Identificazione di sottogruppi di cellule T regolatorie da linfonodi drenanti pancreatici murini

0 visualizzazioni5:45 min • July 8th, 2025

Le cellule T regolatorie, o Treg, sono una sottopopolazione specializzata di cellule T che esercita effetti immunosoppressivi per mediare l'omeostasi del sistema immunitario. Le Treg esprimono i marcatori della superficie cellulare CD4, CD25 e Neuropilina 1, Nrp1 e i fattori di trascrizione nucleari forkhead box P3, Foxp3 e Helios.

Per isolare le Treg dai linfonodi drenanti pancreatici di topo, o PDLN, posizionare una rete metallica su un tubo conico. Posizionare i PDLN sulla rete e macinare il tessuto per dissociarlo meccanicamente. Aggiungere un mezzo adatto sopra la rete, lavando le cellule nel tubo.

Centrifugare, rimuovendo le cellule morte e i detriti cellulari. Risospendere le cellule vitali nel terreno. Far passare le cellule attraverso un tappo filtrante montato su un tubo a fondo tondo per ottenere una sospensione omogenea di una singola cellula, eliminando eventuali grumi cellulari rimanenti.

Aggiungere anticorpi anti-CD4, anti-CD25 e anti-Nrp1 coniugati con fluorocromo. Gli anticorpi anti-CD4 e anti-CD25 si legano ai rispettivi antigeni di superficie cellulare sulle Treg. Contemporaneamente, l'anti-Nrp1 si lega ai recettori Nrp1.

Trattare le cellule con un tampone di fissazione della permeabilizzazione adatto, fissando le cellule e permeabilizzando le membrane cellulari e nucleari. Aggiungere anticorpi coniugati con fluorocromo mirati a Foxp3 e Helios.

Le membrane permeabilizzate consentono agli anticorpi di entrare nelle cellule e legarsi ai rispettivi bersagli intranucleari. Analizzare le cellule utilizzando la citometria a flusso.

Le Treg sono caratterizzate dall'espressione positiva sulla superficie cellulare di CD4, CD25 e Nrp1, insieme ai fattori di trascrizione nucleare Foxp3 e Helios.

Per prima cosa, metti una provetta conica da 15 millilitri in una griglia. Posizionare una rete metallica sterile da 250 micrometri sul tubo. Risciacquare la rete con 1 millilitro di RPMI. Quindi, trasferisci i linfonodi sulla rete metallica e usa un paio di pinzette per macinarli attraverso la rete. Applicare 1 millilitro di RPMI sulla rete per lavare le cellule nel tubo. Ripetere questo processo di trasferimento e macinazione dei linfonodi tre volte per ogni campione, quindi rimuovere la rete.

Centrifugare le provette a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante e risospendere le cellule in circa 5 millilitri di RPMI, quindi riempire le provette con RPMI. Ripetere questo processo dalla centrifugazione dei campioni al riempimento della provetta con RPMI una sola volta.

Centrifugare nuovamente le provette a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 2 millilitri di RPMI. Trasferire 2 millilitri di sospensione cellulare in provette a fondo tondo da 5 millilitri con tappi per filtri cellulari.

Innanzitutto, centrifugare la sospensione cellulare dai campioni PDLN a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante. Colorare le cellule con anticorpi di superficie, come indicato nel protocollo di testo, e incubare le provette sul ghiaccio per 40 minuti.

Quindi, aggiungere 200 microlitri di tampone FACS a ciascuna provetta. Centrifugare a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti ed eliminare il surnatante. Ripeti questo processo: aggiungendo il tampone, centrifugando e scartando il surnatante una volta. Risospendere il pellet cellulare in 500 microlitri di tampone di fissazione della permeabilizzazione per fissare e permeabilizzare le cellule.

Trasferire i tubi in frigorifero a 4 gradi Celsius durante la notte. Il giorno successivo, centrifugare la sospensione cellulare dai campioni PDLN a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 500 microlitri di tampone di lavaggio per permeabilizzazione. Centrifugare nuovamente le cellule a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti e scartare il surnatante.

Colorare le cellule con anticorpi intracellulari, come indicato nel protocollo di testo. Incubare le provette con ghiaccio per 1 ora. Successivamente, aggiungere 500 microlitri di tampone di lavaggio per permeabilizzazione a ciascun tubo. Centrifugare a 433 x g e a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante e risospendere il pellet in 500 microlitri di tampone di lavaggio per permeabilizzazione.

Centrifugare ancora una volta a 433 x g a 4 gradi Celsius per 5 minuti. Scartare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 300 microlitri di tampone FACS. Quindi, analizzare le cellule su un citometro a flusso come indicato nel protocollo di testo.

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Ultimo aggiornamento: 29 agosto 2026