite nei topi NMRI (Naval Medical Research Institute). Inoltre, vengono descritti i passaggi per realizzare una clip di retrazione della mascella e preparare le vetrine per l'istologia dalla mascella animale. Seguendo un protocollo standard, si possono evitare variazioni nella metodologia e nei risultati.

Abstract

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I topi del Naval Medical Research Institute (NMRI) non sono stati segnalati in precedenza per aver creato un modello di infiammazione della polpa dentale. In questo protocollo, presentiamo un modello animale che utilizza topi NMRI e forniamo procedure istologiche dettagliate per il modello pulpite al fine di garantirne la riproducibilità. Abbiamo incluso 70 topi NMRI assegnati casualmente a due gruppi: Gruppo A (n=35), in cui la pulpite è stata indotta solo dall'esposizione alla polpa, e Gruppo B (n=35), che ha ricevuto l'esposizione alla polpa seguita dall'applicazione di Zymosan. Dopo l'esposizione della polpa del molare mascellare destro, gli animali venivano sacrificati a intervalli di tempo designati (0, 6, 9, 12, 24, 48 e 72 ore). La mascella mascellare è stata ottenuta per analisi istologica e istomorfologica quantitativa. Un aumento graduale e dipendente dal tempo dell'infiammazione è stato osservato nell'analisi istologica per entrambi i gruppi. Entrambi i modelli animali hanno permesso lo studio dell'infiammazione fino a 72 ore. La tecnica presentata in questo articolo è riproducibile e aiuterà a standardizzare lo studio istologico della pulpite.

Introduzione

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Vari modelli animali sono stati utilizzati per studiare la pulpite 1,2,3,4. Tra questi, modelli di topo basati su C57BL/6 e BALB/c sono riportati esclusivamente nella ricerca sullapulpite 5,6,7,8. Entrambi sono consanguinei e hanno requisiti rigorosi per la riproduzione 7,9. I topi NMRI utilizzati nell'attuale protocollo sono una varietà di stirpe a razza di ebrietate, offrendo molteplici vantaggi rispetto alle varianti consanguinanee. Ha bassi costi di installazione e manutenzione. Alta riproduzione, migliore immunità e bassa mortalità portano a un ricambio più precoce e maggiore dellecolonie 10. Pertanto, è logisticamente e finanziariamente più fattibile11. Inoltre, i nostri risultati indicano che il profilo malattico dell'infiammazione della polpa prodotta in questo modello è simile a quello precedentemente riportato sui topiconsanguinei 5,6,8. Inoltre, i topi NMRI possono resistere all'esposizione della polpa allo Zymosan fino a 72 ore, sviluppando un profilo malattico osservabile. Questa è un'alternativa valida ad altri ceppi consanguinei per studiare la pulpite12.

Lo zymosan è un estratto della parete cellulare di Saccharomyces cerevisiae, ed è composto principalmente da chitina, mannane, mannoproteine e ß-glucani13. Zymosan e Candida albicans condividono una struttura simile della parete cellulare e sono rilevati dall'immunità innata dell'ospite tramite una lectina di tipo C, un recettore per il riconoscimento patogeno, Dectin-1-14. La dectina-1 è espressa principalmente da cellule dendritiche e macrofagi. Rileva gli ß-glucani nei patogeni fungini e utilizza la via Syk/CARD9 per la formazione di mediatoriinfiammatori 15. Pertanto, Zymosan è un'alternativa valida per studiare l'effetto dell'esposizione da parte di C. albicans sulla malattia della polpa invece di utilizzare l'organismo16. Ciò è supportato dai nostri risultati precedentemente pubblicati, che mostrano una rilevazione precoce di trascritti di Dectin-1 nella polpa esposta a Zymosan. Allo stesso modo, sono stati osservati anche macrofagi CD68+ve che esprimono Dectin-1.

Le tecniche istologiche descritte in pubblicazioni precedenti sono spesso insufficienti per permettere ai ricercatori alle prime armi di riprodursi con sicurezza. Di conseguenza, si verificano ampie operazioni di tentativi ed errori, che portano a perdite inutili di animali durante l'ottimizzazione delle procedure istologiche. L'attuale protocollo standardizza la tecnica di preparazione delle vetri ed è stato applicato con successo anche airatti 17. Qui, tutti i passaggi essenziali del modello della pulpite sono descritti in dettaglio, tra cui un metodo riproducibile per la ritrazione della mascella, l'induzione della pulpite tramite esposizione della polpa, l'induzione dell'infiammazione della polpa tramite Zymosan e la successiva analisi istologica.

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Protocollo

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L'attuale studio sugli animali è stato progettato in conformità con le linee guida ARRIVE. Il Consiglio di Revisione Istituzionale per la Ricerca e l'Etica sugli Animali della Dow University of Health Sciences ha approvato questo studio sugli animali (Lettera n. AR. IRB-06/DUHS/Approvazione/2016/05). Il protocollo includeva un totale di 70 topi NMRI. Gli animali sono stati ottenuti dalla 'Central Animal House Facility del Dow Institute for Advanced Biological and Animal Research'. La dimensione del campione di questo protocollo si basa su uno studioprecedente 8.

1. Animali

NOTA: Gli animali selezionati per lo studio pesavano 26-30 g e furono tenuti in gabbie standard nelle seguenti condizioni: temperatura di ±21 °C, umidità relativa del ±55% e rapporto luce/scurità di 12 ore con acqua filtrata libera e mangime standard (dieta chow normale). C'era un monitoraggio regolare per qualsiasi segno di aggressività, disagio o irritazione. Il diclofenaco sodio (200 μL sottocutaneo, 25 mg/mL) veniva usato in caso di dolore o disagio. Potevano acclimatarsi per due settimane prima di qualsiasi esperimento. Dieci animali ciascuno venivano tenuti in gabbie etichettate correttamente. Per l'identificazione dell'animale, veniva posto un marcatore sulla coda.

  1. Dividere gli animali (n=70) casualmente in due gruppi: Gruppo A (n=35), Gruppo B (n=35).
  2. Nel Gruppo A, si induce la pulpite solo esposizione alla polpa (vedi dal passaggio 4.1.1 al 4.1.9).
  3. Per animali di gruppo B, applicare la soluzione di Zymosan sulla polpa esposta (vedi il passaggio 4.2.1 al passo 4.2.3).

2. Soluzione di Zymosan

  1. Segui un metodo precedentemente pubblicato per la preparazione della soluzione di Zymosan come descrittodi seguito 18.
  2. Usa soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) per ottenere una soluzione di 1 mg/mL da 1 mL di Zymosan.
  3. Autoclave la soluzione a 121 °C per 15 minuti.
  4. Lascia raffreddare la soluzione a temperatura ambiente per 1 ora.
  5. Centrifuga la soluzione a 4 °C e 300 x g per 10 minuti.
  6. Scartare il sovrantato e lavare il pellet tre volte tramite ricentrifugazione con PBS sterile gelato.
  7. Conserva la soluzione a 4 °C fino a un ulteriore utilizzo.
    NOTA: La soluzione deve essere utilizzata entro 30 giorni, dopo i quali può essere scartata.

3. Clip di ritrazione della mascella

  1. Usa filo ortodontico in acciaio inox da 0,7 mm per realizzare una clip di retrazione della mascella.
  2. Prendi un filo di 100 mm e crea un anello di 5 mm di diametro al centro.
  3. Ruota entrambe le parti del filo a 5 mm dall'anello e 15 mm in totale ad angolo retto senza pieghe strette.
  4. A una distanza di 25 mm dalla curva, fare una tacca e girare l'estremità rimanente verso l'esterno. Usa la Figura 1A come guida.

4. Modello animale

  1. Gruppo A (n = 35)
    1. Anestetizzare gli animali con un'iniezione intraperitoneale di 0,1 mL/20 g di cocktail ketamina-xilazina (87,5 mg/kg ketamina + 12,5 mg/kg xilazina).
    2. Usa un microscopio stereomicroscopio a braccio lungo inclinato 10 volte per tutte le procedure (Figura 1B). Posiziona il braccio inclinato in modo da poter vedere direttamente i denti maxillari retratti dell'animale. (Figura 1C)
    3. Stringi la pinza e posiziona la parte intagliata tra gli incisivi mascellari e mandibolari ai lati della pinza.
    4. Dopo aver rilasciato la pinza, fissare le estremità con l'aiuto di un nastro adesivo (Figura 1C).
    5. Usa una pinzetta per allungare le guance dell'animale con la mano non funzionante. (Figura 1D, E).
      NOTA: Evita una pressione eccessiva. La lesione causata da una pinzetta può causare emorragie fatali e la morte dell'animale.
    6. Usa una broca in carburo rotondo #1/4 con un portamano E-type a bassa velocità in un micromotore elettrico ingrandito 10x fino a metà della sua profondità al centro del primo molare mascellare destro per creare una cavità di classe 1. In questo momento può essere visibile un'ombra di polpa (Figura 1D,E).
    7. Fai scorrere la bura delicatamente a bassa velocità con un movimento ampio. Usa un motore elettrico per controllare i giri al minuto.
    8. Utilizzare una lima endodontica di tipo K numero 15 per esporre la polpa (Figura 2B).
      NOTA: L'uso di uno strumento endodontico a mano #15 deve essere estremamente delicato, altrimenti si verificherà una perforazione di furcazione, che sarà evidente solo una volta preparate le vetrine istologiche. Il diametro della bura in carburo #1/4 è di 0,25 mm, mentre una lima di tipo #15K è larga 0,15 mm. Pertanto, 0,15 mm sarà la dimensione di esposizione nella polpa (Figura 2C).
    9. Lasciare la polpa esposta aperta per l'induzione della pulpite
  2. Gruppo B (n = 35)
    1. Ripeti tutti i passaggi indicati al passo 4.1 con l'aggiunta di quanto segue.
    2. Usa una micropipetta (0,2-2 μL) per posizionare 0,2 μL di soluzione di Zymosan già preparata sulla polpa esposta.
      NOTA: Bisogna prestare attenzione durante la somministrazione della soluzione di Zymosan. Il rovesciamento accidentale della soluzione nella cavità orale può causare la morte dell'animale. Pertanto, la garza viene utilizzata per coprire il dente in modo che l'eccesso di soluzione di Zymosan venga assorbito dalla garza (Figura 2D).
    3. Lasciare la polpa trattata aperta per l'induzione della pulpite con soluzione di Zymosan.

5. Preparazione del campione

  1. Sacrificare cinque animali di ogni gruppo a 0, 6, 9, 12, 24, 48 e 72 ore tramite inalazione di anidridecarbonica 19.
  2. Usa una camera di eutanasia da 7,25 L.
  3. Non pre-caricare la camera conCO2.
  4. Metti gli animali direttamente nella camera.
  5. Aggiungi il 100% diCO2 a una velocità di riempimento compresa tra il 30 e il 70% del volume della camera al minuto.
  6. Mantieni la portata diCO2 a 5 L/min.
  7. Riscalda ilCO2 e lascialo mescolarsi con l'aria presente nella camera.
  8. Osserva gli animali per eventuali segni di incoscienza entro 23 minuti.
  9. Monitora gli animali per evitare che la respirazione cessi e gli occhi diventino grigi.
  10. Mantieni il flusso di CO2 per almeno un minuto dopo la cessazione della respirazione.
  11. Confermare la morte degli animali prima di rimuoverli dalla camera. Assicurati che non ci sia respirazione e che gli occhi appaiono pallidi.
  12. Separare subito dopo l'eutanasia, separare le teste degli animali.
  13. Usa il primo molare mascellare non trattato del lato sinistro dell'animale sacrificato a 0 h come controllo.
  14. Utilizzare formalina tamponata al 10% in tubi conici da 15 mL etichettati correttamente per conservare le mascelle mascellari per 2 giorni.

6. Istologia

  1. Decalcifica le mascelle fisse con acido formico al 10% per 3 giorni.
    NOTA: Dopo il terzo giorno, verifica se una lama chirurgica può tagliare la mascella. Se non è ancora abbastanza morbido, immergilo di nuovo nell'acido formico al 10% e controlla quotidianamente finché non può essere tagliato con una lama chirurgica.
  2. Taglia la mascella con una lama n. 22. Fai il taglio parallelo al piano occluso, lungo il piano sagittale, mantenendo il lato immediatamente sul lato palatale delle cuspide palatali dei molari mascellari (Figura 3A).
  3. Segna la superficie occlusale di tutti i denti con l'inchiostro indiano.
    NOTA: Questa marcatura aiuterà a riconoscere la superficie occlusale durante la sezionazione (Figura 3B).
  4. Infondere la mascella sezionata in cera di paraffina in un rivestimento di base in acciaio inox, adagiandola piatta contro la base dello stampo con la superficie tagliata rivolta verso la base.
    NOTA: Incorporare in questo modo garantisce che la superficie tagliata entri prima nel microtomo, che l'orientamento del campione sia corretto e che le sezioni sagittali vengano prodotte come mostrato nella Figura 3E.
  5. Rimuovi la cassetta di incorporamento contenente la mascella incorporata dallo stampo base e mettila in un microtomo.
  6. Realizzare sezioni sagittali spesse 3 μm e posizionarle su un vetrino pulito e caricato al microscopio (Figura 3C).
  7. Osserva le vetrine non colorate al microscopio compound.
    NOTA: Continua a osservare le sezioni tagliate finché la cavità non sarà visibile sulla superficie occlusale. Se le sezioni sono correttamente realizzate lungo il piano sagittale lungo l'asse lungo del primo molare mascellare, si osserva che l'intero spazio della polpa mostra una o due radici e una camera della polpa (Figura 3E). Da questo momento in poi, teoricamente si possono realizzare 50 diapositive da una sola sezione, dato che la dimensione dell'esposizione è 0,15 mm. (3 μm = 0,003 mm, 0,003 x 50 = 0,15)
  8. Esegui i passaggi standard delle procedure di colorazione con ematossilina ed eosina per le vetrine selezionate mostrando una o due radici, insieme all'intera camera della polpa.
  9. Osserva le vetrine colorate al microscopio compound.
  10. Seleziona le cinque migliori vetrine per intervallo di tempo che permettano di osservare lo spazio massimo della polpa.

7. Analisi statistica

  1. Eseguire analisi statistiche utilizzando software statistici standard.
    NOTA: Per l'analisi istomorfologica quantitativa, le vetrine osservate in ogni intervallo di tempo sono state valutate secondo un criterio precedentemente pubblicato (Tabella 1)8. Il test Kruskal-Wallis H con correzione di Bonferroni a p=0,0018 è stato utilizzato per confrontare i punteggi di diversi intervalli di tempo. Il test Mann-Whitney U è stato utilizzato a p ≤ 0,05 per confrontare i Gruppi A e B. Tutti i confronti sono stati effettuati utilizzando software statistici standard.

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Risultati

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In questo protocollo, presentiamo una procedura dettagliata passo dopo passo per due modelli animali di infiammazione della polpa dentale nei topi NMRI, insieme ai loro relativi metodi istologici. L'uso di attrezzature adeguate è essenziale per il successo del protocollo. A questo proposito, lo stereomicroscopio a braccio lungo inclinato 10x è l'apparecchiatura più cruciale. La preparazione della cavità di classe 1 veniva eseguita utilizzando un micromotore elettrico a circa un terzo del...

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Discussione

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L'attuale protocollo presenta per la prima volta nella letteratura riportata lo sviluppo di un modello di lesione dentale di tipo 3 (pulpite irreversibile) nei topi NMRI. Dettaglia inoltre l'analisi istologica dell'infiammazione della polpa indotta da Zymosan e fornisce un metodo riproducibile per preparare vetrine istologiche da mascelle animali.

Seguendo questo protocollo, è stato prodotto un modello di lesione dentale di tipo 3 nei topi NMRI. Ricerche prece...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

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Lo studio è stato autofinanziato. Gli autori riconoscono l'aiuto del Sig. Muhammad Adeel del Dipartimento di Istologia della Dow University of Health Sciences per l'Istologia.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Stampo di baseLaboratori Histo-line, ItaliaR4166C2:D23Per l'incorporazione del campione nella paraffina
Carburo bur #1/4 roundMidwest, Wichita Falls, Texas389101
Microscopio composto Motic BA310Motic Inc. Co. Ltd, Hong Konghttps://moticmicroscopes.com/products/ba310e
Diclofenaco sodio 25mg/mLIndus Pharma (DYCLO)https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/200µ L sottocutaneo
Pezzo a mano a velocità lenta E tipo Rose201-M4Essendo Foshan, Cinahttps://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html
Incorporazione di cassette Laboratori Histo-line, ItaliaR4004
Camera dell'EutanasiaConductScience, Illinois USACS-EUTH2ACapacità 7,25 litri, per topi e ratti [fino a 500g]
Tubi Falcon 15 mlNido188271
Formalina Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stati Uniti158127buffered 
Acido formico  Forniture di laboratorio BDH Poole, Inghilterra & nbsp;2842810%
Omogeneizzatore Omni Mixer Homogeneizer, Omni International, Georgia USAhttps://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th
Inchiostro indianoSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stati Uniti198285
Fascicolo endodontico di tipo K numero 15Mani, Giapponehttps://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html
Cocktail ketamina-xilazinaBrookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.87,5mg/kg Ketamina + 12,5mg/kg Xylazine
Microtomo HM 315 RMicrom, Germania901100
Micro-motori Maratona-IIIBT-Marathon, Saeyang Microtech Co., Ltd. Coreahttps://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111Uso a un terzo della velocità massima
Micropipette 0.2-2 & micro; L Gilson, Franciahttps://www.gilson.com/default/
pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal
-ejector.html?srsltid=AfmBOoobE
0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI
0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS		0.2-2 & micro; L 
Soluzione salina tamponata con fosfato  Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stati UnitiP4417
Pacchetto Statistico per le Scienze SocialiIBM, Armonk, New YorkSPSS per Mac versione 23.0   
Stereomicroscopio BMK-3 LEDTechno Meiji, Giapponehttps://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/
Lama chirurgica n. 22Feather Surgical Blade, Feather Safety Razor Co Ltd., Osaka, GiapponeFB. 12
Zymosan ASigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stati UnitiNumero di catalogazione Z42501 mg/mL da 1 mL di Zymosan

Riferimenti

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  1. Haddad, M., Lefranc, G., Aftimos, G. Local application of IGF1 on dental pulp mechanically exposed; in vivo study on rabbit. Bull Group Int Rech Sci Stomatol Odontol. 45 (1), 12-17 (2003).
  2. Huang, J., et al. Dynamic Regulation of Delta-Opioid Receptor in Rat Trigeminal Ganglion Neurons by Lipopolysaccharide-induced Acute Pulpitis. J Endod. 41 (12), 2014-2020 (2015).
  3. Shahravan, A., Ghoddusi, J., Eslami, B., Rategar, A. F. A histopathological study of the pulp of dogs' teeth after induction of experimental pulp inflammation for different periods of time. J Microsc. 237 (2), 119-121 (2010).
  4. Siddiqui, Y. D., et al. Resolvin D2 Induces Resolution of Periapical Inflammation and Promotes Healing of Periapical Lesions in Rat Periapical Periodontitis. Front Immunol. 10, 307(2019).
  5. Mutoh, N., Tani-Ishii, N., Tsukinoki, K., Chieda, K., Watanabe, K. Expression of toll-like receptor 2 and 4 in dental pulp. J Endod. 33 (10), 1183-1186 (2007).
  6. Mutoh, N., Watabe, H., Chieda, K., Tani-Ishii, N. Expression of Toll-like receptor 2 and 4 in inflamed pulp in severe combined immunodeficiency mice. J Endod. 35 (7), 975-980 (2009).
  7. Sasaki, H., et al. Endodontic Infection-induced Inflammation Resembling Osteomyelitis of the Jaws in Toll-like Receptor 2/Interleukin 10 Double-knockout Mice. J Endod. 45 (2), 181-188 (2019).
  8. He, Y., et al. Pulpal Tissue Inflammatory Reactions after Experimental Pulpal Exposure in Mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
  9. Patidar, A., et al. Barley beta-Glucan and Zymosan induce Dectin-1 and Toll-like receptor 2 co-localization and anti-leishmanial immune response in Leishmania donovani-infected BALB/c mice. Scand J Immunol. 92 (6), e12952(2020).
  10. Tuttle, A. H., Philip, V. M., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Comparing phenotypic variation between inbred and outbred mice. Nat Methods. 15 (12), 994-996 (2018).
  11. Zhang, W., et al. Genome-Wide Association Mapping of Quantitative Traits in Outbred Mice. G3 Genes|Genomes|Genetics. 2 (2), 167-174 (2012).
  12. Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clini Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
  13. Rogers, N. C., et al. Syk-dependent cytokine induction by Dectin-1 reveals a novel pattern recognition pathway for C-type lectins. Immun. 22 (4), 507-517 (2005).
  14. Ruiz-Herrera, J., Elorza, M. V., Valentin, E., Sentandreu, R. Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity. FEMS Yeast Res. 6 (1), 14-29 (2006).
  15. Takeuchi, O., Akira, S. Pattern recognition receptors and inflammation. Cell. 140 (6), 805-820 (2010).
  16. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus Polymicrobial Peritonitis Modulates Host Innate Immunity. Infect Immun. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  17. Niazi, F. H., et al. Dentin-Pulp Complex Response in Molars of Rats after Occlusal and Cervical Restorations with Conventional Glass Ionomer Cement and Nano-Hydroxyapatite Silica Glass Ionomer Cement. Appl Sci. 13 (5), 3156(2023).
  18. Erdo, F., Torok, K., Aranyi, P., Szekely, J. I. A new assay for antiphlogistic activity: zymosan-induced mouse ear inflammation. Agents Actions. 39 (3-4), 137-142 (1993).
  19. Underwood, W., Raymond, A. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , 2020 edition, (2020).
  20. Bernardino, ÍdM., Farias, ÍdL., Cardoso, A., Xavier, A., Cavalcanti, A. Use of Animal models in Experimental Research in Dentistry in Brazil. Pesqui Bras Odontopediatria Clin Integr. 14 (1), 17-21 (2014).
  21. Alzarea, B. Selection of Animal Models in Dentistry: State of Art Review Article. J Anim Vet Adv. 13 (18), 1080-1085 (2014).
  22. Hasan, A., et al. A novel experimental model to investigate fungal involvement shows expression of Dectin-1 in periapical lesion pathogenesis. J Oral Rehab. 50 (10), 1043-1057 (2023).
  23. Song, M., et al. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J Vis Exp. (119), e54973(2017).
  24. Balto, K., White, R., Mueller, R., Stashenko, P. A mouse model of inflammatory root resorption induced by pulpal infection. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 93 (4), 461-468 (2002).
  25. De Rossi, A., Rocha, L. B., Rossi, M. A. Interleukin-10, Intercellular adhesion molecule-1, and chemokine receptor 5, but not interleukin-4, attenuate the development of periapical lesions. J Endod. 34 (1), 31-38 (2008).
  26. da Silva, R. A., Ferreira, P. D., De Rossi, A., Nelson-Filho, P., Silva, L. A. Toll-like receptor 2 knockout mice showed increased periapical lesion size and osteoclast number. J Endod. 38 (6), 803-813 (2012).
  27. Kawashima, N., Stashenko, P. Expression of bone-resorptive and regulatory cytokines in murine periapical inflammation. Arch Oral Biol. 44 (1), 55-66 (1999).
  28. Balto, K., Müller, R., Carrington, D. C., Dobeck, J., Stashenko, P. Quantification of periapical bone destruction in mice by micro-computed tomography. J Dent Res. 79 (1), 35-40 (2000).
  29. Ramirez, I., et al. Is dental pulp inflammation capable of causing central inflammation, behavioral, and sensory alterations? A pre-clinical study. Arch Oral Biol. 177, 106320(2025).
  30. Li, J. G., et al. Melatonin attenuates inflammation of acute pulpitis subjected to dental pulp injury. Am J Transl Res. 7 (1), 66-78 (2015).
  31. Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
  32. Kim, S., Lee, S., Jung, H. S., Kim, S. Y., Kim, E. Development of a mouse model for pulp-dentin complex regeneration research: a preliminary study. Restor Dent Endod. 44 (2), e20(2019).
  33. Mohaved, S. B., et al. Apical periodontitis-induced mechanical allodynia: A mouse model to study infection-induced chronic pain conditions. Molecular Pain. 16, 1744806919900725(2020).
  34. Chung, M. K., Lee, J., Duraes, G., Ro, J. Y. Lipopolysaccharide-induced pulpitis up-regulates TRPV1 in trigeminal ganglia. J Dent Res. 90 (9), 1103-1107 (2011).
  35. Tang, Y., Yu, C., Li, F., Wang, H., Ye, L. Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research. J Vis Exp. (200), (2023).
  36. Xiao, Z., Xu, M., Lan, L., Xu, K., Zhang, Y. R. Activation of the P2X7 receptor in the dental pulp tissue contributes to the pain in rats with acute pulpitis. Mol Pain. 18, 17448069221106844(2022).
  37. Gantner, B. N., Simmons, R. M., Canavera, S. J., Akira, S., Underhill, D. M. Collaborative induction of inflammatory responses by dectin-1 and Toll-like receptor 2. J Exp Med. 197 (9), 1107-1117 (2003).
  38. Monroe, L. L., et al. Zymosan-Induced Peritonitis: Effects on Cardiac Function, Temperature Regulation, Translocation of Bacteria, and Role of Dectin-1. Shock. 46 (6), 723-730 (2016).
  39. Olynych, T. J., Jakeman, D. L., Marshall, J. S. Fungal zymosan induces leukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependent mechanism. J Allergy Clin Immunol. 118 (4), 837-843 (2006).
  40. Rosenzweig, H. L., Clowers, J. S., Nunez, G., Rosenbaum, J. T., Davey, M. P. Dectin-1 and NOD2 mediate cathepsin activation in zymosan-induced arthritis in mice. Inflamm Res. 60 (7), 705-714 (2011).
  41. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99 (1-2), 61-69 (2002).
  42. Kawanishi, H. N., Kawashima, N., Suzuki, N., Suda, H., Takagi, M. Effects of an inducible nitric oxide synthase inhibitor on experimentally induced rat pulpitis. Eur J Oral Sci. 112 (4), 332-337 (2004).
  43. Kawashima, N., Nakano-Kawanishi, H., Suzuki, N., Takagi, M., Suda, H. Effect of NOS inhibitor on cytokine and COX2 expression in rat pulpitis. J Dent Res. 84 (8), 762-767 (2005).
  44. Li, M., et al. Histology-based profile of inflammatory mediators in experimentally induced pulpitis in a rat model: screening for possible biomarkers. Int Endod J. 54 (8), 1328-1341 (2021).
  45. Rutherford, R. B., Gu, K. Treatment of inflamed ferret dental pulps with recombinant bone morphogenetic protein-7. Eur J Oral Sci. 108 (3), 202-206 (2000).
  46. Renard, E., et al. Immune Cells and Molecular Networks in Experimentally Induced Pulpitis. J Dent Res. 95 (2), 196-205 (2015).
  47. Cleaton-Jones, P., Duggal, M., Parak, R., Williams, S., Setzer, S. Pulpitis induction in baboon primary teeth using carious dentine or Streptococcus mutans. Sadj. 59 (3), 119-122 (2004).
  48. Eba, H., et al. The anti-inflammatory effects of matrix metalloproteinase-3 on irreversible pulpitis of mature erupted teeth. PLoS One. 7 (12), e52523(2012).
  49. Fuks, A. B., Jones, P. C., Michaeli, Y., Bimstein, E. Pulp response to collagen and glutaraldehyde in pulpotomized primary teeth of baboons. Pediatr Dent. 13 (3), 142-150 (1991).
  50. Oliveira, L. A., Barbosa, S. V. The reaction of dental pulp to Escherichia coli lipopolysaccharide and Enterococcus faecalis lipoteichoic acid. Braz J Microbiol. 34 (2), 179-181 (2003).

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