Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ostre lub przewlekłe zawały mięśnia sercowego (MI) to zdarzenia sercowo-naczyniowe skutkujące wysoką zachorowalnością i śmiertelnością. Ustalenie mechanizmów patologicznych działających podczas zawału mięśnia sercowego i opracowanie skutecznych podejść terapeutycznych wymaga metodologii pozwalającej na odtwarzalną symulację częstości występowania klinicznego i odzwierciedlenie zmian patofizjologicznych związanych z zawałem mięśnia sercowego. W tym miejscu opisujemy chirurgiczną metodę indukcji zawału mięśnia sercowego w modelach mysich, która może być stosowana do krótkotrwałego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego (I/R), a także do trwałego podwiązania. Główną zaletą tej metody jest ułatwienie lokalizacji lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD), aby umożliwić dokładne podwiązanie tej tętnicy w celu wywołania niedokrwienia w lewej komorze serca myszy. Dokładne ustawienie ligatury na LAD zwiększa powtarzalność wielkości zawału, a tym samym daje bardziej wiarygodne wyniki. Większa precyzja w umieszczaniu ligatury poprawi standardowe podejścia chirurgiczne do symulacji zawału mięśnia sercowego u myszy, zmniejszając w ten sposób liczbę zwierząt doświadczalnych niezbędnych do statystycznie istotnych badań i poprawiając nasze zrozumienie mechanizmów powodujących dysfunkcję serca po zawale mięśnia sercowego. Ten mysi model zawału mięśnia sercowego jest również przydatny w badaniach przedklinicznych terapii ukierunkowanych na uszkodzenie mięśnia sercowego po zawale mięśnia sercowego.
Wprowadzenie
Zwierzęce modele zawału mięśnia sercowego (MI) są ważne w badaniach nad złożoną patofizjologią choroby niedokrwiennej serca1. Uraz niedokrwienno-reperfuzyjny (I/R) jest głównym czynnikiem przyczyniającym się do uszkodzenia mięśnia sercowego powstającego podczas zawału mięśnia sercowego. Początkowe uszkodzenie niedokrwienne spowodowane niedrożnością krążenia wieńcowego można zminimalizować u pacjentów z zawałem mięśnia sercowego poprzez zastosowanie angioplastyki w celu przywrócenia perfuzji w odpowiednim czasie. Chociaż interwencja ta znacznie zmniejszyła liczbę zgonów z powodu ostrego zawału mięśnia sercowego, przywrócenie przepływu krwi do obszaru niedokrwiennego powoduje uszkodzenie I/R, które prowadzi do śmierci kardiomiocytów. Ta utrata masy mięśnia sercowego przyczynia się do zmniejszenia pojemności minutowej serca i progresji w kierunku niewydolności serca. Tak więc badanie mechanizmów, które powodują śmierć kardiomiocytów z powodu uszkodzenia I/R, jest ważnym kierunkiem badań w badaniach sercowo-naczyniowych. Chirurgiczne podwiązanie naczyń wieńcowych jest przydatną techniką eksperymentalną do indukowania modeli zawału serca u różnych typów zwierząt, w tym szczurów, psów i świń. Publikacje w różnych laboratoriach wprowadziły różne metody ustalania modelu uszkodzenia I/R u myszyserca 2,3. Aby uzyskać wgląd w te mechanizmy, musimy mieć dostęp do wiarygodnych modeli zwierzęcych, które mogą odtworzyć kilka aspektów patologii zawału serca. Opracowanie takich modeli jest również niezbędne do testowania podejść terapeutycznych do leczenia zawału mięśnia sercowego i związanych z nim uszkodzeń I/R.
Większość obecnie dostępnych technik chirurgicznych do symulacji zawału mięśnia sercowego u zwierząt doświadczalnych polega na chirurgicznym rozwarstwieniu klatki piersiowej w celu odsłonięcia lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD), która jest następnie zamykana przez ligaturę na określony okres w czasie, aby wywołać zdarzenie niedokrwienne. Następnie to podwiązanie może zostać usunięte, aby umożliwić reperfuzję obszaru niedokrwiennego i wygenerowanie uszkodzenia I/R. Jednym z głównych ograniczeń tych podejść jest to, że pozycja literatury na temat LAD nie zawsze jest dokładnie odtworzona, co może prowadzić do różnic w nasileniu MI wywołanego tym podejściem. Większość dostępnych technik tylko ogólnie opisywała przybliżoną lokalizację LAD w przedniej ścianie serca. Ponieważ rozgałęzienie i kierunek LAD mogą się różnić u poszczególnych zwierząt, lokalizacja nie zawsze jest stała i można ją łatwo pomylić4,5, co prowadzi do potencjalnych powikłań podczas operacji6. Konsekwencje nieprawidłowego ułożenia ligatury mogą sięgać od zmienności wielkości zawału indukowanego w lewej komorze do całkowitego naruszenia swoistości modelu. W niniejszej pracy przedstawiono zmodyfikowaną metodę I/R mięśnia sercowego i trwałego podwiązania u myszy, która pozwala na poprawę dokładności umieszczenia ligatury na LAD. Stosując specyficzne podejścia do początkowego nacięcia i wewnętrznego rozwarstwienia, a także stosując manipulacje w celu podniesienia przedsionków, aby umożliwić lepsze docenienie LAD i miejsca, w którym wyłania się z aorty. Ustalenie pozycji na LAD i jego pochodzenia daje możliwość podwiązania LAD w powtarzalny sposób. Ten model I/R mięśnia sercowego i stałego podwiązania nie tylko zmniejsza zmienność wielkości zawału po operacji, ale może również zmniejszyć częstość występowania nadmiernego krwawienia podczas operacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół dla zwierząt został zatwierdzony i jest zgodny z wytycznymi i przepisami określonymi przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) na Uniwersytecie Stanowym Ohio. Wszystkie zasady opracowane przez lokalne IACUC są zgodne z Przewodnikiem Doświadczeń na Zwierzętach opracowanym przez Biuro ds. Dobrostanu Zwierząt Laboratoryjnych w Narodowym Instytucie Zdrowia.
1. Znieczulenie i intubacja dotchawicza
- Przed użyciem należy sterylizować w autoklawie wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne. Przez cały czas trwania zabiegu należy nosić sterylne, jednorazowe rękawiczki chirurgiczne. Utrzymuj sterylne pole przez cały czas trwania zabiegu. Sugerowane jest użycie sterylnej serwety, ale nie pokazano jej na filmie, aby umożliwić lepszą wizualizację anatomicznych punktów orientacyjnych na myszy.
- Umieść każdą mysz indywidualnie w komorze indukcyjnej i zapewnij znieczulenie za pomocą 5% izofluranu i tlenu o natężeniu przepływu 0,4 l/min aż do utraty odruchu prostowania, a następnie utrzymuj zwierzę z 2% izofluranem w 100% tlenu o przepływie 0,4 l/min za pomocą rurki do nosa podłączonej do aparatu anestezjologicznego, aż rurka dotchawicza znajdzie się na miejscu. Używany aparat do znieczulania izofluranem powinien być odpowiednio wentylowany i wyposażony w filtry węglowe, aby zminimalizować narażenie chirurga na opary izofluranu podczas zabiegu. Nos jest odnotowany, ale nie pokazany na filmie, aby umożliwić wizualizację manipulacji w celu zaintubowania myszy.
- Ogol klatkę piersiową zwierzęcia maszynką do strzyżenia sierści zwierzęcej w innym miejscu niż platforma chirurgiczna, aby uniknąć zanieczyszczenia miejsca operacji.
- Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie operacyjnej w celu późniejszej intubacji. Prosta mała platforma z pianki polistyrenowej może służyć jako platforma operacyjna. Przykryj platformę wstępnie wysterylizowaną serwetą, aby zapewnić sterylną powierzchnię. Umieść poduszkę grzewczą między platformą a serwetą, aby utrzymać temperaturę ciała myszy podczas zabiegów chirurgicznych.
- Przymocuj jedwabny szew o długości co najmniej 10 cm o długości co najmniej 10 cm do platformy za pomocą taśmy, a następnie owiń szew wokół przednich górnych siekaczy. Umieść stożek w bliskiej odległości (2-3 cm) od krawędzi platformy nad noskiem myszy. Pociągnij mysz napiętą i przymocuj ją do platformy za ogon za pomocą kawałka taśmy.
- Przymocuj nogi do boków ciała za pomocą pasm taśmy. Ważne jest, aby przednie kończyny nie były nadmiernie rozciągnięte, ponieważ może to utrudnić oddychanie.
- Przygotuj ogolone miejsca operacyjne za pomocą Betadine i alkoholu przed wykonaniem nacięć szyi i klatki piersiowej.
- Ustaw platformę tak, aby głowica myszy była skierowana w kierunku operatora. Wyciąć 0,5 cm środkowe nacięcie skóry szyjki macicy. Oddziel płaty tarczycy na ich przesmyku, aby odsłonić mięsień mostkowo-mięśniowy, w miejscu, w którym tchawica może być widoczna pod mięśniem.
- Usuń wewnętrzną igłę trokara o rozmiarze 18, aby można go było użyć jako rurki do intubacji. Końcówka igły może służyć jako uchwyt, a 1 cm rurki zewnętrznej może służyć jako rurka dotchawicza.
- Chwyć język myszy za pomocą zakrzywionych kleszczyków w jednej ręce i przesuń go lekko w górę. Zobacz tchawicę przez nacięcie skóry szyjki macicy. Drugą ręką delikatnie włóż rurkę intubacyjną, aż rurka będzie widoczna wewnątrz tchawicy.
- Gdy tylko rurka znajdzie się w tchawicy, przesuń zakrzywione kleszcze drugą ręką w kierunku rurki i szybko wyjmij igłę wewnętrzną. Jeśli rurki nie można włożyć do tchawicy, należy ją wyciągnąć, aby uniknąć problemów z oddychaniem. Ważne jest, aby skierować końcówkę rurki do góry, gdy znajduje się ona blisko gardła, aby uniknąć włożenia rurki do przełyku zamiast tchawicy.
2. Wentylacja i utrwalenie
- Zapewnij sztuczną wentylację za pomocą respiratora dla zwierząt odprowadzającego 2% izofluranu w tlenie o natężeniu przepływu 0,4 l/min. Użyj zmodyfikowanego łącznika w kształcie litery Y, aby połączyć rurkę intubacyjną z respiratorem. Prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej można potwierdzić, oceniając symetryczne rozszerzenie klatki piersiowej.
- Ustaw objętość oddechową na 260 μl/skok, a szybkość wentylacji wynosi 130 uderzeń na minutę, którą w razie potrzeby można dostosować do masy ciała konkretnej myszy.
- Usuń taśmę z ogona i delikatnie obróć mysz, aby ustawić ją w prawej bocznej pozycji odleżynowej do kolejnej operacji. Użyj taśmy, aby ponownie przymocować ogon i nogi do platformy.
- Włóż sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała i wyreguluj wkładkę rozgrzewającą, aby utrzymać temperaturę około 37 ºC.
- Przymocuj sondę do platformy za pomocą taśmy. Bupiwakainę należy wstrzyknąć podskórnie w miejsce nacięcia, aby znieczulić obszar przed wykonaniem nacięcia.
3. Torakotomia
- Wykonaj ukośne nacięcie o długości około 1 cm w miejscu oddalonym o 2 mm od lewej granicy mostka w kierunku, w którym lewa przednia noga styka się z ciałem (około 1-2 mm poniżej miejsca, w którym noga i ciało łączą się). Żyła piersiowa powierzchowna znajduje się w pobliżu tego miejsca, a nacięcie należy wykonać tak, aby boczny koniec nacięcia sięgał do żyły, ale nie wcinał się w nią.
- Przetnij mięsień piersiowy, aby odsłonić żebra pod spodem. Na tym etapie należy unikać przypadkowych obrażeń naczynia. Jeśli wystąpi krwawienie, użyj bawełnianych aplikatorów, aby zatrzymać krwawienie przed przejściem do następnego kroku7.
- Wizualizuj żebra i napełniające się płuco przez cienką i półprzezroczystą ścianę klatki piersiowej. Otwórz jamę klatki piersiowej za pomocą nożyczek chirurgicznych, aby wykonać nacięcie 6-8 mm w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Nacięcie to powinno znajdować się co najmniej 2 mm od granicy mostka, gdzie znajduje się tętnica piersiowa wewnętrzna. Uszkodzenie tętnicy spowoduje obfite krwawienie, które jest trudne do opanowania.
- Włóż wstępnie wysterylizowane domowe retraktory klatki piersiowej do nacięcia i delikatnie pociągnij do tyłu, aby otworzyć nacięcie tak, aby miało około 8-10 mm szerokości, uważając, aby ominąć płuca. Retraktory należy przymocować do platformy operacyjnej za pomocą kołków.
- W tym momencie serce powinno być widoczne, jednak płuco nadal będzie pokrywać część serca. Delikatnie podnieś osierdzie zakrzywionymi kleszczami, rozsuń je i wsuń tkankę za zwijacze. Podczas tej manipulacji płuco unosi się do góry i oddala się od serca.
4. Pozycjonowanie LAD
- Zlokalizuj LAD na powierzchni serca za pomocą mikroskopu preparacyjnego. LAD biegnie środkiem ściany serca od blisko wierzchołka serca w dół przez lewą komorę. LAD wydaje się jaskrawoczerwony i będzie silnie pulsować. Żyła w tym miejscu jest czasami mylona z LAD, jednak odpowiednie oświetlenie może pomóc w rozróżnieniu tych dwóch statków. Jeśli oświetlenie jest zbyt jasne, docenienie różnic kolorystycznych między naczyniami może być trudne.
- Użyj sterylnego fragmentu wacika o średnicy około 1-2 mm, aby przygotować LAD do podwiązania. Umieść bawełnę między lewym przedsionkiem a lewą komorą, co podniesie lewe przedsionek i pomoże odsłonić LAD i wyjaśnić jego położenie. Jeśli nie można zlokalizować LAD, fragment można wsunąć głębiej, tak aby lewe przedsionki zostały podniesione jeszcze wyżej, aby odsłonić aortę, z której pochodzi LAD.
5. Podwiązanie LAD
- Idealne ułożenie ligatury znajduje się około 2 mm niżej niż końcówka lewej małżowiny usznej. Pień płucny może być używany jako marker pomagający zidentyfikować lewą małżowinę uszną. Alternatywnie, pozycję podwiązania można zwizualizować jako punkt oddalony o 1-2 mm od rozgałęzienia lewego obwodu. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby delikatnie wywrzeć nacisk w miejscu znajdującym się bezpośrednio poniżej zamierzonego punktu podwiązania. Ułatwi to dostrzeżenie tętnicy, a także pomoże utrzymać serce na miejscu i uprości wiązanie ligatury. Nie uciskaj kleszczykami dłużej niż 5 sekund na raz i unikaj ucisku serca, który może wpływać na pompowanie.
- Użyj stożkowej igły, aby wprowadzić jedwabny szew 6-0 pod LAD, obserwując za pomocą mikroskopu preparacyjnego. Ostrożnie wprowadzić igłę pod tętnicę, ponieważ igła wejdzie do komory lewej komory, jeśli zostanie umieszczona zbyt głęboko lub uszkodzi LAD, jeśli igła jest zbyt płytka. Jeśli LAD jest ranny, usuń igłę i zszyj LAD, aby zatamować krwawienie, jednak jeśli krwawienia nie można opanować, lepiej jest poddać zwierzę eutanazji.
- Wykonaj luźny podwójny węzeł ze szwem, pozostawiając pętlę o średnicy 2-3 mm, przez którą umieszcza się kawałek rurki PE-10o długości 2-3 mm 8.
- Zaciśnij pętlę wokół tętnicy i rurki, a następnie zabezpiecz pętlę, zawiązując jeden dodatkowy węzeł ślizgowy, uważając, aby nie uszkodzić ściany komory. W celu trwałego podwiązania bezpośrednio zawiąż LAD węzłem9. Potwierdź okluzję LAD, sprawdzając, czy na przedniej ścianie lewej komory pojawił się jaśniejszy kolor, który powinien pojawić się w ciągu kilku sekund po podwiązaniu.
- Wyjmij retraktor i tymczasowo zamknij ranę, ściskając skórę razem z zaciskiem buldoga. Czas utrzymywania się niedokrwienia zależy od projektu eksperymentu, ale często wynosi 20, 30, 45 lub 60 minut. Mysz pozostaje podłączona do respiratora na czas niedrożności tętnicy LAD.
6. Reperfuzja
- Po okresie niedokrwienia zdejmij klips buldoga i włóż zwijacze klatki piersiowej, aby odsłonić ligatrę. Rozwiąż węzeł i wyjmij rurkę PE-10. Potwierdź reperfuzję, obserwując powrót różowo-czerwonego koloru przedniej ściany lewej komórki po 15-20 sekundach.
- Pozostaw szew na miejscu, jeśli po reperfuzji zostanie wykonany 2% chlorek trifenylotetrazolu (TTC) i niebieskie barwienie. Jeśli barwienie nie jest konieczne, szew można usunąć.
- Czas reperfuzji będzie zależał od projektu eksperymentu i zwykle trwa od 1 godziny do 24 godzin.
7. Zamknięcie klatki piersiowej i opieka pooperacyjna
- Zamknij jamę klatki piersiowej, zszywając nacięcie w 3. przestrzeni międzyżebrowej za pomocą jedwabnego szwu 4-0. Ważne jest, aby płuca były wolne od szwu i nie zostały uwięzione, gdy 3. i 4. żebra są zszywane razem. Podczas wiązania węzłów szwów pomocne jest wywieranie lekkiego nacisku na klatkę piersiową za pomocą uchwytu na igłę, aby zminimalizować ilość powietrza w pomieszczeniu, które może zostać uwięzione w jamie klatki piersiowej.
- Zamknij wszystkie warstwy mięśni za pomocą ciągłych szwów za pomocą jedwabiu 4-0. Użyj nylonowych szwów, aby zamknąć skórę ciągłym szwem. Alternatywnie skórę można zamknąć za pomocą przerwanego szwu.
- Po zakończeniu zszywania należy zatrzymać przepływ izofluranu, podczas gdy tlen nadal płynie. Gdy mysz poruszy wąsami lub ogonem, powinna zacząć podejmować próby spontanicznego oddychania. Wyjmij mysz z respiratora z rurką intubacyjną nadal trzymaną w tchawicy.
- Obserwuj uważnie zwierzę, aż mysz powróci do normalnego wzorca oddychania, a następnie ekstubuj mysz. Rurkę należy wyjmować powoli, aby uniknąć aspiracji wydzieliny z jamy ustnej.
- Upewnij się, że mysz nie ma żadnej niewydolności oddechowej, obserwując ją przez kolejne 3-5 minut przed powrotem do klatki. Jeśli po zabiegu zaobserwuje się oznaki odwodnienia, należy podać do 0,5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej we wstrzyknięciu dootrzewnowym.
- W przypadku analgezji pooperacyjnej należy podać opioidowy lek przeciwbólowy (buprenorfina, 0,1 mg/kg) podskórnie (SC) przed rozpoczęciem ambulatoryjnego zwierzęcia, a następnie podawać dodatkową dawkę co 4-6 godzin przez następne 24 godziny. Sprawdź objawy stresu zwierzęcia po 12 godzinach od zabiegu. Symulacja zawału mięśnia sercowego za pomocą operacji przeżycia wymaga oceny bólu i stresu po powrocie do zdrowia po operacji. Obecnie przyjętą najlepszą praktyką jest zapewnienie znieczulenia przez pierwsze 24 godziny po inwazyjnym zabiegu z dodatkowymi dawkami podawanymi zgodnie z uzasadnieniem ze względu na utratę masy ciała lub objawy bólu. W przypadku trwałego podwiązania masa ciała powinna być monitorowana codziennie, aby pomóc ocenić powrót zwierzęcia do zdrowia.
- Ibuprofen (Motrin), niesteroidowy lek przeciwzapalny (NLPZ) o działaniu przeciwzapalnym, przeciwbólowym i przeciwgorączkowym lub inne NLPZ, może być podawany zwierzęciu w postaci roztworu o stężeniu 0,2 mg/ml przez dwa dni przed zabiegiem i do 7 dni po zabiegu wraz z buprenorfiną w celu opanowania dodatkowego bólu/dystresu.
8. Pomiar wielkości zawału mięśnia sercowego
- Znieczulij i zaintubuj mysz pod koniec pożądanego czasu reperfuzji. Przetnij skórę klatki piersiowej w linii środkowej do ksyloidy. Otwórz brzuch i przeponę poniżej klatki piersiowej i po obu stronach linii środkowej obojczyka.
- Odsłoń serce, a następnie ponownie podwiązaj LAD w tym samym miejscu. Kanniweluj aortę, tak aby 10% błękitu ftalowego można było powoli wstrzykiwać bezpośrednio do aorty, aby zabarwić serce w celu odgraniczenia strefy niedokrwiennej od strefy niedokrwiennej10.
- Szybko wyciąć serce i umyć je w 30 mM KCl (roztwór chlorku potasu), aby zatrzymać bicie serca i umożliwić bardziej spójne cięcie. Zamrażać serce przez co najmniej 4 godziny w temperaturze -20 °C i kroić je w plastry o średnicy 1 mm za pomocą urządzenia do cięcia matrycy serca11.
- Inkubować plastry serca z 2% TTC w temperaturze 37 °C przez 40 minut. Obszar zawału jest oznaczony jako biały obszar, podczas gdy żywotna tkanka barwi się na czerwono.
- Przymocuj poplamione plastry 10% formaldehydem przez noc, co pomoże zwiększyć kontrast między obszarem zawału a normalną tkanką. Sfotografuj wycinki i oblicz obszar ryzyka (AAR), strefę niedokrwienną i obszar zawału za pomocą oprogramowania ImageJ.
9. Pomiar poziomu enzymów sercowych
Zmierz poziom troponiny sercowej I (cTnI) w surowicy myszy, pobierając krew z żyły wrotnej, a następnie izolując surowicę przez wirowanie. Poziomy cTnI w surowicy są następnie oznaczane za pomocą szybkiego ilościowego testu cTnI12.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Po 24 godzinach reperfuzji, analiza wielkości zawału oraz obszaru zagrożonego (AAR) za pomocą barwnika phthalo blue i chlorku trifenylotetrazoliu (TTC) pozwala potwierdzić podwiązanie LAD poprzez obserwację blaknięcia tkanki mięśnia sercowego dystalnie od szwu, a także dysfunkcji ściany przedniej. Reperfuzję można zweryfikować poprzez powrót czerwonego koloru tkanki mięśnia sercowego oraz wykazanie częściowego powrotu ruchomości ściany przedniej.
Obszary zawału (białe) powinny być odróżnialne ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mysie modele niedokrwienia mięśnia sercowego i reperfuzji są skuteczną metodą badań sercowo-naczyniowych w celu symulacji klinicznej ostrej lub przewlekłej choroby serca13,14. Podjęto znaczne wysiłki w celu opracowania i udoskonalenia metod chirurgicznych, które powodują zdarzenia niedokrwienne i uszkodzenia reperfuzyjne w sercach kilku różnych typów zwierząt. Chociaż istnieją szczególne zalety stosowania różnych systemów zwierzęcych, mysz ma cechy, które doprowadziły do dużego zainteresowania wytwarzaniem I/R...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Dr Noah Weisleder jest założycielem i dyrektorem naukowym w TRIM-edicine, Inc.
Podziękowania
Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases, część National Institutes of Health, pod numerem nagrody R01-AR063084. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| PhysioSuite z homeotermicznym ociepleniem RightTemp | Kent Scientific Corp | PS-RT | |
| Źródło światła | Mysz Zeiss | KL 1500 | |
| LCD Heart Slicer Matrix | Zivic Miller | HSMS001-1 | |
| Tray - podstawa, pokrywka i Mata (6,0 x 10 x 0,75) | Fine Science Tools | 6100A | |
| Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu | Sigma Aldrich | T8877 | |
| Buprenorfina (Buprenex do wstrzykiwań) | Reckitt Benkiser Healthcare | NDC 12496-0757-1 | |
| bupiwakaina | Hospira | NDC 0409-1163-01 | |
| Isoflurane | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| Betadine Soultion | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| Mysia troponina sercowa T (cTnT) ELISA | Kamiya Biomedical Company | KT-58997 | |
| Cienkie nożyczki | Narzędzia do nauki | 14040-10 | |
| Dumont #5 Kleszcze | Narzędzia do nauki | 11251-30 | |
| Dumont #3 Kleszcze | Narzędzia do nauki | 11231-30 | |
| Mikro uchwyty na igły Castroviejo | Fine Science Tools | 12060-01 | |
| Smukły, wydłużony uchwyt na igłę | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| Uchwyty na igły z okrągłym uchwytem | Fine Science Tools | 12075-12 | |
| Stereoskop trójokularowy Omano | Microscope.com | OM99-V6 | |
| SB2 z uniwersalnym ramieniem | Microscope.com | ||
| , 0,5 mm, 1/16 cala Y | Kent Scientific Corp | RSP05T16 | |
| Systemy anestezjologiczne dla gryzoni i małych zwierząt | VetEquip, Inc | 901807 | |
| jedwabny szew stożkowy 4-0 | Sharpoint™ Produkty | DC-2515N | |
| 6-0 jedwabny szew stożkowy | Sharpoint & trade; Produkty | DC-2150N |
Bibliografia
- Abarbanell, A. M., et al. Animal models of myocardial and vascular injury. J Surg Res. 162, 239-249 (2010).
- Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. J Vis Exp. , (2011).
- Salto-Tellez, M., et al. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
- Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16, 41-44 (2005).
- Degabriele, N. M., et al. Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction. Exp Physiol. 89, 497-505 (2004).
- Shao, Y., Redfors, B., Omerovic, E. Modified technique for coronary artery ligation in mice. J Vis Exp. , (2013).
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
- Nossuli, T. O., et al. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
- Cozzi, E., et al. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
- Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. , 3896(2012).
- Nagarajan, V., Hernandez, A. V., Tang, W. H. Prognostic value of cardiac troponin in chronic stable heart failure: a systematic review. Heart. 98, 1778-1786 (2012).
- Borst, O., et al. Methods employed for induction and analysis of experimental myocardial infarction in mice. Cell Physiol Biochem. 28, 1-12 (2011).
- Diepenhorst, G. M., van Gulik, T. M., Hack, C. E. Complement-mediated ischemia-reperfusion injury: lessons learned from animal and clinical studies. Ann Surg. 249, 889-899 (2009).
- Benavides-Vallve, C., et al. New strategies for echocardiographic evaluation of left ventricular function in a mouse model of long-term myocardial infarction. PLoS One. 7, 41691(2012).
- Bamberg, F., et al. Accuracy of dynamic computed tomography adenosine stress myocardial perfusion imaging in estimating myocardial blood flow at various degrees of coronary artery stenosis using a porcine animal model. Invest Radiol. 47, 71-77 (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
