Name: Voorbereiden E18 Corticale Rat Neuronen voor Compartimentering in een microfluïdische apparaat (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-10-01T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Leer de voorbereiding van E18 corticale ratneuronen voor compartimentering in een microfluïdische neurondevice. Dit protocol toont stapsgewijze isolatie, viabiliteitsbepaling en laden van cellen voor neurowetenschappelijk onderzoek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Voorbereiden E18 Foetale Rat corticale neuronen voor Compartimentering Voordat u begint, is het belangrijk om alle nodige media en reagentia warm tot 37 ° C. Het is ook belangrijk om te steriliseren alles dat wordt gebruikt voor het bereiden van de cellen (bijv. rubber bollen, reageerbuisrekken, media flessen, enz.), en dat die wordt geplaatst in de motorkap, door af te vegen af ​​met 70% ethanol. <ol><li> Leg twee stukken van de E18 Foetale Rat Cortex (een brein, eerder ontleed) in een 15 ml buis met daarin 1 ml ijskoud Calcium-Magnesium free-free dissectie buffer. </li><li> Voeg 1 ml van 0,25% trypsine-EDTA voor de cortex in dissectie buffer, waardoor het uiteindelijke volume van 2 ml trypsine en de uiteindelijke concentratie 0,125%. </li><li> Plaats de 15 ml buis in een 37 ° C waterbad gedurende 8 minuten. </li><li> Gedurende deze tijd, brand polish 3 glazen pipetten Pasteur, de vorming van achtereenvolgens kleinere openingen, in een kast bioveiligheid te helpen handhaven steriliteit. </li><li> Na de 8 minuten incubatie van de cortex, voeg 10 ml DMEM met 10% FBS naar de cortex om de trypsine reactie te stoppen. </li><li> Centrifugeer de 15 ml buis met de cortex en de DMEM/10% FBS bij 2500 rpm gedurende 2 minuten. </li><li> In de bioveiligheid kabinet, verwijder het supernatans van de cortex met behulp van een glazen Pasteur pipet met vacuüm zuigen bevestigd. Wees voorzichtig niet te verstoren of los de pellet. </li><li> Voeg 1 ml van NMB naar de cortex pellet en voorzichtig pipet op en neer. Het is heel belangrijk om te voorkomen dat het creëren van luchtbellen tijdens het pipetteren op en neer, omdat de luchtbellen kunnen de cellen beschadigen door oxidatie. </li><li> Gebruik de brand-gepolijste Pasteur pipet met de breedste opening naar de cortex vermaal door het aanbrengen van een steriele rubber bol naar het einde en op en neer pipetteren 5 keer, opnieuw en let niet om luchtbellen te introduceren. Herhaal dit proces met de andere 2 glazen pipetten, elk met een verminderde opening grootte. </li><li> Na tritureren, centrifuge beneden de cellen weer bij 2500 rpm gedurende 2 minuten. </li><li> Na het centrifugeren, nogmaals de bovenstaande vloeistof en resuspendeer de celpellet in 2 ml van de NBM. </li><li> Filter de geresuspendeerde cel oplossing door een 45 um cel zeef. </li><li> Vlekken op de cellen met trypaan blauw, geteld, en geladen in de apparaten. We meestal belasting 20 ul van cellen per apparaat. </li></ol> Let op: de uiteindelijke concentratie van cellen is meestal tussen de 2,5 miljoen cellen / ml en 8 miljoen cellen / ml Het laden van de cellen Nadat de cellen zijn geteld, is het tijd om de cellen laden in het apparaat: <ol><li> Breng de vooraf bereide hulpmiddelen die NBM in de bioveiligheid kabinet om de steriliteit te behouden. </li><li> Verwijder het overtollige papier uit de putten door afzuiging. Wees echter voorzichtig om te voorkomen dat het verwijderen van alle van de media - er moet worden sommige media in het hoofdkanaal. </li><li> Van toepassing zijn 20 ul van cellen aan de linker reservoir van het apparaat (zie schema indien nodig). De cellen stroom in het apparaat en hechten aan de PLL behandelde oppervlak. </li><li> Na het laden, plaatst u de apparaten bevattende cellen terug in een incubator gedurende 10 minuten om de cellen te hechten. </li><li> Na 10 minuten, vul de reservoirs met media-apparaten en plaats terug in de incubator. </li></ol>

<ol><li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1, 2128-2136 (2006).</li>
<li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury%2C+regeneration+and+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2, 599-605 (2005).</li>
</ol>

Celdichtheden kan worden gevarieerd afhankelijk van de toepassing. Echter, zaaien primaire neuronen op een te lage dichtheid van een typisch leidt tot celdood. Afhankelijk van de incubator en het niveau van de luchtvochtigheid, kan media moeten worden gewijzigd in de apparaten om de 2 tot 3 dagen. Bij het wijzigen van media, is het belangrijk na het verwijderen van de media uit de reservoirs, om nooit materiaal uit de hoofdkanalen. Verder is het een goede gewoonte om nieuwe media plaats in de top putten en laat wat verse media door het apparaat en in de belangrijkste kanalen stroom voor het vullen van alle reservoirs.

<table><tbody><tr><td>NBM</td><td>medium</td><td>Invitrogen</td><td>21103-049</td><td>Neural Basal Media wordt verkregen van Invitrogen onder hun Gibco-lijn van celcultuurreagentia.</td></tr><tr><td>E18 ratembryo's</td><td>Dier</td><td></td><td></td><td>Verkregen van drachtige Sprague Dawley-ratten. De drachtige rat wordt geofferd en de E18 foetale rattenpups worden gedisseceerd om de E18 foetale ratte-cortex te verkrijgen.</td></tr><tr><td>CMFM dissectiebuffer HBSS</td><td>buffer</td><td></td><td></td><td>ijskoude calciumvrije magnesiumvrije dissectiebuffer op basis van HBSS.</td></tr><tr><td>15 ml buis</td><td>Instrument</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352097</td><td>Beschikbaar via Fisher Scientific catalogusnummer 14-959-70C</td></tr><tr><td>0,25% Trypsine-EDTA</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>37&amp;#730;C waterbad</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pasteurpipetten</td><td></td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>glas</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>medium</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>serum, gebruikt in een concentratie van 10% in DMEM</td></tr><tr><td>centrifuge</td><td></td><td></td><td></td><td>ingesteld op 2500 rpm </td></tr><tr><td>Trypan Blauw</td><td></td><td>Invitrogen</td><td></td><td>voor het tellen van levende/dode cellen</td></tr><tr><td>BD Falcon Cell Strainer 40 um</td><td>Instrument</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon cat# 352340</td><td>Beschikbaar via Fisher Scientific. Fisher catalog# 08-771-1</td></tr><tr><td>B27</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>B27 is een gepatenteerd supplement beschikbaar via Invitrogen onder hun Gibco-lijn van celcultuurreagentia.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Reagens</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Glutamax is beschikbaar via Invitrogen onder hun Gibco-lijn van celcultuurreagentia.</td></tr></tbody></table>

voorbereiden e18 corticale rat neuronen voor compartimentering in een microfluïdische apparaat

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In deze video, tonen we de voorbereiding van de E18 corticale rat neuronen. E18 corticale rat neuronen worden verkregen uit E18 foetale rat cortex eerder ontleed en voorbereid. De E18 cortex is, na ontleding, onmiddellijk gedissocieerd in individuele neuronen. Het is mogelijk om E18 cortex op te slaan in de sluimerstand E buffer met B27 bij 4 ° C gedurende maximaal een week voordat de dissociatie wordt uitgevoerd. Toch zal er een daling van de levensvatbaarheid van de cellen. Normaal gesproken krijgen we onze E18 Cortex fris. Het is vervoerd naar het lab in ijskoud Calcium Magnesium gratis gratis dissectie buffer (CMFM). Bij aankomst wordt trypsine toegevoegd aan de cortex tot een uiteindelijke concentratie van 0,125%. De cortex is vervolgens geïncubeerd bij 37 ° C gedurende 8 minuten. DMEM met 10% FBS wordt toegevoegd aan de cortex om de reactie te stoppen. De cortex wordt dan gecentrifugeerd bij 2500 rpm gedurende 2 minuten. Het supernatant wordt verwijderd en 2 ml van Neurale Basale Media (NBM) met 2% B27 (vol / vol) en 0,25% Glutamax (vol / vol) wordt toegevoegd aan de cortex, die vervolgens opnieuw wordt geschorst door en neer te pipetteren. Vervolgens wordt de cortex getritureerd met eerder vuur gepolijst glas pipetten, elk met een opeenvolgende kleinere opening. Na het fijnwrijven, is de cortex weer gecentrifugeerd bij 2500 rpm gedurende 2 minuten. Het supernatant wordt dan verwijderd en de cortex pellet geresuspendeerd met 2 ml van NBM met B27 en Glutamax. De celsuspensie wordt vervolgens door een 40 um nylon cel zeef. Vervolgens worden de cellen worden geteld. De neuronen zijn nu klaar voor het laden in het neuron microfluïdische apparaat.

In deze video laten we zien de voorbereiding van de E18 Corticale Rat neuronen.

Voorbereiden E18 Corticale Rat Neuronen voor Compartimentering in een microfluïdische apparaat

In deze video demonstreren wij de preparatie van corticale ratneuronen uit embryo-dag 18 (E18). Corticale ratneuronen van E18 worden verkregen uit de cortex van rattenfoetussen op E18 die eerder ...

Hallo en welkom in het laboratorium van Dr. Newly John. In een eerdere video hebben we aangetoond hoe we het neuron-apparaat vervaardigen, een platform waarmee de onderzoeker de cellichamen van de neuronen kan scheiden van een zuivere axonale fractie. Soft-lithografie is de gebruikte techniek om de apparaten te maken, welke bestaat uit het gieten en uitharden van PDMS op een siliciumwafer met het ontwerp van het apparaat dat eerder met fotolithografie is vervaardigd.In deze video demonstreren we de preparatie van spro dolly E 18 corticale ratneuronen en hoe u de neuronen in het neuronapparaat kunt laden. Ik stel u graag voor aan Kiana Lee. Zij zal de demonstraties vandaag uitvoeren.Voordat u begint, is het belangrijk dat alle benodigde media en reagentia op 37 °C zijn gebracht in het waterbad. U ziet neurobasale media, 0,25% trypsine en DMEM met 10% FBS. Het is essentieel om ervoor te zorgen dat alles wat in de laminaire flowkast wordt geplaatst voor het herstellen van de cellen, gesteriliseerd is en is afgeveegd met 70% ethanol.Eerst wordt de weefkweekkap afgeveegd met 70% ethanol. Vervolgens worden de plastic rekken die worden gebruikt om buizen vast te houden, besproeid met ethanol. Daarna wordt de rubberen bal die wordt gebruikt bij het tri-streakproces gereinigd met ethanol.Het is belangrijk om dit vroegtijdig te doen, zodat er voldoende tijd is om te drogen. Vervolgens worden de benodigde reagentia afgeveegd met ethanol en naar de zuurkast verplaatst. Twee stukken E 18 foetale ratcortex, afkomstig van één eerder gedissecteerd brein, worden geplaatst in een 15 ml buis met 1 ml ijskoude, calcium- en magnesiumvrije dissectiebuffer. Er wordt 1 ml 0,25% trypsin EDTA toegevoegd aan de cortex in de dissectiebuffer, waardoor het eindvolume 2 ml wordt en de uiteindelijke trypsineconcentratie 0,125%. De 15 ml buis met de cortex en de toegevoegde trypsine wordt vervolgens gedurende acht minuten in een waterbad van 37 °C geplaatst, terwijl de foetale cortex in de trypsine bij 37 °C incubeert.Drie pasteipetten worden vuurgepolijst. De punt van de glazen pipet wordt in contact gebracht met de vlam, nabij het blauwe gedeelte, en langzaam gedraaid totdat alleen de opening oranje wordt. Terwijl deze oranje kleur kreeg.Het is belangrijk om de glazen pipet te blijven draaien zodat deze niet inklapt. Let op dat de openingen van de glazen pipetten opeenvolgend kleiner worden. Het is ook belangrijk om erop te merken dat de openingen niet te klein mogen worden gemaakt, omdat dit kan leiden tot lysis van de cellen nadat de cortex gedurende acht minuten bij 37 °C met trypsine is geïncubeerd. Er worden 10 mL DMEM met 10% FBS toegevoegd aan de cortex om de trypsinereactie te helpen stoppen.De 15 ml buis met de cortex en DMEM 10%FBS wordt gedecentrifugeerd bij 2.500 RPM gedurende twee minuten. In de veiligheidskast wordt een vacuümsysteem met een glaspipet gebruikt om het supernatant van de cortex te verwijderen, waarbij zorgvuldig wordt gewaakt over het niet verstoren of verschuiven van het pellet.Eén ml neuraal basaal medium met B 27 en glutamaat wordt toegevoegd aan het cortexpellet en voorzichtig op en neer gepipetteerd. Het is zeer belangrijk om tijdens het pipetteren geen luchtbellen te creëren, aangezien luchtbellen de cellen door oxidatie kunnen beschadigen. Vervolgens wordt de vuurgepolijste posterieure pipette met de breedste opening gebruikt om de cortex te tritureren door een steriele rubberen peer aan het uiteinde van de pipette te bevestigen en ongeveer vijf keer op en neer te pipetteren.Wees voorzichtig om geen luchtbellen te introduceren. Oké. Het proces is voortgezet met de andere twee glazen pipetten, elk met een kleinere opening. Zoals eerder vermeld, is het belangrijk om ervoor te zorgen dat er geen bellen worden geïntroduceerd tijdens het striatproces.U zult ook merken dat er geen zichtbare brokken meer te zien zijn. Het is belangrijk om door te gaan met het tritureren totdat er geen brokken van de cortex meer zichtbaar zijn in het medium. Na agitatie worden de cellen opnieuw gecentrifugeerd bij 2.500 RPM gedurende twee minuten.Dit is de geschatte grootte van het pellet dat men van twee stukken cortex kan verwachten. Na centrifugatie wordt het supernatant opnieuw verwijderd van het celpellet. Nadat het supernatant is verwijderd, wordt één ml neurobasaal medium met B 27 en glutamaat aan de cortex toegevoegd om de cortex te resuspenderen.Het celpellet wordt opnieuw voorzichtig gepipetteerd om luchtbellen te vermijden en om ervoor te zorgen dat het celpellet gelijkmatig is verdeeld en is opgebroken. Er wordt nog 1 ml neurobasaal medium aan de celsuspensie toegevoegd, waardoor het uiteindelijke volume 2 ml bedraagt. Vervolgens wordt de resuspendeerde celoplossing gefiltreerd door een BD biosciences 40 micron celzeef om de cellen te tellen en de levensvatbaarheid te beoordelen.60 µL vers neuraal basaal medium wordt in een steriele microcentrifugebuis geplaatst. Vervolgens worden 20 µL cellen toegevoegd aan de 60 µL neuraal basaal medium, en tot slot worden 20 µL trypaanblauw toegevoegd aan de cellen in het neuraal basaal medium. Het trypaanblauw zal de cellen kleuren die niet meer in leven zijn nadat de cellen met trypaanblauw zijn gekleurd.We pipetteren 20 µL op een hemocytometer en bekijken deze onder de microscoop. Levensvatbare cellen zien er helder en doorschijnend uit, terwijl cellen met geperforeerde membranen blauw kleuren door het trypaanblauw. Typisch verkrijgen we ongeveer 2,5 miljoen cellen en 8 miljoen cellen per cortex.Normaal gesproken verkrijgen we twee stukken cortex uit één brein, waarbij de cellen worden resuspendeerd in een eindvolume van 2 ml. Hierdoor ligt de uiteindelijke celconcentratie doorgaans tussen 2,5 miljoen cellen per ml en 8 miljoen cellen per ml. Gewoonlijk laden we ongeveer 20 µL cellen per device.Dit geeft ons een bereik van 50 000 cellen tot 160 000 cellen per device. De celdichtheden kunnen worden gevarieerd afhankelijk van de toepassing. Het zaaien van primaire neuronen bij een te lage dichtheid leidt echter doorgaans tot celdood. Voorheen bereide devices die neurale basale media bevatten, worden in de biologische veiligheidskabinet geplaatst om de steriliteit te waarborgen.Overtollig medium uit de wells wordt verwijderd met een vacuümsectie. Let er echter op dat niet al het medium wordt verwijderd. Er moet wat medium in het hoofdkanaal achterblijven; aspireer alleen medium uit de reservoirs.Slechts 20 µL cellen wordt aangebracht in het linkerbovenreservoir van het apparaat. De cellen stromen het apparaat binnen en hechten zich aan het met PLL behandelde oppervlak. Hier ziet u de cellen terwijl ze door het hoofdkanaal stromen, en u zult zien dat sommige van hen zich daadwerkelijk aan het glas hechten.Na het laden worden de apparaten met de cellen gedurende ongeveer 10 minuten teruggeplaatst in een incubator om de cellen de gelegenheid te geven zich te hechten. Na 10 minuten in de incubator worden de apparaten opnieuw in de veiligheidskast geplaatst, worden de reservoirs gevuld met medium en worden de apparaten vervolgens teruggeplaatst in de incubator. Een belangrijk punt om op te merken is dat het medium in de apparaten elke twee tot drie dagen vervangen moet worden, afhankelijk van de incubator en de benodigde luchtvochtigheid.Het is goede praktijk om vers medium in de bovenste putjes te plaatsen en een deel van het verse medium door het apparaat en in de hoofdkanalen te laten stromen voordat alle reservoirs worden gevuld. De neuronen worden hier gevisualiseerd met calcium am, een celpermeabele kleurstof die levende cellen kleurt. Hier ziet u het zo-compartiment of de celzijde van het apparaat, waarin de cellichamen, axonen en dendrieten zich bevinden.Terwijl we over het apparaat bewegen, zijn de microgroeven te zien waar de axonen doorheen groeien om de andere kant van het apparaat te bereiken, de axonzijde, die een zuivere axonale fractie bevat. Ter illustratie zullen deze fluorescentie-gelabelde cellen worden gebruikt om de axotomieprocedure weer te geven.Een van de eigenschappen van het neuron-apparaat is dat het de onderzoeker in staat stelt om axotomie uit te voeren, wat het doorsnijden van de axonen uit de zuivere axonale fractie van het apparaat inhoudt. Dit is nodig om onderzoek uit te voeren, zoals het bestuderen van axonale regeneratie. Keano zal nu demonstreren hoe axotomie in het neuron-apparaat wordt uitgevoerd; axotomie wordt gerealiseerd door middel van een vacuüm.Een steriele glazen pipet wordt geplaatst bij de onderste opening van de well aan de axonale zijde, waarna het medium met een vacuüm wordt afgezogen. Al het medium wordt volledig verwijderd van de axonale zijde van het apparaat, inclusief het medium in het hoofdkanaal. Om het proces te herhalen nadat het medium is verwijderd, worden 150 µL medium in het hoofdkanaal geperst door de punt van de pipet bij de opening van het hoofdkanaal te plaatsen en de pipet met kracht in te drukken.Vervolgens wordt er vacuüm aangelegd op de opening van het hoofdkanaal en de bovenste put van de axonale zijde van het apparaat. Vacuüm wordt opnieuw gebruikt om al het medium van de axonale zijde te verwijderen, inclusief uit het hoofdkanaal. Opnieuw worden 150 µL medium in het hoofdkanaal geperst door de pipetpunt op de opening van het hoofdkanaal te plaatsen en de pipet met kracht in te drukken.Op dit punt kan de onderzoeker het apparaat onder een microscoop bekijken om de efficiëntie van het doorsnijden van de axonen te controleren. Als de axonen onvoldoende zijn doorgesneden, kan het proces naar behoefte opnieuw worden herhaald. In deze video hebben we u laten zien hoe u corticale neuronen van een foetaal rattenembryo van E 18 prepareert en deze in het neuron-apparaat laadt.Het belangrijkste voordeel van deze apparaten is de mogelijkheid om de kweek van de neuronale cellichamen aan één zijde van het apparaat te scheiden en te compartimenteren van een zuivere axonale fractie aan de andere zijde van het apparaat. We hopen dat u deze video informatief en nuttig heeft gevonden. Dat was alles vanuit het John Lab.Bedankt voor het kijken.

preparing-e18-cortical-rat-neurons-for-compartmentalization

Research

JoVE Journal

Biology

Biologie

In deze video laten we zien de techniek van zachte lithografie met polydimethylsiloxaan (PDMS), dat we gebruiken om een ​​microfluïdische apparaat voor het kweken van neuronen farbricate.

Fabricage van een microfluïdische apparaat voor de compartimentering van Neuron Soma en axonen

We ontwikkelden een nieuw meerdere compartimenten neuron co-cultuur microsysteem platform voor in-vitro CNS axon-glia interactie onderzoek. Het platform is in staat het uitvoeren van maximaal zes onafhankelijke experimenten in parallel en werd vervaardigd met behulp van een nieuw ontwikkelde macro / micro hybrid fabricage methode.

Een Multi-compartimenten CNS Neuron-glia Co-cultuur Microfluïdische Platform

This video demonstrates the utilization of a pre-assembled plastic microfluidic chip for the compartmentalized culture of primary rat hippocampal neurons. The neurons are plated into one of the microfluidic compartments, where they attach and grow, extending their axons through the chip's microgrooves into the adjacent compartment. The narrow microgrooves prevent neuronal cell bodies from entering, thereby enabling physical separation between the somatic and axonal compartments.

Compartmentalized Primary Murine Neuron Culture Using Plastic Microfluidic Chips

The video demonstrates the differentiation of neural stem cells (NSCs) using a microfluidic device comprising a somatic and an axonal compartment separated by a microgroove barrier. NSCs are introduced into the somatic compartment and are allowed to adhere. The NSCs differentiate into neurons inside the somatic compartment and extend axons through the microgroove barrier to the axonal compartment.

Differentiation of Neural Stem Cells to Neurons Using a Compartmentalized Microfluidic Device

Source: Struzyna, L. A. et. al., Anatomically Inspired Three-dimensional Micro-tissue Engineered Neural Networks for Nervous System Reconstruction, Modulation, and Modeling. J. Vis. Exp. (2017)This video demonstrates the development of micro-tissue-engineered neural networks using a hydrogel micro-column with an extracellular matrix core. Seeded neuronal aggregates adhere, extend projections, and form structured neural networks, contributing to advancements in neurodevelopment and...

Developing a Micro-Tissue-Engineered Neural Network Using a Hydrogel-Based Micro-column

Protocollen voor enkel neuron microfluïdische arraying en water maskeren voor de in-chip plasma patroonvorming van biomateriaal coatings worden beschreven. Sterk verbonden co-culturen kan worden bereid met minimale cel ingangen.

Voorbereiding van Neuronale Co-culturen met Single Cell Precision

In dit werk wordt een nieuw experimenteel model gepresenteerd waarin 3D neuronale culturen gekoppeld zijn aan vlakke Micro-Elektrode Array's (MEA's). 3D netwerken worden gebouwd door neuronen te zaaien in een schaal gemaakt van glazen microbeads waarop neuronen groeien en onderling verbonden 3D structuren vormen.

Interfacing 3D Engineered neuronale culturen op micro-elektrode arrays: een innovatieve<em&gt; In Vitro</em&gt; Experimental Model

Dit protocol beschrijft het gebruik van plastic fiches om cultuur en grendelen primaire lymfkliertest neuronen. Deze chips zijn voorgemonteerd, gebruiksvriendelijke en compatibel met hoge resolutie, levend, en fluorescentie beeldvorming. Dit protocol wordt beschreven hoe plaat rat hippocampal neuronen binnen deze chips en uitvoeren van fluidic isolatie, axotomy en immunokleuring.

Gebruik van vooraf geassembleerde kunststof Microfluidic Chips voor primaire lymfkliertest neuronen compartimentering

Dit protocol demonstreert het gebruik van gecompartimenteerde microfluïdische chips, injectie gegoten in een cyclisch olefine copolymeer aan gekweekte neuronen die worden onderscheiden van menselijke stamcellen. Deze chips zijn voorgeassembleerd en gemakkelijker te gebruiken dan traditionele gecompartimentaliseerde poly (dimethylsiloxaan) apparaten. Meerdere gemeenschappelijke experimentele paradigma's worden hier beschreven, met inbegrip van virale labeling, fluidic isolatie, axotomie, en...

Compartimenlise ring van menselijke stamcel-afgeleide neuronen in voorgemonteerde kunststof Microfluïdische chips

Het huidige protocol beschrijft het zaaien en kleuren van neuronale mitochondriën in microfluïdische kamers. De vloeiende drukgradiënt in deze kamers maakt de selectieve behandeling van mitochondriën in axonen mogelijk om hun eigenschappen te analyseren als reactie op farmacologische uitdagingen zonder het cellichaamcompartiment te beïnvloeden.

Microfluïdica-geassisteerde selectieve depolarisatie van axonale mitochondriën

Dit protocol beschrijft een microfluïdisch systeem dat neuronale metabole dynamiek modelleert na axonale verwonding, waardoor beeldvorming, multi-omics-analyse en mechanistische studies van intrinsieke metabole remodellering mogelijk zijn.

Microfluïdische chip voor axonale letselmodellen, constructie en het mogelijk maken van multi-omics-analyse

Leer de voorbereiding van E18 corticale ratneuronen voor compartimentering in een microfluïdische neurondevice. Dit protocol toont stapsgewijze isolatie, viabiliteitsbepaling en laden van cellen voor neurowetenschappelijk onderzoek.

Voorbereiden E18 Corticale Rat Neuronen voor Compartimentering in een microfluïdische apparaat

Meer video's verkennen