Hier geven we details over het uitvoeren van glucose-gestimuleerde insulinesecretie (GSIS) via perfusie door het vaatstelsel van de muizen met een intacte alvleesklier als een aanvullende techniek om de endocriene pancreasfunctie te beoordelen met vermindering van mogelijke confounders.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Glucose-gestimuleerde insulinesecretie via perfusie door het vaatstelsel van muizen met een intacte alvleesklier
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
De huidige methoden voor door glucose gestimuleerde insulinesecretie (GSIS) bij knaagdieren omvatten ex vivo perifusie of statische incubatie van pancreaseilandjes en plakjes pancreas. Ex vivo perfusie en statische incubatie maken het mogelijk om snel en efficiënt meerdere monsters te nemen. Deze procedures onderwerpen de eilandjes echter aan trauma, intermitterende hypoxie en verminderde paracriene insulinesignalering, die allemaal van invloed kunnen zijn op GSIS. Deze negatieve effecten kunnen worden geminimaliseerd via perfusie door het vaatstelsel van de muis met een intacte alvleesklier, wat een andere vergelijkingsmethode biedt voor de verschillende GSIS-modellen. De ruggengraat van deze perfusieprocedure omvatte i) ligatie van het vaatvat om de alvleesklier te isoleren en ii) canulatie van het vaatstelsel van de alvleesklier. Dit model omvatte zeven ligatiepunten en twee canulaties. De resulterende geperfuseerde vasculatuur omvatte de aorta van de onderbuik, de coeliakie en de superieure mesenteriale slagader, de vertakte zijrivieren en de poortader.
Het perfusaat werd met ~2 ml/min via een peristaltische pomp in het vaatstelsel geïntroduceerd naar PE-50-slangen die de aorta van de onderbuik canuleren. De perfusaten liepen door het geïsoleerde vaatstelsel en werden via een canulatie met PE-30-slang via de poortader opgevangen. Perfusaat werd verzameld met tussenpozen van 3 minuten in rondes van 30 minuten voor elke perfusaatoplossing van 2,6 mM glucose, 16,8 mM glucose en 2,6 mM glucose met 3-isobutyl-1-methylxanthine (IBMX) in Krebs-Ringer-bicarbonaatbuffer (KRB, 16 mM HEPES en 0,1% BSA, pH 7,4). De IBMX-oplossing werd voorafgegaan door een normale glucoseoplossing van 2,6 mM als wascyclus. De totale tijd was ~1 uur voor de chirurgische ingreep en 2 uur voor het verzamelen van perfusaten. Perfusates werden ingevroren totdat een ELISA werd uitgevoerd om de insulinesecretie te meten.
Deze lijst met methoden hoopt een gedetailleerde procedurele basis te bieden voor het meten van insulinesecretie door pancreasperfusie door het vaatstelsel, waardoor onderzoekers intacte pancreasperfusie met succes in hun laboratoria kunnen uitvoeren.
Inleiding
Het kwantificeren en begrijpen van de bètacelfunctie is voornamelijk bereikt via ex vivo perifusie, statische incubatie en, meer recentelijk, via plakjes pancreas. Hoewel deze procedures de evaluatie van geïsoleerde eilandjes mogelijk maken, kunnen de eerste twee de eilandjes door stressoren leiden die van invloed zijn op hun vermogen om te functioneren. In een studie van Rosenberg et al. vertoonden hondeneilandjes geïsoleerd met behulp van standaardmethoden een verhoogde apoptose van bètacellen, wat bleek uit verlies van het basaalmembraan, het verschijnen van pyknotische kernen en apoptotische lichamen1. Deze studie valt samen met een ander rapport over de isolatie van menselijke pancreaseilandjes, waar morfologische veranderingen die apoptose afbeelden kort na de isolatie van eilandjes werden aangetoond 2,3. Verhoogde bètacelapoptose leidde tot een verminderde insulineafgifte van deze eilandjes, wat het concept ondersteunt dat isolatie van eilandjes hen vatbaar maakt voor schade en functionele beperkingen.
Naast apoptose gaat het vaatstelsel verloren bij isolatie van eilandjes, wat leidt tot een verminderd transport van voedingsstoffen, metabolieten en hormonen 4,5. Deze beperking heeft geleid tot alternatieven zoals transplantatie van de eilandcellen in het oog om een vorm van vaatstelsel en innervatie te behouden6. De verandering in de vaatstelselarchitectuur tijdens de isolatie van eilandjes zorgt ook voor een compacter eilandje, anders dan verwacht in vivo 7,8.
Om de anatomische verschillen nog groter te maken, verschilt het gedrag van statisch geïncubeerde eilandjes van de geïsoleerde geperfuseerde alvleesklier. Voor statisch geïncubeerde eilandjes met een lage glucose leek 77% van de totale vrijgekomen insuline (3,31 ng van het totaal van 4,34 ng) binnen de eerste 30 minuten aanwezig te zijn en weinig in de daaropvolgende periode. Dit staat in schril contrast met de geïsoleerde geperfuseerde alvleesklier bij lage glucoseconcentraties, waar er op alle tijdstippen vrijwel geen insulineafgifte was (<1,8 ng in totaal)9. Hoewel er verder onderzoek moet worden gedaan om dit verschil bij lage glucoseconcentraties volledig op te helderen, kan dit verschil in gegevens duiden op lekkage van hypoxische stervende cellen, die verder werd onderzocht via statische incubatie van monolagen van eilandjescellen. Desalniettemin kunnen deze verschillen tussen de huidige methoden en in vivo-omgevingen een verminderde externe validiteit veroorzaken (Tabel 1).
Naast het veroorzaken van hypoxie, omvatten zowel ex vivo perifusie als statische incubatie het kweken en scheiden van de eilandjes van de alvleesklier in weefselkweekschalen om ze in een zwevende toestand te houden. Tijdens dit proces wordt collagenase meestal door de ductus pancreaticus geperfundeerd om dissociatie van pancreasweefsel mogelijk te maken. Collagenase bindt zich aan collageenfibrillen en ontrafelt ze met behulp van neutrale proteasen, gelatinasen en endogene pancreasproteasen. Samen blijven deze proteasen verteren totdat de eilandjes worden losgemaakt van hun extracellulaire matrix en acinaire celaanhechtingen. Het balanceren van dit mengsel van proteasen levert wisselende resultaten op in zowel de zuiverheid als de functionaliteit van de geïsoleerde eilandjes10. De werkzaamheid van collagenase is ook afhankelijk van dierlijke kenmerken zoals stam, leeftijd, gewicht en diabetesstatus. Het gebruik van deze proteasen in combinatie met dierspecifieke eigenschappen kan de eilandjes van de alvleesklier beschadigen tijdens het isolatieproces. Bij toediening van collagenase activeren deze proteasen ook endogene proteolytische enzymen van de pancreas die de vertering van het basaalmembraan bevorderen. Het beheersen van de endogene activering van pancreasenzymen is echter nog niet mogelijk; Dit kan dus een rol spelen bij eilandjesschade tijdens het teeltproces 11,12,13. Een rapport uit Edmonton toonde aan dat endogene proteaseactiviteit de isolatieopbrengst van eilandjes beïnvloedde zodra een voldoende enzymactiviteitsniveau voor isolatie was bereikt14,15.
Van de huidige infusietechnieken van collagenase (intraductaal) is aangetoond dat ze ook het inwendige van de eilandjes binnendringen, wat leidt tot mogelijke fragmentatie van de eilandjes en dus tot lage eilandjesopbrengsten16. In een studie van Balamurugan et al. werd gezien dat collagenase zich lokaliseerde in eilandjes en acinair weefsel in geïnfuseerde muizenalvleesklier, wat leidde tot intense ontsteking en activering van apoptotische routes17. Eilandjes die de isolatiefase overleefden, vertoonden ook een verminderd vermogen om insuline af te geven.
Bovendien spelen andere factoren, zoals mechanische stress tijdens de voorbereiding van eilandjes en door hypoxie geïnduceerde necrose tijdens de kweek, allemaal een rol bij het functioneren van eilandjes18. Deze eigenschappen kunnen de levensvatbaarheid van het eilandje beïnvloeden bij het isoleren van de alvleesklier en dus de daaruit voortvloeiende functie.
Afgezien van eilandjesisolatie en evaluatie via ex vivo perifusie en statische incubatie, zijn eilandjes in levende pancreasplakken een andere ex vivo-methode die wordt gebruikt om endocriene celreacties te meten19. In dit systeem wordt de chemische stress van isolatieprocedures voor eilandjes vermeden. Bovendien blijft de micro-omgeving van de eilandjes intact, waardoor de fysiologie van de eilandjes dichter bij de in vivo toestand20 kan worden bestudeerd. Net als bij ex vivo perifusie en statische incubatie, is dit een methode die een belangrijke rol zal blijven spelen bij het verwerven van kennis van de alvleesklier. Enkele beperkingen zijn echter mechanische stress tijdens het genereren van plakjes, evenals het ontbreken van een algemeen holistisch beeld van een intacte alvleesklier voor pathologie en fysiologie. De plak vertegenwoordigt een bepaald gebied in de alvleesklier, waardoor de generaliseerbaarheid afneemt vanwege de kleinere steekproefomvang en het beperkte zicht21.
Deze eilandjesisolatie en andere methoden gaan gepaard met verschillende punten van stressfactoren die aan de eilandjes kunnen worden opgelegd. Mechanische stress, hypoxie, overactiviteit van protease en beperkt zicht spelen allemaal een rol bij de resulterende eilandjesopbrengst en de algehele externe validiteit. Deze factoren kunnen worden verminderd door perfusie van de alvleesklier via het vaatstelsel van de muizen, waardoor alle bovengenoemde stressoren worden geminimaliseerd en tegelijkertijd de effecten van andere secretagogen en farmacologische middelen die in het lichaam aanwezig zijn, kunnen worden onderzocht vanwege het behoud van de cellulaire integriteit22. Eerdere studies hebben de impact van de bloedstroom van eilandjes op de insulinespiegels in het plasma aangetoond23; Op hun beurt zouden vasoactieve moleculen zoals angiotensinepeptiden en sympathische agonisten, die de bloedstroom van eilandjes veranderen, de functie van de eilandjes en de insulineafgifte veranderen24,25. Pancreasperfusie zou een verdere beoordeling mogelijk maken van hoe deze en andere verschillende moleculen de endocriene celrespons kunnen beïnvloeden. Dit systeem hoopt een verdere conceptuele vooruitgang mogelijk te maken van ons begrip van de biologie van de endocriene alvleesklier in de aanwezigheid van overspraak in zijn natuurlijke micro-omgeving met een intact vaatstelsel en innervatie. Bovendien zorgt perfusie van de intacte alvleesklier in dit protocol voor isolatie van het orgaan, waardoor potentiële verstorende factoren van andere organen zoals de lever, die insuline uit de bloedsomloop verwijdert, worden verminderd in vergelijking met perfusie van de hele muis. Perfusie van de hele muis zou een verminderde chirurgische techniek mogelijk maken; Het zou echter nog steeds de verzameling van het perfusaat via een vat na de alvleesklier en vóór het bereiken van de lever vereisen - waarschijnlijk de poortader. Voor het verzamelen van poortaders zou canulatie nodig blijven. Hoewel volledige muizenperfusie het voordeel zou bieden van verminderde chirurgische stappen, zouden er beperkingen zijn als gevolg van de verstorende factoren die worden gecreëerd door organen zoals de nieren en longen die angiotensinepeptiden produceren. Dit zou echter een nieuwe benadering zijn die nuttig zou kunnen zijn bij het onderzoeken van de effecten van vasoactieve moleculen geproduceerd uit andere organen op pancreaseilandjes, wat de primaire prioriteit is.
Perfusie van de hele alvleesklier is in het verleden met succes uitgevoerd door anderen 7,22,26. In dit bijgewerkte protocol vormt het gebruik van muizen een grotere technische uitdaging vanwege hun kleinere anatomie in vergelijking met ratten. Deze procedure toont echter met succes de haalbaarheid van dit protocol aan door een goed gekarakteriseerd insulinesecretoir profiel van de intacte alvleesklier van 3 onafhankelijke muizen aan te tonen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Al het onderzoek dat op knaagdieren wordt uitgevoerd, is in overeenstemming met de richtlijnen van het Joslin Diabetes Research Center (goedkeuringsnummer 22-01).
1. Begin
- Anesthesie toedienen.
- Injecteer nuchtere, normoglycemische muizen (Flox/Cre 53-74 weken oud M/V gebruikt in experimenten) met ketamine/xylazine-mix (~75 mg/kg ketamine HCl-mengsel) intramusculair toegediend via een van de achterdijen via een naald van 28 G voor euthanasie.
OPMERKING: Het gebruik van normoglycemische, nuchtere muizen is belangrijk om de effecten van ketamine te verminderen; Een verdoving kan echter worden vervangen. - Zorg ervoor dat de muis goed verdoofd is door met een tang in de achterste voet te knijpen om te controleren op reflex.
OPMERKING: Gebrek aan reflex wordt aangeduid door gebrek aan beweging van het beknelde been. - Dien steriele oogzalf toe aan de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen en hoornvlieszweren te voorkomen.
- Injecteer nuchtere, normoglycemische muizen (Flox/Cre 53-74 weken oud M/V gebruikt in experimenten) met ketamine/xylazine-mix (~75 mg/kg ketamine HCl-mengsel) intramusculair toegediend via een van de achterdijen via een naald van 28 G voor euthanasie.
- Zet het onderwerp vast.
- Zorg ervoor dat de muis goed vastzit en op zijn plaats blijft tijdens de procedure, die dit experiment voltooit via magneten die zijn bevestigd aan elastiekjes die zijn verbonden met de ledematen met de magneten die zijn bevestigd aan een magnetisch bord.
- Reinig de incisieplaats.
- Zorg ervoor dat de muis wordt besproeid met 70% ethanol om besmetting door het haar van de muis te voorkomen,
OPMERKING: Het scheren van de muis zou minder kans op besmetting door de vacht geven.
- Zorg ervoor dat de muis wordt besproeid met 70% ethanol om besmetting door het haar van de muis te voorkomen,
- Voer een incisie uit.
- Knijp met een tang/pincet 2-3 cm van de anus en knip naar boven af terwijl u het buikvlies doorboort met een gebogen schaar.
- Maak een diagonale incisie van de middellijn naar de ribben en het laterale gedeelte van de muis.
- Maak een identieke incisie aan de andere kant.
OPMERKING: Het doel is om voldoende zicht te creëren op de buikholte van nabij het rectum tot aan het middenrif
2. Afbinden
- Ligaat van de maagslagader.
- Beweeg de darmen naar rechts van het dier met een stompe tang/vingers. Til de maag op om de maagslagader en -ader te lokaliseren.
OPMERKING: Maagslagader en -ader geïdentificeerd door visualisatie van bloedvaten die van de onderste slokdarm naar de bovenste maag lopen. - Neem een 7-0 hechting (geen naald) en plaats deze onder de maagslagader met een stompe tang ter voorbereiding op het afbinden.
- Maak een chirurgijnsknoop en zorg voor voldoende ligatie via een stevige knoop.
LET OP: Het type knoop is niet belangrijk; Preventie van de bloedstroom kan worden bepaald door een kleurverandering van het afgebonden orgaan naar een bleker uiterlijk of verwijdering van het orgaan en controle op bloedverdrijving uit het ligatiepunt. Afbinden van de maagslagader zorgt ervoor dat er geen invloed is van de maaginhoud. Dit vermindert ook lekkage naar de maagvaten en leidt perfusaat door naar de coeliakieslagader.
- Beweeg de darmen naar rechts van het dier met een stompe tang/vingers. Til de maag op om de maagslagader en -ader te lokaliseren.
- Ligaat linker niervaten.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3 voor de linker niervaten.
- Identificeer de linker niervaten door felrode en donkerpaarse bloedvaten te visualiseren die verbonden zijn met de linker nier. Deze stap voorkomt lekkage naar de niervaten en leidt perfusaat om naar de coeliakieslagader.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3 voor de linker niervaten.
- Ligaat de aorta van de bovenbuik.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3.
- Identificeer de aorta van de bovenbuik door het helderrode middellijn te visualiseren met vertakte vaten van de coeliakie, de superieure mesenteriale slagader en de linker niervaten. Voer ligatie uit die superieur is aan de coeliakie om lekkage door de aorta van de bovenbuik te verminderen en de stroom naar de coeliakieslagader en uiteindelijk de alvleesklier te garanderen.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3.
- Ligaat rechter niervaten.
- Beweeg de darmen naar links van het dier. Knijp in het weefsel/vet rond de rechternier als hefboom om de juiste niervaten te identificeren.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3.
- Identificeer de rechter niervaten door paarse/donkerrode bloedvaten te visualiseren (beide rechter nieraders met een slagader eronder die niet zichtbaar is) die verbonden zijn met de rechternier met verbinding met zowel de inferieure vena cava als de abdominale aorta. Deze stap loopt parallel aan stap 2.2 met de linker niervaten, waardoor verdere isolatie van de alvleesklier mogelijk is; Wees echter op uw hoede voor de nabijheid van dit schip tot de inferieure Vena Cava.
- Ligaat het abdominale gedeelte van de inferieure vena cava.
- Identificeer het abdominale gedeelte van de vena cava inferior door visualisatie van een groter paars bloedvat met een vertakkende verbinding met de rechter nierader.
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3.
OPMERKING: Deze stap vermindert potentiële verstorende factoren van het bloed dat doorgaat naar de poortader, waar het perfusaat zal worden verzameld.
- Ligaat de aorta van de onderbuik, vóór de bifurcatie (Figuur 1)
- Herhaal stap 2.1.1-2.1.3.
- Na het afbinden vlak voor de splitsing plaatst u een hechtdraad onder de aorta ongeveer 0,5 cm boven de eerste knoop. Gebruik deze hechtdraad om de canulatie op zijn plaats te binden.
- Gebruik de ruimte tussen de hechtdraad en de afgeligeerde hechtdraad om de buis in te brengen voor canulatie. Deze ligatie zorgt ervoor dat perfusaat door de onderbuikaorta omhoog loopt naar de coeliakieslagader.
- Ligate de poortader (Figuur 2)
- Verplaats de darmen naar links van het dier om een goede visualisatie van de poortader mogelijk te maken.
- Maak een incisie in het middenrif en de ribben om indien nodig meer ruimte te creëren om de poortader te bekijken en voor de juiste tractie voor ligatie en canulatie.
- Ligate het vat zo superieur mogelijk (dichter bij de lever) om ruimte te garanderen voor cannulatie later.
- Plaats een tweede hechting onder de eerste, maar boven de alvleesklier. Stap 2.7.2 zorgt ervoor dat de persoon overlijdt. Bovendien is deze stap belangrijk om perfusaat te kunnen opvangen en mogelijke terugstroming te voorkomen die superieur is aan het canulatiepunt.
3. Cannulatie
- Kanuleren van de aorta van de onderbuik.
- Maak met een schaar een incisie van 0,5-1,5 mm in de aorta van de onderbuik tussen de onderste knoop en de superieure hechting.
- Gebruik de onderste knoop als hefboom en steek de buis via de inkeping in de aorta totdat deze de meer superieure hechting bereikt; Pas op dat u niet scheurt.
- Bind de meer superieure hechtdraad in een knoop om de buis op zijn plaats te vergrendelen.
OPMERKING: Met deze stap kan het perfusaat het gesloten systeem binnendringen. Met de ligaties op hun plaats, zou het perfusaat moeten reizen van het ingangspunt in de aorta van de onderbuik tot aan de coeliakie, vervolgens de pancreasvaten, eindigend bij de leverpoortader waar het perfusaat kan worden verzameld.
- Kanuleer de poortader.
- Maak een incisie van 0,5-1 mm in de poortader net nadat de poortader de alvleesklier heeft verlaten.
- Houd de bovenste knoop als hefboom vast met een stompe tang in de ene hand en steek de buis in de poortader met behulp van een tang om de buis met de andere hand vast te pakken.
- Gebruik indien mogelijk de tweede hechting om de buis op zijn plaats te binden.
OPMERKING: Deze stap is het eindpunt van het gesloten systeem waar het perfusaat naar buiten moet komen door de impact van de alvleesklier op de aanwezige vloeistof.
4. Inzameling
- Voer perfusie uit.
- Voordat u de aortaslang in de onderbuik plaatst, moet u ervoor zorgen dat het perfusiesysteem is begonnen met het perfusaat dat met de gewenste snelheid (~2 ml/min) stroomt.
OPMERKING: Het perfusaat moet uit de poortadercanulatie in een opvangbuis lopen. Een polymerasekettingreactie (PCR) buisje kan worden gebruikt om het gemakkelijker te bewaren. De perfusaatoplossingen die hier worden gebruikt, zijn 2,6 mM glucose met 1,2 mM 3-isobutyl-1-methylxanthine (IBMX), 16,8 mM glucose en 2,6 mM glucose met 3-isobutyl-1-methylxanthine (IBMX) in Krebs-Ringer bicarbonaatbuffer (KRB, 16 mM HEPES en 0,1% BSA, pH 7,4). Perfusaatoplossing begon met een oplossing met een lage glucose tot hoge glucose, terug naar lage glucose en eindigde met een IBX-oplossing voor controle.
- Voordat u de aortaslang in de onderbuik plaatst, moet u ervoor zorgen dat het perfusiesysteem is begonnen met het perfusaat dat met de gewenste snelheid (~2 ml/min) stroomt.
- Verzamel het parfum.
- Verzamel het perfusaat met tussenpozen van 30 minuten in PCR-buisjes (vervang de buisjes elke 3 minuten).
- Vervang de oplossing na elk interval van 30 minuten.
- Voer een enzymgekoppelde immunosorbenttest (ELISA) uit met de monsters. Dit kan op een later tijdstip worden gedaan als het op de juiste manier wordt bewaard.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De resultaten na ELISA zouden moeten aantonen dat de insulinesecretie van de alvleesklier van de muis afhankelijk is van de perfusaatglucosespiegels. Vanwege de nieuwheid van deze procedure bij muizen, hangt het analyseren van de uitkomst en het succes ervan af van vergelijking met meerdere andere onderzoeken met een geperfundeerde alvleesklier van muizen. Een bifasische insulinerespons op een hoge glucoseconcentratie wordt als fysiologisch beschouwd, zoa...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Het hierboven beschreven protocol heeft tot doel een gesloten systeem te creëren dat bestaat uit de intacte alvleesklier, twee inlaten (coeliakie en superieure mesenteriale slagader) en één uitlaat (leverpoortader). Alle andere vaten zijn afgebonden om lekkage te voorkomen wanneer perfusaat wordt doorgevlogen, en om isolatie van de alvleesklier zelf met zijn micro-omgeving te garanderen. De ligatiestappen in dit protocol zorgen er ook voor dat het perfusaat door de alvleesklier stroomt z...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs melden geen belangenconflicten.
Dankbetuigingen
De auteurs bedanken Christopher Cahill, Jennifer Hollister-Lock, Drs. Susan Bonner-Weir, Kanako Iwasaki, Francesko Hela en Priscila Carapeto voor nuttig advies, technische assistentie en mentoring tijdens dit project. Dit onderzoek werd ondersteund door subsidie NIDDK R01 DK132535.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Fiber membrane oxygenator | Harvard Apparatus | 73-3757 | Laat zuurstof toe om het perfusaatop te gaan nemen |
| Verwarmingskussen | Braintree scientific | 39OM | |
| Ketamine/xylazine | Patterson Veterinary | 78908598 | |
| Magneetbord | Braintree scientific | 39OM | |
| Magneten met elastiekjes | Braintree scientific | 39OM | |
| Microscopie | N/A | N/A | Geen specifiek bedrijf |
| Zuurstoftank | N/A | N/A | Geen specifiek bedrijf |
| PCR-buizen | ThermoFisher/Invitrogen | AM12225 | Gebaat voor perfusaatopname |
| PE-30 buis | Braintree scientific | PE30 | |
| PE-50 buis | Braintree scientific | PE50 | |
| Peristaltiekpomp | N/A | N/A | Geen specifiek bedrijf |
| Chirurgische gereedschappen | N/A | N/A | Geen specifiek bedrijf |
| Hechtdraad | N/A | N/A | Geen specifiek bedrijf |
Referenties
- Rosenberg, L., Wang, R., Paraskevas, S. Structural and functional changes resulting from islet isolation lead to islet cell death. Surgery. 126 (2), 393-398 (1999).
- Paraskevas, S., et al. Apoptosis occurs in freshly isolated human islets under standard culture conditions. Transplant Proc. 29 (1-2), 750-752 (1997).
- Bottino, R., et al. Response of human islets to isolation stress and the effect of antioxidant treatment. Diabetes. 53 (10), 2559-2568 (2004).
- Burganova, G., Bridges, C., Thorn, P., Landsman, L. The role of vascular cells in pancreatic beta-cell function. Front Endocrinol. 12, 667170(2021).
- Jansson, L., Carlsson, P. -O. Graft vascular function after transplantation of pancreatic islets. Diabetologia. 45 (6), 749-763 (2002).
- Leibiger, I. B., Berggren, P. -O. Intraocular in vivo imaging of pancreatic islet cell physiology/pathology. Mol Metab. 6 (9), 1002-1009 (2017).
- Weir, G. C., Atkins, R. F., Martin, D. B. Glucagon secretion from the perfused rat pancreas following acute and chronic streptozotocin. Metabolism. 25 (11 Suppl), 1519-1521 (1976).
- Pisania, A., et al. Quantitative analysis of cell composition and purity of human pancreatic islet preparations. Lab Invest. 90 (11), 1661-1675 (2010).
- Weir, G. C., Leahy, J. L., Braunstein, L. P. Characteristics of insulin and glucagon release from the perfused pancreas, intact isolated islets, and dispersed islet cells. Horm Res. 24 (1), 62-72 (1986).
- Fathi, I., Goto, M. Collagenases in Pancreatic Islet Isolation. Transplantation, Bioengineering, and Regeneration of the Endocrine Pancreas. , Elsevier Academic Press. (2019).
- Heiser, A., Ulrichs, K., Müller-Ruchholtz, W. Isolation of porcine pancreatic islets: low trypsin activity during the isolation procedure guarantees reproducible high islet yields. J Clin Lab Anal. 8 (6), 407-411 (1994).
- Basir, I., et al. Improved outcome of pig islet isolation by Pefabloc inhibition of trypsin. Transplant Proc. 29 (4), 1939-1941 (1997).
- White, S. A., et al. A preliminary study of the activation of endogenous pancreatic exocrine enzymes during automated porcine islet isolation. Cell Transplant. 8 (3), 265-276 (1999).
- Lakey, J. R. T., et al. Serine-protease inhibition during islet isolation increases islet yield from human pancreases with prolonged ischemia. Transplantation. 72 (4), 565-570 (2001).
- Rose, N. L., Palcic, M. M., Helms, L. M. H., Lakey, J. R. T. Evaluation of Pefabloc as a serine protease inhibitor during human-islet isolation. Transplantation. 75 (4), 462-466 (2003).
- Cross, S. E., et al. Collagenase penetrates human pancreatic islets following standard intraductal administration. Transplantation. 86 (7), 907-911 (2008).
- Balamurugan, A. N., et al. Harmful delayed effects of exogenous isolation enzymes on isolated human islets: relevance to clinical transplantation. Am J Transplant. 5 (11), 2671-2681 (2005).
- Li, W. Functional analysis of islet cells in vitro, in situ, and in vivo. Semin Cell Dev Biol. 103, 14-19 (2020).
- Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nat Protoc. 9 (12), 2809-2822 (2014).
- Cohrs, C. M., et al. Bridging the gap: pancreas tissue slices from organ and tissue donors for the study of diabetes pathogenesis. Diabetes. 73 (1), 11-22 (2024).
- Panzer, J. K., et al. Pancreas tissue slices from organ donors enable in situ analysis of type 1 diabetes pathogenesis. JCI Insight. 5 (8), e134525(2020).
- Wargent, E. T. Measurement of insulin secretion using pancreas perfusion in the rodent. Methods Mol Biol. 2076, 281-297 (2020).
- Tamayo, A., et al. Pericyte control of blood flow in intraocular islet grafts impacts glucose homeostasis in mice. Diabetes. 71 (8), 1679-1693 (2022).
- Yuan, L., Li, Y., Li, G., Song, Y., Gong, X. Ang(1-7) treatment attenuates β-cell dysfunction by improving pancreatic microcirculation in a rat model of type 2 diabetes. J Endocrinol Invest. 36 (11), 931-937 (2013).
- Carlsson, P. -O., Berne, C., Jansson, L. Angiotensin II and the endocrine pancreas: effects on islet blood flow and insulin secretion in rats. Diabetologia. 41 (2), 127-133 (1998).
- Penhos, J. C., et al. A rat pancreas-small gut preparation for the study of intestinal factor(s) and insulin release. Diabetes. 18 (11), 733-738 (1969).
- Ma, Y. H., et al. Differences in insulin secretion between the rat and mouse: role of cAMP. Eur J Endocrinol. 132 (3), 370-376 (1995).
- Aynsley-Green, A., Biebuyck, J. F., Alberti, K. G. Anaesthesia and insulin secretion: the effects of diethyl ether, halothane, pentobarbitone sodium and ketamine hydrochloride on intravenous glucose tolerance and insulin secretion in the rat. Diabetologia. 9 (4), 274-281 (1973).
- Chen, H., Li, L., Xia, H. Diabetes alters the blood glucose response to ketamine in streptozotocin-diabetic rats. Int J Clin Exp Med. 8 (7), 11347-11351 (2015).
- Lehmann, R., et al. Effects of ketamine sedation on glucose clearance, insulin secretion and counterregulatory hormone production in baboons (Papio hamadryas). J Med Primatol. 26 (6), 312-321 (1997).
- Sharif, S. I., Abouazra, H. A. Effect of intravenous ketamine administration on blood glucose levels in conscious rabbits. Am J Pharm Toxicol. 4 (2), 38-45 (2009).
- Komatsu, M., Takei, M., Ishii, H., Sato, Y. Glucose-stimulated insulin secretion: a newer perspective. J Diabetes Investig. 4 (6), 511-516 (2013).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
