Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Supresja ludzkich komórek in vitro jako narzędzie przesiewowe do rozpoznawania wczesnego stanu niezrównoważenia immunologicznego

14.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/3071

⸱

22 lipca 2011

 ,  , 
1Department of Pediatrics/Allergy, Medical College of Wisconsin , 2Flow Cytometry Core Facility, Medical College of Wisconsin , 3Max McGee National Research Center for Juvenile Diabetes and Human Molecular Genetics Center, Medical College of Wisconsin

W tym artykule

Podsumowanie

Komórki Treg są potężnymi supresorami układu odpornościowego. Brakuje unikalnych markerów powierzchniowych pozwalających na ich zdefiniowanie, dlatego definicje Treg opierają się przede wszystkim na ich funkcji. W niniejszej pracy opisujemy zoptymalizowany test in vitro, który umożliwia identyfikację zaburzeń równowagi immunologicznej u osób zagrożonych rozwojem cukrzycy typu 1 (T1D).

Streszczenie

Regulacyjne limfocyty T (Tregs) są kluczowymi mediatorami tolerancji immunologicznej na autoantygeny. Ponadto pełnią one istotną rolę w regulacji odpowiedzi immunologicznej po infekcji. Mimo wysiłków zmierzających do zidentyfikowania unikalnego markera powierzchniowego dla Tregs, jedyną unikalną cechą jest ich zdolność do supresji proliferacji i funkcji efektorowych limfocytów T. Choć oczywiste jest, że do oceny funkcji ludzkich Tregs można stosować wyłącznie testy in vitro, staje się to problematyczne przy analizie wyników badań przekrojowych, w których konieczne jest porównanie komórek zdrowych z komórkami izolowanymi od osób z chorobami autoimmunologicznymi (takimi jak cukrzyca typu 1 – T1D). W laboratoriach występuje duża zmienność w liczbie i typie limfocytów T respondentów, charakterze i sile stymulacji, stosunkach Treg:respondent oraz liczbie i typie komórek prezentujących antygen (APC) wykorzystywanych w ludzkich testach supresji in vitro. Taka zmienność utrudnia porównywanie wyników między badaniami mierzącymi funkcję Tregs. W badaniach nad Tregs istnieje potrzeba opracowania standaryzowanego testu supresji, który będzie skuteczny zarówno w przypadku osób zdrowych, jak i pacjentów z chorobami autoimmunologicznymi. Opracowaliśmy test supresji in vitro, który wykazuje bardzo niską zmienność wewnątrzanalizy w stymulacji limfocytów T izolowanych od zdrowych ochotników w porównaniu z osobami z autoimmunologiczną destrukcją komórek β trzustki. Głównym celem niniejszego opracowania jest opis ludzkiego testu supresji in vitro, który umożliwia porównania między różnymi grupami badawczymi. Dodatkowo test ten ma potencjał do wykrywania niewielkiego spadku funkcji nTreg i przewidywania dalszego ubytku w przyszłości, co pozwala na zidentyfikowanie osób, które mogłyby odnieść korzyść z zapobiegawczej terapii immunomodulującej1. Poniżej przedstawiamy szczegółowy opis kroków zaangażowanych w tę procedurę. Mamy nadzieję przyczynić się do standaryzacji testu supresji in vitro stosowanego do pomiaru funkcji Tregs. Ponadto oferujemy ten test jako narzędzie do rozpoznawania wczesnego stanu nierównowagi immunologicznej oraz potencjalny biomarker funkcjonalny w T1D.

Protokół

1. Przed przygotowaniem testu supresji należy pokryć kulek aktywowanych tosylanem przeciwciałem anty-CD3 przeciwko ludzkim komórkom (klon UCHT1, stężenie końcowe 1μg/ml) w celu stymulacji komórek, a następnie sprawdzić wydajność pokrycia kulek, przeprowadzając test proliferacji in vitro z użyciem ludzkich limfocytów T

  1. Odmierzyć 1ml kulek M-450 aktywowanych tosylanem z oryginalnej fiolki, umieścić w statywie magnetycznym i trzymać do czasu, aż wszystkie kulki przyłączą się do ścianki probówki. Usunąć bufor, gdy probówka wciąż znajduje się w statywie magnetycznym. Wyjąć probówkę ze statywu magnetycznego i dodać 1ml buforu 1, ponownie umieścić probówkę w statywie magnetycznym i usunąć bufor 1, gdy probówka znajduje się w statywie; resuspender kulki w 1ml buforu 1 i dodać 40μl przeciwciała anty-CD3 przeciw ludzkim antygenom, mieszać w temperaturze 37°C przez 15 minut, dodać 0,1%w/v BSA i kontynuować mieszanie przez kolejne 16 godzin.
  2. Przemyć kulki w buforze 2 dwukrotnie przez 5 minut w temperaturze 2-8°C oraz raz w buforze 3 przez 5 minut w temperaturze 2-8°C, korzystając ze statywu magnetycznego zgodnie z powyższym opisem; usunąć bufor i resuspender kulki w 1ml buforu 2; końcowe stężenie kulek wynosi 4x108/ml i są one gotowe do użycia.
  3. Nanieść do płytki 96-dołkowej w trzech powtórzeniach 50 0 i 25 0 PBMC/dołek i dodać zmienną liczbę kulek powlekanych CD3 (4x108 kulek/ml, CD3 1μg/ml, na przykład 1, 2, 3, 4, 5 kulek/komórkę), aby określić optymalną liczbę kulek na komórkę. Po 72 godzinach hodowli dodać 1μCi [3H] tymydyny i kontynuować inkubację w temperaturze 37°C przez kolejne 16 godzin. Zebrać komórki do płytki do zbioru Multiscreen (Millipore), dodać ciecz scyntylacyjną i odczytać liczbę zliczeń na minutę (cpm)/dołek przy użyciu urządzenia Top Count NXT (Packard, CT). Przyjąć taki stosunek kulek/komórkę, przy którym wartości cpm wynoszą powyżej 50, ale mniej niż 15 0, aby uniknąć nadmiernej stymulacji komórek Treg, co mogłoby doprowadzić do utraty funkcji supresyjnej. Zazwyczaj stosunek 3 kulek/komórkę stymuluje zarówno komórki responder, jak i Treg we wszystkich grupach badanych do tej pory pacjentów1-4.

2. Izolacja PBMC z krwi pełnej od zdrowych dawców lub z ludzkich leukopaków bądź warstwy leukocytowej (BC), zazwyczaj pobieranych od zdrowych ochotników i dostępnych bezpłatnie w lokalnych centrach transfuzjologii (Rysunek 1)

  1. Rozcieńczyć BC (˜50ml) w stosunku 1:6 za pomocą PBS (dodać 250ml), tak aby uzyskać całkowitą objętość 30ml. Powoli nanieść 25ml rozcieńczonych BC na warstwę 15ml Ficoll-Paque PLUS w probówkach typu Falcon 50ml, uważając, aby nie zmieszać warstw. Centryfugować przy 80xg (1400rpm w wirówce Sorvall z rotorem z koszyczkami wahadłowymi SH-30) przez 30 minut w temperaturze 4°C, przy wyłączonych hamulcach.
  2. Ostrożnie zebrać warstwę PBMC (faza pośrednia) i przenieść ją do nowej probówki Falcon 50ml. Przemyć PBMC, dopełniając probówki do 50ml za pomocą DPBS. Zebrać 2 pellety komórkowe do jednej probówki. Centryfugować przy 40xg przez 10 min w temperaturze 4°C. Powtórzyć etap płukania dwukrotnie, za każdym razem łącząc 2 pellety komórkowe w jednej probówce. Połączyć wszystkie pellety komórkowe w jednej probówce 50ml.
  3. Policzyć PBMC za pomocą testu wykluczania błękitu trypanu (Trypan Blue). Przygotować rozcieńczenie 1:10 w błękicie trypanu, dodając 20μl PBMC do 180μl barwnika Trypan Blue. Dobrze wymieszać i niezwłocznie pobrać 20μl do odczytu w komorze licznikowej (hemacytometrze). Policzyć wszystkie niezbarwione oraz tylko niebieskie barwione komórki znajdujące się w dwóch kwadratach, z których każdy zawiera 16 mniejszych pól. Obliczyć średnią z obu wartości i pomnożyć przez 10. Wynik podzielić przez 10, aby otrzymać liczbę PBMC/ml. Procent żywych komórek obliczyć według wzoru [1-(liczba niebieskich komórek/całkowita liczba komórek)x100]. Kontynuować procedurę, jeśli żywotność wynosi ≥95%.

3. Wstępna selekcja komórek T CD4 metodą MACS

  1. Przed przejściem do kolejnych etapów przenieś 1ml PBMC do nowej probówki i dodaj 4ml medium, aby przygotować komórki do naświetlania dawką 50rad – będą one służyć jako komórki prezentujące antygen (APC).
  2. Wirowarkuj pozostałą część komórek przy 250xg w buforze PBS/2mM EDTA/0,5%BSA przez 10min w temperaturze 4°C. Odlej supernatant i resuspenduj komórki w 4ml buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA.
  3. Dodaj 20μl mikrokulek MACS anti-CD4 i inkubuj w temperaturze 4°C przez 20 minut.
  4. Przemyj, dodając 40ml buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA, i wiruj przy 250xg przez 10min w temperaturze 4°C. Odlej supernatant i resuspenduj w 8ml odgazowanego buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA w temperaturze pokojowej.
  5. Przeprowadź filtrację zawiesiny komórkowej przy użyciu filtrów do wstępnej separacji przed nałożeniem jej na kolumnę LS.
  6. Podziel zawiesinę komórkową i nałóż po 4ml na każdą skalibrowaną kolumnę LS (zawierającą 3ml odgazowanego buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA). Kolumna LS jest zamocowana w separatorze MidiMACS. Zanim zawiesina komórkowa spłynie, ponownie przepuść frakcję przepływową lub dodaj 3ml odgazowanego buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA w temperaturze pokojowej i pozwól mu przepłynąć. Dodawaj bufor do momentu, aż eluowane będzie przezroczyste.
  7. Pipetuj 5ml odgazowanego buforu na kolumnę LS, wyjmij kolumnę LS z separatora MidiMACS i umieść ją w nowej sterylnej probówce zbiorczej o pojemności 15ml, pozwalając na spłynięcie ok. 1,0ml. Włóż tłok do kolumny i powoli wypchnij resztę objętości.
  8. Powtórz tę procedurę dla obu kolumn LS i połącz dwie frakcje CD4+. Dodaj do 50ml PBS i policz komórki. Oczekiwana wydajność wynosi do 5x108 komórek. Wirowarkuj przy 40xg przez 10 minut i dokładnie resuspenduj komórki w 2ml buforu PBS/2mM EDTA/0,5%BSA.

4. Izolacja metodą fluorescencyjnego sortowania komórek (FACS) (Rysunek 2)

  1. Przygotować koktajl przeciwciał przeciwko markerom CD dla następujących markerów powierzchni komórkowych (przechowywać w ciemności): 20 μl przeciwciał anty-ludzkich CD8-FITC (klon RPA-T8), 20 μl przeciwciał anty-ludzkich CD14-FITC (klon M5E2; receptor LPS), 20 μl przeciwciał anty-ludzkich CD32-FITC (klon FLI8.26; FcγR typu II) oraz 6 μl przeciwciał anty-ludzkich CD16-FITC (klon M5D12; łańcuch α GM-CSFR), a opcjonalnie dodać 40 μl przeciwciał anty-ludzkich CD4-APCCy7 (klon RPA-T4).
  2. Odlać 5 μl z 2 ml zawiesiny komórkowej i zbarwić 2 μl koktajlem barwiącym; jest to probówka służąca do wyznaczenia progu (Fluorochrome Minus One-FMO)5.
  3. Dodać 50 μl przeciwciał anty-ludzkich CD25-PE (klon M-A251; IL-2Rα) do koktajlu barwiącego, dodać koktajl do zawiesiny komórkowej i inkubować przez 30 minut w temperaturze 4°C. Przemyć komórki w buforze PBS, odwirować przy 40xg przez 10 minut i ponownie zawiesić komórki do uzyskania stężenia 107/ml.
  4. Przygotować niebarwione komórki oraz komórki lub kuleczki zbarwione pojedynczym fluorochromem, aby wykorzystać je jako kontrolę kompensacji podczas sortowania komórek na urządzeniu FACS Aria (BD Biosciences, San Jose, NJ).
  5. Nabyć dane dla komórek w probówce FMO, co pozwoli użytkownikowi ustawić próg sortowania komórek T CD25+ (Rysunek 2a). Ustawić bramkę wokół komórek FITC-ujemnych, aby wykluczyć komórki FITC-dodatnie obejmujące monocyty, makrofagi i wszystkie pozostałe komórki CD4+ niebędące limfocytami T (Rysunek 2b).
  6. Na osobnym wykresie wyznaczyć bramki dla komórek T CD25-, CD25low oraz CD25high-Tregs (górne 1% komórek wykazujących najwyższą ekspresję CD25) (Rysunek 2c). Subpopulacje komórek zazwyczaj charakteryzują się wysoką czystością (Rysunek 2d, 2e i 2f).
  7. Odwirować probówki z komórkami przy 40xg przez 10 minut i przechowywać je w lodzie do czasu wysiania.

5. Przygotowanie hodowli komórkowej na płytce 96-dołkowej (schemat dołączony jako Tabela 1) w objętości 20μl/dołek

  1. Aliquota 50μl kulek pokrytych przeciwciałami anty-CD3 (1 μg/ml) obliczone na 3 kulki/komórkę respondenta w jednej studzience, resuspenderowane w pełnej pożywce z dodatkiem 10% puli ludzkiej surowicy AB w 96-dołkowych płytkach z półkolistym dnem (U-bottom). (Na przykład, aby przygotować 2 ml pożywki z kulkami powlekanymi CD3, należy pobrać 7.5μl z roztworu CD3-coated beads – stężenie końcowe 4x108/ml i rozcieńczyć w 2 ml pożywki; każda 50μl będzie zawierać 75 0 kulecek (3 kuleczki/komórka).
  2. Rozcieńczyć napromieniowane APC do stężenia 5x105stężenie komórek /ml i dodać 50μl (będzie zawierać 2,5 x 104 komórki) do każdej studni z wcześniej dodaną stymulacją, w tym do studni oznaczonych jako „same Tregs”, „same APC” oraz „same medium” w Tabeli 1.
  3. Dodaj 2,5 x 104/do studzienki komórki T CD4+CD25- lub CD4+CD25low w trzech powtórzeniach, zgodnie z projektem przedstawionym w Tabeli 1.
  4. Dodać komórki Treg do kokultur (wiersz B, tabela 1) w stosunku 1:10 (2 50 komórek Treg) oraz do studni oznaczonych jako „Tregs only” i inkubować płytkę w 37°C w CO2 inkubator z 5% CO22, w nasyconej wilgotności przez 72 godziny.
  5. Przemyj dołki za pomocą 1μCi [3tymidyną i kontynuować inkubację w 37°C przez następne 16 godzin.

6. Zbieranie i liczenie

  1. Zebrać komórki na wieloformatowej płytce do zbioru przy użyciu systemu Packard filtermate harvester lub systemu alternatywnego.
  2. Dodać płyn scyntylacyjny (Microscint 20) i przykryć płytkę do zbioru przezroczystą plastikową pokrywą w przygotowaniu do końcowego etapu.
  3. Odczytać liczbę zliczeń na minutę (cpm)/dołek za pomocą urządzenia Top Count NXT (Packard, CT) lub systemu alternatywnego.

7. Obliczanie procentu supresji

  1. Ponieważ komórki hodowano w trzech powtórzeniach, dla każdego wariantu obliczano średnią. Jeśli współczynnik zmienności wynosi >30%, wartość odstająca zostaje odrzucona i wyciągnięta jest średnia cpm z dwóch dołków. Procent hamowania oblicza się według wzoru [(s-c)/s] x 10%, gdzie s=cpm w monokulturze, a c=cpm w kokulturze.
  2. Jako naiwne (CD25-) i in vivo aktywowane efektorowe limfocyty T (CD25low) wysiewa się jako limfocyty T odpowiadające; różnica w zdolności limfocytów Treg do supresji każdej z tych subpopulacji jest rejestrowana i wykorzystywana jako potencjalny funkcjonalny wskaźnik prognostyczny, w oparciu o założenie, że komórki aktywowane są trudniejsze do supresji.

8. Reprezentatywne wyniki:

Znaczna zmienność metod stosowanych i wyników uzyskiwanych w testach supresji ludzkich komórek in vitro skłoniła nas do przeprowadzenia kompleksowego badania czynników wpływających na ten test1. Opracowaliśmy test, który sprawdza nie tylko funkcję Treg, ale także ich czystość, biorąc pod uwagę niski stosunek Treg:Teff (1:10), który ustaliliśmy wcześniej6. Ponadto komórki Treg różnią się zdolnością do skutecznej supresji naiwnych i aktywowanych in vivo limfocytów T, nawet u zdrowych osób, co pokazano na Rysunku 3 oraz w naszych poprzednich badaniach2,4; różnica ta staje się bardziej wyraźna w przypadku zaburzenia równowagi immunologicznej, np. u osób narażonych na rozwój T1D. Test sprawdził się bardzo dobrze w badaniu, w którym porównaliśmy funkcję supresyjną naturalnych (nTregs), indukowanych (iTregs) oraz namnażanych in vitro nTregs, co pozwoliło nam porównać ich funkcję pomiędzy zdrową grupą kontrolną a osobami z T1D w fazie wczesnej (RO) i późnej (LS). Stwierdziliśmy, że osoby z RO T1D miały lepszą zdolność do generowania funkcjonalnych zarówno iTregs, jak i namnażanych nTregs w porównaniu do osób z LS T1D oraz zdrowej grupy kontrolnej7. Zatem test ten może służyć jako doskonałe narzędzie do rozpoznawania zarówno wczesnego, jak i późnego stanu nierównowagi immunologicznej.

Schemat 1 Schematyczne przedstawienie etapów analizy supresji in vitro

Przebieg sortowania komórek: powlekanie kulek, izolacja PBMC, MACS, FACS, hodowla in vitro, liczenie komórek.
Rycina 1. Etapy procesu in vitro test supresji przedstawiony za pomocą fotografii

Schematy cytometrii przepływowej; sortowanie komórek na podstawie analizy ekspresji CD25; wykresy FSC-A vs. PE-A.
Rysunek 2. Strategia bramkowania w izolacji komórek metodą FACS. a) Próg dla CD25+ został dostosowany zgodnie z kontrolą Fluorochrome Minus One (FMO), b) komórki zostały obramowane jako FITC-ujemne, c) komórki FITC-ujemne zostały następnie poddane dalszemu bramkowaniu i zebrane jako frakcje CD+CD25-, CD+CD25low oraz CD+CD25high (Tregs), przedstawione wraz z wartościami procentowymi, d) komórki Tregs po sortowaniu FACS, e) komórki CD+CD25low po sortowaniu FACS oraz f) komórki T CD4+CD25- po sortowaniu FACS

Dane dotyczące supresji limfocytów T CD4+; wykresy słupkowe; porównanie podgrup CD25; wyniki badań immunologicznych.
Rycina 3. Reprezentatywne wyniki zdrowych ochotników a) Reprezentatywne wyniki liczby impulsów na minutę (cpm) dla zdrowych ochotników, przedstawione jako pojedyncze hodowle dla wszystkich zaangażowanych subpopulacji komórek (naiwnych CD25-, in vivo aktywowany-CD25low, komórki prezentujące antygen-APC i limfocyty T regulatorowe-Treg), a także kokultury limfocytów T respondujących (CD25- lub CD25low) i limfocytów Treg. b) Procent supresji poszczególnych odpowiadających limfocytów T CD25- oraz CD25low przez autologiczne limfocyty T regulatorowe (Tregs) przedstawiono dla zdrowych osób z grupy kontrolnej (n=4). Supresję obliczono według wzoru [(s-c)/s] x 10%, gdzie s=cpm w monokulturze, a c=cpm w kokulturze. Mimo zauważenia niewielkiej różnicy w zdolności Tregs do supresji odpowiadających limfocytów T, nie była ona istotna statystycznie (parzysty test t, p=0,08). c) Przedstawiono wartości cpm dla osobników z grupy ryzyka dla każdej pojedynczej hodowli, w tym dla limfocytów T CD25- oraz CD25low jako komórek odpowiadających, a także dla APC i Tregów, oraz dla kokultur, w których każda subpopulacja odpowiadających limfocytów T została wysiana z Tregami (CD25-/Tregi oraz CD25low/Tregi). d) Procent supresji poszczególnych komórek T responderów CD25- oraz CD25low przez autologiczne Tregs przedstawiono dla osób z grupy ryzyka (n=4). Różnica w zdolności Tregs do supresji komórek T responderów CD25- w porównaniu z CD25low była istotna (test t dla prób zależnych p=0,04).

Tabela 1. Schematyczny układ testu supresji in vitro

 1-34-67-910-12
ACD4CD25-CD4CD25lowsama wersja wideosame medium
BCD4CD25- /TregsCD4CD25low /Tregiwyłącznie limfocyty T regulatorowe (Tregs)wyłącznie APC
C    
D    
E    
F    
G    
H    

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ponieważ funkcja supresyjna jest jedyną unikalną cechą limfocytów Tregs, powinna być ona badana w sposób niezawodny i jednolity pomiędzy osobnikami na różnych etapach rozwoju choroby, zarówno w ramach jednego badania, jak i pomiędzy różnymi badaniami. W ramach wkładu w standaryzację tej metody przedstawiamy szczegóły testu supresji opracowanego w naszym laboratorium. W szeroko zakrojonym badaniu optymalizacyjnym ustaliliśmy, że stymulacja limfocytów T za pomocą kulek powlekanych przeciwciałami anty-CD3 dla człowieka (klo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zadeklarowano konfliktów interesów.

Podziękowania

Niniejsze badanie było wspierane przez Max McGee National Research Center for Juvenile Diabetes przy Medical College of Wisconsin oraz Children's Research Institute of Wisconsin. Podmioty finansujące nie brały udziału w projektowaniu badania, gromadzeniu i analizie danych ani w przygotowaniu manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ficoll-Paque PLUSAmersham17-1440-03
DPBS-1XGIBCO, by Life Technologies14190-144
Błękit trypanowyInvitrogen15250-061
mikrokulki anty-CD4Miltenyi Biotec130-045-101
Filtry wstępneMiltenyi Biotec130-041-407
kolumna LSMiltenyi Biotec130-042-401
EDTAInvitrogen15575-020
BSASigma-AldrichB4287
anty-CD4 ludzkie APCCy7 (klon RPA-T4)BD Biosciences557852
Przeciwciało anty-ludzkie CD25-PE (klon M-A251; IL-2Rα)BD Biosciences555432
Przeciwciało anty-CD8 ludzkie znakowane FITC (klon RPA-T8)BD Biosciences555366
Przeciwciało anty-CD14 dla człowieka znakowane FITC (klon M5E2; receptor LPS)BD Biosciences555397
anty-ludzkie CD32-FITC (klon FLI8.26; Fcγtypu R-II)BD Biosciences555448
Przeciwciało anty-CD116 ludzkie-FITC (klon M5D12; GM-CSFR)α łańcuch)BD Biosciences554532
Dynalbeads M-450 aktywowane tosylowoInvitrogen140-13
Przeciwciało przeciwko ludzkiemu CD3Ancell144-024
Bufor 1Własnej produkcji0,1 M Na2B4O7 pH 7,6
Bufor 2Własnego wykonaniaPBS/2mM EDTA/ 0,1% BSA pH 7,4
Bufor 3Własnej roboty0,2 M Tris/0,1% BSA pH 8,5
Kompletna pożywka RPMIWłasnego wyrobupożywka RPMI 1640 z 2 mM L-glutaminą, 5 mM HEPES i 100 U/μg/ml penicyliny/streptomycyny, 0,5 mM pirogronianu sodu
[3[H]-tymidynaPerkinElmer, Inc.NET027Z005MC
ludzka pulowana surowica grupy AB Atlanta BiologicalsS40110
Wieloekranowa płytka do zbiorówEMD MilliporeMAHFC1H60
Microscint 20PerkinElmer, Inc.6013621

Bibliografia

  1. Barge, A., Cravotto, G., Gianolio, E., Fedeli, F. How to determine free Gd and free ligand in solution of Gd chelates. A technical note. Contrast Med. Mol. Imaging. 1, 184-188 (2006).
  2. Nagaraja, T. N., Croxen, R. L., Panda, S., Knight, R. A., Keenan, K. A., Brown, S. L., Fenstermacher, J. D., Ewing, J. R. Application of arsenazo III in the preparation and characterization of an albumin-linked, gadolinium-based macromolecular magnetic resonance contrast agent. J. Neurosci. Methods. 157, 238-245 (2006).
  3. Supkowski, R. M., Horrocks, W. D. On the determination of the number of water molecules, q, coordinated to europium(III) ions in solution from luminescence decay lifetimes. Inorg. Chim. Acta. 340, 44-48 (2002).
  4. Menjoge, A. R., Kannan, R. M., Tomalia, D. A. Dendrimer-based drug and imaging conjugates: design considerations for nanomedical applications. Drug Discovery Today. 15, 171-185 (2010).
  5. Que, E. L., Chang, C. J. Responsive magnetic resonance imaging contrast agents as chemical sensors for metals in biology and medicine. Chem. Soc. Rev. 39, 51-60 (2010).
  6. Uppal, R., Caravan, P. Targeted probes for cardiovascular MR imaging. Future Med. Chem. 2, 451-470 (2010).
  7. Major, J. L., Meade, T. J. B. ioresponsive Bioresponsive, cell-penetrating, and multimeric MR contrast agents. Acc. Chem. Res. 42, 893-903 (2009).
  8. Datta, A., Raymond, K. N. Gd-hydroxypyridinone (HOPO)-based high-relaxivity magnetic resonance imaging (MRI) contrast agents. Acc. Chem. Res. 42, 938-947 (2009).
  9. Leôn-Rodríguez, L. M. D., Lubag, A. J. M., Malloy, C. R., Martinez, G. V., Gillies, R. J., Sherry, A. D. Responsive MRI agents for sensing metabolism in vivo. Acc. Chem. Res. 42, 948-957 (2009).
  10. Castelli, D. D., Gianolio, E., Crich, S. G., Terreno, E., Aime, S. Metal containing nanosized systems for MR-molecular imaging applications. Coord. Chem. Rev. 252, 2424-2443 (2008).
  11. Caravan, P., Ellison, J. J., McMurry, T. J., Lauffer, R. B. Gadolinium(III) chelates as MRI contrast agents: structure, dynamics, and applications. Chem. Rev. 99, 2293-2352 (1999).
  12. Lauffer, R. B. Paramagnetic metal complexes as water proton relaxation agents for NMR imaging: theory and design. Chem. Rev. 87, 901-927 (1987).
  13. Yoo, B., Pagel, An overview of responsive MRI contrast agents for molecular imaging. Front. Biosci. 13, 1733-1752 (2008).
  14. Pandya, S., Yu, J., Parker, D. Engineering emissive europium and terbium complexes for molecular imaging and sensing. Dalton Trans. 23, 2757-2766 (2006).
  15. Nwe, K., Xu, H., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Ileva, L., Riffle, L., Wong, K. J., Brechbiel, M. W. A new approach in the preparation of dendrimer-based bifunctional diethylenetriaminepentaacetic acid MR contrast agent derivatives. Bioconjugate Chem. 20, 1412-1418 (2009).
  16. Nwe, K., Bernardo, M., Regino, C. A. S., Williams, M., Brechbiel, M. W. Comparison of MRI properties between derivatized DTPA and DOTA gadolinium-dendrimer conjugates. Bioorg. Med. Chem. 18, 5925-5931 (2010).
  17. Caravan, P., Das, B., Deng, Q., Dumas, S., Jacques, V., Koerner, S. K., Kolodziej, A., Looby, R. J., Sun, W. -C., Zhang, Z. A lysine walk to high relaxivity collagen-targeted MRI contrast agents. Chem. Commun. , 430-432 (2009).
  18. Leôn-Rodríguez, L. M. D., Kovacs, Z. The synthesis and chelation chemistry of DOTA-peptide conjugates. Bioconjugate Chem. 19, 391-402 (2008).
  19. Boswell, C. A., Eck, P. K., Regino, C. A. S., Bernardo, M., Wong, K. J., Milenic, D. E., Choyke, P. L., Brechbiel, M. W. Synthesis, characterization, and biological evaluation of integrin αVβ3-targeted PAMAM dendrimers. Mol. Pharm. 5, 527-539 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Test supresji in vitropomiar funkcji kom rek Tregregulatorowe limfocyty Tsortowanie cytometrycznelimfocyty T CD4 dodatniewbudowywanie trytowanego tymidynymononuklearne kom rki krwi obwodowejkom rki prezentuj ce antygenprzesiewowa ocena nier wnowagi immunologicznejbiomarker cukrzycy typu 1
Supresja ludzkich komórek in vitro jako narzędzie przesiewowe do rozpoznawania wczesnego stanu niezrównoważenia immunologicznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.