Method Article

Ilościowa analiza autofagii przy użyciu zaawansowanej mikroskopii fluorescencyjnej 3D

DOI:

10.3791/50047

⸱

May 3rd, 2013

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Medicine, University of California, Davis , 2NSF Center for Biophotonics Science & Technology, University of California, Davis , 3University of Tromsø, 4Department of Surgery (Division of Surgical Oncology), University of California, Davis , 5UC Davis Comprehensive Cancer Center, University of California, Davis , 6Department of Biological Chemistry, University of California, Davis

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autofagia to wszechobecny proces, który umożliwia komórkom degradację i recykling białek i organelli. Stosujemy zaawansowaną mikroskopię fluorescencyjną do wizualizacji i ilościowego określenia niewielkich, ale istotnych zmian fizycznych związanych z indukcją autofagii, w tym powstawania i dystrybucji autofagosomów i lizosomów oraz ich fuzji w autolizosomy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak prostaty jest główną formą nowotworów złośliwych wśród mężczyzn w USA. Podczas gdy operacja wiąże się ze znacznym ryzykiem impotencji i nietrzymania moczu, tradycyjne podejścia chemioterapeutyczne są w dużej mierze nieskuteczne. Terapia hormonalna jest skuteczna we wczesnym stadium, ale często zawodzi wraz z ostatecznym rozwojem nowotworów opornych na hormony. Byliśmy zainteresowani opracowaniem terapii ukierunkowanych na specyficzny niedobór metaboliczny komórek nowotworowych. Niedawno wykazaliśmy, że komórkom nowotworowym prostaty brakuje enzymu (syntazy argininobursztynianu lub ASS) zaangażowanego w syntezę aminokwasu argininy1. Ten stan powoduje, że komórki nowotworowe stają się zależne od egzogennej argininy i przechodzą stres metaboliczny, gdy wolna arginina jest zubożona przez deiminazę argininy (ADI)1,10. Rzeczywiście, wykazaliśmy, że ludzkie komórki raka prostaty CWR22Rv1 są skutecznie zabijane przez ADI z apoptozą niezależną od kaspazy i agresywną autofagią (lub makroautofagią)1,2,3. Autofagia to ewolucyjnie konserwatywny proces, który pozwala komórkom metabolizować niechciane białka przez rozkład lizosomalny podczas głodu żywieniowego4,5. Chociaż zasadnicze składniki tego szlaku są dobrze scharakteryzowane6,7,8,9, wiele aspektów mechanizmu molekularnego jest nadal niejasnych - w szczególności, jaka jest rola autofagii w odpowiedzi na śmierć komórek raka prostaty po leczeniu ADI? Aby odpowiedzieć na to pytanie, potrzebowaliśmy eksperymentalnej metody pomiaru poziomu i zakresu odpowiedzi autofagicznej w komórkach - a ponieważ nie ma znanych markerów molekularnych, które mogłyby dokładnie śledzić ten proces, zdecydowaliśmy się opracować podejście oparte na obrazowaniu, wykorzystując ilościową mikroskopię fluorescencyjną 3D11,12.

Używając komórek CWR22Rv1 specjalnie znakowanych sondami fluorescencyjnymi dla autofagosomów i lizosomów, pokazujemy, że stosy obrazów 3D uzyskane za pomocą mikroskopii dekonwolucyjnej o szerokim polu widzenia (a później za pomocą mikroskopii z oświetleniem strukturalnym o superrozdzielczości) mogą wyraźnie uchwycić wczesne etapy indukcji autofagii. Dzięki dostępnym na rynku aplikacjom do cyfrowej analizy obrazu możemy łatwo uzyskać informacje statystyczne o liczbie, rozmiarze, rozmieszczeniu i stopniu kolokalizacji autofagosomów i lizosomów z dowolnej obrazowanej komórki. Informacje te pozwalają nam precyzyjnie śledzić postęp autofagii w żywych komórkach i umożliwiają dalsze badania nad rolą autofagii w chemioterapii nowotworów.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Część 1: Hodowla komórkowa i znakowanie immunofluorescencyjne

  1. Hoduj ludzkie komórki guza prostaty CWR22Rv1 na szklanych szkiełkach nakrywkowych (o grubości #1,5 lub 170 μm) umieszczonych na płytkach 6-dołkowych, z RPMI (Mediatech, VA) zawierającym 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% penicyliny/streptomycyny/glutaminy.
  2. Indukuj autofagię, traktując wybrane próbki deiminazą argininy (ADI, 0,3 μg / ml) w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
  3. Utrwalić komórki za pomocą 4% paraformaldehydu (PFA, Fisher Scientific, NH) rozcieńczonego w PBS; 100 μl na szkiełko nakrywkowe, przez 10 minut w temperaturze pokojowej.
  4. Przemyj komórki 3x 1 ml HBS/BSA.
  5. Przepuszczalność komórek za pomocą 0,05% saponiny (Sigma, MO) w HEPES (HBS)/BSA, 100 μl na szkiełko nakrywkowe, przez 15 minut w temperaturze pokojowej.
  6. Przed znakowaniem immunologicznym należy zablokować próbki z 2,5% kazeiną (Sigma, MO) w HBS/BSA, 100 μl na szkiełko nakrywkowe, przez 1 godzinę w temperaturze RT.
  7. Inkubować utrwalone komórki z pierwszorzędowymi przeciwciałami rozcieńczonymi w 2,5% kazeinie/HBS/BSA, 100 μl na szkiełko nakrywkowe, O/N w temperaturze 4 °C.
  8. Przemyj komórki 3x 1 ml HBS/BSA.
  9. Inkubować utrwalone komórki z przeciwciałami drugorzędowymi rozcieńczonymi w 2,5% kazeinie/HBS/BSA, 100 μl na szkiełko nakrywkowe, przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  10. Przemyj komórki 3x 1 ml HBS/BSA.
  11. Zamontuj przygotowane szkiełka nakrywkowe na zwykłych szklanych szkiełkach mikroskopowych za pomocą odczynnika zapobiegającego blaknięciu SlowFade Gold lub Prolong Gold (Invitrogen, CA) zawierającego 4',6-diamidyno-2-fenyloindol (DAPI).
  12. Uszczelnij krawędzie szkiełka nakrywkowego lakierem do paznokci. Aby uzyskać najlepsze wyniki obrazowania, należy odczekać czas (najlepiej O/N), aby pożywka zapobiegająca blaknięciu dokładnie przeniknęła do komórek.
  13. Oczyścić powierzchnię szkiełka nakrywkowego metanolem i/lub chloroformem.
  14. Dodaj olejek immersyjny (współczynnik załamania światła 1,520 podczas obrazowania w temperaturze 37 °C lub 1,516 podczas obrazowania w temperaturze RT) do soczewki obiektywu 60X 1,42 N.A (Olympus, Japonia).
  15. Umieść szkiełko na stoliku mikroskopu i ustaw ostrość na interesujących komórkach.

2. Część 2: Przygotowanie komórek do obrazowania na żywo

  1. Hoduj komórki CWR22Rv1 z ekspresją zielonego fluorescencyjnego łańcucha świetlnego sprzężonego z białkiem 3 (LC3-GFP) w pożywkach hodowlanych RPMI zawierających 10% FBS i 1% antybiotyków na 35-milimetrowych szalkach hodowlanych ze szklanym dnem pokrytych poli-d-lizyną (MatTek, MA). Komórki powinny być posiane z wystarczającą gęstością, aby ułatwić szybką proliferację, ale nie na tyle, aby komórki były przerośnięte i zlepione do czasu obrazowania.
  2. Potraktuj wybrane próbki komórek ADI (0,3 μg/ml) w PBS.
  3. Około 1 godzinę przed obrazowaniem rozcieńczyć 1,5 μl LysoTracker Red DND-99 (Invitrogen, CA) w 20 ml RPMI. Zawierającym 10% FBS i 1% antybiotyków. Roztwory zawierające dopuszczalne dzienne spożycie należy stosować do wybranych próbek. Podgrzej wszystkie podłoża do temperatury 37 °C przed dodaniem do naczynia hodowlanego.
  4. Inkubować komórki z RPMI zawierającym LysoTracker Red DND-99 przez 15-45 minut w temperaturze 37 °C.
  5. Na około 30 minut przed obrazowaniem włącz obudowę środowiskową WeatherStation i pozwól na wyrównanie do 37 °C i 5% CO2 (przy nawilżonym powietrzu).
  6. Umyj komórki PBS i zastąp pożywkę standardowym RPMI zawierającą tylko 10% FBS i 1% antybiotyków. Dodaj ADI do próbek zgodnie ze wskazaniami.
  7. Zamontuj 35-milimetrowe naczynia hodowlane ze szkłem nakrywkowym w niestandardowym adapterze (Applied Precision, Inc., WA) i umieść na stoliku mikroskopu. Użyj olejku immersyjnego (współczynnik załamania światła 1.520) na soczewce obiektywu 60X 1.42 NA i umieść zamontowaną miskę hodowlaną na scenie.

3. Część 3: Mikroskopia dekonwolucyjna i analiza

Protokół w tej sekcji zakłada użycie osobistego mikroskopu dekonwolucji DV DeltaVision i powiązanego pakietu aplikacji SoftWorX (Applied Precision, Inc., WA).

  1. Włącz system mikroskopu, w tym stację roboczą akwizycji i kontroler instrumentu. Otwórz aplikację Resolve3D, aby zainicjować stolik mikroskopu i włączyć ksenonowe źródło światła. Odczekaj 10 minut, aż źródło światła rozgrzeje się i osiągnie stabilne warunki.
  2. Dodać kroplę olejku immersyjnego (współczynnik załamania światła 1,520 dla żywych próbek w temperaturze 37 °C lub 1,516 dla próbek stałych w temperaturze pokojowej) na soczewkę obiektywu 60X 1,42 N.A i środkową próbkę szkiełkową (szkiełko nakrywkowe skierowane w dół) na soczewkę obiektywu.
  3. Korzystając z jasnego pola lub oświetlenia zewnętrznego i pokrętła regulacji zgrubnej ostrości, powoli podnieś soczewkę obiektywu, aż kropla olejku immersyjnego zetknie się z odwróconym szkłem nakrywkowym. (Od tego momentu warstwa komórek powinna stać się ostra w ciągu kilku obrotów od pokrętła precyzyjnej regulacji ostrości). Podczas pracy z nieruchomymi próbkami na szkiełkach zaleca się unikanie komórek w obszarach z pęcherzykami lub w ich pobliżu. Podczas oglądania z żywymi próbkami na naczyniu ze szklanym dnem należy unikać przesuwania soczewki obiektywu poza granicę szklanego szkiełka nakrywkowego.
  4. Autofagosomy można zidentyfikować za pomocą sygnału eGFP (zielony). Lizosomy są identyfikowane za pomocą LysoTracker Red (żywa próbka) lub przeciwciała fluorescencyjnego anty-Lamp1 (próbka utrwalona). Jądra komórkowe są identyfikowane przez barwienie DAPI (utrwalona próbka).
  5. Wybierz żądane pole widzenia. Idealnie byłoby, gdyby komórki wykazywały dobry sygnał fluorescencyjny we wszystkich odpowiednich kanałach oraz były wystarczająco przyczepione i rozłożone na powierzchni szkiełka nakrywkowego, aby zawartość wewnątrzkomórkowa była łatwa do wizualizacji. Niewielkie korekty bocznego ogniskowania x, y i z mogą być kontrolowane przez komputer za pomocą interfejsu Acquire3D. Ustaw kategoryzację na 1x1 lub 2x2, w zależności od żądanego pola widzenia (więcej komórek można zobaczyć w polu, gdy kategoryzacja jest ustawiona na 2x2).
  6. Dla danego obrazu przez środkową część komórki należy ustawić parametry ekspozycji (np. % mocy transmisji i czas ekspozycji) tak, aby maksymalna intensywność pikseli nie przekraczała 3 000 zliczeń. Ogólnie rzecz biorąc, % transmisji powinno być ustawione na jak najniższym poziomie, bez zwiększania odpowiedniego czasu ekspozycji o ponad 1 sekundę. Powtórz tę procedurę dla każdego koloru fluorescencji, który ma być zobrazowany, oraz dla każdego oddzielnego pola widzenia, aby uzyskać obrazy najwyższej jakości.
  7. Ustaw górne i dolne granice stosu Z, nieznacznie regulując ostrość odpowiednio nad górną i dolną częścią próbki komórki. Całkowita liczba obrazów w danym stosie Z będzie więc określana przez te limity oraz przez odstępy między warstwami (wartość domyślna: 0,2 μm).
  8. Aby zminimalizować artefakty ruchu podczas akwizycji obrazu, zalecamy ustawienie trybu akwizycji obrazu na "długość fali, a następnie stos z" dla stałych próbek i "z-stos, a następnie długość fali" dla próbek na żywo.
  9. Obrazy fluorescencyjne są dekonwolucjonizowane za pomocą SoftWorX (Applied Precision, WA), a następnie analizowane za pomocą VoloCITY (Improvision, obecnie Perkin Elmer, MA).

4. Część 4: Mikroskopia z oświetleniem strukturalnym (OMX) o wysokiej rozdzielczości

Protokół w tej sekcji dotyczy korzystania z mikroskopu oświetlenia strukturalnego OMX (Applied Precision, WA).

  1. Włącz główne zasilanie i żądane lasery (410 nm, 488 nm i/lub 532 nm). Odczekaj 20 minut, aż lasery zostaną ustabilizowane termicznie.
  2. Dodaj olejek immersyjny (współczynnik załamania światła 1,516 dla próbek stałych przy RT) na soczewkę obiektywu 60X 1,42 NA. Jeśli w kropli oleju widoczne są bąbelki, wyczyść obiektyw i ponownie dodaj olej.
  3. Umieścić szkiełko z próbką na stoliku i w razie potrzeby odczekać 10 minut, aż komórki osiądą na szkiełku nakrywkowym.
  4. Zainicjuj program akwizycyjny. Użyj oświetlenia fluorescencyjnego, aby wyregulować ostrość, aż będzie widoczny ostry kontur komórki. (Należy zachować ostrożność przez cały czas, aby zminimalizować narażenie komórek na wzbudzenie fluorescencyjne, aż do faktycznego uzyskania obrazu).
  5. Skan mozaiki spiralnej można uzyskać, aby wyświetlić podgląd większych obszarów próbki w celu wybrania komórek lub obszarów zainteresowania. Zaleca się stosowanie krótkich czasów naświetlania (1-10 ms) i niskiej mocy wzbudzenia (0,1-1% transmisji) podczas skanowania próbki lub wyszukiwania celów.
  6. Zidentyfikuj autofagosomy za pomocą fluorescencji GFP-LC3. Zidentyfikuj lizosomy za pomocą anty-LAMP Alexa Fluor 555 (białko błonowe związane z lizosomami) i jąder komórkowych za pomocą DAPI (utrwalone próbki).
  7. Wybierz warunki eksperymentalne, w tym długość fali wzbudzenia, obszar obrazu (np. 512x512), grubość stosu, czas ekspozycji i procent transmisji laserowej. W przypadku obrazów o wysokiej rozdzielczości upewnij się, że opcja oświetlenia strukturalnego jest włączona. W przypadku mikroskopii dekonwolucyjnej na OMX wybierz opcję konwencjonalnego oświetlenia.
  8. Aby uzyskać najlepsze wyniki rekonstrukcji, należy wybrać warunki eksperymentalne tak, aby maksymalna intensywność wynosiła od 10 000 do 15 000 podczas akwizycji. Jeśli problemem jest fotowybielanie, można zastosować obrazowanie przy niższej ekspozycji (liczba od 5 000 do 10 000). Idealnie byłoby, gdyby liczba nie zmniejszyła się o więcej niż dwukrotny czynnik podczas całego przejęcia i należy unikać spadków o więcej niż czterokrotny czynnik. W razie potrzeby zmniejsz grubość stosu, aby zapewnić stałą liczbę intensywności. Kamera nasyca się na poziomie 64 000 zliczeń, więc maksymalna intensywność nigdy nie powinna tego przekraczać. W przypadku dobrych próbek stwierdziliśmy, że warunki eksperymentalne to czas ekspozycji 10 ~ 50 ms z 1% transmisją laserową. Preferowane są jasne i fotostabilne próbki, które można wielokrotnie obrazować. W przypadku zdjęć poklatkowych w super rozdzielczości wymagana jest stabilna plama.
  9. Aby zredukować szumy, zalecana jest prędkość odczytu 95 MHz (opcja średniej prędkości) i czas akwizycji wynoszący 2 ms lub więcej. Zwiększone artefakty uzyskuje się w zrekonstruowanym obrazie, gdy próbka porusza się podczas akwizycji. Ze względu na ten wpływ krótkie ekspozycje są zalecane w przypadku nieprzylegających lub szybko poruszających się komórek.
  10. Obrazowanie wielokanałowe może być wykonywane jednocześnie lub sekwencyjnie. Tryb sekwencyjny zapewnia mniej przesłuchów i dlatego jest zalecany.
  11. Aby zmniejszyć fotowybielanie, ogólnie zaleca się obrazowanie najpierw za pomocą dłuższych fal wzbudzenia (532 nm, 488 nm, a następnie 410 nm). Jednak w przypadku wyników eksperymentalnych pokazanych na rysunku 3 kolejność ta została odwrócona (tj. 48 nm, 532 nm i 410 nm) ze względu na fotostabilność tej konkretnej próbki.
  12. Ustaw górną/dolną granicę stosu Z, przesuwając stolik mikroskopu, aż górna/dolna część komórek będzie nieco nieostra. Żądana odległość między każdym obrazem powinna być utrzymywana na stałym poziomie 0,125 μm dla obrazowania w super rozdzielczości, ponieważ oprogramowanie do rekonstrukcji przyjmuje tę wartość jako domyślną.
  13. Rekonstruuj stosy obrazów za pomocą SoftWorX (Applied Precision, WA) i analizuj za pomocą VoloCITY 6.0 (Perkin Elmer, MA).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sekwencja obrazów pokazana na rysunku 1 pokazuje fizyczne zmiany, które zachodzą w komórkach CWR22 podczas pierwszych 80 minut indukcji autofagii. W tym i innych badaniach (nie pokazanych) konsekwentnie obserwowaliśmy: (1) przemieszczenie jądra od środka komórki; (2) zmniejszenie ogniskowych punktów zrostu; oraz (3) ogólna translokacja autofagosomów i lizosomów w kierunku środka komórki. Ponadto zaobserwowaliśmy również niewielki wzrost kolokalizacji (zaznaczonej na żółto) między autofagosomami (zielony)...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podczas gdy bezpośrednia obserwacja komórek znakowanych sondami fluorescencyjnymi przeciwko LC3 jest powszechnie akceptowana jako standardowa metoda potwierdzania odpowiedzi autofagicznej6, ilościowe obrazowanie 3D tego samego systemu (tak jak to zrobiliśmy) dostarcza bezprecedensowych informacji i szczegółów na temat złożonego procesu autofagii komórkowej. W szczególności obserwujemy, że setki (jeśli nie tysiące) autofagosomów w żywych komórkach powstają w ciągu 80 minut od indukcji autofagii. Podobnie obserw...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wsparcie grantowe: NIH CA165263, NIH CA150197, NIH CA150197S1 (H.J. Kung), NIH CA150197S1 (C.A. Changou), NSF PHY-0120999 Center for Biophotonics Science & Technology (D.L. Wolfson, F.Y.S. Chuang), DOD PC073420 (R.J. Bold), The Research Council of Norway, Leiv Eiriksson Travel Grant 209286/F11 (B.S. Ahluwalia). H.J. Kung dziękuje również za wsparcie Auburn Community Cancer Endowment Fund. R.J. Bold również dziękuje za wsparcie J. McDonalda dar.

Dziękujemy dr Jenny Wei-Jen Kung i dr Bor-wen Wu z DesigneRx za hojne dostarczenie ADI.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Arginina Deiminaza (ADI)DesigneRx
HEPESSigmaH4034
KazeinaSigmaC5890
ParaformaldehydFisher4042
SaponinaSigmaS4521
Alexa anty-myszy 555InvitrogenA21422
Alexa anty-królik 647InvitrogenA21244
LysoTracker Czerwony DND-99InvitrogenL7528
anty-Lamp1DSHBH4A3
anty-kadherynowasygnalizacja komórkowa#3195
SlowFade GoldInvitrogenS36936
35 mm płyta dolna ze szkła powlekanego poli-d-lizynąMatTekP35GC-1.5-1.4-C
No.1, szkiełko nakrywkowe 22 mmCorning#2865-22
Szkiełka mikroskopoweGlobe Scientific1324G

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kim, R. H., Coates, J. M., Bowles, T. L., McNerney, G. P., Sutcliffe, J., Jung, J. U., Gandour-Edwards, R., Chuang, F. Y., Bold, R. J., Kung, H. J. Arginine deiminase as a novel therapy for prostate cancer induces autophagy and caspase-independent apoptosis. Cancer Res. 69 (2), 700-708 (2009).
  2. Miyazaki, K., Takaku, H., Umeda, M., et al. Potent growth inhibition of human tumor cells in culture by arginine deiminase purified from a culture medium of a Mycoplasma-infected cell line. Cancer Res. 50, 4522-4527 (1990).
  3. Takaku, H., Matsumoto, M., Misawa, S., Miyazaki, K. Anti-tumor activity of arginine deiminase from Mycoplasma argini and its growth-inhibitory mechanism. Jpn. J. Cancer Res. 86, 840-846 (1995).
  4. Levine, B., Klionsky, D. J. Development by self-digestion: molecular mechanisms and biological functions of autophagy. Dev. Cell. 6, 463-477 (2004).
  5. Mizushima, N., Levine, B., Cuervo, A. M., Klionsky, D. J. Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature. 451, 1069-1075 (2008).
  6. Kabeya, Y., Mizushima, N., Ueno, T. LC3, a mammalian homologue of yeast Apg8p, is localized in autophagosome membranes after processing. EMBO J. 19, 5720-5728 (2000).
  7. Pattingre, S., Espert, L., Biard-Piechaczyk, M., Codogno, P. Regulation of macroautophagy by mTOR and Beclin 1 complexes. Biochimie. 90, 313-323 (2008).
  8. Maiuri, M. C., Criollo, A., Tasdemir, E., et al. BH3-only proteins and BH3mimetics induce autophagy by competitively disrupting the interaction between Beclin 1 and Bcl-2/Bcl-X(L). Autophagy. 3, 374-376 (2007).
  9. Crighton, D., Wilkinson, S., O'Prey, J., et al. DRAM, a p53-induced modulator of autophagy, is critical for apoptosis. Cell. 126, 121-134 (2008).
  10. Dillon, B. J., Prieto, V. G., Curley, S. A., et al. Incidence and distribution of argininosuccinate synthetase deficiency in human cancers: a method for identifying cancers sensitive to arginine deprivation. Cancer. 100, 826-833 (2004).
  11. Dale, B. M., McNerney, G. P., Thompson, D. L., et al. Cell-to-cell transfer of HIV-1 via virological synapses leads to endosomal virion maturation that activates viral membrane fusion. Cell Host & Microbe. 10 (6), 551-562 (2011).
  12. Cogger, V. C., McNerney, G. P., Nyunt, T., et al. Three-dimensional structured illumination microscopy of liver sinusoidal endothelial cell fenestrations. J. Struct. Biol. 171 (3), 382-388 (2010).
  13. York, A. G., Parekh, S. H., Nogare, D. D., et al. Resolution doubling in live, multicellular organisms via multifocal structured illumination microscopy. Nat. Methods. 9 (7), 749-754 (2012).
  14. Gustafsson, M. G. L. Surpassing the lateral resolution limit by factor of two using structured illumination microscopy. Journal of Microscopy. 198, 82-87 (2000).
  15. Shao, L., Kner, P., Rego, E. H., Gustaffson, M. G. Super-resolution 3D microscopy of live whole cells using structured illumination. Nat. Method. 8 (12), 1044-1046 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Autophagy Analysis3D Fluorescence MicroscopyProstate Cancer CellsFluorescence ImagingImage Analysis SoftwareWidefield DeconvolutionStructured IlluminationAutophagosome LysosomeQuantitative ImagingLive Cell Imaging

Related Articles