Name: アダルトゼブラフィッシュへの腹腔内注射 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-30T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 19 s
Description: 学ぶアダルトゼブラフィッシュへの腹腔内注射法。冷水麻酔とマイクロシリンジを用いて、血糖恒常性の研究に不可欠な正確な薬液投与を実現します。この手法は代謝プロセスの理解に貢献します。

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この研究は、糖尿病および消化器の国立研究所と腎臓病による青少年糖尿病研究財団の助成金5-2007-97（VEPに）、によってサポートされていました助成金R01DK064973（VEPに）、R01DK48494（LHPに）、T32DK07074（SCEをサポート）、K01DK083552 （MDKに）、そしてシカゴの糖尿病研究研修センターの大学にP60DK20595で。内容はもっぱら著者の責任であり、必ずしもNIDDKまたはNIHの公式見解を表すものではありません。

1。注射前の準備<ol><li>注射前に少なくとも24時間の速い魚。これは腸の電球（胃）の内容を空にします。基本的な空腹時のプロトコルは、クリーンタンクに、彼らの通常の密度で、魚を転送する場合、次に食べ物を差し控える。 （例えば、血糖の研究のための）より厳密な条件を必要とする長期的な断食の場合は、ディスカッションの追加の考慮事項を参照してください。 </li><li>コートランドの塩溶液（ペリーら 、1984）を準備する。 100mLの容積のために、蒸留水に次のように溶かす。 725 mgを塩化ナトリウム（124.1 mM）を 38ミリグラムのKCl（5.1 mM）を 41ミリグラムのNa 2 HPO 4（2.9 mM）を 24mgのMgSO 4を ∙7H 2 O（1.9 mM）を 16mgの塩化カルシウム∙2H 2 O（1.4 mM）を 100mgを飽和NaHCO 3（11.9 mM）を 4グラムポリビニルピロリドン（PVP）（4％） 千USP単位のヘパリン 、フィルタリング滅菌し、4℃で保存します。 </li><li>顕微鏡を準備します。 <ul><li>流出の場合には保護用のプラスチックラップと顕微鏡のベースカバーに入る。 </li><li>ラップの上に紙タオルを置く。手術台にはペーパータオルの上に座ります。 </li><li>手術台の表示やスポンジに焦点を当ててピントを事前に調整する。 </li></ul>ヒント：スポンジの上に指を入れて、それに焦点を当てる。魚が手術台上になるとこれは、焦点調整を排除するか、さらに最小化します。 </li><li>魚の重量を量る。 <ul><li>魚の放熱水との完全な約1 / 3 500mLのビーカーを埋める。 </li><li>天びんをテア。 </li><li>ネットを使って魚を集める。離れて簡単にペーパータオルの上でネットを軽くたたくことによってネットと魚から余分な水分を放出する。ビーカーに魚を移す。 </li><li>魚の重量を量る。 </li><li>きれいな水槽に魚を移す。 </li><li>独自のラベルが付いたタンクにそれぞれ秤量した魚を移す。 </li><li>魚の重量に基づいて、それぞれの魚のための注入量を計算する。 </li></ul></li><li>注射器と関連する噴射装置を準備します。注射のために、我々は35G斜めのスチール針と10μlのNanoFilのマイクロシリンジをお勧めします。製造元の指示に従ってNanoFilシリンジとsilflexチューブを準備します。注射器とチューブからの気泡を除去することが重要です。注射器とチューブを充填した後、ポンプにシリンジをマウントして、プログラムは最初に魚のための注入量を。 </li><li>手術台を準備します。 <ul><li>それは高さが約20mmになるように柔らかいスポンジを（そのような＃L800 - D、Jaece産業など）をカット。平らな面に、深さ10〜15ミリメートルであるカットを行います。このカットは、注射のために魚を保持するトラフです。 </li><li> 60ミリメートルペトリ皿にスポンジを設定します。 </li><li>適切なサイズのピペットチップボックスの蓋にスポンジでシャーレを設定します。蓋は、スポンジの温度を維持するために水を保持するのに十分な大きさでなければなりませんが、それが邪魔にしないように十分な浅いはずです。我々は11.4センチメートルL X 7.7センチメートルW × 1.5 cmのP200チップボックスから蓋を使用してD. </li></ul> （箱のふたのペトリ皿のスポンジ）を一緒に組み立てこれらの3つの項目は、手術台を構成する。 </li><li>麻酔薬を準備します。 <ul><li>魚の施設の水から作られたキューブを使用して砕いた氷を作る。 </li></ul>ヒント：典型的なアイスキューブトレイを使用して、それは10-12の魚を麻酔に3トレイがかかります。 <ul><li>砕いた氷できれいな氷のバケツをいっぱいに。 </li><li>このような2.4リットルラバーメイドの食品保存容器などの大型コンテナに手術台を置く。 </li><li>外側のコンテナと手術台にいくつかの施設の水を（暖かい）注ぐ。暖かい放熱水の予備を近くにしてください。 </li><li>外側の容器の中に温度計を置く。 </li></ul></li></ol> 2。麻酔、注射およびリカバリ<ol><li>麻酔外側のコンテナに加えて顕微鏡に隣接して手術台に置きます。近くの氷片のバケツを持っている。 </li><li> 17に水の温度を下げる° Cの氷のチップを追加することによって。重要：このステップでは17℃以下にしないで下さい。 </li><li>外側の容器に魚を転送するためにネットを使用してください。 </li><li>徐々に12に温度を下げるために容器に氷片を追加° C、数分間にわたり。 </li><li>モニターの魚の挙動：17℃で、またはわずかに低く、魚は一般的に、水平に胸ひれを広げ息を呑む、および迅速な蓋の動きを持っているでしょう。温度が下がると、魚が泳いで停止し、よりゆっくりと最終的に泳ぐになります。麻酔の外科的平面に近づくにつれて、喘ぎが停止し、蓋の動きが遅くなります。それが処理さに反応しないときに魚が注射の準備ができています。ほとんどの魚、12℃の場合はCで十分です。大きい魚は寒いWAが必要な場合がありますTER。 </li><li>必要な温度（〜12 ° Cまたは寒い）に達しているとして、それを飽和させるためにスポンジを押してください。 </li><li>彼らは魚をウォームアップし、取扱い中に麻酔からそれを持っていないことを充分に冷たい水に指を近づけないでください。 </li><li>冷たい指で、軽くスポンジの谷に魚を移す。トラフの上腹部や鰓で魚を置きます。 </li><li>迅速顕微鏡ステージに手術台​​を転送する。 </li><li>素早く作業を、慎重に骨盤のフィンの間の正中線に針を挿入する。針は頭側で示す必要があり、肛門にも近い骨盤に挿入される。あなたは、針が体壁に深いときに感じることができるはずです。適切な量​​を注入し、針を撤回。 </li><li>注入後、直ちにその温水タンクの水を介しスポンジから魚を解放することによって、リカバリ用（〜28.5 ° C）タンクに戻し、魚を移す。 ヒント：魚はすぐに水泳開始されない場合、それは静かに鰓に向かって水を旋回して回復を助ける。 </li><li>針を確認してください。時折スケールが取り付けられてもよいし、次の注入の前に削除する必要があります。 </li><li>その後の注射の場合は、° C、次の魚を導入する前に17に戻すまでの麻酔チャンバーの水の温度を持って暖かい施設の水を使用してください。 </li></ol> 3。代表的な結果： <img src="/files/ftp_upload/2126/2126fig1.jpg" alt="図1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図1"> 図1は0.5mg / gのグルコースまたは車両の腹腔内注射後の代表的な結果。魚は、注射前72時間絶食させた。 x軸は時間、ポスト噴射を示しています。 ± SEMを意味する。

<ol><li>Perry, S. F., Davie, P. S., Daxboeck, C., Ellis, A. G., Smith, D. G. Perfusion methods for the study of gill physiology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPerry%2C+SF+%22Fish+Physiology+Volume+X%3A+Gills%2C+Part+B%3A+Ion+and+Water%22">Fish Physiology Volume X: Gills, Part B: Ion and Water</a>. Hoar, W. S., Randall, D. J. , Academic Press, Inc. Orlando. 325-388 (1984).</li>
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</ol>

利害の衝突は宣言されません。

空腹時、ひょう量、麻酔、注射、および回復：腹腔内注射は、5つのステップが含まれます。各ステップの成功を確保することができるベストプラクティスがあります。成功は、健康な魚の患者だけでなく、良い実験結果が含まれています。 空腹時：24時間の高速は、腸の電球を空にする必要があります。このような行為は、魚獣医文献（例えば、ブラウン1993）から取得されます。追加の空腹時の考慮事項について以下に説明します。 長期的な断食：私たちは、72時間高速で注入する前にベースラインレベルに血糖を減少させるために必要であることを発見した（イームズら 、2010）。我々はまた、グルコースの研究のために魚が適切に絶食していることを保証するために必要とされるいくつかの手順があることを発見した。クリーンタンク（底のない破片）で始まります。タンクは明らかに&quot;断食&quot;というラベル、オフライン状態にしてください、そして場所に熱狂的な魚の医療従事者はそれらを給紙されない場所。タンクの外部環境を評価し、ストレスは血糖を上げるために知られているように、障害から強調されてから魚をしないように対策を講じる（チャビンとヤング、1970;グロッフら 、1999。）。例えば、我々は無線は魚のタンクを持っていたベンチに毎日運営された断食実験していた。我々は、血糖値が異常に高いことが判明し、魚が振動によって強調されたと結論づけた。別のストレッサーは過密です。魚は良い魚飼育慣行に準拠して密度に維持する必要があります。推奨事項については、ブランドらを参照してください。 （2002）とウェスターフィールド（1995）。我々は、9リットルタンク（そのボリュームの一部を占めてビー玉の3層で）10〜12魚の密度で私たちの魚を絶食良い結果を得ています。男女を分離することがストレスの原因となりますので、高速の中に混在性別人口を維持することをお勧めします。これは、卵を配置することができることを意味し、そして卵は、それらが食べされないように隔離する必要があります。卵を隔離するための簡単​​な方法は、大理石の2-3層でタンクの底をカバーするものである。水質は、卵や廃棄物を除去することによって、毎日水槽の水の約10-15％を、置き換えることにより維持される必要があります。サイフォン、卵や廃棄物を除去するに適しています。 ひょう量：麻酔ではない魚を計量するとき、注意が正確な計量を確保するために、ビーカーにネットから水の移動を最小限に抑えるよう注意が必要です。ネットが（魚付き）ペーパータオルにブロットされている場合、余分な水分の大部分は除去することができ、重量を正確に測定することができる。それは前の計量に魚を麻酔する方が簡単かもしれませんが、私たちは一日に二度魚を麻酔の可能性のある影響をテストしていません。我々は、それが麻酔され、ゆっくりと乾燥したブロットした後、魚を再び秤量しネッティング/ブロッティング法を持つ最初の魚を秤​​量し、ことによって私たちの技術をテストしている。我々は、メソッド間の体重に有意差は認められなかった（P = 0.7927、t -検定）。さらに、我々は、単にとすぐに（なしブロッティング）網掛けされているビーカーに魚を移すと比較して、このネッティング/ブロッティング法、影響を受けた血糖かどうかを試験した。我々は2つ​​の転送方法との間の血糖値に有意差は認められなかった（P = 0.2241、t -検定）。 麻酔：化学麻酔は、多くの研究に適している。多くの麻酔薬は、（tricaine/MS-222（ブラウン、1993）を含む）、血糖値を上げるので、ここでは、代替手段として、冷たい水の麻酔を実証した。以前の研究では、私たちは冷たい水が（イームズら 、2010）ゼブラフィッシュで血糖値を上昇させないことを決定した。 冷たい水の麻酔の場合は、温度を徐々に減少させるべきである。減少率は小さい魚が大きな魚よりも高速で行くと、魚の大きさに依存するようです。注入に続いて、魚は麻酔薬（下記参照）から、あまりにもゆっくりと回復していることが観察される場合があります。開始温度が低すぎる場合、または温度があまりにも急激に減少しているときにどちらかこれが発生する可能性があります。開始温度は、水に入ると魚が曲がる場合横方向に低すぎる。開始温度が正しければ、魚は最初にそのバランスを維持します。それは、水平の位置にその胸ひれを回して息をのむ、および迅速な蓋の動きを持つことになります。一般的に、それは泳ぐだろう。温度が減少すると、動きが減少し、魚は平衡を失うことになる。魚が反応することなく処理できるときに麻酔の外科平面に到達する。手術の麻酔下で魚を維持するために、あなたの指は、寒くなるので、魚を処理する前に水でそれらを維持する必要があります。スポンジは、魚を麻酔に使用される水と同じ温度で低温に保たれている必要があります。 sufficieである水とスポンジを飽和することが重要です。魚はその上に配置されると、麻酔を維持するためにntly寒い。 注射：前着手注射に、あなたが体壁の厚さの感覚を得るために少なくとも1つの魚を解剖したい場合があります。これは、針が腹腔を入力するように挿入する必要がどこまで判断することができます。さらに、針を挿入するように、針が腹腔内に入ると体壁は、&quot;与える&quot;感じることができる。注入中に、患者を満足させるための手順を実行します。スポンジを注入中に復活するから魚を防ぐために、正しい温度冷たい水で飽和されていることを確認します。よく飽和と柔らかいスポンジは、スケールと、皮膚の被覆粘液へのダメージを最小にするために重要です。よく飽和スポンジはエラが通気保つためにも重要です。我々は、非常に材料の下に、下記のフォームスポンジをお勧めします。最後に、一度魚が麻酔か、魚が下になる時間を最小限に抑えるために迅速に働く。 回復：魚は暖かい水槽の水に入ると実質的に麻酔から回復する必要があります。魚はえらに向かって静かに渦巻く水の回復を高速化するために、すぐに水泳を開始していない場合。回復が遅い場合は、その後、魚が余りにすぐに下に行き、あなたが適切に麻酔の手順を調整する必要があります。緩やかな回復の可能性のある原因は、麻酔下で説明されています。

<table><tbody><tr><td>フォームスポンジ</td><td>Jaece Industries</td><td>L800-D</td><td></td></tr><tr><td>60 mm ペトリ皿</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ピペットチップボックスの蓋</td><td></td><td></td><td>深すぎないもの（例：1.5 cm）</td></tr><tr><td>プラスチック保存容器</td><td></td><td></td><td>深いもの（例：7 cm）</td></tr><tr><td>温度計</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>砕氷</td><td></td><td></td><td>施設内の水で作成</td></tr><tr><td>温めた施設内水</td><td></td><td></td><td>1 liter 以上</td></tr><tr><td>500 ml ビーカー</td><td></td><td></td><td>計量用</td></tr><tr><td>NanoFil シリンジ</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>NANOFIL</td><td>または Hamilton シリンジ</td></tr><tr><td>35ゲージ針</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>NF35BV-2</td><td>斜め切り</td></tr><tr><td>Silflex チュービング</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>SILFLEX-2</td><td></td></tr><tr><td>UltraMicroPump III および Micro4 コントローラー</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>UMPS-1</td><td></td></tr><tr><td>フットスイッチ</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>15867</td><td></td></tr><tr><td>解剖顕微鏡</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>プラスチックラップ</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ペーパータオル</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cortland 塩溶液</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

アダルトゼブラフィッシュへの腹腔内注射

Intraperitoneal Injection into Adult Zebrafish

化学的にゼブラフィッシュを治療するための便利な方法は、それが魚に取り込まれるタンクの水に試薬を導入することである。しかし、この方法では、それが困難な試薬が吸収されるか、または魚ごとに取り上げているどのくらい知っています。特にいくつかの実験的な質問、代謝の研究に関連するものが、より重量に基づいて、それぞれの魚に定義された量を提供することで対処することができます。ここでは、成人のゼブラフィッシュに腹腔内（IP）注入のための手法を提案する。注射は、腹腔内に骨盤に後方である。この手順は、より大きい魚のために使用される獣医の方法から構成されている。我々はゼロの死亡率を観察しているとして、それは、安全です。さらに、我々は127の注射だけうち5における注射部位の出血を見てきました、そしてそれらのそれぞれの場合に出血は簡単な、持続数秒であり、失われた血液の量が少なかった。この手順での成功は、麻酔、注射、および回復の重量を量る、空腹時を含めていくつかのステップを通じて、魚の穏やかな処理が必要です。注意事項は、プロシージャ全体でストレスを最小限にするために必要です。私たちの注意事項は、小さな注入量と35Gの針を使用して含まれています。我々は、浸透淡水魚のために釣り合っている車両、としてコートランドの塩溶液を使用してください。鰓の通気は、注射自体の間に水で飽和したスポンジの中トラフで魚を保持することによって、最初の手術が遅い蓋の動きを可能にする麻酔の飛行機、、第二に、魚を持って来ることによって注入手順の間に維持されます。我々は、グルコースを注入し、血糖値の上昇と正常にその後の復帰を監視することによって、IP注射の有用性を実証する。ストレスが魚類の血糖値を高めるために知られているように、我々は車両の注入および非注入成人で血糖値を比較すると手続きが血糖値の有意​​な上昇が発生しないことを示している。

我々は、成体ゼブラフィッシュに腹腔内注射を示しています。我々はMicro4コントローラとUltraMicroPump IIIによって制御される10μlのNanoFilマイクロシリンジを使用してください。このデモでは、麻酔薬として冷たい水の使用が含まれています。

ゼブラフィッシュを化学的に処理するための簡便な方法は、飼育水に試薬を添加し、魚体に吸収させることです。しかしながら、...

本手順の目的は、成体ゼブラフィッシュの腹腔内に溶液を注入することです。本例では、当研究室でグルコースを注入します。この手順は、血糖恒常性の研究に使用されます。まず、魚の体重を測定し、体重1gあたりに注入する溶液量を決定します。次に、冷水を用いて魚を麻酔させます。最後に、魚を顕微鏡ステージに移動させ、注入を行います。手順の最終ステップは、回復させるために魚を水槽に戻すことです。最終的に、血糖値の測定を通じて、グルコース恒常性の変化を示す結果を得ることができます。こんにちは、シカゴ大学生物体生物学・解剖学部のVictoria Prince研究室のMary Kinkleです。プリンス研究室のステファニー・エイムズです。本日は、成魚のゼブラフィッシュに対する腹腔内投与の手順について解説します。私たちの研究室では、血糖恒常性の調節を研究するためにこの手法を用いています。それでは始めていきましょう。注射のための魚の準備として、まず魚を清潔な水槽に移し、絶食させます。腸球の内容物を空にするには24時間、血糖値をベースラインレベルまで下げるには72時間、魚を絶食させてください。本プロトコルで使用する密度は、9Lのタンクあたり雌雄混合個体を10〜12匹とします。タンクには大理石を3層に敷き詰めます。大理石は卵を隔離し、捕食を防ぐ役割を果たします。サイフォンを用いてタンク内の卵と廃棄物を毎日除去してください。次に、124.1 millimolar 塩化ナトリウム、5.1 millimolar 塩化カリウム、2.9 millimolar ピロリン酸ナトリウム、1.9 millimolar 七水和硫酸マグネシウム、1.4 millimolar 二水和塩化カルシウム、11.9 millimolar 重炭酸ナトリウム、4 g のポリビニルピロリドン、および 1000 USP units のヘパリンを用い、脱イオン水で最終容量を 100 milliliters に調整して Cortland 塩溶液を調製します。フィルターろ過および滅菌を行い、4 °C で保存します。続いて、5 g のグルコースを 10 milliliters の Cortland 塩溶液に溶解させます。0.5 mg/µL のグルコース溶液とするため、フィルターろ過および滅菌を行い、4 °C で保存します。次に、ソフトスポンジの平面側を高さ約 20 millimeter にカットして手術台を準備します。注入時に魚を固定できるよう、深さ 10 to 15 millimeter の切り込みを入れます。スポンジを 60 millimeter のペトリ皿にセットし、スポンジを入れたペトリ皿を P 200 ピペットチップボックスの蓋にセットします。次に、顕微鏡のベースをプラスチックラップとペーパータオルで覆って保護し、顕微鏡の準備をします。液漏れに備え、ペーパータオルの上に手術台を設置します。手術台を確認し、スポンジに焦点を合わせて、あらかじめフォーカスを調整しておきます。スポンジの上に指を置き、そこにピントを合わせてください。これにより、魚を手術台に乗せた際のさらなる焦点調整を最小限に抑えることができます。その後、500 milliliterのビーカーに飼育水を約3分の1まで満たし、魚の重量を測定します。計量器の上で、余分な水をできるだけ除いた状態で魚をネットでビーカーに移し、重量を記録します。重量を測定した各個体は、明確にラベルを貼った水槽に移してください。体重に基づいて注入量を算出します。この例では、Cortland塩溶液に溶解させたグルコース溶液を、体重1gあたり0.5mgの用量で注入します。溶液の濃度が0.5mg/µLであるため、計算式は「1 × 魚の体重(g) = 注入量(µL)」となります。シリンジおよび関連する注入器具を準備してください。本プロトコルでは、グルコース注入に30Gのベベル付きスチール針、超マイクロポンプ、micro fourプロセッサ、および10 µLのナノフィルマイクロシリンジを使用します。Cortland塩溶液に溶解した0.5 mg/µLのグルコースをシリンジに充填してください。シリンジからすべての気泡を除去することが重要です。シリンジを超マイクロポンプに取り付け、micro fourプロセッサの数字キーパッドを使用して、1匹目の魚への注入量をナノリットル単位で入力し、プログラムします。最後に、魚類飼育施設の水で作った氷を十分に砕いて、氷麻酔薬を準備します。アイスバケットを準備するには、手術台を2.4リットルのゴム製食品保存容器などの大きな容器に入れます。外容器と手術台に温めた施設用水を注ぎます。温めた施設用水の予備タンクを近くに用意しておいてください。外容器に温度計を取り付けます。麻酔用の外容器と手術台を顕微鏡の隣に配置します。砕氷を入れたバケツを近くに準備しておきます。水温が17 °Cになるまで、氷片を加え始めます。この工程では、17 °Cを下回らないようにしてください。ネットを使用して、魚を外容器に移します。17 °Cまたはそれよりわずかに低い温度になると、魚は通常、胸鰭を水平に広げ、口をパクパクさせ、鰓蓋を速く動かします。容器に砕氷をゆっくりと加え、数分かけて温度を12 °Cまで下げます。温度が下がるにつれて、魚の泳ぎは緩やかになり、最終的に泳ぐのを止めます。やがて口パクが止まり、鰓蓋の動きが緩やかになります。魚を扱っても反応しなくなれば、注射の準備が整ったことになります。規定の温度に達したら、スポンジを押して十分に浸らせてください。魚に熱を伝え、麻酔から覚まさせないよう、指先を十分に冷水に浸しておきます。冷やした指で、魚を優しくスポンジの溝へ移動させます。魚の腹側を上にし、鰓が溝に位置するように配置します。手術台を速やかに顕微鏡ステージへ移動させます。迅速に作業し、針の先端が頭側を向き、肛門よりも骨盤帯に近い位置に慎重に配置します。骨盤鰭の間の正中線に針を挿入します。針が体壁まで深く到達したことを実感できるはずです。針を挿入すると、体壁を突き抜ける感覚があります。針が腹腔に入ったら、マイクロプロセッサを使用して適切な量を注入してください。フットペダルを使用して、魚の体重1gあたり1µLを注入します。注入後、針を抜き、魚を速やかに回復用の温水タンクに戻します。スポンジからタンクの水中に魚を放し、顕微鏡で針を確認してください。時折、鱗が付着していることがあるため、次の注入前に取り除く必要があります。適切な時間が経過した後、後続のアッセイに進みます。注射前に血糖値をベースラインレベルまで低下させるには、72時間の絶食が必要であることが分かりました。この図において、緑色で示されている非注射コントロールのデータは、赤色で示されている溶媒注射コントロールと有意な差がない血糖値を示しています。一方で、青色の線はグルコースを注射した魚の血糖値を示しており、循環グルコースの上昇と下降を表しています。時間の経過に伴い、グルコース注射群と溶媒注射群の両方の個体は注射の手順中に外科的麻酔下にとどまっていましたが、非注射コントロール群は外科的麻酔下ではありませんでした。以上で、成ゼブラフィッシュへの腹腔内注射の実施方法について説明しました。当研究室では、グルコース溶液を腹腔内（IP）投与した後、様々な時点における血糖濃度の変化を研究しています。しかし、今回ご紹介したこの手法は、目的の溶液を投与する場合にも利用可能です。この処置を行う際は、魚をゆっくりと麻酔し、慎重に取り扱うようにしてください。以上です。ご視聴ありがとうございました。皆様の実験の成功をお祈りしております。

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ここでは、成体のゼブラフィッシュに細胞または薬理学的薬剤を静脈内注射することで、処理されたゼブラフィッシュの細胞生着を促進し、生存率を向上させるための最適化された効果的なプロトコールを紹介します。...

成体ゼブラフィッシュにおける静脈内注射の最適化

逆遺伝学的アプローチは、蚊のベクトルの病原体にどの遺伝子が基礎となる抵抗を決定するための非常に有用であることが証明されている。このビデオプロトコルは、デング熱ウイルスを抱いている女性A.ネッタイシマカ蚊、にdsRNAを注入するジェームズラボで使用される方法を示しています。...

女性A.ネッタイシマカのモスキートへのdsRNAの注射

神経管形成後に、神経上皮は収縮し、真空管が胚の脳室を形成するために胚性脳脊髄液（eCSF）でいっぱいにしながら折る。我々は、よりよい生きている胎児の神経上皮の形状とは対照的に、流体の満たされた空間を視覚化するために、この心室注入技術を開発した。...

ゼブラフィッシュの脳室注入

このプロトコルは、成人のゼブラフィッシュから臓器を特定し、解剖するための手順を説明します。...

アダルトゼブラフィッシュからの臓器の解剖

学ぶアダルトゼブラフィッシュへの腹腔内注射法。冷水麻酔とマイクロシリンジを用いて、血糖恒常性の研究に不可欠な正確な薬液投与を実現します。この手法は代謝プロセスの理解に貢献します。

アダルトゼブラフィッシュへの腹腔内注射

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