Methodenartikel

Implementatie van minimaal invasieve hersentumorresectie bij knaagdieren voor weefselverzameling met hoge levensvatbaarheid

DOI:

10.3791/64048

⸱

9 mei 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft een gestandaardiseerde resectie van hersentumoren bij knaagdieren door middel van een minimaal invasieve aanpak met een geïntegreerd weefselbehoudsysteem. Deze techniek heeft implicaties voor het nauwkeurig spiegelen van de zorgstandaard in knaagdier- en andere diermodellen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft een gestandaardiseerd paradigma voor resectie van hersentumoren bij knaagdieren en weefselbehoud. In de klinische praktijk is maximale tumorresectie de standaardbehandeling voor de meeste hersentumoren. De meeste momenteel beschikbare preklinische hersentumormodellen bevatten echter geen resectie of gebruiken chirurgische resectiemodellen die tijdrovend zijn en leiden tot significante postoperatieve morbiditeit, mortaliteit of experimentele variabiliteit. Bovendien kan het uitvoeren van resectie bij knaagdieren om verschillende redenen ontmoedigend zijn, waaronder een gebrek aan klinisch vergelijkbare chirurgische hulpmiddelen of protocollen en de afwezigheid van een gevestigd platform voor gestandaardiseerde weefselverzameling. Dit protocol benadrukt het gebruik van een multifunctioneel, niet-ablatief resectieapparaat en een geïntegreerd weefselconserveringssysteem dat is aangepast aan de klinische versie van het apparaat. Het apparaat dat in de huidige studie wordt toegepast, combineert afstembare zuigkracht en een cilindrisch blad bij de opening om nauwkeurig weefsel te tasten, te snijden en te zuigen. Het minimaal invasieve resectieapparaat voert zijn functies uit via hetzelfde braamgat dat wordt gebruikt voor de initiële tumorimplantatie. Deze aanpak minimaliseert veranderingen in de regionale anatomie tijdens biopsie- of resectieoperaties en vermindert het risico op aanzienlijk bloedverlies. Deze factoren verminderden de operatietijd (<2 min/dier) aanzienlijk, verbeterden de overleving van postoperatieve dieren, lagere variabiliteit in experimentele groepen en resulteren in een hoge levensvatbaarheid van gereseceerde weefsels en cellen voor toekomstige analyses. Dit proces wordt vergemakkelijkt door een messnelheid van ~ 1.400 cycli / min, waardoor weefsels kunnen worden geoogst in een steriel gesloten systeem dat kan worden gevuld met een fysiologische oplossing naar keuze. Gezien het opkomende belang van het bestuderen en nauwkeurig modelleren van de impact van chirurgie, behoud en rigoureuze vergelijkende analyse van geregionaliseerde tumorresectiemonsters en intra-cavity-afgeleverde therapeutica, zal dit unieke protocol de mogelijkheden uitbreiden om onbeantwoorde vragen over perioperatief beheer en therapeutische ontdekking voor hersentumorpatiënten te verkennen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Glioblastoom (GBM) is de meest voorkomende en agressieve primaire hersentumor bij volwassenen. Ondanks recente vooruitgang in neurochirurgie, gerichte medicijnontwikkeling en bestralingstherapie, is de 5-jaarsoverleving voor GBM-patiënten minder dan 5%, een statistiek die in meer dan drie decennia niet significant is verbeterd1. Daarom is er behoefte aan effectievere behandelingsstrategieën.

Om nieuwe therapieën te ontwikkelen, wordt het steeds duidelijker dat onderzoeksprotocollen (1) vertaalbare preklinische modellen moeten gebruiken die de tumorheterogeniteit en micro-omgeving nauwkeurig samenvatten, (2) het standaard therapeutische regime weerspiegelen dat wordt gebruikt bij patiënten met GBM, dat momenteel chirurgie, radiotherapie en chemotherapie omvat, en (3) rekening houden met het verschil tussen gereseceerde kern en rest, invasieve tumorweefsels 2,3,4,5. De meeste van de momenteel beschikbare preklinische hersentumormodellen implementeren echter geen chirurgische resectie of gebruiken chirurgische resectiemodellen die relatief tijdrovend zijn, wat leidt tot een aanzienlijke hoeveelheid bloedverlies of geen standaardisatie. Bovendien kan het uitvoeren van resectie van hersentumoren bij knaagdieren een uitdaging zijn vanwege een gebrek aan klinisch vergelijkbare chirurgische hulpmiddelen of protocollen en de afwezigheid van een gevestigd platform6 voor systematische weefselverzameling (tabel 1).

Het huidige protocol heeft tot doel een gestandaardiseerd paradigma te beschrijven voor de resectie en weefselconservering van hersentumoren bij knaagdieren met behulp van een multifunctioneel niet-ablatief minimaal invasief resectiesysteem (MIRS) en een geïntegreerd weefselconserveringssysteem (TPS) (figuur 1). Verwacht wordt dat deze unieke techniek een gestandaardiseerd platform zal bieden dat kan worden gebruikt in verschillende onderzoeken in preklinisch onderzoek voor GBM en andere soorten hersentumormodellen. Onderzoekers die therapeutische of diagnostische modaliteiten voor hersentumoren onderzoeken, kunnen dit protocol implementeren om een gestandaardiseerde resectie in hun studies te bereiken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierstudies werden goedgekeurd door de Universiteit van Maryland en de Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee. C57BL/6 vrouwelijke muizen, 6-8 weken oud, werden gebruikt voor deze studie. De muizen werden verkregen uit commerciële bronnen (zie Tabel van Materialen). Alle bioveiligheidsniveau 2 (BSL-2) voorschriften werden gevolgd, inclusief het gebruik van maskers, handschoenen en jassen.

1. Initiële implantatie van intracraniële tumoren

  1. Injecteer in de beginfase van het onderzoek elke muis intracranieel met 100.000 cellen (GL261 murine glioom cellijn) gesuspendeerd in 4 μL fosfaat gebufferde zoutoplossing (1x PBS) tot een diepte van 2,5 mm na het eerder gepubliceerde rapport7.
  2. Kwantificeer het tumorsignaal in elke muis met behulp van het in vivo beeldvormingssysteem8 9 dagen na tumorimplantatie.
    OPMERKING: Stratificeer indien nodig de muizen in twee groepen op basis van tumorlast. In deze studie waren de twee groepen: (1) muizen met een relatief kleine tumorlast (gemiddeld bioluminescent signaal = 5,5e+006 ± 0,1e+006 fotonen/s, n = 10) en (2) muizen met een relatief grote tumorlast (gemiddeld bioluminescent signaal = 1,69e+007 ± 0,2e+007 fotonen/s, n = 10), (p < 0,05, Mann-Whitney test)9.
  3. Verdeel elke groep in twee vergelijkbare subgroepen.
    OPMERKING: In deze studie waren de twee subgroepen: onbehandelde muizen (n = 5) en muizen met tumoren die chirurgische resectie ondergingen met behulp van de MIRS (n = 5), (p > 0,05, Mann-Whitney-test)9.
  4. Vanaf de dag van de resectie volgt u de tumorprogressie met behulp van het in vivo beeldvormingssysteem met een frequentie op basis van het tumorgroeipatroon.
    OPMERKING: Voor de GL261-cellijn volgt u de tumorprogressie op de dag van de resectie en vervolgens om de 3-6 dagen.

2. Tumorresectie met MIRS

  1. Verdoof de muis met behulp van een isofluraan-O2 gasmengsel in een inductiekamer of intraperitoneale injectie van xylazine/ketamine-oplossing.
    1. Als u het gasanestheticum gebruikt, stelt u het gasdebiet in op 1,0 ml / min en de verdamper op 2,0% voor anesthesie-inductie, meestal vereist u 3-5 minuten in de kamer (zie materiaaltabel).
    2. Als u het injecteerbare anestheticum gebruikt, verdoof de muizen dan door 0,2 ml anesthetische oplossing (80-100 mg / kg ketamine en 10-12,5 mg / kg xylazine, zie materiaaltabel) intraperitoneaal te injecteren.
  2. Beoordeel het dier op voldoende sedatie door in de teen te knijpen. Breng oogheelkundige zalf aan op de ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen. Dien een pijnstillend middel (0,03-0,06 mg/kg buprenorfine subcutaan) toe voorafgaand aan de procedure.
  3. Plaats de muis op het stereotactische frame (zie Materiaaltabel) zodra de volledige sedatie is bevestigd.
    OPMERKING: Als u het gasanestheticum gebruikt, plaatst u de neus van de muis in een neuskegel waar deze tijdens de procedure het isofluraan-O2-mengsel blijft ontvangen (1,5%).
  4. Verwijder het vorige nietje en verwijder het haar met een ontharingscrème of door te scheren. Desinfecteer de huid met afwisselende cycli van een scrub op basis van chloorhexidine /betadine en alcohol. Maak vervolgens met behulp van een steriel scalpel een longitudinale middenlijnincisie van 1 cm langs het vorige chirurgische litteken.
  5. Bevestig het MIRS-handstuk aan de stereotactische arm via de podiumadapter/handstukhouder voor meer stabiliteit en precisie.
  6. Stel de MIRS-machine in (zie Materiaaltabel) met behulp van de volgende instellingen (figuur 1).
    1. Steek het netsnoer op het achterpaneel in het netsnoerrecipiënt. Schakel de stroom naar het systeem in of uit door te schakelen (1 = AAN, 0 = UIT).
    2. Steek het ene uiteinde van de stikstofslang (meegeleverd met de console) in de mannelijke fitting op het achterpaneel van de console. Draai de verbindingsmoer met de klok mee om de verbinding aan te draaien.
      OPMERKING: Het andere uiteinde van de slang moet worden aangesloten op de stikstoftoevoer.
    3. Voordat u de slang aan de stikstoftoevoer bevestigt, controleert u of de voedingsdruk niet hoger is dan 100 psig, wat de aanbevolen ingangsvoedingsdruk is voor de console.
      OPMERKING: De console genereert zijn eigen aspiratie wanneer deze wordt geactiveerd door het voetpedaal zodra de stikstof aan de console is geleverd.
    4. Bevestig het deksel van de vacuümpoort en sluit deze af om lekkage in het vacuümsysteem te voorkomen. Eventuele lekken in het afzuigsysteem hebben invloed op de prestaties van de MIRS-console.
    5. Als de aspiratie tijdens het instellen of primen lager is dan 17, controleert u of de aanzuigknop aan de voorkant van de console op het maximale niveau (100) is ingesteld, controleert u of er geen lekkage in het aanzuigsysteem is en controleert u of de toevoerdruk van de stikstofinvoer correct is.
    6. Om het voetpedaal op de console aan te sluiten, plaatst u de grijze voetpedaalconnector in de grijze houder totdat deze klikt en in positie past.
      OPMERKING: De voetpedaalconnector maakt in één richting verbinding met de console en deze is met de toets verbonden.
    7. Om het handstuk op de console aan te sluiten, steekt u de blauwe handstukconnector in de blauwe houder totdat deze klikt en in positie past.
      OPMERKING: De handstukconnector maakt in één richting verbinding met de console en deze is ingetoetst.
    8. Primeer elk handstuk voordat u het systeem gebruikt door steriele vloeistof uit een kleine kom in de opening, door de buis en het handstuk en vervolgens in de bus te zuigen om ervoor te zorgen dat de binnenkant van de buis en het handstuk worden gesmeerd om de weefselocclusies te verminderen.
    9. Bereid je voor op aspiratie alleen of aspiratie met snijden door de juiste modus op het voorpaneel van de console te selecteren. Initieer met het voetpedaal.
  7. Steek de 23 G MIRS canule in het braamgat tot een diepte van 2,5 mm.
  8. Start het resectieproces door het voetpedaal in te drukken dat is aangesloten op de canule. Voer één volledige cyclus (360°) of meer resectie uit met behulp van de bedieningsknop in het handstuk.
    OPMERKING: Hoe meer cycli worden uitgevoerd, hoe meer volume tumorweefsel wordt gereseceerd.
  9. Zodra het resectieproces is voltooid, trekt u de 23 G MIRS-canule uit het braamgat en gebruikt u 5 ml 1x PBS om de slang door te spoelen en eventuele resterende restresten te verwijderen.
  10. Verwijder de muis uit het stereotactische frame en sluit de wond met een nietmachine of 4-0 hechtmateriaal (zie Materiaaltabel).
  11. Plaats de muis op een verwarmingskussen of onder een verwarmend licht tijdens het herstel van de anesthesie voordat u hem terugbrengt naar de kooi.
  12. Nadat het experiment is voltooid, reinigt u de canule via spoelen. Wissel af met gekoelde media en lucht om al het gereseceerde weefsel terug te "duwen" naar de opvangbus. Verwijder de opvangbus uit het systeem en sluit af met de meegeleverde dop.
  13. Plaats na het voltooien van stap 2.12 de distale punt van de canule in 3% H2O2 en zuig op 24-25 in Hg om de zuigleiding terug naar de zuigbus te vullen en laat 60-90 s staan. Spoel met steriele media die lucht pulseren en media met tussenpozen.
  14. Controleer de muizen op neurologische symptomen (abnormale onregelmatige bewegingen of epileptische aanvallen) na de procedure.
  15. Euthanasie de muizen met ernstige neurologische stoornissen (lethargisch worden, een gaunt uiterlijk hebben, achterovergebogen of onregelmatige bewegingen hebben).
    OPMERKING: Voor deze studie werd 200 mg/kg van een in de handel verkrijgbare euthanasie-oplossing (zie Materiaaltabel) gebruikt om elke muis te euthanaseren.

3. Weefselverzameling via TPS

  1. Dompel het tumormonster onder in een weefselkweekschaal met een RBC-lysismedium (zie Materiaaltabel) gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: Het weefsel dat uit de MIRS in de TPS wordt geoogst, zal voornamelijk in de vorm van enkele cellen zijn, samen met kleine stukjes weefsel.
  2. Plaats een filter van 70 μm (zie Materiaaltabel) op een conische buis van 50 ml en gebruik een zuiger van een spuit van 5 ml om het tumormonster door het filter te laten gaan.
  3. Gebruik met een transferpipet de RPMI-1640-media om het passeren van cellen en eventuele weefselmassa door het filter te vergemakkelijken.
  4. Centrifugeer bij 428 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Gooi het supernatant weg met een pipet.
  5. Resuspendeer elk monster in 5 ml bereid RPMI-1640 medium.
  6. Om de levensvatbaarheid van het weefsel te vergroten, vooral als grote weefselbrokken worden gevisualiseerd bij de eerste indruk, voegt u de vereiste volumes van de enzymcocktail (met DNAse I, collagenase IV, dispase, Papaïne en EDTA, zie Materiaaltabel) toe aan elk monster. Gebruik de vortex om de oplossingen te mengen.
    OPMERKING: Stap 3.6 is optioneel. De samenstelling van de enzymcocktail (voor een totaal volume van 5 ml/monster): 300 μL DNAse I graad II, 150 μL Collagenase/Dispase (splits fibronectine, collagenase IV, I en niet-polaire aminozuren), 250 μL papaïne (niet-specifiek protease) en 6 μL 0,5 M EDTA.
  7. Plaats de monsters in een shaker incubator ingesteld op 200 rpm, 37 °C gedurende 20 min.
  8. Draai na 20 minuten de monsters op 428 x g gedurende 5 minuten bij 4 °C. Gooi het supernatant weg.
  9. Filtreer enkele cellen door een celzeef van 70 μm en draai af bij 274 x g gedurende 3 minuten bij 4 °C. Voer cel levensvatbaarheidsanalyse10 uit met Trypan Blue en Hemocytometer (zie Materiaaltabel).
    OPMERKING: De levensvatbaarheid van dag 0 varieert van 30% -70% en neemt binnen 2-3 dagen aanzienlijk toe.
  10. Ga verder met stap 4, 5 of 6, afhankelijk van de benodigde levensvatbaarheidstest.

4. Cellen kweken in aanhangcultuur

  1. Resuspenseer de pellet in een gecertificeerd laminair stromingskapje in serumbevattend aanhangend medium (zoals DMEM, 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline/streptomycine (P/S)-oplossing) en plaatcellen in een hechte celkolf.
  2. Houd de cellen in een gecontroleerde geïncubeerde omgeving (37 °C, 5% CO2).

5. Cellen kweken in suspensiecultuur (neurosferen)

  1. Resuspenseer de pellet in een gecertificeerde laminaire stromingskap in serumvrij volledig stamcelmedium11 en plaat in een suspensiekolf.
  2. Houd de cellen gedurende 2-3 dagen in een gecontroleerde geïncubeerde omgeving (37 °C, 5% CO2) om neurosfeervorming mogelijk te maken.
  3. Na visualisatie van de neurosferen in het kweekmedium, gebruikt u Trypsine-EDTA of Accutase (zie Materiaaltabel) om eencellige suspensies te verkrijgen voor passaging.
    OPMERKING: Zolang speciale zorg wordt besteed tijdens de oogst en geschikte media-ondersteunende neurale stamcellen worden gebruikt, moeten de stamcellen in het geoogste weefsel binnen enkele dagen neurosferen vormen.

6. Cellen voorbereiden voor herplanting

  1. Resuspendeer de pellet in een concentratie van 100.000 levende cellen per 4 μL 1x PBS.
  2. Injecteer onmiddellijk in naïeve muizen met behulp van de intracraniale tumorimplantatiemethode (stap 1).

7. Histologische analyse

  1. Onmiddellijk na resectie, extraheer en fixeer de hersenen in 4% paraformaldehyde (PFA) gedurende 24 h12.
  2. Breng de hersenen over naar een 30% sucrose-oplossing totdat ze verzadigd zijn met sucrose (verzonken tot op de bodem van de container).
  3. Breng de hersenen over naar een 70% ethanoloplossing.
  4. Voer paraffineblokinbedding, sectie en standaard hematoxyline- en eosinekleuring (H &E) uit na eerder gepubliceerd rapport13.
    OPMERKING: De dikte van elke sectie die voor kleuring werd genomen, was 10 μm.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgische resectie met behulp van de MIRS resulteert in een significante afname van de tumorlast
In de groep met een kleinere tumorlast was het gemiddelde baseline bioluminescente signaal 5,5e+006 fotonen/s ± 0,2e+006 in de subgroep die resectie onderging. Na resectie daalde het gemiddelde bioluminescentiesignaal tot 3,09e+006 fotonen/s ± 0,3e+006, (p <0,0001, Mann-Whitney-test)9 (Figuur 2). Het bioluminescente signaal ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tumorresectie is een hoeksteen van neurochirurgische oncologische behandelplannen voor zowel laaggradige als hooggradige hersentumoren. Cytoreductie en debulking van de tumor correleren met verbeterde neurologische functie en algehele overleving bij patiënten met hersentumoren 1,2,5,6. Hoewel protocollen voor chirurgische resectie eerder zijn beschreven in knaagdiermodellen, hebben deze protoco...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BT heeft onderzoeksfinanciering van NIH en is mede-eigenaar van Accelerating Combination Therapies*, en Ashvattha Therapeutics Inc. heeft een van haar patenten in licentie gegeven. GW heeft NIH-financiering (R01NS107813). HB is een betaalde consultant van Insightec en voorzitter van de Medische Adviesraad van het bedrijf. Deze regeling is herzien en goedgekeurd door de Johns Hopkins University in het kader van haar beleid inzake belangenconflicten. HB heeft onderzoeksfinanciering van NIH, Johns Hopkins University en filantropie en is consultant voor CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* en Nurami Medical*. (*inclusief aandelen of opties).

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL-spuitjesBD309628
15 mL kegelbuisjesCorning430052
200 proof ethanolPharmCo111000200
5 mL pipettenCoStar4487
70 micron filterFisher08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anased (Xylazine injectie, 100 mg/mL)Covetrus33198
AnesthesiesysteemPatterson Scientific78935903
AnesthesiegasafvalcontainerPatterson Scientific78909457
Bankbeschermer onderlaagCovidien10328
C57Bl/6, 6-8 weken oude muizenCharles River LaboratoriesStrain Code 027
ChroMini ProMoserType 1591-Q
Collagenase-DispaseRoche#10269638001
Countess II geautomatiseerde celtellerThermo Fisher
Countess II FL HemacytometerThermo FisherA25750
RemoplossingMiltenyi Biotech#130-109-398
D-LuciferinGoldbioLUCK-1G
DMEM F12-mediumCorning10-090-CV
DMEM-mediumCorning10-013-CV
DNAse ISigma Aldrich#10104159001
EppendorfbuisjesPosi-Click1149K01
Euthanasie-oplossingHenry Schein71073
FBSMillipore SigmaF4135
Fetaal bovien serumThermo Fisher10437-028
FormalineInvitrogenINV-28906
GaasHenry Schein101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
HeparineSigmaH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
InductiekamerPatterson Scientific78933388
IsofluraanCovetrus11695-6777-2
IsofluraanverdamperPatterson Scientific78916954
KetamineCovetrus11695-0703-1
Kopf Stereotactisch frameKopf Instruments5001
LichtveldmicroscoopBioTekCytation 5
Micro-injectie-eenheidKopf5001
MicromotorboorForedomF210418
MRI-systeemBruker7T Biospec Avance III MRI Scanner
NICO Myriad SystemNICO Corporation
Ophtalmisch zalfjePuralube vetzalf
PapaïneSigma Aldrich#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
Percoll-oplossingSigma Aldrich #P4937
PipetcontrollerFalconA07260
Povidon-jodiumoplossingAplicare52380-1905-08
ProgesteronSigmaP-8783
PutrescineSigmaP-5780
RPMI-mediumInvitrogenINV-72400120
ScalpaelmesCovetrus7319
ScalpaelgreepFine Science Tools91003-12
HuidmarkerTime OutD538,851
NietjesverwijderaarMikRonACR9MM
NietapparaatMikRonACA9MM
NietjesClay Adams427631
Stereotactisch frameKopf Instruments5000
SucroseSigma AldrichS9378
Hechtdraad, vicryl 4-0EthiconJ494H
T-75 kweekkolfSarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK Lysing Buffer (1x)LonzaBP10-548E
Trypsin-EDTACorningMDT-25-053-CI

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mineo, J. F., et al. Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients. Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).
  2. Miyai, M., et al. Current trends in mouse models of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).
  3. Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).
  4. Alomari, S., et al. Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature. Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).
  5. Serra, R., et al. Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).
  6. Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. Resection of orthotopic murine brain glioma. Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).
  7. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).
  8. Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).
  9. Lachin, J. M. Nonparametric statistical analysis. JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).
  10. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).
  11. Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells. Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).
  12. Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes. Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).
  13. Connolly, N. P., et al. Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer. GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).
  14. Stall, B., et al. Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas. Radiation Oncology. 5, 5(2010).
  15. Das, A., et al. Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study. World Neurosurgery. , (2022).
  16. Zusman, E., et al. Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value. Frontiers in Oncology. 9, (2019).
  17. McLaughlin, N., et al. Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal. Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Minimaal invasieve chirurgieknaagdier tumor modelweefselconserveringstereotactische chirurgietumorcellevensvatbaarheidgeautomatiseerde weefselcollectieneurosferevorminganalyse van cellevensvatbaarheidpreklinische hersentumor

Gerelateerde artikelen