Methodenartikel

Een diermodel van pulpitis gebaseerd op een uit de stam van muizen en de histologische analyse ervan

261 weergaven

⸱

DOI:

10.3791/69786

⸱

27 februari 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Operative Dentistry, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 2Dow Institute of Advanced Biological and Animal Research, Dow University of Health Sciences, 3Department of Pathology, Dow International Medical College, Dow University of Health Sciences, 4Department of Oral Pathology, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 5Qatar University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol voor het creëren van een pulpitismodel bij NMRI (Naval Medical Research Institute) muizen. Daarnaast worden stappen beschreven voor het maken van een kaakijk-terugtrekkingsclip en het voorbereiden van dia's voor histologie van de dierlijke kaak. Door een standaardprotocol te volgen, kunnen variaties in methodologie en resultaten worden vermeden.

Samenvatting

De muizen van het Naval Medical Research Institute (NMRI) zijn eerder niet gerapporteerd voor het creëren van een model voor ontsteking van tandpulpa. In dit protocol presenteren we een diermodel met gebruik van NMRI-muizen en bieden we gedetailleerde histologische procedures voor het pulpitismodel om reproduceerbaarheid te waarborgen. We includeerden 70 NMRI-muizen die willekeurig werden toegewezen aan twee groepen: Groep A (n=35), waarbij pulpitis werd opgewekt door alleen de pulpa-blootstelling, en Groep B (n=35), die pulpa-blootstelling kreeg gevolgd door Zymosan-toepassing. Na het onthullen van de pulpa van de rechter maxillaire kies werden dieren op bepaalde tijdsintervallen geofferd (0, 6, 9, 12, 24, 48 en 72 uur). De maxillaire kaak werd verkregen voor histologie en kwantitatieve histomorfologische analyse. Een tijdsafhankelijke, geleidelijke toename van ontsteking werd waargenomen in histologische analyse voor beide groepen. Beide diermodellen maakten het mogelijk om ontstekingen tot 72 uur te bestuderen. De techniek die in dit artikel wordt gepresenteerd is reproduceerbaar en zal helpen de histologische studie van pulpitis te standaardiseren.

Inleiding

Verschillende diermodellen zijn gebruikt om pulpitis 1,2,3,4 te bestuderen. Hiervan worden muizenmodellen gebaseerd op C57BL/6 en BALB/c exclusief gerapporteerd in pulpitisonderzoek 5,6,7,8. Beiden zijn inteelt en hebben strikte fokvereisten 7,9. De NMRI-muizen die in het huidige protocol worden gebruikt, zijn een doorbloed stam en bieden meerdere voordelen ten opzichte van inteeltstammen. De kosten voor installatie en onderhoud zijn laag. Hoge voortplanting, betere immuniteit en lage sterfte leiden tot een vroegere en grotere omloop van kolonies10. Daarom is het logistiek en financieel haalbaarder11. Bovendien geven onze resultaten aan dat het ziekteprofiel van pulpaontsteking dat in dit model wordt geproduceerd, vergelijkbaar is met de eerder gerapporteerde modellen op inteeltmuizen 5,6,8. Bovendien kunnen NMRI-muizen tot 72 uur bestand zijn tegen blootstelling van pulpa aan Zymosan, waardoor een waarneembaar ziekteprofiel ontstaat. Dit is een levensvatbaar alternatief voor andere inteeltstammen om pulpitis12 te bestuderen.

Zymosan is een extract van de celwand van Saccharomyces cerevisiae en bestaat voornamelijk uit chitine, mannans, mannoproteïnen en ß-glucanen13. Zymosan en Candida albicans delen een vergelijkbare celwandstructuur en worden gedetecteerd door de aangeboren immuniteit van de gastheer via een C-type lectine, pathogeen herkenningsreceptor, Dectin-114. Dectin-1 wordt voornamelijk tot expressie gebracht door dendritische cellen en macrofagen. Het detecteert ß-glucanen in schimmelpathogenen en gebruikt de Syk/CARD9-route voor de vorming van ontstekingsmediatoren15. Daarom is Zymosan een haalbaar alternatief om het effect van blootstelling door C. albicans op pulpaziekte te bestuderen in plaats van het organisme16 te gebruiken. Dit wordt ondersteund door onze eerder gepubliceerde resultaten, die een vroege detectie van Dectin-1 transcripties in Zymosan-blootgestelde pulpa tonen. Evenzo werden Dectin-1 met CD68+ve macrofagen waargenomen, evenals12.

Histologische technieken die in eerdere publicaties zijn beschreven, zijn vaak onvoldoende voor beginnende onderzoekers om met vertrouwen te reproduceren. Daardoor treden uitgebreide trial-and-error voor, wat leidt tot onnodig dierverlies tijdens het optimaliseren van histologische procedures. Het huidige protocol standaardiseert de glaasvoorbereidingstechniek en is met succes toegepast op ratten17. Hier worden alle essentiële stappen van het pulpitismodel in detail beschreven, waaronder een reproduceerbare methode voor kaakterugtrekking, inductie van pulpitis door pulpa-blootstelling, inductie van pulpontsteking met Zymosan en daaropvolgende histologische analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De huidige dierstudie is ontworpen volgens de ARRIVE-richtlijnen. De Institutional Review Board for Animal Research and Ethics van de Dow University of Health Sciences keurde deze dierstudie goed (brief nr. AR. IRB-06/DUHS/Goedkeuring/2016/05). Het protocol omvatte in totaal 70 NMRI-muizen. De dieren werden verkregen uit de 'Central Animal House Facility' van het Dow Institute for Advanced Biological and Animal Research. De steekproefgrootte van dit protocol is gebaseerd op een eerdere studie8.

1. Dieren

OPMERKING: De dieren die voor het onderzoek werden geselecteerd, wogen 26-30 g en werden in standaardkooien gehouden onder de volgende omstandigheden: een temperatuur van ±21 °C, relatieve luchtvochtigheid van ±55%, en een licht/donker-verhouding van 12 uur met vrij beschikbaar gefilterd water en standaardvoer (normaal voedseldieet). Er werd regelmatig gemonitord op tekenen van agressie, ongemak of irritatie. Diclofenacnatrium (200 μL subcutaan, 25 mg/mL) werd gebruikt bij pijn of ongemak. Ze mochten twee weken acclimatiseren voorafgaand aan experimenten. Tien dieren werden elk in passend gelabelde kooien gehouden. Voor dieridentificatie werd er een marker op de staart geplaatst.

  1. Verdeel de dieren (n=70) willekeurig in twee groepen: Groep A (n=35), Groep B (n=35).
  2. In groep A induceert u pulpitis alleen door blootstelling van de pulpa (zie stap 4.1.1 tot stap 4.1.9).
  3. Voor een dier van groep B breng je Zymosan-oplossing aan op de blootgestelde pulpa (zie stap 4.2.1 tot stap 4.2.3).

2. Zymosan-oplossing

  1. Volg een eerder gepubliceerde methode voor de bereiding van Zymosan-oplossing zoals hieronderbeschreven 18.
  2. Gebruik fosfaatgeboterde zoutoplossing (PBS) om een oplossing van 1 mg/mL te maken uit 1 mL Zymosan.
  3. Autoclaveer de oplossing bij 121 °C gedurende 15 minuten.
  4. Laat de oplossing 1 uur afkoelen tot kamertemperatuur.
  5. Centrifugeer de oplossing op 4 °C en 300 x g gedurende 10 minuten.
  6. Gooi het supernatant weg en was het pelletje drie keer door opnieuw te centrifugeren met ijskoude, steriele PBS.
  7. Bewaar de oplossing op 4 °C tot verder gebruik.
    OPMERKING: De oplossing moet binnen 30 dagen worden gebruikt, waarna deze kan worden weggegooid.

3. Kaakintrekclip

  1. Gebruik 0,7 mm roestvrijstalen orthodontisch draad om een kaakterugtrekclip te maken.
  2. Neem een draad van 100 mm lengte en maak een lus van 5 mm diameter in het midden.
  3. Draai beide delen van de draad 5 mm van de lus en in totaal 15 mm haaks zonder scherpe bochten.
  4. Op een afstand van 25 mm vanaf de bocht maak je een inkeping en draai je het resterende uiteinde naar buiten. Gebruik Figuur 1A als begeleiding.

4. Dierenmodel

  1. Groep A (n = 35)
    1. Verdoof dieren door een intraperitoneale injectie van 0,1 mL/20 g ketamine-xylazine cocktail (87,5 mg/kg ketamine + 12,5 mg/kg Xylazine).
    2. Gebruik een 10x schuine lange arm-stereomicroscoop voor alle procedures (Figuur 1B). Stel de schuine arm zo in dat je direct zicht hebt op de teruggetrokken maxillaire tanden van het dier. (Figuur 1C)
    3. Knijp in de clip en plaats het geinkepte deel tussen de maxillaire en mandibulaire snijtanden aan weerszijden van de clip.
    4. Na het losmaken van de clip bevestig je de uiteinden met behulp van lijmtape (Figuur 1C).
    5. Gebruik een tandpincet om de wangen van het dier te laten groeien met je niet-werkende hand. (Figuur 1D,E).
      OPMERKING: Vermijd overmatige druk. De verwonding door een pincet kan dodelijke bloedingen en de dood van het dier veroorzaken.
    6. Gebruik een #1/4 ronde carbidboor met een E-type langzaam handstuk in een elektrische micromotor met een vergroting van 10x tot de helft van de diepte in het midden van de rechter bovenkaak om een klasse 1 holte te maken. Schaduw van pulp kan op dit moment zichtbaar zijn (Figuur 1D, E).
    7. Laat de boer voorzichtig en langzaam bewegen in een zwaaiende beweging lopen. Gebruik een elektromotor om het toerental te regelen.
    8. Gebruik een K-type endodontisch vijl met nummer 15 om de pulpa bloot te leggen (Figuur 2B).
      OPMERKING: Het gebruik van een #15 endodontisch handinstrument moet uiterst voorzichtig zijn, anders zal er een furcatieperforatie ontstaan, die pas zichtbaar zal worden zodra histologische glaasapjes zijn gemaakt. De diameter van de #1/4 ronde carbide boor is 0,25 mm, en een #15K type vijl is 0,15 mm breed. Daarom is 0,15 mm de belichtingsgrootte in de pulp (Figuur 2C).
    9. Laat de blootliggende pulpa open voor inleiding van pulpitis
  2. Groep B (n = 35)
    1. Herhaal alle stappen die in stap 4.1 zijn gegeven met de toevoeging van het volgende.
    2. Gebruik een micropipet (0,2-2 μL) om 0,2 μL eerder bereide Zymosan-oplossing over de blootgestelde pulpa te plaatsen.
      OPMERKING: Er moet voorzichtig worden omgegaan bij het toedienen van de Zymosan-oplossing. Onbedoeld morsen van de oplossing in de mondholte kan de dood van het dier veroorzaken. Daarom wordt gaas gebruikt om de tand te bedekken zodat overtollige Zymosan-oplossing door gaas wordt opgenomen (Figuur 2D).
    3. Laat het behandelde pulpa open voor inductie van pulpitis met Zymosan-oplossing.

5. Monstervoorbereiding

  1. Offer vijf dieren uit elke groep op 0, 6, 9, 12, 24, 48 en 72 uur door koolstofdioxide-inhalatie19.
  2. Gebruik een euthanasiekamer van 7,25 liter.
  3. Laad de kamer niet vooraf op metCO2.
  4. Plaats de dieren direct in de kamer.
  5. Voeg 100% CO2 toe met een vulsnelheid tussen 30 en 70% van het kamervolume per minuut.
  6. Houd de debiet vanCO2 op 5 L/min.
  7. Verwarm deCO2 en laat het mengen met de aanwezige lucht in de kamer.
  8. Observeer de dieren op tekenen van bewusteloosheid binnen 23 minuten.
  9. Houd de dieren in de gaten op het stoppen van de ademhaling en de ogen die grijs kleuren.
  10. Houd deCO2-stroom minstens één minuut na het stoppen van de ademhaling.
  11. Bevestig de dood van dieren voordat je ze uit de kamer haalt. Zorg ervoor dat er geen ademhaling is en dat de ogen bleek lijken.
  12. Haal de hoofden van dieren direct na euthanasie af.
  13. Gebruik de onbehandelde bovenkaakkies van de linkerkant van het dier dat bij 0 uur is geofferd als controle.
  14. Gebruik 10% gebufferde formaline in correct gelabelde 15 mL conische buizen om de maxillaire kaken 2 dagen op te bergen.

6. Histologie

  1. Decalcificeer de vastgestelde kaken met 10% mierenzuur gedurende 3 dagen.
    OPMERKING: Controleer na de derde dag of een chirurgisch mes de kaak kan doorsnijden. Als het nog steeds niet zacht genoeg is, dompel het dan opnieuw onder in 10% mierzuur en controleer dagelijks totdat het met een chirurgisch mesje gesneden kan worden.
  2. Snijd de kaak met een no. 22 mes. Maak de snede parallel aan het occlusale vlak, langs het sagittale vlak, waarbij het blad direct aan de palatale zijde van de palatale knobbels van maxillaire kiezen blijft (Figuur 3A).
  3. Markeer het occlusale oppervlak van alle tanden met India Ink.
    OPMERKING: Deze markering helpt het occlusale oppervlak te herkennen tijdens het doorsnijden (Figuur 3B).
  4. Plaats de doorgesneden bek in paraffinewas in een roestvrijstalen malbehuizing door deze plat tegen de basis van de mal te leggen met het gesneden oppervlak naar de basis gericht.
    OPMERKING: Door op deze manier in te sluiten wordt ervoor gezorgd dat het snijvlak eerst het microtoom binnenkomt, de monsteroriëntatie correct is en dat de sagittale secties worden geproduceerd zoals weergegeven in Figuur 3E.
  5. Verwijder de inbeddingcassette met de ingesloten kaak uit de basismal en plaats deze in een microtoom.
  6. Maak sagittale secties van 3 μm dikke en plaats deze op een schone, geladen microscoopglaasje (Figuur 3C).
  7. Bekijk ongekleurde preparaten onder een compoundmicroscoop.
    OPMERKING: Blijf de gesneden secties observeren totdat de holte zichtbaar is op het occlusale oppervlak. Als de doorsneden correct zijn gemaakt langs het sagittale vlak langs de lange as van de bovenste eerste kies, ziet men de gehele pulparuimte met één of twee wortels en pulpakamer (Figuur 3E). Vanaf dit punt kan men theoretisch 50 dia's maken van één sectie, aangezien de belichtingsgrootte 0,15 mm is. (3 μm = 0,003 mm, 0,003 x 50 = 0,15)
  8. Voer standaardstappen uit van hematoxyline- en eosine kleuringsprocedures voor de geselecteerde preparaten waarbij één of twee wortels te zien zijn, samen met de gehele pulpa-kamer.
  9. Bekijk de gekleurde preparaten onder een compoundmicroscoop.
  10. Selecteer vijf beste dia's per tijdsinterval die het mogelijk maken de maximale pulpa-ruimte te observeren.

7. Statistische analyse

  1. Voer statistische analyses uit met standaard statistische software.
    OPMERKING: Voor kwantitatieve histomorfologische analyse werden de waargenomen dia's van elk tijdsinterval gescoord volgens een eerder gepubliceerd criterium (Tabel 1)8. De Kruskal-Wallis H-test met Bonferroni-correctie bij p=0,0018 werd gebruikt om scores van verschillende tijdsintervallen te vergelijken. De Mann-Whitney U-test werd gebruikt op p ≤ 0,05 om groepen A en B te vergelijken. Alle vergelijkingen werden uitgevoerd met standaard statistische software.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

In dit protocol presenteren we een gedetailleerde stapsgewijze procedure voor twee diermodellen van ontsteking van tandpulpa bij NMRI-muizen, samen met hun bijbehorende histologische methoden. Het gebruik van geschikte apparatuur is essentieel voor het succes van het protocol. In dit opzicht is de 10x hellende langearmige stereomicroscoop het belangrijkste apparaat. De klasse 1 caviteitsvoorbereiding werd uitgevoerd met een elektromicromotor op ongeveer een derde van de maximale snelheid...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het huidige protocol presenteert voor het eerst in de gerapporteerde literatuur de ontwikkeling van een type 3 tandbeschadigingsmodel (onomkeerbare pulpitis) bij NMRI-muizen. Het beschrijft ook de histologische analyse van door Zymosan veroorzaakte pulpaontsteking en biedt een reproduceerbare methode voor het maken van histologische preparaten uit dierlijke kaken.

Na dit protocol werd een type 3 tandbeschadigingsmodel ontwikkeld bij NMRI-muizen. Eerder onderzo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hoeven geen belangenconflicten aan te geven.

Dankbetuigingen

De studie was zelf gefinancierd. De auteurs erkennen de hulp van de heer Muhammad Adeel van de afdeling Histologie van de Dow University of Health Sciences voor Histologie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BasisvormHisto-line Laboratories, ItaliëR4166C2:D23Voor het insluiten van het monster in paraffine
Carbide boren #1/4 rondMidwest, Wichita Falls, Texas389101
Compound microscoop Motic BA310Motic Inc. Co. Ltd, Hongkonghttps://moticmicroscopes.com/products/ba310e
Diclofenac natrium 25mg/mLIndus Pharma (DYCLO)https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/200µL subcutaan
E type traagsnelheid hand stuk Rose201-M4Being Foshan, Chinahttps://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html
InsluitcassetteHisto-line Laboratories, ItaliëR4004
Euthanasie kamerConductScience, Illinois VSCS-EUTH2A7,25 liter Capaciteit, Voor Muizen en Ratten [Tot 500g]
Falconbuisjes 15 mlNest188271
FormalineSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Verenigde Staten158127gebufferd
MierenzuurBDH Laboratory Supplies Poole, Engeland2842810%
HomogenisatorOmni Mixer Homogenisator, Omni International, Georgia VShttps://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th
India InkSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Verenigde Staten198285
K type nummer 15 endodontisch draadjeMani, Japanhttps://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html
Ketamine-Xylazine cocktailBrookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.87,5mg/kg Ketamine + 12,5mg/kg Xylazine
Microtoom HM 315 RMicrom, Duitsland901100
Micro-motor Marathon-IIIBT-Marathon, Saeyang Microtech Co.,Ltd. Koreahttps://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111Gebruik op 1/3 van maximale snelheid
Micropipet 0,2-2 µLGilson, Frankrijkhttps://www.gilson.com/default/
pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal
-ejector.html?srsltid=AfmBOoobE
0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI
0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS		0,2-2 µL
Fosfaat gebufferde zoutoplossingSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Verenigde StatenP4417
Statistisch Pakket voor de Sociale WetenschappenIBM, Armonk, New YorkSPSS voor Mac versie 23,0
Stereomicroscoop BMK-3 ledMeiji techno, Japanhttps://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/
Chirurgisch mesje Nr. 22Feather Surgical Blade, Feather Safety Razor Co Ltd., Osaka, JapanFB. 12
Zymosan ASigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Verenigde StatenCat no Z42501mg/mL vanuit 1 mL Zymosan

Referenties

  1. Haddad, M., Lefranc, G., Aftimos, G. Local application of IGF1 on dental pulp mechanically exposed; in vivo study on rabbit. Bull Group Int Rech Sci Stomatol Odontol. 45 (1), 12-17 (2003).
  2. Huang, J., et al. Dynamic Regulation of Delta-Opioid Receptor in Rat Trigeminal Ganglion Neurons by Lipopolysaccharide-induced Acute Pulpitis. J Endod. 41 (12), 2014-2020 (2015).
  3. Shahravan, A., Ghoddusi, J., Eslami, B., Rategar, A. F. A histopathological study of the pulp of dogs' teeth after induction of experimental pulp inflammation for different periods of time. J Microsc. 237 (2), 119-121 (2010).
  4. Siddiqui, Y. D., et al. Resolvin D2 Induces Resolution of Periapical Inflammation and Promotes Healing of Periapical Lesions in Rat Periapical Periodontitis. Front Immunol. 10, 307(2019).
  5. Mutoh, N., Tani-Ishii, N., Tsukinoki, K., Chieda, K., Watanabe, K. Expression of toll-like receptor 2 and 4 in dental pulp. J Endod. 33 (10), 1183-1186 (2007).
  6. Mutoh, N., Watabe, H., Chieda, K., Tani-Ishii, N. Expression of Toll-like receptor 2 and 4 in inflamed pulp in severe combined immunodeficiency mice. J Endod. 35 (7), 975-980 (2009).
  7. Sasaki, H., et al. Endodontic Infection-induced Inflammation Resembling Osteomyelitis of the Jaws in Toll-like Receptor 2/Interleukin 10 Double-knockout Mice. J Endod. 45 (2), 181-188 (2019).
  8. He, Y., et al. Pulpal Tissue Inflammatory Reactions after Experimental Pulpal Exposure in Mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
  9. Patidar, A., et al. Barley beta-Glucan and Zymosan induce Dectin-1 and Toll-like receptor 2 co-localization and anti-leishmanial immune response in Leishmania donovani-infected BALB/c mice. Scand J Immunol. 92 (6), e12952(2020).
  10. Tuttle, A. H., Philip, V. M., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Comparing phenotypic variation between inbred and outbred mice. Nat Methods. 15 (12), 994-996 (2018).
  11. Zhang, W., et al. Genome-Wide Association Mapping of Quantitative Traits in Outbred Mice. G3 Genes|Genomes|Genetics. 2 (2), 167-174 (2012).
  12. Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clini Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
  13. Rogers, N. C., et al. Syk-dependent cytokine induction by Dectin-1 reveals a novel pattern recognition pathway for C-type lectins. Immun. 22 (4), 507-517 (2005).
  14. Ruiz-Herrera, J., Elorza, M. V., Valentin, E., Sentandreu, R. Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity. FEMS Yeast Res. 6 (1), 14-29 (2006).
  15. Takeuchi, O., Akira, S. Pattern recognition receptors and inflammation. Cell. 140 (6), 805-820 (2010).
  16. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus Polymicrobial Peritonitis Modulates Host Innate Immunity. Infect Immun. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  17. Niazi, F. H., et al. Dentin-Pulp Complex Response in Molars of Rats after Occlusal and Cervical Restorations with Conventional Glass Ionomer Cement and Nano-Hydroxyapatite Silica Glass Ionomer Cement. Appl Sci. 13 (5), 3156(2023).
  18. Erdo, F., Torok, K., Aranyi, P., Szekely, J. I. A new assay for antiphlogistic activity: zymosan-induced mouse ear inflammation. Agents Actions. 39 (3-4), 137-142 (1993).
  19. Underwood, W., Raymond, A. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , 2020 edition, (2020).
  20. Bernardino, ÍdM., Farias, ÍdL., Cardoso, A., Xavier, A., Cavalcanti, A. Use of Animal models in Experimental Research in Dentistry in Brazil. Pesqui Bras Odontopediatria Clin Integr. 14 (1), 17-21 (2014).
  21. Alzarea, B. Selection of Animal Models in Dentistry: State of Art Review Article. J Anim Vet Adv. 13 (18), 1080-1085 (2014).
  22. Hasan, A., et al. A novel experimental model to investigate fungal involvement shows expression of Dectin-1 in periapical lesion pathogenesis. J Oral Rehab. 50 (10), 1043-1057 (2023).
  23. Song, M., et al. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J Vis Exp. (119), e54973(2017).
  24. Balto, K., White, R., Mueller, R., Stashenko, P. A mouse model of inflammatory root resorption induced by pulpal infection. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 93 (4), 461-468 (2002).
  25. De Rossi, A., Rocha, L. B., Rossi, M. A. Interleukin-10, Intercellular adhesion molecule-1, and chemokine receptor 5, but not interleukin-4, attenuate the development of periapical lesions. J Endod. 34 (1), 31-38 (2008).
  26. da Silva, R. A., Ferreira, P. D., De Rossi, A., Nelson-Filho, P., Silva, L. A. Toll-like receptor 2 knockout mice showed increased periapical lesion size and osteoclast number. J Endod. 38 (6), 803-813 (2012).
  27. Kawashima, N., Stashenko, P. Expression of bone-resorptive and regulatory cytokines in murine periapical inflammation. Arch Oral Biol. 44 (1), 55-66 (1999).
  28. Balto, K., Müller, R., Carrington, D. C., Dobeck, J., Stashenko, P. Quantification of periapical bone destruction in mice by micro-computed tomography. J Dent Res. 79 (1), 35-40 (2000).
  29. Ramirez, I., et al. Is dental pulp inflammation capable of causing central inflammation, behavioral, and sensory alterations? A pre-clinical study. Arch Oral Biol. 177, 106320(2025).
  30. Li, J. G., et al. Melatonin attenuates inflammation of acute pulpitis subjected to dental pulp injury. Am J Transl Res. 7 (1), 66-78 (2015).
  31. Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
  32. Kim, S., Lee, S., Jung, H. S., Kim, S. Y., Kim, E. Development of a mouse model for pulp-dentin complex regeneration research: a preliminary study. Restor Dent Endod. 44 (2), e20(2019).
  33. Mohaved, S. B., et al. Apical periodontitis-induced mechanical allodynia: A mouse model to study infection-induced chronic pain conditions. Molecular Pain. 16, 1744806919900725(2020).
  34. Chung, M. K., Lee, J., Duraes, G., Ro, J. Y. Lipopolysaccharide-induced pulpitis up-regulates TRPV1 in trigeminal ganglia. J Dent Res. 90 (9), 1103-1107 (2011).
  35. Tang, Y., Yu, C., Li, F., Wang, H., Ye, L. Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research. J Vis Exp. (200), (2023).
  36. Xiao, Z., Xu, M., Lan, L., Xu, K., Zhang, Y. R. Activation of the P2X7 receptor in the dental pulp tissue contributes to the pain in rats with acute pulpitis. Mol Pain. 18, 17448069221106844(2022).
  37. Gantner, B. N., Simmons, R. M., Canavera, S. J., Akira, S., Underhill, D. M. Collaborative induction of inflammatory responses by dectin-1 and Toll-like receptor 2. J Exp Med. 197 (9), 1107-1117 (2003).
  38. Monroe, L. L., et al. Zymosan-Induced Peritonitis: Effects on Cardiac Function, Temperature Regulation, Translocation of Bacteria, and Role of Dectin-1. Shock. 46 (6), 723-730 (2016).
  39. Olynych, T. J., Jakeman, D. L., Marshall, J. S. Fungal zymosan induces leukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependent mechanism. J Allergy Clin Immunol. 118 (4), 837-843 (2006).
  40. Rosenzweig, H. L., Clowers, J. S., Nunez, G., Rosenbaum, J. T., Davey, M. P. Dectin-1 and NOD2 mediate cathepsin activation in zymosan-induced arthritis in mice. Inflamm Res. 60 (7), 705-714 (2011).
  41. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99 (1-2), 61-69 (2002).
  42. Kawanishi, H. N., Kawashima, N., Suzuki, N., Suda, H., Takagi, M. Effects of an inducible nitric oxide synthase inhibitor on experimentally induced rat pulpitis. Eur J Oral Sci. 112 (4), 332-337 (2004).
  43. Kawashima, N., Nakano-Kawanishi, H., Suzuki, N., Takagi, M., Suda, H. Effect of NOS inhibitor on cytokine and COX2 expression in rat pulpitis. J Dent Res. 84 (8), 762-767 (2005).
  44. Li, M., et al. Histology-based profile of inflammatory mediators in experimentally induced pulpitis in a rat model: screening for possible biomarkers. Int Endod J. 54 (8), 1328-1341 (2021).
  45. Rutherford, R. B., Gu, K. Treatment of inflamed ferret dental pulps with recombinant bone morphogenetic protein-7. Eur J Oral Sci. 108 (3), 202-206 (2000).
  46. Renard, E., et al. Immune Cells and Molecular Networks in Experimentally Induced Pulpitis. J Dent Res. 95 (2), 196-205 (2015).
  47. Cleaton-Jones, P., Duggal, M., Parak, R., Williams, S., Setzer, S. Pulpitis induction in baboon primary teeth using carious dentine or Streptococcus mutans. Sadj. 59 (3), 119-122 (2004).
  48. Eba, H., et al. The anti-inflammatory effects of matrix metalloproteinase-3 on irreversible pulpitis of mature erupted teeth. PLoS One. 7 (12), e52523(2012).
  49. Fuks, A. B., Jones, P. C., Michaeli, Y., Bimstein, E. Pulp response to collagen and glutaraldehyde in pulpotomized primary teeth of baboons. Pediatr Dent. 13 (3), 142-150 (1991).
  50. Oliveira, L. A., Barbosa, S. V. The reaction of dental pulp to Escherichia coli lipopolysaccharide and Enterococcus faecalis lipoteichoic acid. Braz J Microbiol. 34 (2), 179-181 (2003).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

PulpitismodelNMRI muizenontsteking van de tandpulpapulpa expositiezymosaantoepassingbovenkaakmolaarontstekingsstudiehistomorfologische analyse
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen