Methodenartikel

Intracraniële canule-implantatie voor seriële locoregionale chimere antigeenreceptor (CAR) T-celinfusies bij muizen

7.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64886

⸱

24 februari 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Oncology, Children’s Hospital of Philadelphia, 2Center for Data Driven Discovery in Biomedicine, Children’s Hospital of Philadelphia, 3Division of Neurosurgery, Children’s Hospital of Philadelphia, 4Ben Towne Center for Childhood Cancer Research, Seattle Children’s Research Institute, 5Department of Pediatrics, Seattle Children’s Hospital, University of Washington

In dit artikel

Samenvatting

Tumoren van het centrale zenuwstelsel (CZS) zijn de belangrijkste oorzaak van kankergerelateerde sterfte bij kinderen, en locoregionale immuungebaseerde therapieën worden steeds vaker getest voor patiënten in klinische onderzoeken. Dit protocol beschrijft methoden voor locoregionale canule-implantatie bij muizen voor de preklinische evaluatie van immunotherapeutische infusies gericht op CZS-tumoren.

Samenvatting

Pediatrische CZS-tumoren zijn verantwoordelijk voor de meerderheid van de kankergerelateerde sterfgevallen bij kinderen en hebben slechte prognoses, ondanks vooruitgang in chemotherapie en radiotherapie. Omdat veel tumoren geen effectieve behandelingen hebben, is er een cruciale behoefte om meer veelbelovende therapeutische opties te ontwikkelen, zoals immunotherapieën; het gebruik van chimere antigeenreceptor (CAR) T-celtherapie gericht tegen CZS-tumoren is van bijzonder belang. Celoppervlakdoelen zoals B7-H3, IL13RA2 en de disialoganglioside GD2 komen sterk tot expressie op het oppervlak van verschillende pediatrische en volwassen CZS-tumoren, waardoor de mogelijkheid om CAR T-celtherapie te gebruiken tegen deze en andere oppervlaktedoelen toeneemt. Om de herhaalde locoregionale afgifte van CAR T-cellen in preklinische muizenmodellen te evalueren, werd een verblijfskathetersysteem opgezet dat verblijfskatheters samenvat die momenteel worden gebruikt in klinische proeven bij mensen. In tegenstelling tot stereotactische toediening, maakt het verblijfskathetersysteem herhaalde dosering mogelijk zonder het gebruik van meerdere operaties. Dit protocol beschrijft de intratumorale plaatsing van een vaste geleidecanule die is gebruikt om seriële CAR T-celinfusies met succes te testen in orthotopische muizenmodellen van pediatrische hersentumoren. Na orthotopische injectie en engraftment van de tumorcellen bij muizen, wordt intratumorale plaatsing van een vaste geleidecanule voltooid op een stereotactisch apparaat en vastgezet met schroeven en acrylhars. Behandelingscanules worden vervolgens ingebracht via de vaste geleidecanule voor herhaalde CAR T-celafgifte. Stereotactische plaatsing van de geleidecanule kan worden aangepast om CAR T-cellen rechtstreeks in de laterale ventrikel of andere locaties in de hersenen af te leveren. Dit platform biedt een betrouwbaar mechanisme voor het preklinisch testen van herhaalde intracraniale infusies van CAR T-cellen en andere nieuwe therapieën voor deze verwoestende pediatrische tumoren.

Inleiding

Ondanks verbeteringen in chemotherapie, radiotherapie en chirurgie, zijn tumoren van het centrale zenuwstelsel (CZS) de dodelijkste maligniteit in de kindergeneeskunde1, wat een belangrijke behoefte aan nieuwe benaderingen met meer succesvolle resultaten onderstreept. Met aanzienlijke vooruitgang op het gebied van immunotherapie, hebben adoptieve cellulaire therapie (ACT) benaderingen veelbelovende resultaten laten zien bij verschillende kankers, met name hematologische maligniteiten2. Chimere antigeenreceptor (CAR) T-celtherapie, een specifiek type ACT, maakt gebruik van het natuurlijke vermogen van het immuunsysteem om schadelijke cellen te herkennen en te doden door de specificiteit van T-cellen om te leiden om tumorgerichte T-cellen te genereren3. CAR T-celtherapie heeft aanzienlijk succes aangetoond bij de behandeling van leukemieën en lymfomen4, waardoor het een veelbelovende immunotherapeutische benadering is en het onderzoek naar solide tumoren wordt aangemoedigd. Tot nu toe heeft CAR T-celtherapie in solide tumoren echter weinig klinisch succes geboekt en wordt het geconfronteerd met vele uitdagingen, zoals inefficiënte tumorpenetratie, beperkte targetable antigenen en de onderdrukkende tumormicro-omgeving5.

Recente klinische onderzoeken zijn begonnen met het evalueren van CAR T-celtherapie voor pediatrische CNS-tumoren, met bewijs van concept en vroeg bewijs van T-celactiviteit in voorlopige rapporten 6,7,8. Hoewel de meeste initiële preklinische gegevens gericht waren op intraveneuze toediening van de CAR T-cellen, heeft recent preklinisch bewijs de superioriteit van locoregionale toediening in het CZS9,10 gesuggereerd, die ook met succes is gebruikt in verschillende klinische onderzoeken 6,7,8,11 . Preklinische studies tot nu toe die de locoregionale levering van CAR T-cellen in het CZS hebben opgenomen, hebben vertrouwd op een enkele intracraniale dosis CAR T-cellen diestereotactisch 9,10 worden afgeleverd. Klinische proeven bij mensen hebben echter herhaalde infusies van CAR T-cellen in het CZS 6,7,8,11 vereist, wat de noodzaak onderstreept om meerdere herhaalde infusies in preklinische ontwikkeling te evalueren. Het doel van deze procedure is om met succes seriële CAR T-celinfusies te testen met behulp van een katheter in orthotopische muizenmodellen van pediatrische hersentumoren. Het voordeel van deze techniek is het vermijden van meerdere chirurgische procedures om herhaalde intra-CZS-behandelingen te bieden. Canules zijn voornamelijk gebruikt voor microdialysebemonstering van neurotransmitters en de levering van neuroactieve stoffen in neurowetenschappen en gedragsonderzoek bij knaagdieren12, met beperkte rapporten over hun gebruik voor de levering van antikankertherapieën. Voortbouwend op de eerdere rapporten maakt dit protocol gebruik van een stereotactisch geplaatst inwonend canulesysteem om CAR T-cellen af te leveren in xenograft murine-modellen van CNS-tumoren. Het protocol kan worden gebruikt om aanvullende therapieën te testen in muizenmodellen van neurologische of neuro-oncologische aandoeningen, en kan nuttig zijn om nieuwe therapieën te testen waarbij het omzeilen van de bloed-hersenbarrière van cruciaal belang is voor de werkzaamheid.

Protocol

Alle protocolprocedures zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van het Children's Hospital of Philadelphia (IAC 19-000907), die is geaccrediteerd door de AAALAC. Deze studie gebruikte 6-12 weken oude NOD scid gamma (NSG) muizen met orthotopische xenograft tumoren; Het protocol kan echter op elke muisstam worden gebruikt. NSG-muizen werden gehuisvest in steriele barrièreomstandigheden en operaties uitgevoerd onder steriele bioveiligheidskasten. Wanneer menselijk materiaal zoals tumorcellen of T-cellen wordt gebruikt, moeten procedures en hantering worden voltooid in ABSL-2 bioveiligheidskasten.

1. De muis voorbereiden op een operatie

  1. Verdoof de muis in een inductiekamer met isofluraan (2-4%) bij een zuurstofdebiet van 1 l/min totdat een adequaat anesthesievlak is bereikt (ongeveer 5 minuten).
  2. Weeg de muis met behulp van een weegschaal tot op 0,1 g nauwkeurig en dien subcutane slow-release (SR) buprenorfine (1 mg/kg) of een ander analgeticum toe.
    OPMERKING: SR buprenorfine biedt analgesie gedurende 72 uur.
  3. Scheer de vacht op de bovenkant van het hoofd van de muis met behulp van elektrische tondeuses of ontharingsmiddelen.
  4. Gebruik een spatel om de onderkant van de stereotactische arm voorzichtig te openen en plaats de geleidecanule met een tang. Draai de schroef op de arm vast om de canule vast te zetten, zodat ongeveer 1/2 tot 2/3 van het witte plastic deel van de canule uit de onderkant van de opening steekt, samen met de volledige 5 mm metalen lengte van de canule.
  5. Plaats en bevestig de bovenste tanden van de muis in de bijtbalk van het stereotaxische apparaat. Trek de neuskegel naar voren en draai deze vast, zodat de muis isofluraan inademt.
  6. Monteer de muis op het verwarmde stereotaxische apparaat met behulp van oormanchetten of oorbalken, om overmatige druk te voorkomen.
    OPMERKING: In de verwarmde lade moet een rectale thermometer zijn geplaatst en de warmhoudbak moet worden aangepast om tijdens de procedure een normale lichaamstemperatuur van de muis te behouden.
  7. Breng steriele oogheelkundige zalf aan op beide ogen met behulp van een applicator met katoenpunt.
  8. Veeg de chirurgische plaats af met povidon-jodium op een pad of applicator, gevolgd door een alcoholpad. Voer deze stap in totaal drie keer uit.
  9. Voordat u met de procedure begint, voert u een teenknijp uit met een tang om te beoordelen op adequate sedatie.

2. Chirurgische ingreep

OPMERKING: Alle aspecten van de chirurgische procedure maken gebruik van gesteriliseerde instrumenten en aseptische technieken. De muizen gaan verder onder narcose met isofluraan (2-4%) gedurende de duur van de procedure, ongeveer 10-20 minuten.

  1. Pak de hoofdhuid voorzichtig op tussen de oren met een tang. Knip met een steriele schaar de opgetilde hoofdhuid parallel aan de schedel en verwijder een ovale flap van de huid (0,75-1 cm lang) om de schedel bloot te leggen.
    OPMERKING: Een schaar heeft de voorkeur boven een scalpel om een schone, ovaalvormige opening te bieden en onnodige schade aan de omliggende huid en weefsel te voorkomen.
  2. Duw fascia weg met behulp van een scalpel of wattenstaafjes en een hemostatische katoenkorrel om overmatig bloeden te vertragen als dat nodig is.
    OPMERKING: Het gebruik van de houten kant van een steriele katoenen tip kan ook fascia wegduwen en overmatig bloeden helpen voorkomen.
  3. Identificeer de oriëntatiepunten bregma en lambda, de respectievelijke voorste en achterste markeringen op de schedel waar de schedelplaten13 ontmoeten.
    OPMERKING: Identificatie kan worden uitgebreid door de bovenkant van de blootgestelde schedel af te vegen met waterstofperoxide.
  4. Scoor de schedel voorzichtig met behulp van een scalpel om een oppervlak te creëren waar het acryl zich aan kan hechten. De score moet meerdere lineaire lijnen omvatten van ongeveer 0,5-1 cm lang onder een hoek van 90° ten opzichte van elkaar.
  5. Gebruik de stereotaxische arm om de canule te lokaliseren naar het oriëntatiepunt van belang (bregma of lambda). Eenmaal gelokaliseerd, tilt u de canulepunt 1-2 mm boven het schedeloppervlak op en gaat u naar de gewenste coördinaten. Voor intratumorale injecties gebruikt dit dezelfde A / P- en M / L-coördinaten als de tumorplaatsing.
  6. Maak op de blootgestelde schedel, weg van het gebied waar de canule binnenkomt, twee schroefgaten met een naald van 18 G of een chirurgische boor. Zorg ervoor dat de gaten zo uit elkaar zijn geplaatst dat er voldoende ruimte is voor de canule. Draai met een boor door de schroefgaten totdat ze op de schedel terechtkomen. Steek en bevestig twee schroeven in de gaten met behulp van een platte schroevendraaier. Trek vervolgens voorzichtig de schroeven omhoog om ervoor te zorgen dat ze vastzitten.
    OPMERKING: Plaats de schroeven niet totdat ze gelijk zijn met de schedel, anders kunnen ze de hersenen van de muis eronder beschadigen. Laat ten minste een opening van 1-2 mm tussen de schroef en de schedel.
  7. Boor met behulp van een naald van 18 G of een chirurgische boor door de schedel op de geïdentificeerde coördinaten om een gat te maken voor de canule die moet worden ingebracht.
  8. Laat met behulp van de stereotactische arm de canule zakken tot de gewenste D/V-coördinaat.
    OPMERKING: De D/V-coördinaat van de implantatie van de canule moet rekening houden met de projectielengte van de dummy en de canules van de behandeling en kan oppervlakkiger zijn dan de orthotopische injectie van tumorcellen (figuur 1).
  9. Vul in een porseleinen plaat met 12 putten een put met acrylharspoeder (ongeveer 0,3 g) en 10-15 druppels (ongeveer 0,5-0,75 ml) acrylharsvloeistof. Hierdoor ontstaat een stroperig witgekleurd materiaal. Zuig het mengsel op in een spuit van 1 ml en gebruik het om de schedel te coaten en te bedekken, waarbij de ruimtes rond de canule en schroeven worden opgevuld.
    OPMERKING: Het viskeuze materiaal hardt na verloop van tijd uit tot cement, dus deze stap moet onmiddellijk na het mengen worden voltooid.
  10. Terwijl het cement nog buigzaam is, maakt u de schroef op de stereotactische arm los en gebruikt u een spatel in de opening aan de onderkant om de canule voorzichtig uit de houder los te maken en de stereotactische arm langzaam omhoog te trekken weg van de muis.
  11. Zodra het cement volledig droog is, steekt u de dummycanule in de geleidecanule en zet u deze stevig vast door met de klok mee te draaien.
  12. Zodra de procedure is voltooid, plaatst u de muis terug in zijn verwarmde thuiskooi om zorgvuldig te controleren, voldoende herstel te garanderen en eventuele observaties na de procedure vast te leggen, inclusief dat de muis volledig weer bij bewustzijn is gekomen, voordat u terugkeert naar de kolonie.
    OPMERKING: Het wordt over het algemeen aanbevolen om slechts de helft van de kooi op een verwarmingskussen te plaatsen om het dier naar de koelere kant te laten bewegen om oververhitting te voorkomen.
  13. Dien indien nodig extra pijnstillers toe als de muizen gedrag vertonen dat wijst op pijn postoperatief, zoals meloxicam 5 mg / kg subcutaan eenmaal daags toegediend gedurende maximaal 3 dagen.

3. CAR T-cellen voorbereiden

  1. Meet de voorgetransfecteerde CAR T-celconcentratie met behulp van een celteller.
  2. Centrifugeer voorgetransfecteerde T-cellen bij 200 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur (RT).
  3. Zuig het supernatant op met behulp van een steriele Pasteur-pipet op een vacuümaspiratiesysteem en resuspensie de pellet in fosfatae gebufferde zoutoplossing (PBS) tot een gewenste concentratie. Typische leveringsvolumes zijn 2-5 μL. Typische celdoses zijn 0,5-5 x 106 cellen.

4. CAR T-celinfusies

  1. Bereid de behandelingscanule voor door de bovenkant door een klein stukje PKG-slang te voeren.
  2. Vul de behandelingsspuit met de CAR T-celsuspensie en steek deze door het andere uiteinde van de PKG-slang, voldoende om de bovenkant van de behandelingscanule te bedekken.
  3. Verdoof de muis met isofluraan (2-4%) bij een zuurstofdebiet van 1 l/min.
  4. Stabiliseer de geleidecanule met behulp van een tang aan de basis en schroef vervolgens voorzichtig de dummycanule los en verwijder deze, zodat u toegang krijgt tot de geleidecanule.
    OPMERKING: Een stereotaxische opstelling is niet nodig, maar kan worden gebruikt om het hoofd te stabiliseren voor behandeling.
  5. Infundeer de CAR T-cellen gedurende 1 minuut en houd de behandelingscanule nog eens 1 minuut op zijn plaats na het staken van de infusie.
  6. Verwijder de behandelingscanule en schroef de dummycanule weer stevig op zijn plaats.
  7. Dien subcutaan meloxicam (5 mg/kg) toe voor optionele pijnbestrijding.

Resultaten

Succesvolle canule-implantatie in het CZS van de muis
Muizen met een succesvolle cannulatie hebben een veilige geleidecanule, die de activiteiten van het dagelijks leven niet verstoort (figuur 2A) en die gemakkelijk een behandelingscanule kan passeren en vloeistof kan afgeven zonder weerstand (figuur 2B). In onze ervaring blijven de meeste canules langer dan 4 weken op hun plaats, hoewel 0-25% na verloop van tijd kan worden losgemaakt. Verificatie van de juiste plaatsing kan worden bevestigd met Evans blauwe kleurstof geïnjecteerd in de canule. Een canule die in de laterale ventrikel is ingebracht, toont bijvoorbeeld Evans blauwe kleurstof door het ventriculaire systeem terwijl deze door het hersenvocht reist, wat de juiste plaatsing bevestigt (figuur 2C). Canules die in de tumor zijn ingebracht, tonen Evans blauwe kleurstof op de plaats van tumorimplantatie.

Effectieve afgifte van CAR T-cellen in het CZS voor de behandeling van xenografttumoren.
De werkzaamheid van het intracraniale canulesysteem en de therapeutische werkzaamheid van CAR T-cellen in muizenmodellen kunnen worden gemeten via verschillende mechanismen, waaronder bioluminescente beeldvorming en algehele overleving. GPC2-gerichte CAR T-cellen werden getest tegen murine medulloblastoom en diffuse midline glioommodellen, respectievelijk 7316-4509 en 7316-3058, met behulp van herhaalde CAR T-celdosering via het vermelde intracraniële canulesysteem14. Orthotopische tumorplaatsing en engraftment werden bevestigd door bioluminescente beeldvorming en canules werden in het tumorbed geplaatst met dezelfde coördinaten als de orthotopische tumorplaatsing. De behandelingen bestonden uit GPC2 CAR T-celinfusies één tot twee keer per week gedurende 2-4 weken, in totaal vier tot zes doses. Na behandeling veroorzaakte GPC2-gerichte CAR T-celtherapie significante tumorregressie in het medulloblastoom model 7316-4509 (p < 0,01) (figuur 3A) en significant verlengde overleving in thalamisch diffuus middenlijnglioom 7316-3058 (p < 0,05) (figuur 3B)14.

figure-results-1
Figuur 1: Geleidecanule met projectiepop en behandelingscanules. (A) Geleidecanule met 0,5 mm projectie en 2 mm projectiedummycanules op hun plaats. B) Geleidende canules met 0,5 mm projectie en 2 mm projectiebehandeling canules op hun plaats. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Behandelingscanuletoedieningssysteem voor herhaalde doses CAR T-cellen . (A) Canule geïmplanteerd in een muizenschedel met een dop op zijn plaats wanneer deze niet in gebruik is. (B) Infusie van CAR T-cellen in een pontinetumor via de behandelingscanule terwijl de muis onder narcose is. (C) Verificatie van de plaatsing van de canule in de laterale ventrikel met behulp van Evans blauwe kleurstof. Kleurstof werd ingebracht via de canule, gevolgd door euthanasie en hersenexcisie, waarbij kleurstof aanwezig was in de ventrikels. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: GPC2-gerichte CAR T-cellen bemiddelen antitumorresponsen en verlengen de overleving in pediatrische hersentumoren in vivo. (A) Kwantificering van bioluminescentie van de orthotopische groep 4 medulloblastoom xenograft 7316-4509 behandeld met GPC2- of CD19-gerichte mRNA CAR T-cellen. Doses worden aangegeven met pijlen op de grafiek. Gegevens weergegeven als gemiddeld met SD, n = 9-11 muizen per arm. (B) Totale overleving van muizen geïmplanteerd met thalamische DMG xenograft 7316-3058 behandeld met zes herhaalde doses van 2 x 106 CAR T-cellen. Doses worden aangegeven met pijlen op de grafiek. n = 7 muizen per arm. **p < 0,01; *p < 0,05; ns = niet significant. Deze figuur is gereproduceerd met toestemming van Foster et al.14. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

CAR T-celtherapie heeft een revolutie teweeggebracht in de behandeling van hematologische kankers en toont veelbelovende waarde bij de behandeling van solide hersentumoren 6,7,8. Dit protocol is ontworpen om de preklinische evaluatie van locoregionale CAR T-celafgifte mogelijk te maken voor de behandeling van pediatrische CZS-tumoren. Het canulesysteem repliceert een Ommaya- of Rickham-reservoir, een intraventriculair kathetersysteem dat momenteel wordt gebruikt in lopende klinische onderzoeken naar CAR T-celtherapie in pediatrische CNS-tumoren 6,7,8, wat de relevantie en het translationele potentieel van deze methoden onderstreept. Dit systeem maakt de herhaalde levering van CAR T-cellen mogelijk die de bloed-hersenbarrière omzeilen, opnieuw vergelijkbaar met methoden die worden gebruikt in lopende klinische onderzoeken. Locoregionale toediening kan maximale werkzaamheid bieden in het CZS9 en kan ook het risico op systemische toxiciteiten geassocieerd met handel uit circulatie15 verminderen. Hoewel stereotactische toediening een enkele dosis in het CZS kan bieden, is het voordeel van dit systeem de mogelijkheid om meerdere herhaalde doses op een bepaalde locatie in het CZS te geven zonder dat er meerdere operaties nodig zijn. De beperkingen van deze procedure omvatten een vaste afleverlocatie zonder de mogelijkheid om van locatie te veranderen of aanpassingen aan te brengen zodra de canule op zijn plaats is, en de mogelijkheid van losraken van de canule.

Een cruciale stap in dit protocol is de implantatie van de vaste geleidingscanule op een D/V-coördinaat die rekening houdt met de projectie van de behandelingscanules. De behandelingscanule steekt uit buiten de punt van de geleidecanule en daarom moet ervoor worden gezorgd dat de plaatsing resulteert in de levering van CAR T-cellen aan het gebied van belang. Projectielengtes van de behandelingscanule kunnen worden aangepast en in de ervaring van de auteur is 0,5 mm een nuttige projectielengte. Deze lengte zorgt ervoor dat de therapeutica niet in de geleidecanule blijft bij het doseren, maar vereist ook geen significante aanpassing van de D / V-coördinaten voor de geleidecanule aan het gebied van belang. Een extra belangrijke stap in dit protocol is de tijd dat de behandelingscanule op zijn plaats blijft na CAR T-celinfusie. De behandelingscanule moet gedurende ten minste 1 minuut na het einde van de infusie op zijn plaats worden gehouden om lekken en het verlies van locoregionale toediening van CAR T-celtherapie te voorkomen.

Het oplossen van problemen met deze methode is eenvoudig, met de meeste complicaties die gepaard gaan met het verwijderen van de dummycanule of het inbrengen van de behandelingscanule in de vaste geleidecanule, waarschijnlijk als gevolg van gedroogd bloed aan de binnenkant van de geleidecanule. Dit kan eenvoudig worden opgelost door de dummycanule voorzichtig door de geleidecanule te laten gaan totdat er minder weerstand is en het puin is opgeruimd. De acrylhars kan af en toe loskomen van de schedel, wat resulteert in het verlies van het canulesysteem. Onze ervaring is dat dit over het algemeen beperkt is door het scoren van de schedel met een scalpel en het plaatsen van twee schroeven. Bovendien worden alle items uit de kooi verwijderd die per ongeluk kracht op de canule kunnen uitoefenen terwijl de muis beweegt, zoals bepaalde muisverrijkingshutten met kleine openingen.

Kortom, hier beschreven is een protocol voor het inbrengen van een canulesysteem in muizenmodellen van CZS-tumoren voor de herhaalde levering van CAR T-cellen. De plaatsing van canules kan worden aangepast aan meerdere locoregionale afleverlocaties, waardoor de effectiviteit van verschillende toedieningslocaties wordt getest. Bovendien kan dit systeem worden gebruikt voor aanvullende therapieën buiten CAR T-cellen om de werkzaamheid te evalueren bij het omzeilen van de bloed-hersenbarrière, en kan het ook nuttig zijn voor de evaluatie van therapeutica in muizenmodellen van niet-oncologische aandoeningen.

Openbaarmakingen

JBF heeft een patent met betrekking tot glypican 2 (GPC2)-gerichte immunotherapieën. Alle andere auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Financiering voor dit werk werd verstrekt door de Matthew Larson Foundation, Grayson Saves Foundation, Hyundai Hope on Wheels Young Investigator Award, Kortney Rose Foundation, National Institutes of Health NCI K12 CA076931-19 en 1K08CA263179-01, en het Department of Defense W81XWH-21-1-0221.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
18 G naaldenBD5110971 1/2 inch metal hub
Acrylic resin vloeistofLang Dental B1323 
Acrylic resin poederLang Dental B1323 
AlcoholdoekjesBD326895
Centrifuge 5240Eppendorf5420000040Centrifuge 
Wattenstaafjes met katoenPuritan826-WCHandvatbreedte = 2,11 mm (0,083), Breedte kop = 1,27 mm (0,050), Lengte handvat = 147,62 mm (5,812), Totale lengte = 152,4 mm (6), Lengte kop = 12,7 mm (0,500)
Boorbeetjehouder P1 Technologies DH-1 Boorbeetjehouder voor D56-D70 
Boorbeetje P1 Technologies D58 1,07 mm 
Dummy cannula P1 Technologies C315DCS-5/SPC Configuratie: Kleine dop;  Lengte: Snijd 5,00 mm onder voet; Uitsteeksel: 0,50 mm 
Plattip schroevendraaier P1 Technologies SD-80 Schroevendraaier 
Graefe pincettenFine Science Tools11051-10Pincet
Geleidingsbuisje P1 Technologies C315GS-5/SPC Configuratie: 5,00 mm voethoogte; Lengte: Snijd 5,00 mm onder voet 
Hemostatische katoenen pelletjes met racemisch epinefrine Pascal 1151602 
MOXI Z Mini geautomatiseerde celteller Kit MoxiMXZ001Celteller
NOD scid gamma (NSG) muizenJackson Laboratory55576 tot 12 weken oude mannetjes en vrouwtjes
PasteurpipetVWR14673-043
PKG-buisjes P1 Technologies C313CT Diameter: 0,58 mm x 1,27 mm 
Porseleinen 12-putjesplaatFlinn ScientificAP6064 
PovidonjodiumMedlineMDS093943
SchaarWorld Precision Instrument50-822-457Wegwerpschaar, nr. 10, steriele, 10/doos, kunststof handvat met 6" liniaal
Schroeven P1 Technologies 0-80 X 3/32 2,4 mm  
Stereotaxische frame David Kopf Instruments 940 Model 940 Stereotaxische instrument voor kleine dieren met digitale displayconsole 
Studenten pincetFine Science Tools91460-12Schaar
Behandelingsbuisje P1 Technologies C315IS-5/SPC 33GA; Configuratie: Standaard intern; Lengte: Snijd 5,00 mm onder voet; Uitsteeksel: 0,50 mm  
Behandelingsspuiten Hamilton879085 µL, Model 75 Cemented Needle Special (SN) Spuit, 75SN/22/0,5"/PT3 
Vactrap XL Foxx Life Sciences305-4401-FLSVacuumsysteem

Referenties

  1. Curtin, S. C., Minino, A. M., Anderson, R. N. Declines in cancer death rates among children and adolescents in the United States, 1999-2014. NCHS Data Brief. 257, 1-8 (2016).
  2. Rohaan, M. W., Wilgenhof, S., Haanen, J. B. A. G. Adoptive cellular therapies: the current landscape. Virchows Archiv. 474 (4), 449-461 (2019).
  3. Sadelain, M., Brentjens, R., Riviere, I. The basic principles of chimeric antigen receptor design. Cancer Discovery. 3 (4), 388-398 (2013).
  4. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  5. Wagner, J., Wickman, E., DeRenzo, C., Gottschalk, S. CAR T cell therapy for solid tumors: Bright future or dark reality. Molecular Therapy. 28 (11), 2320-2339 (2020).
  6. Vitanza, N. A., et al. Locoregional infusion of HER2-specific CAR T cells in children and young adults with recurrent or refractory CNS tumors: an interim analysis. Nature Medicine. 27 (9), 1544-1552 (2021).
  7. Majzner, R. G., et al. GD2-CAR T cell therapy for H3K27M-mutated diffuse midline gliomas. Nature. 603 (7903), 934-941 (2022).
  8. Vitanza, N. A., et al. Intraventricular B7-H3 CAR T cells for diffuse intrinsic pontine glioma: preliminary first-in-human bioactivity and safety. Cancer Discovery. 13 (1), 114-131 (2023).
  9. Theruvath, J., et al. Locoregionally administered B7-H3-targeted CAR T cells for treatment of atypical teratoid/rhabdoid tumors. Nature Medicine. 26 (5), 712-719 (2020).
  10. Donovan, L. K., et al. Locoregional delivery of CAR T cells to the cerebrospinal fluid for treatment of metastatic medulloblastoma and ependymoma. Nature Medicine. 26 (5), 720-731 (2020).
  11. Brown, C. E., et al. Regression of glioblastoma after chimeric antigen receptor T-Cell therapy. The New England Journal of Medicine. 375 (26), 2561-2569 (2016).
  12. Bourne, J. A. Intracerebral microdialysis: 30 years as a tool for the neuroscientist. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 30 (1-2), 16-24 (2003).
  13. Zhou, P., et al. Automatically detecting bregma and lambda points in rodent skull anatomy images. PLoS One. 15 (12), 0244378(2020).
  14. Foster, J. B., et al. Development of GPC2-directed chimeric antigen receptors using mRNA for pediatric brain tumors. Journal for Immunotherapy of Cancer. 10 (9), 004450(2022).
  15. Akhavan, D., et al. T cells for brain tumors: Lessons learned and road ahead. Immunological Reviews. 290 (1), 60-84 (2019).

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

CAR-T-cellenstereotactische chirurgieCZS-tumorenlocoregionale infusieplaatsing van gidscannulapediatrische hersentumorenorthotoop muismodelintraventriculaire kathetertumorregressie
Intracraniële canule-implantatie voor seriële locoregionale chimere antigeenreceptor (CAR) T-celinfusies bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.