Name: Chirurgia Stereotassica roditori e animali Miglioramenti Esito di assistenza sociale per Behavioral Neuroscience (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Impara le tecniche di chirurgia stereotassica per roditori con monitoraggio dell'ossigenazione sanguigna, frequenza cardiaca e temperatura corporea. Questi affinamenti aumentano i tassi di sopravvivenza e il benessere animale nella ricerca neuroscientifica.

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Gli autori ringraziano il Dott. Pietro Gerrits per i disegni utilizzati nel video.

Nota: le tecniche di antisettico devono essere impiegati durante l'intera procedura. Tutti gli strumenti ed i materiali (cotone con punta tamponi, garze, ecc) che verranno utilizzati durante l'intervento chirurgico dovrebbe essere sterilizzati in autoclave. Una mascherina chirurgica, cofano capelli e guanti sterili devono essere indossati. L'area di lavoro e l'apparato stereotassico devono essere puliti accuratamente, e disinfettati con una soluzione di etanolo al 70%. 1. Pre-chirurgica procedure <ol><li> Sistemare il dispositivo stereotassico e tutti i materiali necessari. Preriscaldare il riscaldamento pad. </li><li> Posizionare la cannula in suo sostegno e controllare se è diritta. </li><li> Accendere il sistema gas - miscela di aria ambiente e ossigeno (30-35% del flusso totale dovrebbe essere di ossigeno). </li><li> Pesare il ratto e amministrare l'anestetico. Stiamo usando una miscela di ketamina (37,5 mg / kg) e dexmedetomidina (0,25 mg / kg) iniettata per via sottocutanea. Per i protocolli di anestesia diverso, cfr Flecknell 4 e Hellebrekers et al. 7. </li><li> Dopo il ratto perso conoscenza, radere la zona della testa va dalle orecchie al proprio in mezzo agli occhi con un rasoio elettrico. </li><li> Posizionare il topo sul pad di riscaldamento, con il naso di fronte al tubo dell'aria. Usare un ossimetro per garantire che il ratto ha un adeguato livello di ossigenazione del sangue (non deve cadere &lt;90%). Si prega di seguire le istruzioni del produttore per un uso corretto di attrezzature. </li><li> Applicare la crema occhi (Duratears Z, Alcon) su entrambe le cornee per evitare la disidratazione. </li><li> Verificare i riflessi del ratto (coda di riflesso o toe-pizzico riflesso, come dimostrato in Walantus et al. 8) per assicurare che sia adeguatamente anestetizzato. Se il topo continua a mostrare forti riflessi, la supplementazione di anestesia potrebbe essere necessario. </li><li> Se non toe-pinch riflesso viene mostrato, posto il topo dell'apparato stereotassico, regolare le barre di orecchio in modo che si vede leggendo uguale su entrambi i lati, e posto di nuovo il tubo aria davanti l'animalefissandolo con la barra di naso. Verificare di nuovo se il topo mostra un livello di ossigenazione del sangue del 90% o superiore. In caso contrario, regolare le tubazioni, avvicinandolo al naso, o aumentare il flusso di ossigeno. Monitorare il livello di ossigenazione del sangue e la frequenza cardiaca durante l'intervento chirurgico. </li><li> Monitorare costantemente la temperatura del ratto con un termometro rettale (preferibilmente collegato ad una piastra elettrica) e registrare i valori all'inizio e alla fine dell'intervento. Regolare il termoforo o utilizzare una coperta per mantenere una temperatura corporea di 37,5-38,5 ° C. </li></ol> 2. Chirurgia <ol><li> Iniettare l'analgesico. Stiamo utilizzando un unico peri-operatorio la somministrazione di carprofen (4,0-5,0 mg / kg per via sottocutanea). Per diversi protocolli di analgesici, vedere Hellebrekers et al. 7. </li><li> Pulire l'area rasata di tha la pelle dal centro verso il perimetro dai capelli tre volte con un disinfettante (es. clorexidina 0,5%) e localmente iniettare una miscela di lidocaina (20 mg / ml) e adrenalina (5 mg / ml) per l'anestesia locale e vasocostrizione (per evitare eccessivo sanguinamento). </li><li> Fate una antero-posteriore incisione di circa 2,5 cm sulla linea mediana del cuoio capelluto, che va dal mezzo agli occhi fino a quando la parte posteriore delle orecchie. Usa 4-6 morsetti bulldog per pizzicare fuori la pelle e per mantenere l'incisione aperta. Rimuovere eventuali tessuto connettivo con una / o spatola e tamponi di cotone e pulire l'area per esporre la superficie del cranio. </li><li> Controllare se la testa è di livello: in primo luogo, trovare Lambda e posizionare la cannula guida esattamente su questa posizione, toccando il cranio. Registrare la dorso-ventrale coordinate. Quindi, posizionare la cannula guida esattamente nel bregma, toccando il cranio, e registrare il suo dorso-ventrale coordinate. Queste due coordinate dovrebbero essere identici. Se la differenza è&gt; 0,3 mm, regolare la barra naso per correggerlo. </li><li> Make due piccoli fori per il fissaggio delle viti cranio con un trapano a mano sterilizzato (uno di circa 5 mm anteriore alla posizione cannula in uno degli emisferi e gli altri 5 mm posteriormente alla posizione cannula nell'emisfero controlaterale). Inserire due viti sterili in questi fori fino a quando non sono strettamente ancorate, senza essere inserito completamente nel cranio. </li><li> Con la cannula guida posizionato esattamente al bregma, registrare le coordinate antero-posteriore e laterale. La posizione corretta di guida posizionamento cannula per ogni regione del cervello può essere calcolato aggiungendo o sottraendo dal bregma, con l'aiuto di un atlante stereotassico 9-11. </li><li> Posizionare la cannula guida nella sua posizione corretta, leggermente toccando il cranio. Registrare la dorso-ventrale coordinate. Per bilaterali posizionamento cannula, trovare accanto la posizione cannula nell'altro emisfero, e ancora una volta registrare il dorso-ventrale coordinate. Entrambe le coordinate dovrebbero essere identici (o differiscono &lt;0,3 mm). </li><li>Contrassegnare le posizioni cannula sul cranio con una matita e sterile, con il trapano a mano, fare i buchi bava, controllando la dimensione e la posizione corretta con l'aiuto della cannula guida. Una volta che i fori sono fatti, utilizzare un ago sterile a pugni con delicatezza le meningi per consentire l'inserimento della cannula ostruita. </li><li> Posizionare la cannula nel foro prima e abbassarlo delicatamente fino a raggiungere la quota finale ventrale. Preparare il cemento dentale e generosamente si applica in tutto il cannula e una o due viti per fissare la cannula. Attendere che il cemento si è asciugato completamente. Successivamente, rimuovere con attenzione il supporto cannula girando il dorso-ventrale verso l'alto bar. </li><li> Posizionare la cannula secondo nel supporto e andare alla posizione cannula nell'altro emisfero. Posizionare la cannula nel foro e ripetere il passaggio precedente. Coprire le viti e una grande superficie di cannule con il cemento, e prima che il cemento è secco, rimuovere eventuali eccedenze dalla pelle. </li><li> Iniettare caldo (~ 37 ° C) soluzione salina sterile (~ 10 ml / kg, sc) per garantire la reidratazione. </li><li> Dopo che il cemento si è completamente asciugato, rimuovere il supporto cannula e posto un perno in ogni cannula sterile per prevenire l'ostruzione. </li><li> Pulire la zona ferita con soluzione salina sterile e suturare la parte anteriore e la parte posteriore della ferita. </li><li> Rimuovere l'animale dal apparato stereotassico, sostituendo il tubo del gas davanti al suo naso. Continuare a monitorare il livello di saturazione di ossigeno e la temperatura corporea. </li><li> Se un anestetico iniettabile con dexmedetomidina viene utilizzato, iniettare il suo antagonista atipamezolo (0,25 mg / kg, sc) e attendere che l'animale si sveglia (circa 5 minuti). </li><li> Mettere il topo in una gabbia di recupero. Per evitare l'ipotermia, posto la gabbia in un incubatore a 28 ° C o su una piastra elettrica in un luogo dove si può osservare l'animale per almeno un'ora, prima di tornare alla sala vivaio. </li></ol> 3. Cura post-chirurgica <ol><li> Durante i primi 4 giorni dopo l'intervento, monitorare il recupero del ratto con la tenuta della contabilità quotidiana di peso e di altre osservazioni relative alla condizione degli animali nei giornali di bordo di laboratorio o "diari di benessere degli animali". </li><li> Gli animali che mostrano evidenti segni di malattia, l'infezione della ferita della perdita, del peso corporeo o altri segni di ridotta benessere devono essere sottoposti a cure particolari: ad esempio, una dose supplementare di analgesici per ridurre al minimo dolore post-operatorio, una miscela di polvere di cibo e acqua in aggiunta al normale cibo per stimolare l'appetito del ratto, e / o l'iniezione sottocutanea di soluzione fisiologica a supporto reidratazione. </li><li> Se il ratto non mostra alcun miglioramento dopo questi interventi, o la perdita di peso è&gt; 15% (rispetto ai livelli pre-chirurgia peso), il sacrificio dell'animale con una dose eccessiva di anestetico (umano end-point). </li><li> I ratti di solito bisogno di recuperare per almeno 7 giorni prima dell'inizio degli esperimenti comportamentali. </li></ol> 4. Rappresentante Risultati jove_content "&gt; Per determinare se le varie modifiche alla nostra procedura chirurgica, con particolare riguardo alla supplementazione di ossigeno e il monitoraggio continuo dei livelli di ossigenazione del sangue, battito cardiaco e temperatura corporea, migliorato la sopravvivenza dell'animale e migliorato la sua condizione generale dopo l'intervento, abbiamo confrontato l' non tasso di sopravvivenza di 20 coorti di animali (composto da 20 ratti ciascuno) che sottoposti a chirurgia dopo aver implementato queste modifiche con la non-sopravvivenza velocità di 24 coorti (20 ratti ciascuno), gestito con il protocollo standard. Come è mostrato in Figura 1a , il tasso di sopravvivenza non è risultata significativamente ridotta nel campione di coorti che è stato operato con il protocollo modificato (P &lt;0,05; Mann-Whitney U test, a due code). Inoltre, come è mostrato nella figura 1b, post-chirurgica di perdita di peso di ratti operato con il protocollo è stato modificato anche significativamente ridotto rispetto a quello dei ratti operato con la procedura standard (giornata post-operatoria 1: p &lt;0,05; giornata post-operatoria 2: P &lt;0,01; giornata post-operatoria 3: P = 0.17; Student t-test). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Effetto delle modifiche in materia di non-chirurgici tasso di sopravvivenza e post-chirurgica perdita di peso. (A.) Non tasso di sopravvivenza dei ratti operati con il protocollo modificato rispetto a quella dei ratti operato con il protocollo standard. Il non-tasso di sopravvivenza (mediana ± interquartile range) è stato calcolato come la percentuale di ratti, per coorte di 20 ratti, che non è sopravvissuto un intervento chirurgico. * P &lt;0,05, Mann-Whitney U test a due code (n = 20 coorti per il protocollo modificato e 24 coorti per il protocollo standard). (B.) La perdita di peso (media ± SEM come percentuale del peso pre-intervento) durante i primi (POD1), secondo (POD2) e terzo (POD3) giornata post-operatoria. * P &lt;0.05, ** P &lt;0,01, test t di Student (n = 60 per gruppo).

<ol><li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , Methuen, London. (1959).</li>
<li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents%3A+are+we+making+progress%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Altern.+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li>
<li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia+-+A+Practical+Introduction+for+Research+Workers+and+Technicians%22">Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DIRECTIVE+2010%2F63%2FEU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Official+Journal+of+the+European+Union%22%5BJournal%5D)">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li>
<li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHellebrekers%2C+LJ+%22Principles+of+Laboratory+Animal+Science%22">Principles of Laboratory Animal Science</a>. Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. , Elsevier Science B.V. 277-311 (2001).</li>
<li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1986).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (2007).</li>
<li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwanson%2C+LW+%22Brain+Maps%3A+Structure+of+the+Rat+Brain%22">Brain Maps: Structure of the Rat Brain</a>. , Elsevier. (1992).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Lo scopo principale di questo video di presentazione è quello di familiarizzare i neuroscienziati comportamentali con i principi fondamentali della chirurgia stereotassica. I ricercatori che stanno già eseguendo la chirurgia stereotassica potrebbe anche beneficiare di questo video e prendere in considerazione alcuni dei perfezionamenti procedurali per l&#39;uso in proprio laboratorio. Una sempre maggiore conoscenza su come ottimizzare le tecniche chirurgiche 1-3, lo sviluppo di nuovi anestetici e analgesici p...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td></tr><tr><td> Alcool al 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezolo) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Atropina solfato 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog pinza emostatica </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cannule </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Clorexidina 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> Pulizia polvere </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Bastoncini di cotone </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidina) </td><td> Orion </td></tr><tr><td> Trapano </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder conversare 130 millimetri </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / st 110 millimetri </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Garza </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Riscaldamento pad </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Perni di insetti (stiletti) </td><td> Entosphinx (Repubblica Ceca) </td></tr><tr><td> Ketamina 10% (ketamina) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted punta diritta </td><td> Aesculap-vet </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Aghi (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Ossimetro </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Farmacia del all&#39;UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Bisturi lama n. 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 millimetri </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cacciavite </td><td> Hardware negozio convenzionale </td></tr><tr><td> Simplex Rapid (cemento dentale) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Cranio viti </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Spatola </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan speciale </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Pinze chirurgiche 100 millimetri </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Materiale di sutura Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Siringa da 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Siringa da 1 ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Siringa da 5 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xylocaine (lidocaina / adrenalina) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

chirurgia stereotassica roditori e animali miglioramenti esito di assistenza sociale per behavioral neuroscience

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Chirurgia stereotassica per l&#39;impianto di cannule in regioni specifiche del cervello è stata per molti decenni una tecnica di grande successo sperimentale per studiare gli effetti del neurotrasmettitore a livello locale manipolati e vie di segnalazione in sveglio, gli animali si comportano. Inoltre, l&#39;impianto stereotassico di elettrodi per la stimolazione elettrofisiologica e studi di registrazione è stato determinante per la nostra comprensione attuale della neuroplasticità del cervello e delle reti nel comportarsi animali. Conoscenza sempre più su come ottimizzare le tecniche chirurgiche nei roditori 1-4, sensibilizzazione sulle questioni del benessere degli animali e legislazione (ad esempio, per il 2010 la direttiva dell&#39;Unione Europea sull&#39;uso degli animali da laboratorio 5) ci hanno spinto ad affinare queste procedure chirurgiche, con particolare riguardo ad attuare nuove procedure per la supplementazione di ossigeno e il monitoraggio continuo di ossigenazione del sangue e dei livelli di frequenza cardiaca durante l&#39;intervento così comel&#39;introduzione di un protocollo standardizzato per la cura post-chirurgica. Le nostre osservazioni indicano che queste modifiche ha comportato un tasso di aumento della sopravvivenza e un miglioramento delle condizioni generali degli animali dopo l&#39;intervento chirurgico (ad esempio la perdita di peso in meno e un animale più attivo). Questa presentazione video mostrerà le procedure generali coinvolti in questo tipo di chirurgia stereotassica con particolare attenzione alle nostre diverse modifiche. Si illustreranno queste procedure chirurgiche nei ratti, ma è anche possibile eseguire questo tipo di intervento chirurgico nei topi o altri piccoli animali da laboratorio, utilizzando adattatori speciali per l&#39;apparato stereotassico 6.

Chirurgia stereotassica sui roditori permette per la somministrazione mirata di farmaci o di stimolazione elettrica e le registrazioni in sveglio, comportandosi animali. In questo video di presentazione mostreremo recenti perfezionamenti procedurali a questa lunga procedura che il tasso di sopravvivenza con successo migliorato e ridotto post-chirurgica perdita di peso.

Chirurgia Stereotassica roditori e animali Miglioramenti Esito di assistenza sociale per Behavioral Neuroscience

La chirurgia stereotassica per l'impianto di cannule in regioni cerebrali specifiche è stata, per molti decenni, una tecnica sperimentale di grande successo per...

L'obiettivo generale di questa presentazione è illustrare le procedure generali coinvolte nella chirurgia stereotassica per l'impianto di Kenly in specifiche regioni cerebrali, con particolare attenzione ai perfezionamenti procedurali apportati a questa procedura consolidata. Tali perfezionamenti sono ottenuti principalmente monitorando e integrando i livelli di ossigeno nel sangue, oltre a controllare costantemente la frequenza cardiaca e la temperatura corporea durante l'intervento. Questi miglioramenti procedurali portano a un aumento del tasso di sopravvivenza e a un miglioramento complessivo del benessere animale. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ai metodi standard per la chirurgia stereotassica consiste nel fatto che, grazie alle nostre modifiche, la sopravvivenza e il benessere degli animali sono significativamente migliorati.Generalmente, le persone non familiari con questo metodo avrebbero difficoltà a posizionare il ratto nel telaio stereotassico e a determinare le coordinate. Dopo aver sterilizzato accuratamente l'apparato stereotassico e aver sterilizzato in autoclave gli strumenti chirurgici, iniziare predisponendo l'area di lavoro e preriscaldando il

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Il monitoraggio dei livelli del neurotrasmettitore extracellulare nelle regioni cerebrali distinte di muoversi liberamente animali offre approfondimenti sul legame tra il rilascio dei neurotrasmettitori e comportamento. In microdialisi in vivo accoppiato con rilevazione elettrochimica fornisce anatomica eccellente e la risoluzione chimici e informazioni su come neurotrasmissione basale è alterato da manipolazioni farmacologiche o fisiologiche.

Survivable Chirurgia Stereotassica in roditori

Ablazione mirata della regione specifica del cervello (s) mediante infusione di uno eccitotossina utilizzando le coordinate stereotassico descritto. Questa tecnica può anche essere adattato per l'infusione di altre sostanze chimiche nel cervello di ratto.

La chirurgia stereotassica della lesione eccitotossico di specifiche aree cerebrali nel ratto adulto

Questo video mostra la procedura dettagliata per preparare un ratto anestetizzato per registrazioni elettrofisiologiche dell'attività cerebrale da più siti. Il cuoio capelluto viene sezionato per accedere al cranio e vengono praticati dei fori in punti precisi per installare e fissare gli elettrodi. Gli elettrodi a microfilo di tungsteno vengono quindi inseriti nella posizione mirata per registrare i dati.

Registrazioni elettrofisiologiche in vivo di attività cerebrali da più siti nei ratti

Il video mostra una procedura per impiantare un'unità di elettrodi multicanale bidirezionale wireless nel cervello di un ratto per registrare e stimolare reti neurali multicanale.

Impianto di un sistema di microelettrodi bidirezionali wireless in un cervello di ratto

Iniezione stereotassica di lentivirus esprimere cDNA o shRNAs possono modulare l'espressione genica in specifiche aree cerebrali di topi. Qui, vi presentiamo un protocollo per combinare iniezioni stereotassiche con compiti comportamentali, come il Field Test Open (OFT) e la nuotata di prova forzato (FST).

L&#39;applicazione tecnica di iniezione stereotassica per studiare gli effetti genetici sui comportamenti animali

I roditori sono un modello appropriato per studiare i substrati molecolari del comportamento e dei disturbi psichiatrici complessi. La microiniezione cerebrale nei roditori svegli può essere utilizzata per chiarire i substrati della malattia. Viene presentato un metodo di microiniezione cerebrale efficiente e personalizzabile, nonché l'esecuzione di un paradigma operante che quantifica la motivazione.

Roditore cervello microiniezione di studio molecolare substrati di Motivato Behavior

Abbiamo dimostrato che l'impianto di un microelettrodo nella corteccia motoria dei ratti provoca deficit motori immediato e duraturo. I metodi proposti nel presente documento muta una chirurgia di impianto microelettrodo e tre mansioni comportamentistiche roditore per delucidare potenziali cambiamenti nella funzione motoria fine o lordo dovuto l'impianto-ha causato danni alla corteccia di motore.

Roditore comportamentali test per valutare deficit funzionali causati da microelettrodo impianto nella corteccia di motore del ratto

Qui è descritta una procedura stereotassica che può colpire regioni cerebrali impegnative e difficili da raggiungere (a causa di limitazioni spaziali) utilizzando un approccio coronale angolato. Questo protocollo è adattabile sia a modelli murini che di ratto e può essere applicato a diverse applicazioni neuroscientifiche, tra cui l'impianto di cannule e microiniezioni di costrutti virali.

Approccio stereotassico angolato adattabile per tecniche di neuroscienze versatili

Approfondita sperimentazione preclinica di farmaci che agiscono nel sistema nervoso centrale spesso comporta la valutazione e il confronto biodistribuzione farmaco in associazione con percorsi specifici di somministrazione. Qui, tre metodi comunemente usati di consegna sistemica (per via endovenosa, intraperitoneale e orale), nonché un metodo per la consegna locale (convezione-enhanced consegna) sono dimostrati nei topi.

Drug Delivery sistemica e locale per la cura delle malattie del Sistema Nervoso Centrale in modelli di roditori

Rispondere per spunti cibo o droga abbinato aumenta nel corso di un periodo di astinenza e questo può riguardare una maggiore suscettibilità a comportamenti ricaduta. Qui dettaglio una procedura per valutare questa "incubazione di craving" nei ratti che si sono auto-somministrato saccarosio.

Un metodo generale per la valutazione di incubazione della brama di saccarosio in ratti

Impara le tecniche di chirurgia stereotassica per roditori con monitoraggio dell'ossigenazione sanguigna, frequenza cardiaca e temperatura corporea. Questi affinamenti aumentano i tassi di sopravvivenza e il benessere animale nella ricerca neuroscientifica.

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