Ze względu na prostotę zabiegu chirurgicznego oraz wyraźne efekty behawioralne, przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego jest jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych bólu neuropatycznego. W ciągu 24 h po operacji rozwija się nadwrażliwość bólowa, którą można zmierzyć ilościowo za pomocą estezjometru von Freya (test mechaniczny) oraz urządzenia do pomiaru analgesii podeszwowej (test termiczny).
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego i badanie nadwrażliwości bólowej u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przewlekły ból neuropatyczny, wynikający z uszkodzenia ośrodkowego lub obwodowego układu nerwowego, jest powszechnym i wyniszczającym schorzeniem, dotykającym 7-18% populacji1,2. Objawy obejmują ból spontaniczny (mrowienie, pieczenie, uczucie porażenia prądem), dysestezję, parestezję, allodynię (ból wywołany bodźcami, które normalnie nie są bolesne) oraz hiperalgezję (zwiększoną reakcję na bodźce bólowe). Objawom sensorycznym towarzyszą zaburzenia behawioralne, takie jak bezsenność i depresja. W celu badania przewlekłego bólu neuropatycznego opracowano kilka modeli zwierzęcych naśladujących uszkodzenie nerwów obwodowych; jednym z najszerzej stosowanych jest model jednostronnego przewlekłego ucisku nerwu kulszowego (CCI) według Bennetta i Xie (1988)3 (Rysunek 1). W niniejszej pracy przedstawiamy metodę przeprowadzania procedury CCI oraz testowania nadwrażliwości bólowej.
CCI przeprowadza się w znieczuleniu, odsłaniając nerw kulszowy po jednej stronie poprzez wykonanie nacięcia skóry i przecięcie tkanki łącznej między mięśniem pośladkowym powierzchownym a mięśniem dwugłowym uda. Cztery ligatury z katgutu chromowego zawiązuje się luźno wokół nerwu kulszowego w odstępach 1 mm, tak aby jedynie ograniczyć, a nie całkowicie zatrzymać przepływ krwi w ośnie powłokowej. Ranę zamyka się szwami w mięśniach i zszywkami w skórze. Następnie zwierzę regeneruje się po operacji przez 24 hrs przed rozpoczęciem testów nadwrażliwości na ból.
W celu przeprowadzenia testów behawioralnych szczury są umieszczane w aparaturze badawczej, gdzie mogą przyzwyczaić się do procedury testowej. Badanym obszarem jest środkowa powierzchnia podeszwowa tylnej łapy (Rycyna 2), która znajduje się w obszarze unerwienia nerwu kulszowego. Próg wycofania mechanicznego ocenia się poprzez mechaniczną stymulację obu tylnych łap (zarówno uszkodzonej, jak i nieuszkodzonej), wykorzystując elektroniczny dynamiczny anestezjometr von Frey do pomiaru czucia podeszwowego lub manualne włókna von Frey4. Próg wycofania mechanicznego to maksymalny nacisk (wyrażony w gramach), który wywołuje cofnięcie łapy. W celu pomiaru czasu reakcji termicznej (latencji wycofania), po raz pierwszy opisanego przez Hargreaves et al (1988), tylna łapa jest wystawiona na wiązkę promieniowania cieplnego przez przezroczystą powierzchnię szklaną przy użyciu miernika analgezji podeszwowej5,6. Czas reakcji na bodziec cieplny jest rejestrowany jako czas wycofania łapy w obu tylnych łapach (uszkodzonej i nieuszkodzonej). Po przeprowadzeniu CCI zarówno próg wycofania mechanicznego, jak i czas reakcji termicznej w uszkodzonej łapie są istotnie obniżone w porównaniu z pomiarami bazowymi oraz łapą nieuszkodzoną (Rycina 3). Model CCI uszkodzenia nerwów obwodowych w połączeniu z testami nadwrażliwości bólowej stanowi system modelowy do badania skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych w modyfikacji przewlekłego bólu neuropatycznego. W naszym laboratorium wykorzystujemy CCI wraz z oceną wrażliwości termicznej i mechanicznej tylnych łap do badania roli oddziaływań neuroimmunologicznych w patogenezie i leczeniu bólu neuropatycznego.
Protokół
1. Przewlekłe uciskanie nerwu kulszowego
Podczas procedury chirurgicznej należy stosować techniki aseptyczne. Powierzchnię roboczą należy zdezynfekować 70% etanolem, a sterylne instrumenty (np. precyzyjne nożyczki, pęsetę i rozieracz), gazy, zszywki oraz tampony przygotować wcześniej w autoklawie. W przypadku przeprowadzania wielu zabiegów instrumenty należy czyścić i wysterylizować ponownie za pomocą 70% etanolu lub sterylizatora koralikowego pomiędzy kolejnymi szczurami. Należy nosić maseczkę chirurgiczną, czepek oraz sterylne rękawiczki.
W celu przeprowadzenia konstrikcji nerwu przygotować chromowaną nić jelitową, tnąc ją na małe kawałki o długości około 3 cm i zanurzając w sterylnym roztworze soli fizjologicznej, aby zapobiec ich wysychaniu. Do zamknięcia rany należy użyć dostępnych w handlu sterylnych nici jedwabnych.
- Zanurz szczura w komorze indukcyjnej z 5% izofluranem w O2, następnie podawaj 2% izofluran w O2 za pomocą specjalnie wykonanej maski twarzowej i monitoruj znieczulone zwierzę podczas procedury. Powszechnie stosowanymi alternatywnymi środkami znieczulającymi są wziewny halotan lub wewnątrzbrzusznopodawany pentobarbital sodu. Należy unikać ketaminy, będącej antagonistą receptorów N-metylo-D-asparaginianu (NMDA), ponieważ receptory te są istotne w rozwoju bólu neuropatycznego.
- Wygolić lewą tylną kończynę szczura. Następnie umieścić zwierzę na termoregulatorowanej macie grzewczej w temperaturze 37°C i nałożyć smarującą maść oftalmiczną na oczy.
- Zdezynfekować wygolony obszar, stosując naprzemiennie trzy aplikacje 70% alkoholu izopropylowego i roztworu jodu.
- Przy szczurze leżącym na klatce piersiowej unieść lewą tylną kończynę i utrzymać ją w pozycji z kością udową pod kątem 90° do kręgosłupa, mocując stopę taśmą maskującą.
- Wykonać nacięcie skóry równolegle, ale 3-4 mm poniżej kości udowej, a następnie oddzielić skórę od mięśni otaczających nacięcie poprzez przecięcie tkanki łącznej.
- Za pomocą tępych nożyczek przeciąć tkankę łączną między mięśniem pośladkowym powierzchownym a mięśniem dwugłowym uda.
- Użyć rozwieraka, aby poszerzyć szczelinę między dwoma mięśniami, co umożliwi wyraźną wizualizację nerwu kulszowego.
- Używając zakrzywionej pęsety z tępymi końcami i mikronożyczek, ostrożnie uwolnić około 10 mm nerwu kulszowego (proksymalnie od trifurkacji nerwu kulszowego) z otaczającej go tkanki łącznej.
- Pod mikroskopem i przy dobrym źródle światła zawiązać cztery ligatury (catgut chromowany 4.0, Ethicon, USA) podwójnym węzłem w odstępach 1 mm, proksymalnie od trifurkacji nerwu kulszowego. Dla każdej ligatury należy zacząć od pojedynczej luźnej pętli, następnie chwycić oba końce blisko pętli i zaciągnąć, aż pętla będzie ledwie dopasowana i ligatura nie będzie przesuwać się wzdłuż nerwu. Aby utrzymać pętlę w prawidłowej pozycji, nałożyć drugą pętlę na pierwszą w celu dokończenia węzła. Na koniec odciąć wolne końce ligatury do długości około 1 mm. Ucisk nerwu powinien być minimalny i natychmiast przerwany w przypadku zauważenia krótkiego drgnienia, aby zapobiec zatrzymaniu przepływu krwi epineuralnej. Zbyt mocne zaciśnięcie ligatur prowadzi do aksotomii i autotomii (samookaleczenia) — obu niepożądanych efektów ubocznych, które uniemożliwiają pomyślne testy nadwrażliwości bólowej.
- Użyć szwów (Mersilk 5.0, Ethicon) do zamknięcia warstwy mięśniowej i zszywek (Autoclip, 9 mm) do zapięcia skóry. Następnie zdezynfekować ranę roztworem jodu (Riodine).
- Uważnie obserwować szczura podczas okresu wybudzania z narkozy i pozwolić mu dojść do siebie w oddzielnej klatce z płaską papierową ściółką (nie standardową ściółką hodowlaną), aby zapobiec zadławieniu się nieprzytomnego zwierzęcia.
Przed podaniem jakiejkolwiek przeciwbólowej terapii pooperacyjnej badacze powinni wziąć pod uwagę fakt, że może ona zakłócić testy nadwrażliwości bólowej. Istnieją dowody na to, że miejscowe zastosowanie znieczulenia, lidokainy, w momencie urazu może zmienić rozwój bólu neuropatycznego i zmniejszyć stopień hiperalgezji w kolejnych tygodniach7. Dalszą dyskusję na ten temat można znaleźć w przeglądzie autorstwa Bennett et al8.
2. Pomiary zachowań bólowych
- Zaleca się codzienne obchodzenie się ze szczurami przez kilka dni przed rozpoczęciem eksperymentu, aby przyzwyczaić zwierzęta do opiekuna, zredukować stres oraz ryzyko ugryzień.
- Przed testami behawioralnymi szczury muszą zostać poddane habituacji do procedury testowej oraz klatki badawczej. Środowisko testowe powinno być ciche i dobrze kontrolowane, z zachowaniem stałej temperatury i wilgotności, a każda sesja testowa powinna odbywać się o podobnej porze dnia.
- Testy nadwrażliwości na ból należy przeprowadzić kilkukrotnie przed CCI (poziom bazowy) oraz w różnych punktach czasowych po CCI, zależnie od potrzeb.
3. Mechaniczny próg wycofania
- W dniu testowania umieść szczury w klatce testowej z podwyższoną siatkową podłogą na 15-30 minut przed pomiarem progów wycofania, aby umożliwić zaprzestanie eksploracji klatki i pielęgnacji oraz aby szczury mogły się zrelaksować i unieruchomić.
- Używając dynamicznego estezjometru von Frey do badania powierzchni podeszwowych (Ugo Basile, Włochy), ustaw jednostkę stymulatora dotykowego z filamentem bezpośrednio pod środkową powierzchnią podeszwową tylnej łapy, unikając kontaktu z metalową siatką, a następnie naciśnij klawisz start. Spowoduje to uniesienie filamentu w celu mechanicznej stymulacji powierzchni podeszwowej tylnej łapy z rosnącą siłą.
Ręczne włókna von Frey to seria filamentów o rosnącej średnicy, które są skalibrowane tak, aby wywierać określoną siłę podczas przykładania do skóry. Mogą one służyć jako alternatywa dla elektronicznego dynamicznego plantarnego estezjometru von Frey do pomiaru progu wycofania łapy, jak opisano wcześniej4. Istnieje również kilku alternatywnych producentów elektronicznych estezjometrów von Frey (np. IITC, USA i Somedic, Szwecja).
- Zarejestruj próg wycofania mechanicznego dla obu tylnych łap, uszkodzonej i nieuszkodzonej, w kolejności zbalansowanej. Urządzenie to wywiera nacisk na łapę, a w momencie wystąpienia reakcji wycofania system automatycznie rejestruje i wyświetla maksymalną przyłożoną siłę (w gramach). W przypadku wystąpienia niejednoznacznej odpowiedzi (np. podczas poruszania się lub pielęgnacji), powtórz stymulację i ponownie zarejestruj próg. Lizanie lub potrząsanie tylną łapą po stymulacji jest oznaką zachowania związanego z bólem.
- Powtórz stymulację mechaniczną 3 razy w odstępach około 5 min między bodźcami, zarejestruj progi, a następnie oblicz średnią wartość progów wycofania łapy.
4. Latencja wycofania termicznego
Intensywność promieniowania cieplnego podczerwieni (I.R.) w urządzeniu do testu podeszwy powinna zostać dostosowana przed rozpoczęciem eksperymentu. W naszym laboratorium dostosowujemy intensywność I.R. tak, aby średni czas utraty odruchu wycofania łapy u szczurów naiwnych wynosił około 10 sekund, a maksymalny czas odcięcia (cut-off latency) ustawiamy na 20 sekund, aby uniknąć uszkodzenia tkanek w przypadku braku wycofania łapy.
- W dniu testu umieść szczury w klatce testowej z szklanym dnem na 15-30 minut przed pomiarem latencji, aby umożliwić im zaprzestanie eksploracji klatki i toalety oraz doprowadzić do stanu odprężenia i bezruchu zwierząt.
- Używając urządzenia do pomiaru analgezji podeszwowej (Ugo Basile, Włochy), ustaw źródło podczerwieni bezpośrednio pod powierzchnią środkową podeszwy tylnej łapy i naciśnij klawisz start. Powoduje to wystawienie powierzchni podeszwowej tylnej łapy na wiązkę promieniowania cieplnego poprzez przezroczystą szklaną powierzchnię. Istnieją również alternatywni producenci urządzeń do pomiaru analgezji podeszwowej (np. IITC, USA oraz Stoelting, USA).
- Zapisz latencję cofnięcia łapy zarówno dla uszkodzonej, jak i nieuszkodzonej tylnej łapy, zachowując zrównoważoną kolejność. Urządzenie to automatycznie rejestruje czas (w sekundach) od momentu rozpoczęcia bodźca termicznego do cofnięcia łapy ze źródła ciepła. W przypadku wystąpienia niejednoznacznej reakcji (np. w przypadku przemieszczania się lub toalety), powtórz bodziec i ponownie zapisz latencję. Lizanie lub potrząsanie tylną łapą po stymulacji jest oznaką zachowania związanego z bólem.
- Powtórz stymulację cieplną co najmniej 3 razy w odstępach około 5 min między bodźcami, zapisz latencje, a następnie oblicz średnią latencji cofnięcia łapy.
4. Reprezentatywne wyniki
Przykład progu wycofania mechanicznego i latencji wycofania termicznego w łapach ipsilateralnej (uszkodzonej) i kontralateralnej (nieuszkodzonej) szczurów Wistar pokazano przed zabiegiem (poziom bazowy) oraz od 2 do 12 dni po CCI na Rysunku 3A i Rysunku 3B. Z tych rycin wynika, że CCI powoduje znaczną redukcję zarówno progów wycofania mechanicznego, jak i latencji wycofania termicznego w ipsilateralnej tylnej łapie, co wskazuje na występowanie mechanicznej i termicznej nadwrażliwości bólowej, będących cechami przewlekłego bólu neuropatycznego.
Rysunek 1. Schemat ilustrujący rozmieszczenie podwiązań w modelu CCI. Ten zwierzęcy model bólu neuropatycznego polega na założeniu czterech luźnych podwiązań z chromionego jelita na nerw kulszowy na poziomie połowy uda. Powoduje to uszkodzenie tylko części włókien doprowadzających do stopy i w konsekwencji nadwrażliwość bólową tylnej łapy.
Rycina 2. Schemat obszaru tylnej łapy wykorzystywanego do testów bólowych. Do testowania bólu wykorzystuje się środkową powierzchnię podeszwy, tuż za opuszkami stopy, wskazaną czerwonym przerywanym okręgiem. Obszar ten jest unerwiony głównie przez gałęzie końcowe nerwu kulszowego. Należy unikać pięty i opuszek stopy ze względu na różnice w czułości skóry.
Rycina 3. Nadwrażliwość bólowa po przewlekłej konstrikcji nerwu kulszowego u szczurów. Po zastosowaniu CCI obserwuje się istotne obniżenie progu wycofania łapy w odpowiedzi na bodźce mechaniczne (A) oraz latencji wycofania łapy w odpowiedzi na bodźce termiczne (B) w uszkodzonej (ipsilateralnej) tylnej łapie w porównaniu z nieuszkodzoną (kontralateralną) tylną łapą (P<0.01, dwuczynnikowa ANOVA z powtarzanymi pomiarami). Dane przedstawiają średnią ± s.e.m, n=7 szczurów rasy Wistar.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
CCI jest powszechnie stosowanym modelem uszkodzenia nerwu obwodowego w badaniach nad chronicznym bólem neuropatycznym. Jest on stosunkowo prosty w wykonaniu i wywołuje silną oraz stabilną nadwrażliwość bólową utrzymującą się przez co najmniej miesiąc po urazie. Po zastosowaniu CCI u szczurów obserwuje się nieprawidłową postawę uszkodzonej tylnej łapy (palce złączone i zgięte podeszwowo, a stopa wywinięta na zewnątrz), a także powtarzające się potrząsanie, osłanianie i lizanie uszkodzonej łapy, co sugeruje występowanie bó...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Doświadczenia na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki i Etyki Zwierząt Uniwersytetu Nowej Południowej Walii w Australii i przeprowadzono je zgodnie z wytycznymi wydanymi przez Międzynarodowe Stowarzyszenie Badania Bólu (International Association for the Study of Pain).
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować za pierwotny opis modelu CCI opracowany przez Bennetta i Xie (1988).
Praca ta była częściowo finansowana z grantów National Health and Medical Research Council of Australia (ID # 568637) oraz NSW Office for Science and Medical Research przyznanych GMT.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Nici z jelit owczych chromowane | Ethicon Inc. | G-211 | grubość 4-0 |
| Izofluran | Delvet Pty. Ltd., Seven Hills, NSW | n/a | |
| Mersilk | Ethicon Inc. | W-580 | grubość 5-0 |
| Autoclip | BD Biosciences | 427631 | 9 mm stal nierdzewna |
| Riodine | Orion | R1000802F | 1% w/v jod |
| Urządzenie do termicznej analizji bólu podeszwowego | Ugo Basile | 37370 | |
| Dynamiczny estezjometr podeszwowy | Ugo Basile | 37400 |
Bibliografia
- Bouhassira, D., Lanteri-Minet, M., Attal, N., Laurent, B., Touboul, C. Prevalence of chronic pain with neuropathic characteristics in the general population. Pain. 136, 380-387 (2008).
- Toth, C., Lander, J., Wiebe, S. The prevalence and impact of chronic pain with neuropathic pain symptoms in the general population. Pain Med. 10, 918-929 (2009).
- Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. J. Neurosci. Methods. 53, 55-63 (1994).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32, 77-88 (1988).
- Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59, 85-94 (1994).
- Dougherty, P. M., Garrison, C. J., Carlton, S. M. Differential influence of local anesthetic upon two models of experimentally induced peripheral mononeuropathy in the rat. Brain Research. 570, 109-115 (1992).
- Bennett, G. J., Chung, J. M., Honore, M., Seltzer, Z. Models of neuropathic pain in the rat. Curr. Protoc. Neurosci. Chapter 9, (2003).
- Attal, N., Jazat, F., Kayser, V., Guilbaud, G. Further evidence for 'pain-related' behaviours in a model of unilateral peripheral mononeuropathy. Pain. 41, 235-251 (1990).
- Hu, B., Doods, H., Treede, R. -D., Ceci, A. Depression-like behaviour in rats with mononeuropathy is reduced by the CB2-selective agonist GW405833. Pain. 143, 206-212 (2009).
- Jesse, C., Wilhelm, E., Nogueira, C. Depression-like behavior and mechanical allodynia are reduced by bis selenide treatment in mice with chronic constriction injury: a comparison with fluoxetine, amitriptyline, and bupropion. Psychopharmacology. 212, 513-522 (2010).
- Monassi, C. R., Bandler, R., Keay, K. A. A subpopulation of rats show social and sleep-waking changes typical of chronic neuropathic pain following peripheral nerve injury. Eur. J. Neurosci. 17, 1907-1920 (2003).
- Roeska, K., Doods, H., Arndt, K., Treede, R. D., Ceci, A. Anxiety-like behaviour in rats with mononeuropathy is reduced by the analgesic drugs morphine and gabapentin. Pain. 139, 349-357 (2008).
- Kontinen, V. K., Kauppila, T., Paananen, S., Pertovaara, A., Kalso, E. Behavioural measures of depression and anxiety in rats with spinal nerve ligation-induced neuropathy. Pain. 80, 341-346 (1999).
- Urban, R., Scherrer, G., Goulding, E. H., Tecott, L. H., Basbaum, A. I. Behavioral indices of ongoing pain are largely unchanged in male mice with tissue or nerve injury-induced mechanical hypersensitivity. Pain. 152, 990-1000 (2011).
- Myers, R. R., Yamamoto, T., Yaksh, T. L., Powell, H. C. The role of focal nerve ischemia and Wallerian degeneration in peripheral nerve injury producing hyperesthesia. Anesthesiology. 78, 308-316 (1993).
- Grace, P. M., Hutchinson, M. R., Manavis, J., Somogyi, A. A., Rolan, P. E. A novel animal model of graded neuropathic pain: utility to investigate mechanisms of population heterogeneity. J. Neurosci. Methods. 193, 47-53 (2010).
- Kajander, K. C., Pollock, C. H., Berg, H. Evaluation of hindpaw position in rats during chronic constriction injury (CCI) produced with different suture materials. Somatosens Mot. Res. 13, 95-101 (1996).
- Xu, J., Pollock, C. H., Kajander, K. C. Chromic gut suture reduces calcitonin-gene-related peptide and substance P levels in the spinal cord following chronic constriction injury in the rat. Pain. 64, 503-509 (1996).
- Sommer, C., Schafers, M. Painful mononeuropathy in C57BL/Wld mice with delayed wallerian degeneration: differential effects of cytokine production and nerve regeneration on thermal and mechanical hypersensitivity. Brain. Res. 784, 154-162 (1998).
- Walczak, J. S., Beaulieu, P. Comparison of three models of neuropathic pain in mice using a new method to assess cold allodynia: the double plate technique. Neurosci. Lett. 399, 240-244 (2006).
- Maves, T. J., Pechman, P. S., Gebhart, G. F., Meller, S. T. Possible chemical contribution from chromic gut sutures produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 54, 57-69 (1993).
- Tall, J. M., Stuesse, S. L., Cruce, W. L., Crisp, T. Gender and the behavioral manifestations of neuropathic pain. Pharmacol Biochem. Behav. 68, 99-104 (2001).
- Chung, J. M., Choi, Y., Yoon, Y. W., Na, H. S. Effects of age on behavioral signs of neuropathic pain in an experimental rat model. Neurosci. Lett. 183, 54-57 (1995).
- Tanck, E. N., Kroin, J. S., McCarthy, R. J., Penn, R. D., Ivankovich, A. D. Effects of age and size on development of allodynia in a chronic pain model produced by sciatic nerve ligation in rats. Pain. 51, 313-316 (1992).
- Shir, Y., Sheth, R., Campbell, J. N., Raja, S. N., Seltzer, Z. Soy-containing diet suppresses chronic neuropathic sensory disorders in rats. Anesth. Analg. 92, 1029-1034 (2001).
- Yoon, Y. W., Lee, D. H., Lee, B. H., Chung, K., Chung, J. M. Different strains and substrains of rats show different levels of neuropathic pain behaviors. Experimental Brain Research. 129, 167-171 (1999).
- Mogil, J. S., Davis, K. D., Derbyshire, S. W. The necessity of animal models in pain research. Pain. 151, 12-17 (2010).
- Mogil, J. S. Animal models of pain: progress and challenges. Nat. Rev. Neurosci. 10, 283-294 (2009).
- Langford, D. J. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat. Methods. 7, 447-449 (2010).
- Austin, P. J., Moalem-Taylor, G. The neuro-immune balance in neuropathic pain: involvement of inflammatory immune cells, immune-like glial cells and cytokines. J. Neuroimmunol. 229, 26-50 (2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
