Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

14.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/4178

⸱

14 sierpnia 2012

 ,  ,  , 
1Department of Medical Physics in Radiology, German Cancer Research Center, Heidelberg, Germany, 2Unit of Chemotherapy and Toxicology, German Cancer Research Center, Heidelberg, Germany

W tym artykule

Podsumowanie

W patogenezie przerzutów do kości angiogeneza jest procesem kluczowym, w związku z czym stanowi cel obrazowania i terapii. W niniejszej pracy przedstawiamy szczurzy model miejscowych przerzutów raka piersi do kości oraz opisujemy strategie nieinwazyjnego obrazowania angiogenezy in vivo z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultrasonografii.

Streszczenie

Angiogeneza jest kluczową cechą wzrostu nowotworów i tworzenia przerzutów. W przypadku przerzutów do kości czynniki angiogenne odgrywają zasadniczą rolę w proliferacji komórek nowotworowych w jamie szpiku kostnego, a także w interakcjach między komórkami nowotworowymi a komórkami kostnymi, co prowadzi do lokalnej destrukcji kości. Naszym celem było opracowanie modelu eksperymentalnych przerzutów do kości, który umożliwia ocenę in vivo angiogenezy w zmianach szkieletowych z wykorzystaniem nieinwazyjnych technik obrazowania.

W tym celu wstrzyknięto 105 ludzkich komórek raka piersi MDA-MB-231 do tętnicy brzusznej powierzchownej, co zapobiega wzrostowi przerzutów w obszarach ciała innych niż odpowiednia kończyna tylna1. Po 25–30 dniach od inokulacji komórek nowotworowych rozwijają się swoiste dla danego miejsca przerzuty do kości, ograniczone do dystalnej części kości udowej oraz proksymalnych części kości piszczelowej i strzałkowej1. Aspekty morfologiczne i funkcjonalne angiogenezy w przerzutach do kości można badać podłużnie, wykorzystując obrazowanie rezonansem magnetycznym (MRI), wolumetryczną tomografię komputerową (VCT) oraz ultrasonografię (US).

Obrazowanie MRI dostarcza informacji morfologicznych na temat tkanek miękkich w przerzutach do kości, które początkowo ograniczone są do jamy szpiku kostnego, a w miarę progresji przekraczają kość korową. Wykorzystując dynamiczne MRI z kontrastem (DCE-MRI), można uzyskać i ilościowo określić dane funkcjonalne, w tym regionalną objętość krwi, perfuzję oraz przepuszczalność naczyń2-4. Destrukcja kości jest rejestrowana w wysokiej rozdzielczości przy użyciu morfologicznego obrazowania VCT. Dopełniając wyniki MRI, zmiany osteolityczne mogą być zlokalizowane sąsiadując z miejscami wewnątrzszpikowego wzrostu guza. Po podaniu środka kontrastowego angiografia VCT ujawnia architekturę makronaczyń w przerzutach do kości w wysokiej rozdzielczości, a DCE-VCT umożliwia wgląd w mikrokrążenie tych zmian5,6. USG jest stosowane do oceny cech morfologicznych i funkcjonalnych zmian w układzie kostnym ze względu na miejscową osteolizę kości korowej. Przy użyciu technik B-mode i Dopplera można odpowiednio ocenić strukturę oraz perfuzję przerzutów w tkankach miękkich. DCE-US pozwala na obrazowanie w czasie rzeczywistym unaczynienia w przerzutach do kości po wstrzyknięciu mikropęcherzyków7.

Podsumowując, w modelu specyficznych dla danej lokalizacji przerzutów raka piersi do kości, multimodalne techniki obrazowania, w tym MRI, VCT i US, dostarczają komplementarnych informacji na temat morfologii i parametrów funkcjonalnych angiogenezy w tych zmianach szkieletowych.

Protokół

1. Hodowla komórkowa

  1. Hodować komórki raka piersi człowieka MDA-MB-231 (American Type Culture Collection) w medium RPMI-1640 (Invitrogen, Niemcy) uzupełnionym o 10% FCS (Sigma, Niemcy). Wszystkie hodowle utrzymywać w standardowych warunkach (37 °C, atmosfera nawilżona, 5% CO2) i pasażować komórki 2-3 razy w tygodniu, aby utrzymać je w fazie wzrostu logarytmicznego. W przypadku opisanego poniżej modelu zwierzęcego nie ma potrzeby stosowania linii podpochodnych komórek MDA-MB-231 specyficznych dla kości, ponieważ odsetek przyjęcia nowotworu przekracza 90%1.
  2. Zbić pod-konfluente komórki nowotworowe po zastosowaniu 2 mM EDTA w PBS- (soli fizjologicznej buforowanej fosforanami, bez Ca2+ i Mg2+) oraz 0,25% trypsyny (Sigma, Taufkirchen, Niemcy). Policzyć komórki MDA-MB-231 w komorze Neubauera i zawiesić je w RPMI-1640 (5x105 komórek w 1 ml).

2. Model przerzutów do kości u szczura nago

  1. Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez właściwą rządową komisję etyki ds. zwierząt.
  2. Należy wykorzystać szczury nude w wieku 6-8 tygodni i utrzymywać je w warunkach wolnych od patogenów w odpowiednim systemie dla małych zwierząt (np. systemie mini-bariery). Zwierzęta należy trzymać w kontrolowanych warunkach (temperatura pokojowa 21 +/- 2 °C, wilgotność 60% oraz 12-godzinny rytm światło-ciemność) i zapewniać im autoklawowaną karmę oraz wodę ad libitum.
  3. Przed operacją zwierzęcia należy podać lek przeciwbólowy (np. Carprofen 4 mg/kg s.c.; ze względu na jednorazowe podanie i krótki okres półtrwania (ok. 8 hr), carprofen nie powinien wpływać na wzrost guza). Szczury należy znieczulić mieszaniną tlenu (0.5 l/min) i izofluranu (1-1.5 vol. %) oraz upewnić się, że szczur jest prawidłowo znieczulony i oddycha regularnie przed rozpoczęciem następnej procedury.
  4. Znieczulone zwierzę należy umieścić pod odpowiednim binokularowym mikroskopem operacyjnym (np. Leica) i pracować przy 16-krotnym powiększeniu.
  5. Procedurę chirurgiczną należy rozpocząć od nacięcia skóry i tkanki podskórnej w okolicy pachwinowej na długości 2-3 cm za pomocą nożyczek (BC060r Iris scissors 108 mm). Należy wypreparować wszystkie tętnice odgałęziające się od tętnicy udowej (FA), w tym tętnicę nadbrzuszną powierzchowną (SEA), tętnicę kolanową zstępującą (DGA), tętnicę podkolanową (PA) i tętnicę odpiszczelową (SA).
  6. Na tętnicę udową proksymalnie od ujścia SEA, a także na DGA, PA i SA należy założyć klipsy, aby tymczasowo zamknąć miejscowy przepływ krwi. Tętnicę SEA należy podwiązać w jej części dystalnej, aby umożliwić otwarcie tego naczynia bez krwawienia (Rysunek 1A).
  7. Tętnicę SEA należy przeciąć nożyczkami (Vannas Micro-SCRS-Grooved STR 85 mm) proksymalnie od podwiązania (Rysunek 1B) i podać 1% roztwór papaweryny na SEA, aby ułatwić późniejsze wprowadzenie igły dzięki rozluźnieniu naczynia (Rysunek 1C).
  8. Nożyczkami należy przeciąć około połowy średnicy SEA i wprowadzić igłę (średnica 0.3 mm i długość 42 mm) do światła SEA, trzymając przecięty koniec naczynia pęsetą (Rysunek 1D, E). Jeśli jest to możliwe, należy zamocować igłę w urządzeniu zewnętrznym, aby ograniczyć nieregularne ruchy, które mogłyby doprowadzić do perforacji ściany naczynia. Do igły należy podłączyć strzykawkę. Należy zdjąć klips z dystalnej części FA i założyć go na tętnicę odpiszczelową (Rysunek 1F).
  9. Komórki MDA-MB-231 zawieszone w 0.2 ml pożywki należy powoli wstrzyknąć do SEA. Dzięki klipsom komórki MDA-MB-231 zostaną skierowane do DGA i PA. Przed zdjęciem klipsów tętniczych należy wyjąć igłę i podwiązać SEA, aby zapobiec krwawieniu. Ranę należy zamknąć za pomocą klipsów chirurgicznych i zakończyć znieczulenie wziewne.
  10. W ramach monitorowania po zabiegu, szczury są zazwyczaj uśmiercane 7-8 tygodni po inokulacji komórek nowotworowych, aby uniknąć poważnych powikłań szkieletowych. W tym czasie zwierzęta powinny być monitorowane codziennie w celu oceny wielkości guza i wszelkich oznak bólu (np. odchyleń behawioralnych, utraty masy ciała, deficytów motorycznych). Jeśli zwierzęta wykażą wielkość guza przekraczającą etycznie dopuszczalną granicę lub oznaki bólu podczas wzrostu guza, muszą zostać uśmiercone.
  11. Do ksenotransplantacji ludzkich komórek raka piersi MDA-MB-231 wykorzystano szczury immunodeficyjne (nude). Wybrano szczury nude, aby lepiej wizualizować rosnący guz.

3. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)

  1. Po inokulacji komórek nowotworowych należy odczekać około 25-30 dni na wzrost guza przed rozpoczęciem obrazowania. Do obrazowania MR należy użyć dedykowanego skanera eksperymentalnego lub ludzkiego systemu MR z odpowiednią cewką zwierzęcą. Wykorzystano ludzki system MR (Symphony, Siemens, Niemcy) oraz własnoręcznie zbudowaną cewkę do wzbudzenia i detekcji częstotliwości radiowych, zaprojektowaną jako cylindryczny rezonator objętościowy o średnicy wewnętrznej 83 mm i długości użytkowej 120 mm (Rysunek 2A).
  2. Zanurz szczura w znieczuleniu tlenem i izofluranem zgodnie z powyższym opisem. Wprowadzić kaniulę do żyły ogonowej i przymocować ją do ogona za pomocą taśmy. Podłączyć strzykawkę zawierającą środek kontrastowy (np. 0,1 mmol/kg Gd-DTPA w około 0,5 ml; Magnevist, Bayer-Schering, Niemcy).
  3. Umieścić szczura w systemie MR, utrzymując znieczulenie wziewne. Rozpocząć od morfologicznej sekwencji MR w celu zlokalizowania przerzutu do kości (np. T2-zależna: sekwencja turbo spin echo, TR 3240 ms, TE 81 ms, macierz 152 x 256, FOV 90 x 53,4 mm2, grubość warstwy 1,5 mm, 3 średnie, czas skanowania 3:40 min).
  4. Wyznaczyć warstwę przerzutu do kości o największej średnicy i uruchomić sekwencję dla DCE-MRI (np. sekwencja saturation recovery turbo flash, TR 373 ms, TE 1,86 ms, macierz 192 x 144, FOV 130 x 97,5 mm2, grubość warstwy 5 mm, pomiary 512, średnie 1, czas skanowania 6:55 min). Po około 30 s rozpocząć wstrzykiwanie środka kontrastowego w czasie 10 s. Całkowity czas trwania wyżej wymienionych procedur w celu wykonania badania MRI wynosi około 15-20 min na zwierzę.

4. Wolumetryczna tomografia komputerowa (VCT)

  1. Wybierz odpowiedni system CT, skaner dla ludzi lub eksperymentalny. W tym przypadku użyto prototypu wolumetrycznego tomografu komputerowego z panelem płaskim (Rysunek 2B; Volume CT, Siemens, Niemcy).
  2. Zapewnij szczurowi znieczulenie tlenem i izofluranem zgodnie z powyższym opisem. Wprowadź kaniulę do żyły ogonowej i przymocuj ją do ogona za pomocą taśmy. Podłącz strzykawka zawierającą środek kontrastowy (np. 1 g jodu na kg w około 0,5 ml; Imeron 400, Bracco, Niemcy).
  3. Umieść szczura w skanerze pod znieczuleniem inhalacyjnym. Dla VCT zastosuj następujące parametry skanowania: napięcie lampy 80 kV, prąd lampy 50 mA, czas skanowania 51 sec, prędkość rotacji 10 sec, liczba klatek na sekundę 120, macierz 512 x 512 oraz grubość warstwy 0,2 mm. Wstrzyknij środek kontrastowy podczas drugiego obrotu systemu z panelem płaskim. Całkowity czas wykonania badania VCT zgodnie z powyższymi procedurami wynosi około 5-10 min na zwierzę.
  4. Zrekonstruuj obrazy za pomocą zmodyfikowanego algorytmu rekonstrukcji wiązki stożkowej FDK (Feldkamp-Davis-Kress) (jądro H80a, Afra, Niemcy).

5. Ultradźwięki (US)

  1. Do tego celu można wykorzystać eksperymentalne i kliniczne systemy US. Użyliśmy klinicznego systemu ultrasonograficznego Acuson Sequoia 512 z przetwornikiem liniowym 15L8 (Rysunek 2C; Siemens-Acuson, Mountain View, CA).
  2. Zanurz szczura w narkozie przy użyciu tlenu i izofluranu zgodnie z powyższym opisem. Wprowadź cewnik do żyły ogonowej i przymocuj go do ogona taśmą. Podłącz strzykawkę zawierającą mikrobąbelkowy środek kontrastowy (np. 1,6 ml/kg w objętości około 0,5 ml; SonoVue, Bracco, Włochy). Przymocuj przetwornik US do odpowiedniej tylnej kończyny za pomocą statywu i nałóż żel US między przetwornik a kończynę.
  3. Wykonaj obrazowanie w trybie B (częstotliwość transmisji: 17 MHz; indeks mechaniczny: 0,51), aby określić największą średnicę przerzutu do kości i ustal przetwornik w tej pozycji. Do obrazów w trybie B dodaj sygnał Dopplera w celu uzyskania informacji o ukrwieniu tkanek. Należy pamiętać, że fale US docierają wyłącznie do tych zmian, które naruszają kość korową.
  4. W przypadku dynamicznego US z kontrastem (DCE-US) ustaw urządzenie US w trybie sekwencjonowania impulsów kontrastowych w rytmie (CPS) (częstotliwość transmisji: 7 MHz; indeks mechaniczny: 0,18), wstrzyknij mikrobąbelki i nagraj pętlę kinową o długości 90 s. Całkowity czas powyższych procedur niezbędnych do wykonania badania US wynosi około 10-15 min na zwierzę.

6. Postprocessing danych obrazowych

  1. Wykorzystaj informacje morfologiczne z MRI, VCT i US do charakterystyki guza tkanek miękkich (MRI, US) oraz destrukcji szkieletowej (VCT) w przerzutach do kości, a następnie określ lokalizację, wielkość i objętość zmian za pomocą przeglądarki DICOM (np. Osirix Dicom Viewer).
  2. Dane VCT można wykorzystać do uzyskania obrazu wzorca rozgałęzień naczyń w przerzutach do kości (angiografia). Zrekonstruuj obrazy 2D lub 3D, wykorzystując informacje z fazy tętniczej, z zastosowaniem lub bez zastosowania technik subtrakcji (np. Osirix Dicom Viewer).
  3. W celu ilościowego określenia parametrów unaczynienia z DCE-MRI, DCE-VCT i DCE-US zastosuj narzędzia programowe specyficzne dla danych modalności. W przypadku DCE-MRI określ parametry naczyniowe: amplitudę A (związaną z objętością krwi) oraz stałą szybkości wymiany kep (związaną z perfuzją i przepuszczalnością naczyń) w przerzutach do kości za pomocą oprogramowania Dyna Lab (Mevis Research, Bremen, Germany) w oparciu o dwukomorowy model Brixa8,9. Do oceny dostępne są alternatywne modele farmakokinetyczne, np. model Tofts10.
  4. Aby ilościowo ocenić dane DCE-VCT, przeprowadź analizę opisową danych w celu obliczenia parametrów takich jak powierzchnia pod krzywą (AUC) lub szczytowe wzmocnienie (PE) za pomocą oprogramowania Dyna Lab (Mevis Research, Bremen, Germany).
  5. Ilościowo oceń informacje z DCE-US w czasie rzeczywistym, korzystając z oprogramowania do analizy ilościowej (np. Qontrast, Bracco, Italy), analizując pętle cine zgodnie z zaimplementowanym modelem wstrzyknięcia bolusa. Umieść obszar zainteresowania (ROI) nad przerzutem do kości, a następnie określ czynniki opisowe, takie jak powierzchnia pod krzywą, lub parametry ilościowe z map kolorystycznych, np. regionalną objętość krwi, regionalny przepływ krwi oraz czas napełniania.

7. Reprezentatywne wyniki

Po domięśniowym wtryśnięciu komórek MDA-MB-231 do SEA (Rycina 1), w odpowiedniej tylnej kończynie szczura nago rozwijają się swoiste dla danego miejsca przerzuty do kości. Zmiany osteolityczne ograniczone do kości udowej, piszczelowej i strzałkowej mogą być obrazowane nieinwazyjnie za pomocą MRI, VCT oraz US (Rycina 2) począwszy od około 25–30 dni po wtryśnięciu, z obserwacją w kolejnych tygodniach. Dzięki połączeniu MRI, VCT i US, w tym technik natywnych i z użyciem kontrastu, można ocenić komplementarne informacje o przerzutach do kości, które składają się z guza z tkanki miękkiej (komórek nowotworowych i zrębu) oraz odpowiadającej im zmiany osteolitycznej (destrukcji kości). W celu porównania danych uzyskanych za pomocą poszczególnych technik, wszystkie trzy metody obrazowania można zastosować sekwencyjnie u tego samego szczura. MRI obrazuje morfologię tkanki miękkiej przerzutu do kości, która początkowo jest ograniczona do jamy szpiku kostnego, a następnie w miarę rozwoju wykracza poza kość korową. Parametry funkcjonalne, takie jak regionalna objętość krwi, perfuzja i przepuszczalność naczyń, mogą być pozyskane z DCE-MRI i poddane kwantyfikacji (Rycina 3). Struktura kości, a w szczególności zmiany osteolityczne w przerzutach, są oceniane w wysokiej rozdzielczości za pomocą VCT. Jako uzupełnienie wyników MRI, zmiany osteolityczne są zlokalizowane w sąsiedztwie wzrostu guza wewnątrzszpikowego. Angiografia VCT ujawnia zmienioną architekturę makronaczyń w przerzutach do kości, a DCE-VCT obrazuje odpowiednie aspekty mikrokrążenia (Rycina 4). Ze względu na miejscową destrukcję kości korowej w zmianach przerzutowych, US znajduje zastosowanie w ocenie cech morfologicznych i funkcjonalnych guza z tkanki miękkiej przy użyciu technik B-mode i Dopplera. Po zastosowaniu mikropęcherzyków, DCE-US umożliwia obrazowanie unaczynienia w przerzutach do kości w czasie rzeczywistym (Rycina 5).

Sekwencja procedury chirurgicznej, zaciskanie tętnic i anastomoza naczyniowa w chirurgii sercowo-naczyniowej.
Rysunek 1. Tylna kończyna szczura nago przygotowana do inokulacji komórek nowotworowych, obrazowana za pomocą mikroskopu operacyjnego. A, wzór rozgałęzień tętnicy udowej (FA), w tym tętnicy nadbrzusznej powierzchownej (SEA), tętnicy kolanowej zstępującej (DGA), tętnicy podkolanowej (PA) oraz tętnicy sapyrycznej (SA). Założenie zacisków tętniczych na SA, PA i proksymalny odcinek FA oraz podwiązanie SEA; B, przecięcie SEA proksymalnie od miejsca podwiązania; C, rozluźnienie mięśniowe SEA po dodaniu papaweryny; D, nacięcie SEA (utrzymywane pęsetą); E, wprowadzenie igły do SEA; F, unieruchomiona igła w SEA (zewnętrzne urządzenie stabilizujące) i wstrzyknięcie komórek nowotworowych MDA-MB-231 poprzez SEA do DGA i PA dzięki zastosowanym zaciskom.

sprzęt do MRI, TK, USG, zestaw do obrazowania diagnostycznego, technologia badań lekarskich
Rysunek 2. A, ludzki system MR (Symphony, Siemens, Niemcy) oraz zbudowana własnoręcznie cewka do wzbudzenia i detekcji częstotliwości radiowej umieszczona w skanerze; B, wolumetryczny tomograf komputerowy z panelem płaskim (Volume CT, Siemens, Niemcy); C, kliniczny system USG Acuson Sequioa 512 (Siemens-Acuson, Mountain View, CA).

Obrazy MRI przedstawiające mapy T2w, amplitudy oraz stałej szybkości wymiany dla analizy tkanki.
Rysunek 3. Przekroje MR w płaszczyźnie osiowej. Panel lewy, MRI T2w; panel środkowy, amplituda A (DCE-MRI); panel prawy, stała szybkości wymiany kep (DCE-MRI). Strzałki wskazują przerzuty do kości. Mapa kolorów dla danych DCE-MRI obejmuje zakres od czerwieni (wysokie wartości) do niebieskiego (niskie wartości).

Obrazowanie naczyniowe: natywne VCT, angiografia, schemat DCE-VCT; analiza naczyń, ocena przepływu kontrastu.
Rysunek 4. Trójwymiarowe rekonstrukcje VCT osteolitycznej przerzutności do kości (panel lewy), angiografia (panel środkowy) oraz przekrój DCE-VCT w orientacji osiowej dla parametru maksymalnego wzmocnienia (panel prawy). Mapa kolorów dla danych DCE-VCT obejmuje zakres od czerwieni (wysokie wartości) do błękitu (niskie wartości).

Techniki obrazowania ultradźwiękowego; porównanie trybu B, Dopplera i CEUS; medyczna metoda diagnostyczna.
Rycina 5. Obrazy US w trybie B (morfologia, panel lewy), Dopplerze (perfuzja, panel środkowy) oraz CEUS (panel prawy, szczytowe wzmocnienie po wstrzyknięciu mikropęcherzyków podczas obrazowania unaczynienia w czasie rzeczywistym) przerzutu do kości.

Film dodatkowy 1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić film dodatkowy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zaprezentowana tutaj metoda indukowania eksperymentalnych przerzutów do kości, w połączeniu z procedurami obrazowania, umożliwia podłużną obserwację zmian litycznych u szczurów nago. W naszym modelu komórki ludzkiego raka piersi MDA-MB-231 są wstrzykiwane do SEA, czyli anastomozy pomiędzy tętnicą biodrową (poprzez pień pachwinowo-brzuszny) a tętnicą udową. W konsekwencji przepływ krwi do zaopatrywanego obszaru stawu kolanowego zostaje zachowany po podwiązaniu SEA. Zalety tego modelu w porównaniu z uznanymi modelami przer...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zgłoszono żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Praca ta była wspierana przez Deutsche Forschungsgemeinschaft (SFB-TR 23 i SFB-TR 79, T.B. oraz D.K.). Autorzy chcieliby podziękować Renate Bangert, Karin Leotta i Lisa Seyler za doskonałą pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ludzkie komórki raka piersi MDA-MB-231American Type Culture CollectionHTB-26
RPMI-1640Invitrogen61870
FCSInvitrogen10270
Trypsyna-EDTAInvitrogen25300
Karprofen RimadylPfizer Pharma GmbHPZN 110208
MagnevistBayer-ScheringPZN 6961516
Imeron 400 MCTBraccoPZN 228654
SonoVueBraccoPZN 1567358
PapaverynaAlfa AesarL 04152
IzofluranBaxter Internationl Inc.HDG 9623
Symphony (Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego)Siemens AG
Volume CT (Wolumetryczna tomografia komputerowa)Siemens AG
Acuson Sequioa 512 (Ultradźwięki)Siemens-Acuson

Bibliografia

  1. Bäuerle, T. Characterization of a rat model with site-specific bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells and its application to the effects of an antibody against bone sialoprotein. Int. J. Cancer. 115, 177-186 (2005).
  2. Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W., Bäuerle, T. Sorafenib tosylate and paclitaxel induce anti-angiogenic, anti-tumor and anti-resorptive effects in experimental breast cancer bone metastases. Eur. J. Cancer. 47, 277-286 (2010).
  3. Bäuerle, T. Cilengitide inhibits progression of experimental breast cancer bone metastases as imaged noninvasively using VCT, MRI and DCE-MRI in a longitudinal in vivo study. Int. J. Cancer. 128, 2453-2462 (2011).
  4. Bäuerle, T., Merz, M., Komljenovic, D., Zwick, S., Semmler, W. Drug-induced vessel remodeling in bone metastases as assessed by dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging and vessel size imaging: a longitudinal in vivo study. Clin. Cancer Res. 16, 3215-3225 (2010).
  5. Bäuerle, T. Imaging anti-angiogenic treatment response with DCE-VCT, DCE-MRI and DWI in an animal model of breast cancer bone metastasis. Eur. J. Radiol. 73, 280-287 (2010).
  6. Bäuerle, T. Bevacizumab inhibits breast cancer-induced osteolysis, surrounding soft tissue metastasis, and angiogenesis in rats as visualized by VCT and MRI. Neoplasia. 10, 511-520 (2008).
  7. Merz, M., Komljenovic, D., Semmler, W., Bäuerle, T. Quantitative contrast-enhanced ultrasound for imaging anti-angiogenic treatment response in experimental osteolytic breast cancer bone metastases. , Forthcoming (2012).
  8. Brix, G. Pharmacokinetic parameters in CNS Gd-DTPA enhanced MR imaging. J. Comput. Assist. Tomogr. 15, 621-628 (1991).
  9. Brix, G. Microcirculation and microvasculature in breast tumors: pharmacokinetic analysis of dynamic MR image series. Magn. Reson. Med. 52, 420-429 (2004).
  10. Tofts, P. S. Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T(1)-weighted MRI of a diffusable tracer: standardized quantities and symbols. J. Magn. Reson. Imaging. 10, 223-232 (1999).
  11. Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow. Cancer Res. 48, 6876-6881 (1988).
  12. Kjonniksen, I., Winderen, M., Bruland, O., Fodstad, O. Validity and usefulness of human tumor models established by intratibial cell inoculation in nude rats. Cancer Res. 54, 1715-1719 (1994).
  13. Bäuerle, T. Treatment of bone metastasis induced by MDA-MB-231 breast cancer cells with an antibody against bone sialoprotein. Int. J. Oncol. 28, 573-583 (2006).
  14. Andersen, T. L. A physical mechanism for coupling bone resorption and formation in adult human bone. Am. J. Pathol. 174, 239-247 (2009).
  15. Nyangoga, H., Mercier, P., Libouban, H., Basle, M. F., Chappard, D. Three-dimensional characterization of the vascular bed in bone metastasis of the rat by microcomputed tomography (MicroCT). PLoS One. 6, e17336(2011).
  16. Bäuerle, T., Semmler, W. Imaging response to systemic therapy for bone metastases. European Radiol. 19, 2495-2507 (2009).
  17. Bretschi, M. Cilengitide inhibits metastastic bone colonization in a nude rat model. Oncol. Rep. 26, 843-851 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Ocena angiogenezymodel przerzutów do kościobrazowanie ultradźwiękowedynamiczne wzmocnienie kontrastowemiejscowe inokulowanie guzakomórki raka piersianaliza unaczynienia
Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.