Approccio a intercetta di volume fisso per la valutazione della contrattibilità seriale con anelli pressione-volume a torace chiuso in un modello suino

Sommario

Questo protocollo mira a fornire un protocollo praticabile per il porco chiuso per quantificare serialmente la contrattibilità LV indipendente dal carico, fissando V₀ e calcolando Ee a singolo battimento, eliminando le ripetute occlusioni IVC per aumentare la sicurezza e la stabilità in esperimenti acuti e fragili emodinamicamente.

Abstract

La relazione pressione-volume end-sistolica (ESPVR) è ampiamente considerata il descrittore d'oro e indipendente dal carico della contrattibilità ventricolare sinistra (LV). Praticamente, l'ESPVR è spesso approssimato come una linea retta definita dalla sua pendenza - elastanza terminale sistolica (Ees), un indice diretto dello stato contrattile - e dalla sua intercetta sull'asse volume (V₀), il volume teorico del LV a pressione zero. In vivo, l'ESPVR deriva classicamente da occlusioni seriali della vena cava inferiore (IVC) eseguite con monitoraggio simultaneo del catetere pressione-volume (PV) del VVE. Tuttavia, in stati patologici come lo shock cardiogeno, la necessaria deplezione precarico può provocare tachiaritmie riflesse e instabilità emodinamica transitoria o sostenuta emodinamica, limitando la fattibilità e l'interpretabilità. Pertanto, sono necessari metodi per la valutazione in vivo dell'inotropia durante stati emodinamicamente fragili.

Questo protocollo mira a descrivere un modello sperimentale pratico in cui V₀ viene determinato una volta in condizioni di base stabili e poi mantenuto fisso per una successiva stima di Ees a singolo battito da loop PV LV. Questo approccio, dettagliato passo dopo passo per l'uso in studi acuti su grandi animali, consente una valutazione seriale continua della contrattibilità senza occlusioni IVC ripetute. In un modello di shock cardiogenico suino, monitorava in modo affidabile le variazioni di carico nella performance miocardica, evitando aritmie e instabilità emodinamica altrimenti provocate dalla riduzione precarica. Il metodo è quindi molto adatto per esperimenti acuti a torace chiuso in cui la geometria ventricolare rimane invariata e la contrattilità modula principalmente la pendenza dell'ESPVR piuttosto che la sua intercetto. Tuttavia, l'assunzione fissa-V₀ rappresenta una semplificazione metodologica che introduce errori sistematici deliberati e dovrebbe essere applicata solo quando la manipolazione ripetuta del precarico è impraticabile o pericolosa. Quando si verificano rimodellazioni strutturali, dilatazione profonda del VA o marcati cambiamenti nella pressione toracica, V₀ deve essere rivalutato. Nel complesso, questo protocollo fornisce un approccio fattibile e fisiologicamente valido per la valutazione della contrattibilità seriale in modelli animali di grandi dimensioni instabili, bilanciando rigore metodologico con sicurezza sperimentale e praticità.

Introduzione

La contrattilità del ventricolo sinistro (LV) è la capacità intrinseca del miocardio di generare pressione indipendentemente dalle condizioni di carico ^1,2,3. È un determinante critico del volume ictus cardiaco, della gita cardiaca e della pressione sanguigna. Pertanto, quando si soffre di ischemia miocardica acuta, il cuore può perdere rapidamente^{la contrattilità 4}. Pertanto, una contrattilità miocardica compromessa può causare insufficienza cardiaca acuta e shock cardiogeno (CS)^5. La CS provoca ipotensione e perfusione d'organo inadeguata, portando a un'elevata mortalità (30%–50% in ospedale) nonostante una terapia^{aggressiva 5,6}. Le terapie mediche comuni coinvolgono agenti inotropi come noradrenalina, dobutamina e milrinone che aumentano la contrattibilità ma possono anche influenzare direttamente il tono^{vascolare 7}. La valutazione della contrattibilità è di particolare interesse quando si investigano nuovi trattamenti farmacologici, nella valutazione della gravità della malattia o nel lavoro con modelli sperimentali.

Metriche tradizionali come la frazione di eiezione del vaso vasculare o dP/dt(max) dipendono dal carico e possono rappresentare in modo errato il vero stato contrattile quando il precarico o il postcarico cambiano. Questo sottolinea il valore degli indici di contrattilità indipendenti dal carico, come l'elastanza end-sistolica (Ees), che possono monitorare in modo più affidabile la performance^{miocardica 1}.

Sono quindi stati sviluppati metodi in vivo per la valutazione della contrattilità, considerandosi l'analisi pressione–volume (PV) lo standard d'oro nella ricerca^{sperimentale 8}. L'approccio classico in vivo per quantificare le Ees consiste nell'eseguire un'occlusione della vena cava inferiore (IVC) per ridurre gradualmente e temporaneamente il precarico. Registrando i punti concomitanti di pressione post-sistolica (ESP) e di volume end-systolic (ESV) durante questa riduzione del precarico, può essere inserita una linea di regressione di ESPVR e determinata la sua pendenza, Ees, con l'intercetta x di quella linea definita come V₀ - il volume teorico a zero generazione di pressione. Tuttavia, in stati fragili, come la CS, anche una breve occlusione IVC può causare gravi ipotensioni, aritmie o ulteriore compromesso della perfusione dell'organo terminale in uno stato di output cardiaco già criticamente basso, limitando la fattibilità e l'interpretabilità.

Nel presente protocollo di studio, viene presentata un'alternativa pratica al tradizionale metodo di occlusione IVC per l'uso in esperimenti acuti a torace chiuso, in cui viene eseguita una singola oclusione IVC in condizioni stabili di base per determinare l'intercettazione volume-asse V₀. Questo valore viene quindi assunto costante per le successive stime Ees a singolo battito. Questo approccio si basa su evidenze di studi isolati e intatti su animali che mostrano che cambiamenti inotropici acuti alterano principalmente la pendenza dell'ESPVR (Ees) mentre l'intercetta rimane sostanzialmente stabile ^2,9,10. Evitando occlusioni ripetute, il metodo minimizza aritmie e instabilità emodinamiche mantenendo una valutazione precisa e indipendente dal carico della contrattibilità del LV. In questo protocollo, questa strategia viene applicata in un modello chiuso di CS a petto chiuso utilizzando un catetere PV basato su ammissione, basandosi sulle esperienze di studi^precedenti 4,8,11,12,13,14,15,16. Sebbene questo approccio a intercetta fissa sia pensato per esperimenti acuti a torace chiuso con geometria ventricolare stabile, la sua applicabilità è limitata in contesti con dimensioni della camera in evoluzione, pressioni toraciche alterate o rimodellamento strutturale; questi vincoli pratici dovrebbero essere presi in considerazione quando si valuta l'idoneità del metodo a uno studio specifico. A differenza dei precedenti approcci a singolo battito o basati su modelli, questo protocollo determina V₀ empiricamente in condizioni di base stabili e poi lo applica durante tutto l'esperimento, offrendo un'alternativa più sicura e fattibile per la valutazione seriale della contrattibilità indipendente dal carico in modelli animali di grandi dimensioni emodinamicamente fragili.

Protocollo

Questo protocollo è approvato dall'Ispettorato Danese per la Ricerca Animale (permesso n.: 2023–15–0201–01466, rilasciato il 19/06–2023). Sono state utilizzate femmine di maiale Danese Landrace di circa 60 kg. I reagenti e le attrezzature utilizzate sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Anestesia e ventilazione

1. Pre-anestesiare il maiale con iniezione intramuscolare di miscela anestetica di 1 mL/kg, contenente 25 mg/mL di tiletamina, 25 mg/mL di zolazepam, 2,5 mL di butorfanolo (10 mg/mL), 1,25 mL di ketaminolo veterinario (100 mg/mL) e 6,25 mL di xilazina veterinaria (20 mg/mL).
   NOTA: La somministrazione pre-anestetica ridurrà stress, nocicezione e rilascio di catecolaminiche durante il trasporto.
2. Trasportare l'animale dalle strutture agricole alle strutture di ricerca.
3. Stabilire l'accesso endovenoso (I.V.) in una vena marginale utilizzando un catetere venoso da 18-20 G (Figura 1). Fissare il catetere endovenoso usando nastro adesivo o materiale in gesso appropriato. Risciacquo con 10 mL di soluzione salina per garantire la corretta posizione.
   NOTA: Un rigonfiamento sottocutaneo può comparire dopo un lavaggio salino se il catetere non è posizionato correttamente. Considera di inserire un ulteriore acceso endovenoso di riserva nell'orecchio opposto in caso di spostamento.
4. Installare un sensore di ossimetria di polso per un monitoraggio precoce della saturazione di ossigeno arteriosa.
   NOTA: In caso di ipossia con saturazione di ossigeno inferiore al 90%, somministrare il 100% di ossigeno tramite maschera facciale sul muso del maiale fino al ripristino della normoxia. Assicurarsi una saturazione sufficiente di ossigeno prima di passare al passo 5.
5. Posizionare il maiale in posizione supina sul tavolo operatorio. Intubare il maiale con un tubo tracheale interno di diametro 7,5–8,0 mm utilizzando una laringoscopia diretta. Confermare la corretta posizione del tubo osservando l'anidride carbonica espiratoria persistente sul ventilatore. Gonfiare il bracciale sul tubo endotracheale e fissare il tubo al muso.
6. Regola le impostazioni del ventilatore e inizia la ventilazione a pressione positiva usando le seguenti impostazioni:
   1. Impostazione di ventilazione a pressione controllata, con funzione di volume.
   2. Volume tidale 8 mL/kg.
   3. Pressione positiva a fine espirazione di 5 cmH₂O.
   4. Una frazione di ossigeno ispirata a norma di titolazione, ad esempio saturazione di ossigeno arterioso >94%.
   5. Titolare la frequenza respiratoria fino alla normocapnia, ad esempio, pressione parziale di CO₂ arterioso 4,5–5,5 kPa.
7. Iniziare e mantenere l'anestesia generale tramite l'accesso endovenoso utilizzando propofol a 3,5–4,5 mg/kg/h e fentanyl a 12,5–15,5 μg/kg/h. Valutare la profondità anestetica in assenza di riflessi corneali e ciliari e mancanza di risposta alla stimolazione nociva. ATTENZIONE: Non lasciare mai gli animali incustoditi in nessun momento. Assicurarsi che tutto il personale sperimentale abbia la formazione corretta e possa effettuare un monitoraggio corretto della profondità anestetica.
8. Inserire un ECG a 3 derivazioni (arto anteriore destro, arto anteriore sinistro, arto posteriore sinistro).
9. Inserire un catetere urinario nella vescica urinaria e collegare l'estremità esterna a una sacca di campionamento.
10. Monitorare la temperatura del nucleo usando una sonda rettale.
    NOTA: La temperatura corporea normale del nucleo in un maiale adulto è di 38,5–39,5 °^{C 17}. L'ipotermia deve essere corretta utilizzando dispositivi di riscaldamento attivo, ad esempio con coperte riscaldate per prevenire la modifica indotta dall'ipotermia dell'emodinamica o delle aritmie.

2. Accesso intravascolare guidato da ultrasuoni

1. Stabilire i seguenti accessi intravascolari utilizzando la guida ecografica e la tecnica di Seldinger. Questi accessi permetteranno una valutazione Ees a singolo battito.
   1. Inserire una guaina da 8 Fr in una comune arteria carotide.
      NOTA: Questa guaina sarà utilizzata per introdurre il catetere LV PV.
   2. Inserire una guaina da 12 Fr in una vena femorale.
      NOTA: Questa guaina sarà usata per introdurre il palloncino di occlusione della VCI.
2. Stabilire i seguenti accessi intravascolari utilizzando la guida ecografica e la tecnica di Seldinger. Questi accessi permetteranno il monitoraggio emodinamico.
   1. Inserire una guaina da 7 Fr in un'arteria femorale.
      NOTA: Questa guaina sarà utilizzata per il monitoraggio invasivo della pressione sanguigna. La pressione arteriosa invasiva può essere misurata anche altrove, ad esempio in un'arteria dell'arto.
   2. Inserire una guaina da 8 Fr in una vena giugulare esterna.
      NOTA: Questa guaina sarà utilizzata per l'inserimento di un catetere dell'arteria polmonare e per la valutazione delle pressioni delle arterie polmonari.
3. Stabilire gli accessi intravascolari necessari per il modello di malattia desiderato. In questo caso, si stabilisce il seguente accesso intravascolare.
   1. Inserire una guaina da 8 Fr nell'arteria carotide comune opposta come nel passo 1.1. Questa guaina sarà utilizzata per la cateterizzazione coronarica e l'embolizzazione, che indurranno la cesarità.
      NOTA: Ulteriori accessi possono essere stabiliti secondo il protocollo dello studio.
4. Per garantire il corretto posizionamento delle guaine intravascolari, preleva il sangue da ciascuna guaina utilizzando una siringa da 10 mL. Una guaina posizionata correttamente non avrà resistenza né quando il sangue viene aspirato né lavato con soluzione salina.
5. Sutura tutte le guaine alla pelle e collega tutte le guaine ai sistemi di monitoraggio pertinenti.
   NOTA: Le guaine devono essere frequentemente lavate per evitare coagulazioni di sangue all'interno delle guaine. In alternativa, a seconda del protocollo di studio, i maiali possono essere eparinizzati.
6. Dopo la calibrazione della pressione secondo le istruzioni del produttore, posizionare il catetere LV PV come descritto in^{precedenza (}Figura 1).

3. Posizionamento del palloncino per pressione-volume del ventricolo sinistro e della vena cava inferiore

1. Prima dell'inserimento del catetere PV, eseguire la calibrazione della resistività del sangue per ciascun animale.
   1. Preleva sangue in una fiala criogenica da 0,5 mL. Esegui una misura della resistività del sangue utilizzando la sonda di calibrazione immediatamente dopo il prelievo.
2. Inserire il catetere PV del ventro ventrico ventrico attraverso una guaina carotide a 8 Fr. Durante la guida fluoroscopica a basso dosaggio, seguire il pigtail del catetere PV del basso vaso fino alla valvola aortica. Avanzare attraverso la valvola aortica durante la sistole.
   NOTA: Non dovrebbe esserci resistenza in nessun momento durante l'avanzamento del catetere PV del LV.
3. Posiziona la punta del catetere PV del ventrico ventricolo il più vicino possibile all'apice del ventre.
4. Segui il protocollo del produttore per scegliere il numero rilevante di segmenti di volume di registrazione e ottimizzare il posizionamento del catetere LV PV in base ai segnali di fase e magnitudine registrati.
   NOTA: La posizione del catetere è molto importante per la raccolta dei dati. La posizione può essere confermata tramite guida fluoroscopica. Tuttavia, la conferma del posizionamento corretto può essere effettuata anche utilizzando i valori di fase. Il segnale dovrebbe avere un valore medio <10° e una forma periodica. Durante il posizionamento del catetere PV, deve essere selezionato il segmento corretto. Nella configurazione iniziale (segmento 1), gli elettrodi da 1 a 4 sono attivi. In questa posizione, il volume misurato viene spesso sottostimato, tipicamente perché gli elettrodi si trovano troppo lontani dalla valvola aortica. Nel segmento 2, gli elettrodi 1, 2, 4 e 5 sono attivi; a seconda delle dimensioni ventricolari, questa configurazione può comunque produrre segnali a basso volume. Avanzando al segmento 3, si usano gli elettrodi 1, 2, 5 e 6, che, nei suini adulti, generalmente producono volumi fisiologici e anelli PV di forma appropriata. Un ulteriore avanzamento al segmento 4 (elettrodi 1, 2, 6 e 7) può estendere il campo sensoriale oltre la lunghezza ventricolare, generando segnali imprecisi nei cuori più piccoli.
5. Inserire il palloncino IVC attraverso la guaina della vena femorale a 12 Fr e avanzare il palloncino al livello del diaframma guidato dalla fluoroscopia.
   NOTA: L'esperimento può essere messo in pausa a questo livello per stabilizzare l'emodinamica prima dell'inizio del protocollo di ricerca. Valori anomali di emodinamica, ventilazione ed elettrolita possono essere corretti in questa fase. Un periodo di stabilizzazione di 1–2 ore è spesso^sufficiente 13,14,15,16.

4. Misurazioni di base e determinazione di V₀

1. In una base sana, seguendo la strumentazione come descritta, eseguire la calibrazione di tutte le apparecchiature, incluso il catetere LV PV come descritto dal produttore e come dettagliato^{altrove 8}.
   NOTA: Sia la pressione che il volume devono essere calibrati a seconda che il catetere utilizzi tecnologie basate su ammissione o conduttanza. La calibrazione della pressione deve essere eseguita prima dell'inserimento del catetere. In breve, la calibrazione prevede i seguenti passaggi:
   1. Eseguire la calibrazione della pressione prima dell'inserimento in vivo del catetere PV del VV.
   2. Assicurati di stabilire il ritmo sinusale.
   3. Quando si utilizzano cateteri basati sulla tecnologia di ammissione, si utilizza il volume di ictus derivato dal catetere dell'arteria polmonare per la calibrazione del volume.
      NOTA: La scansione di calibrazione del volume di base deve essere eseguita durante l'apnea transitoria di fine espirazione.
2. Eseguire una pausa del respiro transitoria a fine espirazione per la durata di 10–15 cicli cardiaci per ottenere valori di base.
   NOTA: Dopo ogni appromemoria del respiro a fine espirazione, lasciare che l'animale si riprenda fino alla normalizzazione dei valori emodinamici come frequenza cardiaca e pressione sanguigna, nonché dei valori respiratori come la saturazione di ossigeno arteriosa e il_CO2 espiratorio finale.
3. Per determinare V₀, eseguire i seguenti passaggi:
   1. Fai un altro trattenuto del respiro a fine espiratoria e aspetta qualche battito di cuore prima di gonfiare lentamente il palloncino IVC finché la pressione ventriculare non scende sotto i 50 mmHg. Sgonfia rapidamente il palloncino e riprendi la ventilazione.
      NOTA: Questa procedura ridurrà progressivamente il precarico LV, e i loop PV devono dimostrare uno spostamento progressivo a sinistra e verso il basso durante la riduzione del precarico ^1,2,3 (Figura 2A e Figura 3A).
   2. Lasciare che gli animali si riprendano, seguendo ogni oclusione e trattenuta del respiro fino a quando normoxia, normocapnia e normotensione non vengono ripristinate. Questo di solito richiede 2–3 minuti. Eseguire altri due cicli di occlusione IVC. Assicurarsi un ritmo sinusale stabile.
      NOTA: Occasionalmente, il gonfio del palloncino IVC per diminuire il precarico può indurre aritmie o extrasistoli ventricolari, che possono disturbare il flusso sanguigno e quindi creare difficoltà nell'analisi dei dati. In tal caso, eseguire un gonfiaggio più lento del palloncino IVC. Devono essere eseguite tre occlusioni indipendenti senza aritmie.
   3. Dopo le tre occlusioni, non sono necessarie ulteriori occlusioni IVC. Il catetere a palloncino IVC può essere rimosso.
4. In LabChart 8 Pro, apri il modulo PV Loop integrato. In Analizza, seleziona Occlusione. Seleziona manualmente i cicli sequenziali durante la riduzione del precarico per l'analisi. Escludi i battiti ectopici e i cicli adiacenti. Applica l'adattamento lineare o quadratico usando il menu a tendina.
   NOTA: V₀ possono essere calcolati direttamente dopo le misurazioni di base, oppure durante un'analisi dei dati post hoc. Per ogni ciclo trattenuto durante la riduzione del precarico, ESP ed ESV vengono identificati utilizzando le definizioni standard del modulo.
   1. Utilizzare la funzione integrata del software per analizzare i cicli cardiaci selezionati. Durante la riduzione progressiva del precarico devono essere analizzati 10 cicli. Schermate tutti i battiti cardiaci ed escludi manualmente battiti ectopici o artefatti, mantenendo solo i cicli monotoni e in evoluzione fluida. Se preferiti, sono stati descritti metodi di pulizia automatica^{dei dati 18}.
      NOTA: Durante l'occlusione della VC, il ventro è soggetto ad aritmie. Nel caso di battiti supraventricolari o ventricolari, questi battiti devono essere rimossi insieme al battito cardiaco precedente e al successivo (Figura 2B). Inoltre, a seconda della frequenza cardiaca, l'occlusione della VCI può attivare riflessi barorecettori, che possono influenzare l'inotropia.
   2. Per i battiti cardiaci trattenuti, assicurati manualmente che la funzione integrata del software identifichi correttamente la pressione e il volume di fine sistolia.
   3. Adattarsi alla linea ESPVR.
      NOTA: Principalmente, può essere utilizzata una linea ESPVR adattata^{linearmente 1,2} (Figura 2A). Tuttavia, la linea ESPVR può essere curvilinea ^1,19,20,21 (Figura 3). Se l'ESPVR è visibilmente curvilineo, applica un adattamento non lineare accettato all'ESPVR, ad esempio regressione quadratica usando i menu a tendina^{19, 21, 22.} Software di analisi come LabChart 8 Pro permettono molteplici opzioni. Quando l'ESPVR segue visivamente una linea retta, si deve applicare un adattamento lineare ai minimi quadrati; quando è evidente la curvilinearità, può essere utilizzato un adattamento quadratico. ATTENZIONE: La selezione del fitting ESPVR lineare rispetto a quello quadratico deve essere guidata sia dalla buona disposizione oggettiva del modulo integrato sia dall'ispezione visiva della forma ESPVR. Devono essere applicate regole decisionali predefinite, ad esempio, può essere preferito un modello quadratico se migliora la R² aggiustata di ≥0,05 rispetto all'adattamento lineare (Figura 4)²³; tuttavia, deve sempre essere effettuata un'ispezione visiva della morfologia degli anelli e dei modelli residui per confermare la curvatura fisiologicamente plausibile. Piccoli miglioramenti numerici in^R2 senza prove visive coerenti di curvilinearità non dovrebbero giustificare l'uso del fitting non lineare.
   4. Calcolare il V₀ dalla linea ESPVR adattata, lineare o curvilinea, come intercetta con l'asse X.
      NOTA: La forma del modello e la bontà dell'adattamento devono essere documentate. Quando si osserva una convessità significativa dell'ESPVR, gli adattamenti lineari possono sottovalutare l'elastanza vera a pressioni più alte e sovrastimarla a pressioni più basse (Figura 4). In questi casi, il fitting quadratico è raccomandato per la determinazione di V₀ come descritto nel passo 4.3. Sebbene la stima Ees a singolo battito sia necessariamente lineare, la consapevolezza della curvatura ESPVR è essenziale, poiché il comportamento non lineare può influenzare le misurazioni seriali, in particolare durante grandi variazioni di postcarico.
   5. Ripeti l'approccio attraverso le tre occlusioni indipendenti e prendi la media delle tre misure di V₀ .
      NOTA: Negativo V₀ non implica un volume ventricolare negativo fisicamente significativo; piuttosto, riflette i limiti del modello lineare ESPVR e la non linearità sottostante della meccanica ventricolare, specialmente a bassi volumi e pressioni. L'occorrenza di V 0_{negativo è più} frequente nei ventricoli con alta contrattilità e soprattutto quando si applicano adattamenti lineari su intervalli di carico più elevati.
5. Calcola Ees come la pendenza della linea tra V₀ e il punto medio di pressione e volume di fine sistolica dal passo 2.
   NOTA: A questo punto sono state effettuate misure di base e ora può essere applicato il modello di malattia pertinente. L'esperimento può essere sospeso a questo livello per garantire emodinamica, parametri ventilatori ed elettroliti normali.

5. Induzione dello shock cardiogenico ischemico

NOTA: Questo protocollo descrive come le Ees possono essere stimate senza ulteriori occlusioni IVC in un modello di CS ischemica, come^descritto 4,11,12,13,14. Un protocollo dettagliato per questo modello di malattia è al di fuori dell'ambito di questo protocollo e può essere trovato altrove²⁴. In breve, la CS è indotta come segue:

1. Produrre una sospensione standard di particelle di embolizzazione mescolando microsfere da 0,125 g con 5 mL di contrasto iodrata e 5 mL di soluzione salina allo 0,9%, ottenendo un volume totale di 10 mL. Agitare delicatamente la sospensione prima e durante l'uso, e iniettare 1 mL di aliquote attraverso il catetere guida coronarica (Figura 5).
2. Inserire un catetere coronarico guida (5–7 Fr, ad esempio JL 3.5) attraverso una guaina arteriosa in un'arteria carotide (vedi passo 2) nell'ostio dell'arteria coronarica sinistra.
3. Indurre ischemia miocardica e CS tramite microembolizzazione intracoronaria a passo a passo dell'arteria coronaria principale sinistra utilizzando particelle commerciali di embolizzazione con alcol polivinilico. Dopo ogni iniezione, lasciare stabilizzare l'emodinamica per 2–5 minuti, e ripetere le iniezioni finché la gittata cardiaca termodiluizione o la saturazione mista di ossigeno venoso non diminuissero del 30% rispetto alla linea basale (Figura 6).
   NOTA: L'induzione riuscita della CS è confermata dal restringimento dei loop PV e dallo spostamento verso destra del volume di fine sistolia, riflettendo una diminuzione improvvisa della^{contrattilità 4,9}.

6. Determinazione seriale di E a singolo battito durante lo studio

NOTA: I dati PV possono essere analizzati utilizzando LabChart 8 Pro o un altro software simile che include un modulo dedicato all'analisi del loop PV. Tutte le registrazioni devono essere ispezionate visivamente per garantire un ritmo sinusale stabile e l'assenza di deriva del segnale. I singoli cicli cardiaci sono automaticamente segmentati dal software e devono essere successivamente revisionati manualmente. Le extrasistoli ventricolari, così come il battito immediatamente precedente e quello immediatamente successivo al ciclo ectopico, devono essere escluse, poiché le condizioni di carico sono modificate temporaneamente su tutti e tre i battiti.

1. Dopo aver definito_{un V 0} specifico per soggetto alla base (vedi sezione precedente), eseguire una stima a singolo battito di Ees senza ulteriori occlusioni IVC.
2. Ad ogni momento temporale, eseguire tre approi di respiro consecutivi di fine espirazione per 10–20 cicli cardiaci mentre si registrano i cicli PV. Per ogni momento di tempo, in base ai periodi di aptenuta, vengono definiti i medi ESP ed ESV.
   NOTA: Garantire un ritmo sinusale stabile durante i periodi di apnea transitoria. Ogni morfologia di ogni singolo loop deve essere ispezionata con attenzione. I loop devono essere inclusi solo se rappresentano un ciclo ventricolare fisiologicamente plausibile con condizioni di carico stabili e una realistica generazione di pressione ventricolare. I battiti ectopici, battiti immediatamente precedenti e successivi all'ectopia, non devono essere inclusi nell'analisi (Figura 2). Per protocolli dettagliati sulla selezione dei battenti, si veda la guida metodologica^{pubblicata 8,18}.
   ATTENZIONE: Un PEEP alto può influenzare le condizioni di ritorno venoso e carico¹². Assicurarsi che i loop cadano uno sopra l'altro, indicando condizioni di carico uguali. Sebbene circa 10 loop siano generalmente sufficienti per l'analisi ESPVR, può occasionalmente essere necessario un registro più lungo dell'occlusione IVC per confermare che non si verifichi alcun ulteriore spostamento a sinistra dei punti end-sistolichi mentre la pressione continua a diminuire (Figura 2, Figura 3 e Figura 4).
3. Calcola gli Ees per ogni punto temporale usando i valori fissi di V₀ e la media ESP ed ESV dai cicli PV di aptenuta^{del respiro 2}
   NOTA: Per il resto del protocollo, V₀ è mantenuto costante mentre ESP ed ESV possono variare tra i momenti temporali a seconda del protocollo di studio e degli interventi. Pertanto, nessun effetto del carico o dello stato contrattile può influenzare V₀, solo Ees.

Risultati

Le istruzioni sopra presentano un protocollo per derivare Ees su base a singolo battito, mantenendo costante il volume teorico di generazione di pressione zero, V₀. Questa sezione presenta dati da due studi condotti nel nostro laboratorio. Primo, è stato condotto uno studio pilota separato per esaminare lo sviluppo di V₀ ed Ees dopo l'induzione CS. In secondo luogo, in un ampio dataset di 30 pig inclusi in studi precedentemente pubblicati, viene presentato il modell...

Discussione

Questo protocollo descrive una strategia pragmatica, riproducibile e fattibile per la valutazione seriale e indipendente dal carico della contrattibilità del VVE, valida anche in malattie cardiache acute come la CS ischemica. Il protocollo utilizza un'intercetta fissa sull'asse volume, V₀, per stimare gli Ee da singoli battenti, evitando occlusioni ripetitive della VCI e riducendo così il rischio di aritmie e ipotensione durante condizioni cardiovascolari vulnerabili. La novit...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
0.9% saline	Fresenius Kabi, Germany	921046	Sospensione di microsfere e lavaggio
10 mL siringhe	BD, USA	BD Plastipak 302143	Iniezione di microsfere
Guaina venosa femorale 12 Fr	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Per inserimento palloncino di occlusione VCI
Catetere venoso 20 G	BD, USA	BD Insyte 381223	Accesso venoso auricolare
Guaina arteriosa femorale 7 Fr	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Monitoraggio invasivo della pressione arteriosa
Guaina arteriosa carotidea 8 Fr	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Accesso per catetere PV LV
Guaina venosa giugulare 8 Fr	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Accesso per catetere dell'arteria polmonare
Microsfere PVA Contour	Boston Scientific, USA	Contour 355–500 µm	Induzione di shock cardiogeno ischemico
Catetere guida coronarico	Boston Scientific, USA	JL 3.5 / JR 4.0	Accesso coronarico per iniezione di microsfere
Elettrodi ECG (a 3 derivazioni)	Ambu, Denmark	BlueSensor P	Monitoraggio ECG continuo
Tubo endotracheale 7,5–8,0 mm	Smiths Medical, UK	Portex ETT	Intubazione tracheale
Fentanil (IV)	Hameln Pharma, Germany	Fentanyl Hameln	Analgesia IV continua
Sistema di fluoroscopia	-	-	Guida del catetere
Coperte riscaldate	3M, USA	Bair Hugger Warming Unit	Mantenimento della normothermia
Eparina	Leo Pharma, Denmark	Innohep	Anticoagulazione se utilizzata
Agente di contrasto Iomeron	Bracco Imaging, Italy	Iomeron 350	Angiografia coronarica e sospensione di microsfere
Catetere palloncino di occlusione VCI	Fogarty / Edwards Lifesciences, USA	Fogarty Occlusion Balloon	Riduzione temporanea del precarico
Software LabChart 8 Pro	ADInstruments, New Zealand	LabChart 8 Pro	Acquisizione e analisi del ciclo PV
Catetere PV LV (ammettenza)	Millar Inc., USA	MPVS Ultra PV Loop Catheter	Misurazione della pressione-volume LV basata sull'ammettenza
Ventilatore meccanico	GE Healthcare, USA	Datex Ohmeda S/5	Ventilazione a pressione positiva
Modulo MPVS	ADInstruments, New Zealand	MPVS Ultra/Duo	Interfaccia per catetere PV
Sistema di acquisizione dati PowerLab	ADInstruments, New Zealand	PowerLab 16/35	Acquisizione del segnale
Propofol (IV)	Fresenius Kabi, Germany	Diprivan / Propofol-Lipuro	Anestesia IV continua
Catetere dell'arteria polmonare 7,5 Fr	Edwards Lifesciences, USA	Swan-Ganz 131HF7	CO termodiluizione e pressione PA
Pulsiossimometro	-	-	Monitoraggio della saturazione di ossigeno periferico
Sonda termometrica rettale	-	-	Monitoraggio della temperatura centrale
Filamenti guida Seldinger	Terumo, Japan	Radifocus Guide Wire M	Accesso vascolare
Flussi di soluzione salina sterile	Fresenius Kabi, Germany	NaCl 0,9%	Lavaggio del rivestimento
Materiale suturante	Ethicon, USA	Vicryl 3-0	Fissazione delle guaine
Pompe per siringhe	Becton Dickinson (BD), USA	BD Alaris	Infussione anestesica continua
Sistema ad ultrasuoni	-	-	Guida per l'accesso vascolare
Catetere urinario	Teleflex, USA	Rüsch Foley catheter	Drenaggio della vescica
Zoletil (tiletamine/zolazepam)	Virbac, France	Zoletil 100	Utilizzato per la pre-anestesia; miscelato con butorfanolo, ketamina, xilazina secondo il protocollo