이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

온전한 췌장을 가진 마우스 맥관 구조를 통한 관류를 통한 포도당 자극 인슐린 분비

1.4K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/67701

⸱

2025년 7월 25일

 ,  , 
1Joslin Diabetes Center, Harvard Medical School

이 논문에서

요약

여기에서는 가능한 교란 요인을 감소시키면서 내분비 췌장 기능을 평가하기 위한 추가 기술로 온전한 췌장이 있는 마우스 맥관 구조를 통한 관류를 통해 포도당 자극 인슐린 분비(GSIS)를 수행하는 방법에 대한 세부 정보를 제공합니다.

초록

설치류의 포도당 자극 인슐린 분비(GSIS)에 대한 현재 방법은 췌도 및 췌장 절편의 생체 외 주전 융합 또는 정적 배양을 포함합니다. 생체 외 관류 및 정적 배양을 통해 여러 샘플을 효율적으로 신속하게 채취할 수 있습니다. 그러나 이러한 절차는 섬에 외상, 간헐적 저산소증 및 측분비 인슐린 신호 전달 감소를 유발하며, 이 모든 것이 GSIS에 영향을 미칠 수 있습니다. 이러한 부정적인 영향은 온전한 췌장을 가진 마우스 맥관 구조를 통한 관류를 통해 최소화할 수 있으며, 이는 다양한 GSIS 모델에 대한 또 다른 비교 방법을 제공합니다. 이 관류 절차의 중추에는 i) 췌장을 분리하기 위한 혈관 결찰 및 ii) 췌장 맥관 구조의 캐뉼라 삽입이 포함되었습니다. 이 모델에는 7개의 결찰 지점과 2개의 캐뉼라가 포함되었습니다. 그 결과 관류 맥관 구조에는 하복부 대동맥, 복강 및 상장간막 동맥, 분지 지류 및 문맥이 포함되었습니다.

관류액은 연동 펌프를 통해 하복부 대동맥을 캐뉼라로 삽입하는 PE-50 튜브에 ~2mL/min으로 맥관 구조에 도입되었습니다. 관류액은 분리된 맥관 구조를 통과하고 PE-30 튜브를 사용한 캐뉼라 삽입을 통해 문맥을 통해 수집되었습니다. Krebs-Ringer 중탄산염 완충액(KRB, 16mM HEPES 및 0.1% BSA, pH 7.4)에서 3-이소부틸-1-메틸크산틴(IBMX)이 포함된 2.6mM 포도당, 16.8mM 포도당 및 2.6mM 포도당의 각 관류액에 대해 30분 간격으로 관류액을 30분 간격으로 수집했습니다. IBMX 용액은 세척 주기로 정상적인 2.6mM 포도당 용액이 선행되었습니다. 총 시간은 수술 절차의 경우 ~1시간, 관류액 수집의 경우 2시간이었습니다. 인슐린 분비를 측정하기 위해 ELISA를 수행할 때까지 관류액을 동결했습니다.

이 방법 목록은 맥관 구조를 통한 췌장 관류를 통한 인슐린 분비 측정에 대한 자세한 절차적 기초를 제공하여 연구자들이 실험실에서 온전한 췌장 관류를 성공적으로 수행할 수 있기를 희망합니다.

서론

베타 세포 기능을 정량화하고 이해하는 것은 주로 생체 외 주전 융합, 정적 배양, 그리고 최근에는 췌장 절편을 통해 달성되었습니다. 이러한 절차는 고립된 섬의 평가를 허용하지만 앞의 두 절차는 섬의 기능 능력에 영향을 미치는 스트레스 요인을 섬에 가할 수 있습니다. Rosenberg 등의 연구에서 표준 방법을 사용하여 분리된 개 섬은 베타 세포 사멸 증가를 보였으며, 이는 기저막의 손실, 피크노틱 핵의 출현 및 세포사멸체로 입증되었습니다1. 이 연구는 섬 분리 직후 세포사멸을 묘사하는 형태학적 변화가 입증된 인간 췌장 섬의 분리에 대한 또 다른 보고서와 일치합니다 2,3. 증가된 베타 세포 세포사멸은 이러한 섬에서 인슐린 방출을 감소시켜 섬 격리가 손상 및 기능 장애에 취약하다는 개념을 뒷받침합니다.

세포사멸 외에도 섬 분리로 인해 맥관 구조가 손실되어 영양분, 대사산물 및 호르몬의 수송이 손상됩니다 4,5. 이러한 제한으로 인해 어떤 형태의 맥관 구조와 신경 분포를 유지하기 위해 섬 세포를 눈에 이식하는 것과 같은 대안이 생겼습니다6. 섬 분리 동안 맥관 구조의 변화는 또한 생체 내에서 예상되는 것과 다른 보다 조밀한 섬을 생성합니다 7,8.

해부학적 차이에 추가하기 위해 정적으로 배양된 섬의 거동은 분리된 관류 췌장과 다릅니다. 저포도당에서 정적으로 배양된 섬의 경우, 방출된 총 인슐린의 77%(총 4.34ng 중 3.31ng)가 처음 30분 이내에 존재하고 다음 기간에는 거의 존재하지 않는 것으로 나타났습니다. 이는 모든 시점(총 <1.8ng)에서 인슐린 방출이 사실상 0이었던 낮은 포도당 농도에서 분리된 관류 췌장과 극명한 대조를 이룹니다.9. 낮은 포도당 농도에서 이러한 차이를 완전히 밝히기 위해서는 추가 연구가 수행되어야 하지만, 이러한 데이터 차이는 섬 세포의 단층 정적 배양을 통해 추가로 조사된 저산소 죽음 세포로부터의 누출을 나타낼 수 있습니다. 그럼에도 불구하고 현재 방법과 생체 내 환경 간의 이러한 유사성은 외부 타당성을 손상시킬 수 있습니다(표 1).

저산소증을 유발하는 것 외에도 생체 외 주전 융합과 정적 배양은 모두 췌장에서 조직 배양 접시로 섬을 배양하고 분리하여 부유 상태로 유지하는 것을 포함합니다. 이 과정에서 콜라게나제는 일반적으로 췌장 조직 해리를 허용하기 위해 췌관을 통해 관류됩니다. 콜라게나제는 콜라겐 원섬유에 결합하고 중성 프로테아제, 젤라티나제 및 내인성 췌장 프로테아제의 도움으로 콜라겐 원섬유를 풀어줍니다. 함께 이러한 프로테아제는 섬이 세포외 기질과 선포 세포 부착물에서 방출될 때까지 계속 소화됩니다. 이 프로테아제의 혼합물의 균형을 맞추면 분리된 섬의 순도와 기능성 모두에서 다양한 결과가 나타난다10. 콜라게나제의 효능은 또한 균주, 연령, 체중 및 당뇨병 상태와 같은 동물의 특성에 따라 달라집니다. 동물 특이적 특성과 함께 이러한 프로테아제를 사용하면 격리 과정에서 췌도에 해를 끼칠 수 있습니다. 콜라게나제를 투여할 때 이러한 프로테아제는 기저막의 소화를 돕는 내인성 췌장 단백질 분해 효소도 활성화합니다. 그러나 내인성 췌장 효소 활성화를 제어하는 것은 아직 불가능합니다. 따라서, 이것은 재배 과정에서 섬 손상에 역할을 할 수 있다 11,12,13. 에드먼턴의 한 보고서는 분리를 위한 충분한 효소 활성 수준에 도달하면 섬 분리 수율에 영향을 미치는 내인성 프로테아제 활성을 보여주었습니다14,15.

콜라게나제(관내)의 현재 주입 기술은 섬 내부에도 침투하여 섬 단편화가 발생할 수 있으므로 섬 수율이 낮은 것으로 나타났습니다16. Balamurugan 등의 연구에서 콜라게나제는 주입된 마우스 췌장 내의 섬과 선방 조직에 국한되어 강렬한 염증과 세포사멸 경로의 활성화를 유발하는 것으로 나타났습니다17. 격리 단계에서 살아남은 섬도 인슐린 방출 능력이 감소한 것으로 나타났습니다.

또한 섬 준비 중 기계적 응력 및 배양 중 저산소증 유발 괴사와 같은 다른 요인은 모두 섬 기능에 중요한 역할을 합니다18. 이러한 특성은 췌장을 분리할 때 섬의 생존 가능성에 영향을 미쳐 결과적으로 그 결과적인 기능에 영향을 미칠 수 있습니다.

생 체 외 주류 및 정적 배양을 통한 섬 분리 및 평가와는 별개로, 살아있는 췌장 절편의 섬은 내분비 세포 반응을 측정하는 데 사용되는 또 다른 생체 외 방법입니다19. 이 시스템에서는 섬 격리 절차로 인한 화학적 스트레스를 피할 수 있습니다. 또한, 섬 미세 환경은 손상되지 않은 상태로 유지되어 생 체 내 상태에 더 가까운 섬 생리학 연구가 가능하다20. 생체 외 주류 및 정적 배양과 유사하게 이것은 췌장에 대한 지식을 습득하는 데 계속해서 중요한 역할을 할 방법입니다. 그러나 일부 제한 사항에는 슬라이스 생성 중 기계적 스트레스와 병리학 및 생리학에 대한 온전한 췌장에 대한 전반적인 전체론적 관점이 부족하다는 점이 포함됩니다. 슬라이스는 췌장 내의 특정 영역을 나타내며, 이는 샘플 크기 감소 및 제한된 보기로 인해 일반화 가능성을 감소시킵니다21.

이 섬 격리 및 기타 방법에는 섬에 부과될 수 있는 다양한 스트레스 요인 지점이 수반됩니다. 기계적 스트레스, 저산소증, 프로테아제 과잉 활동 및 제한된 시야는 모두 결과 섬 수율과 전반적인 외부 타당성에 중요한 역할을 합니다. 이러한 요인은 마우스 맥관 구조를 통한 췌장의 관류를 통해 감소될 수 있으며, 이는 위의 모든 스트레스 요인을 최소화하는 동시에 세포 무결성 유지로 인해 체내에 존재하는 다른 분비 촉진제 및 약리학적 제제의 효과를 검사할 수 있습니다22. 이전 연구에서는 섬 혈류가 혈장 인슐린 수치에 미치는 영향을 보여주었습니다23; 차례로, 섬 혈류를 변화시키는 안지오텐신 펩타이드 및 교감 신경 작용제와 같은 혈관 활성 분자는 섬 기능과 인슐린 방출을 변화시킵니다24,25. 췌장 관류를 통해 이러한 분자와 기타 다른 분자가 내분비 세포 반응에 어떤 영향을 미칠 수 있는지에 대한 추가 평가가 가능합니다. 이 시스템은 온전한 맥관 구조와 신경분포가 있는 자연 미세 환경에서 누화가 있는 경우 내분비 췌장 생물학에 대한 우리의 이해를 더욱 개념적으로 발전시킬 수 있기를 희망합니다. 또한, 이 프로토콜에서 온전한 췌장의 관류는 장기를 분리할 수 있게 하여 전체 마우스의 관류와 비교할 때 순환에서 인슐린을 제거하는 간과 같은 다른 기관의 잠재적 교란 요인을 줄입니다. 전체 마우스의 관류는 수술 기술을 줄일 수 있습니다. 그러나 췌장 후 간(아마도 문맥)에 도달하기 전에 혈관을 통해 관류액을 수집해야 합니다. 문맥 수집에는 계속해서 캐뉼라 삽입이 필요합니다. 전체 마우스 관류는 수술 단계를 줄이는 이점을 제공하지만 안지오텐신 펩타이드를 생성하는 신장 및 폐와 같은 기관에서 생성되는 교란 요인으로 인해 한계가 있습니다. 그러나 이것은 다른 기관에서 생성된 혈관활성 분자가 췌도에 미치는 영향을 조사할 때 유용할 수 있는 새로운 접근 방식이 될 것이며, 이는 최우선 순위입니다.

전체 췌장 관류는 과거에 다른 사람들에 의해 성공적으로 수행되었습니다 7,22,26. 이 업데이트된 프로토콜에서 마우스의 사용은 쥐에 비해 해부학적 구조가 작기 때문에 기술적 과제가 증가합니다. 그러나, 이 절차는 3마리의 독립적인 마우스의 온전한 췌장에서 잘 특성화된 인슐린 분비 프로파일을 시연함으로써 이 프로토콜의 타당성을 성공적으로 입증합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

설치류에 대해 수행된 모든 연구는 Joslin Diabetes Research Center 지침(승인 번호 22-01)을 준수합니다.

1. 시작

  1. 마취를 시행합니다.
    1. 안락사를 위해 28G 바늘을 통해 뒷허벅지 중 하나를 통해 근육 주사된 케타민/자일라진 혼합물(~75mg/kg의 케타민 HCl 혼합물)을 공복 상태의 정상혈당 마우스(실험에 사용된 Flox/Cre 53-74주령 M/F)를 주사합니다.
      참고: 정상혈당, 공복 마우스의 사용은 케타민의 효과를 줄이는 데 중요합니다. 그러나 마취제로 대체할 수 있습니다.
    2. 반사를 확인하기 위해 집게로 뒷발을 꼬집어 마우스가 적절하게 마취되었는지 확인하십시오.
      참고: 반사 부족은 꼬집은 다리의 움직임 부족으로 표시됩니다.
    3. 마취 중 건조함을 예방하고 각막 궤양을 예방하기 위해 멸균 안과용 연고를 눈에 투여합니다.
  2. 피사체를 확보하십시오.
    1. 이 실험은 자석이 자석 보드에 부착된 자석으로 팔다리에 연결되는 고무 밴드에 부착된 자석을 통해 완료되는 절차 중에 마우스가 고정되어 있고 제자리에 유지되는지 확인합니다.
  3. 절개 부위를 청소하십시오.
    1. 마우스의 털로 인한 오염을 방지하기 위해 마우스에 70% 에탄올을 뿌려야 합니다.
      참고: 마우스를 면도하면 털로 인한 오염 가능성이 줄어듭니다.
  4. 절개를 수행합니다.
    1. 집게/핀셋을 사용하여 항문에서 2-3cm 꼬집고 구부러진 가위로 복막을 뚫으면서 위쪽으로 자릅니다.
    2. 정중선에서 갈비뼈 및 마우스의 측면 부분까지 대각선 절개를 만듭니다.
    3. 반대쪽에 동일한 절개를 만듭니다.
      참고: 목표는 직장 근처에서 횡격막까지 복강을 적절하게 볼 수 있도록 하는 것입니다

2. 결찰

  1. 위 동맥을 결찰합니다.
    1. 뭉툭한 집게/손가락으로 내장을 동물의 오른쪽으로 움직입니다. 위를 들어 올려 위 동맥과 정맥을 찾습니다.
      참고: 하부 식도에서 상부 위까지 이어지는 혈관의 시각화를 통해 식별된 위 동맥 및 정맥.
    2. 7-0 봉합사(바늘 없음)를 잡고 결찰을 준비하기 위해 무딘 겸자를 사용하여 위 동맥 아래에 놓습니다.
    3. 외과 의사의 매듭을 만들고 단단한 매듭을 통해 적절한 결찰을 보장합니다.
      알림: 매듭의 유형은 중요하지 않습니다. 혈류 예방은 결찰된 장기의 색상을 더 옅은 모양으로 바꾸거나 장기를 제거하고 결찰 지점에서 혈액 배출을 모니터링함으로써 결정할 수 있습니다. 위 동맥의 결찰은 위 내용물의 영향을 받지 않습니다. 이것은 또한 위혈관으로의 누출을 줄이고 관류액을 복강 동맥으로 보냅니다.
  2. 왼쪽 신장 혈관을 결찰합니다.
    1. 왼쪽 신장 혈관에 대해 2.1.1-2.1.3단계를 반복합니다.
      1. 왼쪽 신장에 연결되는 밝은 빨간색과 짙은 보라색 혈관을 시각화하여 왼쪽 신장 혈관을 식별합니다. 이 단계는 신장 혈관으로의 누출을 방지하고 관류액을 복강 동맥으로 리디렉션합니다.
  3. 상복부 대동맥을 결찰합니다.
    1. 2.1.1-2.1.3단계를 반복합니다.
      1. 복강 동맥, 상장간막 동맥 및 좌측 신장 혈관의 분지 혈관이 있는 정중선 밝은 빨간색 혈관을 시각화하여 상복부 대동맥을 식별합니다. 복강 동맥보다 위쪽에 결찰을 수행하여 상복부 대동맥을 통한 누출을 줄이고 복강 동맥과 결국 췌장으로의 흐름을 보장합니다.
  4. 오른쪽 신장 혈관을 결찰합니다.
    1. 내장을 동물의 왼쪽으로 옮깁니다. 오른쪽 신장을 중심으로 조직/지방을 꼬집어 오른쪽 신장 혈관을 식별합니다.
    2. 2.1.1-2.1.3단계를 반복합니다.
      1. 하대정맥과 복부 대동맥 모두에 연결된 오른쪽 신장에 연결된 보라색/짙은 빨간색 혈관(눈에 보이지 않는 동맥이 아래에 있는 오른쪽 신정맥 모두)을 시각화하여 오른쪽 신장 혈관을 식별합니다. 이 단계는 왼쪽 신장 혈관과 2.2단계와 유사하여 췌장을 추가로 분리할 수 있습니다. 그러나 이 혈관이 하대정맥에 근접해 있으니 주의하십시오.
  5. 하대정맥의 복부 부분을 결찰합니다.
    1. 오른쪽 신정맥에 분기 연결이 있는 더 큰 보라색 혈관의 시각화를 통해 하대정맥의 복부 부분을 식별합니다.
    2. 2.1.1-2.1.3단계를 반복합니다.
      참고: 이 단계는 관류액이 수집될 문맥을 통과하는 혈액에서 잠재적인 교란 요인을 줄입니다.
  6. 분기 전에 하복부 대동맥을 결찰합니다(그림 1)
    1. 2.1.1-2.1.3단계를 반복합니다.
    2. 분기 직전에 결찰한 후 첫 번째 매듭 위 0.5cm 정도의 대동맥 아래에 봉합실을 놓습니다. 이 봉합사를 사용하여 캐뉼라를 제자리에 묶습니다.
    3. 봉합사와 결찰된 봉합사 사이의 공간을 사용하여 캐뉼라 삽입을 위해 튜브를 삽입합니다. 이 결찰은 관류액이 하복부 대동맥을 통해 복강 동맥을 향해 흐르도록 합니다.
  7. 문맥 결찰(그림 2)
    1. 문맥을 적절하게 시각화할 수 있도록 장을 동물의 왼쪽으로 이동합니다.
    2. 횡격막과 갈비뼈에 절개를 만들어 필요에 따라 문맥을 볼 수 있는 더 많은 공간을 만들고 결찰 및 캐뉼라 삽입을 위한 적절한 견인을 제공합니다.
    3. 나중에 캐뉼라 삽입을 위한 공간을 확보하기 위해 혈관을 가능한 한 우월하게(간에 더 가깝게) 결찰합니다.
    4. 첫 번째 봉합사보다 낮지만 췌장 위에 두 번째 봉합사를 배치합니다. 2.7.2단계를 수행하면 피험자가 사망합니다. 또한 이 단계는 관류액을 수집하고 캐뉼라 삽입 지점보다 우수한 잠재적인 역류를 방지하는 데 중요합니다.

3. 캐뉼라 삽입

  1. 하복부 대동맥을 캐뉼라로 삽입합니다.
    1. 하단 매듭과 상부 봉합사 사이의 하복부 대동맥에 가위로 0.5-1.5mm 절개를 만듭니다.
    2. 가장 낮은 매듭을 지렛대로 사용하여 더 우수한 봉합사에 도달할 때까지 닉을 통해 대동맥에 튜브를 삽입합니다. 찢어지지 않도록 주의하세요.
    3. 더 우수한 봉합사를 매듭으로 묶어 튜브를 제자리에 고정합니다.
      알림: 이 단계를 통해 관류액이 밀폐된 시스템에 들어갈 수 있습니다. 결찰이 제자리에 있으면 관류액은 하복부 대동맥의 진입점에서 복강 동맥을 거쳐 췌장 혈관으로 이동하여 관류액을 수집할 수 있는 간문맥으로 끝나야 합니다.
  2. 문맥을 캐뉼라합니다.
    1. 문맥이 췌장을 떠난 직후 문맥에 0.5-1mm 절개를 만듭니다.
    2. 한 손에 뭉툭한 집게로 상단 매듭을 지렛대로 잡고 집게를 사용하여 튜브를 문맥에 삽입하여 다른 손으로 튜브를 잡습니다.
    3. 가능하면 두 번째 봉합사를 사용하여 튜브를 제자리에 묶습니다.
      알림: 이 단계는 존재하는 체액에 대한 췌장의 충격과 함께 관류액이 빠져나가야 하는 밀폐된 시스템의 종점입니다.

4. 수집

  1. 관류를 수행합니다.
    1. 하복부 대동맥 튜브를 삽입하기 전에 관류액이 원하는 속도(~2mL/min)로 흐르면서 관류 시스템이 시작되었는지 확인하십시오.
      알림: 관류액은 문맥 캐뉼라 삽입에서 수집 튜브로 배출되어야 합니다. 중합효소연쇄반응(PCR) 튜브를 사용하여 보관을 용이하게 할 수 있습니다. 여기에 사용되는 관류액은 Krebs-Ringer 중탄산염 완충액(KRB, 16mM HEPES 및 0.1% BSA, pH 7.4)에 1.2mM 3-이소부틸-1-메틸크산틴(IBMX)이 포함된 2.6mM 포도당, 16.8mM 포도당 및 3-이소부틸-1-메틸크산틴(IBMX)이 포함된 2.6mM 포도당입니다. 관류액 용액은 저포도당 용액에서 고포도당으로 시작하여 다시 저포도당으로 돌아가 제어를 위한 IBX 용액으로 끝났습니다.
  2. 관류액을 수집하십시오.
    1. 30분 간격으로 관류액을 PCR 튜브에 수집합니다(3분마다 튜브 교체).
    2. 30분 간격마다 솔루션을 전환합니다.
    3. 샘플로 효소 결합 면역흡착 분석(ELISA)을 수행합니다. 적절하게 보관하면 나중에 이 작업을 수행할 수 있습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

ELISA 후 결과는 관류액 포도당 수치에 따라 어느 정도까지 마우스 췌장에서 인슐린 분비를 입증해야 합니다. 생쥐에서 이 절차의 참신함으로 인해 결과와 성공 여부를 분석하는 것은 관류된 생쥐 췌장에 대한 다른 여러 시도와의 비교에 달려 있습니다. 높은 포도당 농도에 대한 이상 인슐린 반응은 인간 피험자 및 섬 주전 융합 방법으로 평가된 바와 같이 생리학적인 것으로 간주됩니다. 제시된 결과는 쥐의 이전 췌장 관류와 유사합니다22. 3개의 독립적인 실험에서 평균 인슐린 수치는 고포도당(16.8mM)에 의해 유도된 특징적인 1단계 인슐린 분비를 보여주며, 포도당 농도가 낮아지면 분비가 억제되고 분비 촉진제(IBMX)에 대한 반응으로 분비가 증가합니다. 사용된 마우스는 수컷과 암컷 모두 1세 이상이었습니다(그림 3). 다른 특성을 가진 쥐의 관류 췌장을 검사하는 추가 연구가 수행되...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

위에서 설명한 프로토콜은 온전한 췌장, 2개의 입구(복강 및 상장간막 동맥) 및 1개의 출구(간문맥)로 구성된 밀폐된 시스템을 만드는 것을 목표로 합니다. 다른 모든 혈관은 관류액이 통과할 때 누출을 방지하고 췌장 자체를 미세 환경과 격리하기 위해 결찰됩니다. 이 프로토콜의 결찰 단계는 또한 안지오텐신 펩타이드를 분비하거나 순환계에서 인슐린을 빠르게 제거할 수 있는 신장, 간 또는 폐와 같이 잠재적으로 결과를 혼란스럽게 할 수 있는 다른 기관으로 이동하지 않고 췌장을 통해 관류액의 흐름을 허용합니다. 이 프로토콜 내에서 두 가지 중요한 단계는 결과 검색 능력에 영향을 미칩니다: 하복부 대동맥과 문맥의 캐뉼라 삽입. 하복부 대동맥의 경우, 마우스 맥관 구조를 통한 관류액의 적절한 흐름을 보장하기 위해 누출을 최소화하면서 진입을 보장하는 것이 필요합니다. 누출은 관류 개구부를 통과할 수 있는 저항이 가장 적은 경로를 따르기 때문에 맥관 구조를 통한 관류액의 흐름을 손상시킬...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 이해 상충이 없다고 보고합니다.

감사의 글

저자는 이 프로젝트 전반에 걸쳐 유용한 상담, 기술 지원 및 멘토링에 대해 Christopher Cahill, Jennifer Hollister-Lock, Drs. Susan Bonner-Weir, Kanako Iwasaki, Francesko Hela 및 Priscila Carapeto에게 감사드립니다. 이 연구는 NIDDK R01 DK132535 보조금의 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
섬유막 산소 공급기하버드 장치73-3757산소가 관류액에 들어갈 수 있도록 합니다.
가열 패드브레인트리 사이언티픽39옴
케타민/자일라진패터슨 수의학78908598
마그네틱 보드브레인트리 사이언티픽39옴
고무 밴드가 있는 자석브레인트리 사이언티픽39옴
현미경 검사 법해당 사항 없음해당 사항 없음특정 회사 없음
산소 탱크해당 사항 없음해당 사항 없음특정 회사 없음
PCR 튜브써모피셔/인비트로젠AM12225관류액 수집에 사용
PE-30 튜브브레인트리 사이언티픽PE30
PE-50 튜브브레인트리 사이언티픽PE50 시리즈
연동 펌프해당 사항 없음해당 사항 없음특정 회사 없음
수술 도구해당 사항 없음해당 사항 없음특정 회사 없음
봉합 사해당 사항 없음해당 사항 없음특정 회사 없음

참고문헌

  1. Rosenberg, L., Wang, R., Paraskevas, S. Structural and functional changes resulting from islet isolation lead to islet cell death. Surgery. 126 (2), 393-398 (1999).
  2. Paraskevas, S., et al. Apoptosis occurs in freshly isolated human islets under standard culture conditions. Transplant Proc. 29 (1-2), 750-752 (1997).
  3. Bottino, R., et al. Response of human islets to isolation stress and the effect of antioxidant treatment. Diabetes. 53 (10), 2559-2568 (2004).
  4. Burganova, G., Bridges, C., Thorn, P., Landsman, L. The role of vascular cells in pancreatic beta-cell function. Front Endocrinol. 12, 667170(2021).
  5. Jansson, L., Carlsson, P. -O. Graft vascular function after transplantation of pancreatic islets. Diabetologia. 45 (6), 749-763 (2002).
  6. Leibiger, I. B., Berggren, P. -O. Intraocular in vivo imaging of pancreatic islet cell physiology/pathology. Mol Metab. 6 (9), 1002-1009 (2017).
  7. Weir, G. C., Atkins, R. F., Martin, D. B. Glucagon secretion from the perfused rat pancreas following acute and chronic streptozotocin. Metabolism. 25 (11 Suppl), 1519-1521 (1976).
  8. Pisania, A., et al. Quantitative analysis of cell composition and purity of human pancreatic islet preparations. Lab Invest. 90 (11), 1661-1675 (2010).
  9. Weir, G. C., Leahy, J. L., Braunstein, L. P. Characteristics of insulin and glucagon release from the perfused pancreas, intact isolated islets, and dispersed islet cells. Horm Res. 24 (1), 62-72 (1986).
  10. Fathi, I., Goto, M. Collagenases in Pancreatic Islet Isolation. Transplantation, Bioengineering, and Regeneration of the Endocrine Pancreas. , Elsevier Academic Press. (2019).
  11. Heiser, A., Ulrichs, K., Müller-Ruchholtz, W. Isolation of porcine pancreatic islets: low trypsin activity during the isolation procedure guarantees reproducible high islet yields. J Clin Lab Anal. 8 (6), 407-411 (1994).
  12. Basir, I., et al. Improved outcome of pig islet isolation by Pefabloc inhibition of trypsin. Transplant Proc. 29 (4), 1939-1941 (1997).
  13. White, S. A., et al. A preliminary study of the activation of endogenous pancreatic exocrine enzymes during automated porcine islet isolation. Cell Transplant. 8 (3), 265-276 (1999).
  14. Lakey, J. R. T., et al. Serine-protease inhibition during islet isolation increases islet yield from human pancreases with prolonged ischemia. Transplantation. 72 (4), 565-570 (2001).
  15. Rose, N. L., Palcic, M. M., Helms, L. M. H., Lakey, J. R. T. Evaluation of Pefabloc as a serine protease inhibitor during human-islet isolation. Transplantation. 75 (4), 462-466 (2003).
  16. Cross, S. E., et al. Collagenase penetrates human pancreatic islets following standard intraductal administration. Transplantation. 86 (7), 907-911 (2008).
  17. Balamurugan, A. N., et al. Harmful delayed effects of exogenous isolation enzymes on isolated human islets: relevance to clinical transplantation. Am J Transplant. 5 (11), 2671-2681 (2005).
  18. Li, W. Functional analysis of islet cells in vitro, in situ, and in vivo. Semin Cell Dev Biol. 103, 14-19 (2020).
  19. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nat Protoc. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  20. Cohrs, C. M., et al. Bridging the gap: pancreas tissue slices from organ and tissue donors for the study of diabetes pathogenesis. Diabetes. 73 (1), 11-22 (2024).
  21. Panzer, J. K., et al. Pancreas tissue slices from organ donors enable in situ analysis of type 1 diabetes pathogenesis. JCI Insight. 5 (8), e134525(2020).
  22. Wargent, E. T. Measurement of insulin secretion using pancreas perfusion in the rodent. Methods Mol Biol. 2076, 281-297 (2020).
  23. Tamayo, A., et al. Pericyte control of blood flow in intraocular islet grafts impacts glucose homeostasis in mice. Diabetes. 71 (8), 1679-1693 (2022).
  24. Yuan, L., Li, Y., Li, G., Song, Y., Gong, X. Ang(1-7) treatment attenuates β-cell dysfunction by improving pancreatic microcirculation in a rat model of type 2 diabetes. J Endocrinol Invest. 36 (11), 931-937 (2013).
  25. Carlsson, P. -O., Berne, C., Jansson, L. Angiotensin II and the endocrine pancreas: effects on islet blood flow and insulin secretion in rats. Diabetologia. 41 (2), 127-133 (1998).
  26. Penhos, J. C., et al. A rat pancreas-small gut preparation for the study of intestinal factor(s) and insulin release. Diabetes. 18 (11), 733-738 (1969).
  27. Ma, Y. H., et al. Differences in insulin secretion between the rat and mouse: role of cAMP. Eur J Endocrinol. 132 (3), 370-376 (1995).
  28. Aynsley-Green, A., Biebuyck, J. F., Alberti, K. G. Anaesthesia and insulin secretion: the effects of diethyl ether, halothane, pentobarbitone sodium and ketamine hydrochloride on intravenous glucose tolerance and insulin secretion in the rat. Diabetologia. 9 (4), 274-281 (1973).
  29. Chen, H., Li, L., Xia, H. Diabetes alters the blood glucose response to ketamine in streptozotocin-diabetic rats. Int J Clin Exp Med. 8 (7), 11347-11351 (2015).
  30. Lehmann, R., et al. Effects of ketamine sedation on glucose clearance, insulin secretion and counterregulatory hormone production in baboons (Papio hamadryas). J Med Primatol. 26 (6), 312-321 (1997).
  31. Sharif, S. I., Abouazra, H. A. Effect of intravenous ketamine administration on blood glucose levels in conscious rabbits. Am J Pharm Toxicol. 4 (2), 38-45 (2009).
  32. Komatsu, M., Takei, M., Ishii, H., Sato, Y. Glucose-stimulated insulin secretion: a newer perspective. J Diabetes Investig. 4 (6), 511-516 (2013).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그

ELISA
온전한 췌장을 가진 마우스 맥관 구조를 통한 관류를 통한 포도당 자극 인슐린 분비
문의하기
사서에게 추천하기

개인정보

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.