Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie rezonansu magnetycznego z kontrastem dynamicznym ortotopowego modelu myszy z rakiem trzustki

15K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52641

⸱

18 kwietnia 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Radiology, University of Alabama at Birmingham, 2Comprehensive Cancer Center, University of Alabama at Birmingham, 3Radiation Oncology, University of Alabama at Birmingham

W tym artykule

Podsumowanie

Celem tego protokołu jest zastosowanie dynamicznego rezonansu magnetycznego wzmocnionego kontrastem (DCE-MRI) dla ortotopowych ksenoprzeszczepów guza trzustki u myszy. DCE-MRI jest nieinwazyjną metodą analizy mikrokrążenia w tkance docelowej i przydatną do oceny odpowiedzi naczyniowej w guzie po nowej terapii.

Streszczenie

Dynamiczne obrazowanie rezonansu magnetycznego wzmocnionego kontrastem (DCE-MRI) było ograniczone do ksenoprzeszczepów ortotopowych guzów trzustki z powodu silnego artefaktu ruchu oddechowego w okolicy brzucha. Ortotopowe modele guzów mają przewagę nad modelami podskórnymi, ponieważ mogą odzwierciedlać pierwotne mikrośrodowisko guza wpływające na dopływ krwi, neowaskularyzację i inwazję komórek nowotworowych. Niedawno opracowaliśmy protokół DCE-MRI ksenoprzeszczepów ortotopowego guza trzustki w modelach mysich, zabezpieczając guzy ortogonalnie wygiętą płytką z tworzywa sztucznego, aby zapobiec przenoszeniu ruchu z okolicy klatki piersiowej podczas obrazowania. Ucisk tej deski był zlokalizowany w okolicy brzucha i nie spowodował trudności w oddychaniu zwierząt. W artykule przedstawiono szczegółową procedurę ortotopowego modelowania guza trzustki przy użyciu małych zwierząt i DCE-MRI ksenoprzeszczepów guza. Przedstawiono również metodę kwantyfikacji parametrów farmakokinetycznych w DCE-MRI. Procedura opisana w tym artykule pomoże badaczom w zastosowaniu DCE-MRI w ortotopowych modelach myszy raka przewodu pokarmowego.

Wprowadzenie

Ogólnym celem tej metody jest zastosowanie dynamicznego rezonansu magnetycznego wzmocnionego kontrastem (DCE-MRI) dla ortotopowych ksenoprzeszczepów guza trzustki u myszy. DCE-MRI to nieinwazyjna metoda oceny mikrokrążenia w tkance docelowej poprzez monitorowanie zmiany kontrastu MR w określonym czasie po wstrzyknięciu. DCE-MRI jest wykorzystywany do diagnozowania nowotworów złośliwych i oceny odpowiedzi guza na różne terapie1-4. Ilościowe DCE-MRI wykazało wysoką odtwarzalność5. Aby określić ilościowo parametry farmakokinetyczne środka kontrastowego MR w tkance docelowej, wszystkie obrazy DCE-MR uzyskane w różnych punktach czasowych i mapa T1 uzyskane przed wstrzyknięciem kontrastu muszą być zarejestrowane6. Jednak ze względu na ruchy oddechowe i perystaltyczne w okolicy brzucha, ilościowe DCE-MRI ma ograniczone zastosowanie w przypadku nowotworów przewodu pokarmowego.

Modele ortotopowych guzów trzustki zostały wykorzystane do oceny odpowiedzi guza trzustki po terapiach biologicznych i chemioterapii7,8. Ortotopowe modele guzów są uważane za lepsze od konwencjonalnych modeli podskórnych, ponieważ mikrośrodowisko w pierwotnym miejscu guza jest odbijane, a tym samym można dokładniej przewidzieć odpowiedź guza człowieka na terapię. Jednak trzustka myszy znajduje się w lewym górnym kwadrancie jamy brzusznej, więc ilościowe DCE-MRI ksenoprzeszczepów ortotopowego guza trzustki u myszy nie zostało łatwo wdrożone.

Ustaliliśmy protokół DCE-MRI guzów jamy brzusznej u myszy, naprawiając guzy za pomocą ortogonalnie wygiętej plastikowej deski, aby zapobiec przenoszeniu ruchu z obszaru klatki piersiowej9. Nacisk wywierany przez tę deskę był zlokalizowany w okolicy brzucha i nie spowodował trudności w oddychaniu. Technika automatycznej korejestracji obrazu została zwalidowana pod kątem DCE-MRI narządów jamy brzusznej w trybie swobodnego oddychania, ale działa skutecznie tylko wtedy, gdy obszary docelowe poruszają się powoli i regularnie10. Częstość oddechów zwierząt jest zmienna podczas obrazowania, dlatego konieczne będzie fizyczne ograniczenie w okolicy brzucha, aby uzyskać wiarygodne parametry farmakokinetyczne w ortotopowych modelach mysich guzów trzustki. Udało nam się określić ilościowo parametry farmakokinetyczne środka kontrastowego MR w ortotopowych ksenoprzeszczepach guza trzustki przy użyciu ortogonalnie wygiętej płytki z tworzywa sztucznego w DCE-MRI11-13. W tym miejscu przedstawiono szczegółową procedurę ortotopowego modelowania guza trzustki, DCE-MRI ksenoprzeszczepów guza u myszy oraz ilościowe określenie parametrów farmakokinetycznych .

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) na Uniwersytecie Alabama w Birmingham.

1. Ortotopowe modelowanie nowotworu trzustki u myszy

  1. Hodować standardowe linie komórkowe raka trzustki człowieka w pożywce Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) uzupełnionej o 10% płodowej surowicy bydlęcej. Wszystkie hodowle utrzymywać w temperaturze 37 °C w atmosferze nawilżonej z dodatkiem 5% CO2.
  2. Użyć samic myszy z ciężkim złożonym niedoborem odporności (severe combined immunodeficient) w wieku 8-10 tygodni. Klatki z zwierzętami umieścić w cyklu 12 h światła i 12 h ciemności w temperaturze pokojowej (21 ± 2 °C) i przy 60% wilgotności.
  3. Wszystkie zwierzęta poddać znieczuleniu poprzez wentylację 2% izofluranu zmieszanego z tlenem (2 L/min) przez cały czas trwania operacji. Głębokość znieczulenia potwierdzić za pomocą odruchuu na uciśnięcie palca stopy. Umieścić zwierzęta na macie grzewczej (37 °C) w celu utrzymania temperatury ciała. Nanieść weterynaryjną maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas znieczulenia.
  4. Usunąć sierść w lewym górnym kwadrancie brzucha każdej myszy i podać w ten obszar lek przeciwbólowy (karprofen, 5 mg/kg masy ciała podskórnie). Na odsłoniętą skórę nanieść roztwór betadyny. Przygotować autoklawowane narzędzia chirurgiczne.
  5. Wyciąć nacięcie o długości 1 cm w skórze i otrzewnej, używając prostych nożyczek irydowych. Delikatnie wypreparować trzustkę z jamy brzusznej za pomocą pęsety chirurgicznej.
  6. Wprowadzić igłę 28 G strzykawki insulinowej o pojemności 0,5 ml do ogona trzustki, a następnie powoli wstrzyknąć zawiesinę 2,5 miliona komórek raka trzustki człowieka w 30 µl DMEM. Potwierdzić powstanie niewielkiego pęcherzyka z roztworu w głowie trzustki.
  7. Delikatnie umieścić trzustkę z powrotem w jamie brzusznej za pomocą pęsety chirurgicznej. Zamknąć otrzewną i skórę w jednej warstwie za pomocą 2 przerwanym szwów Prolene 5-0, a następnie przerwać znieczulenie. Nie zwracać zwierzęcia po operacji do grupy innych zwierząt aż do pełnego wyzdrowienia. Usunąć szwy 7~10 dni po operacji.
  8. Podać kolejną dawkę leku przeciwbólowego (karprofen, 5 mg/kg masy ciała podskórnie) 24 h po operacji.
  9. Sprawdzać wielkość guza poprzez palpację miejsca operacji dwoma palcami. Guzy są zazwyczaj gęstsze i bardziej nierówne niż otaczające tkanki i organy. Zazwyczaj wyczuwalność guza pojawia się po około 1 - 2 tygodniach.
  10. Codziennie monitorować zwierzęta pod kątem objawów choroby. W przypadku wystąpienia objawów choroby (brak normalnej pielęgnacji i zachowań unikowych), zwierzęta poddawano eutanazji poprzez zwichnięcie karku w stanie znieczulenia.

2. Obrazowanie rezonansem magnetycznym

  1. Wykonaj badanie MRI, gdy średnica guza wyniesie około 5 – 7 mm, zazwyczaj od 2 do 4 tygodni po implantacji komórek. Użyj skanera MR przeznaczonego do obrazowania małych zwierząt lub klinicznego skanera MR wyposażonego w specjalistyczną cewkę do obrazowania małych zwierząt.
    UWAGA: Wykorzystaliśmy skaner MR dla małych zwierząt o natężeniu 9,4T z kombinacją rezonatora/nadajnika objętościowego 1H i odbiornika z cewką powierzchniową (średnica 30 mm) (Bruker BioSpin Corp., Billerica, MA). Cewka powierzchniowa zapewnia lepszy stosunek sygnału do szumu (SNR)14.
  2. Przygotuj kontrast MRI na bazie gadolinu, aby wstrzyknąć ~0,1 – 0,2 mmol/kg każdemu zwierzęciu w ~0,1 – 0,2 ml PBS (soli fizjologicznej buforowanej fosforanem).
    UWAGA: Użyliśmy gadoteridolu i wstrzyknęliśmy 0,2 mmol/kg w 0,15 ml PBS w czasie 15 s (0,1 ml/s).
  3. Przygotuj mikro rurkę polietylenową (długość: 7,62 mm, średnica wewnętrzna: 0,28 mm, średnica zewnętrzna: 0,64 mm). Wsuń igłę 30 G (długość 12,7 mm) do jednego końca rurki, a igłę tępą 30 G (długość 9,5 mm) do drugiego końca. Podłącz strzykawkę o pojemności 1 ml zawierającą kontrast MR do tępej igły i powoli wypchnij zawartość strzykawki, aby wypełnić całą rurkę kontrastem MR.
  4. Znieczul zwierzęta, stosując wentylację z mieszanką ~1 – 2% izofluranu z tlenem (2 L/min) podczas przygotowania i obrazowania. Głębię znieczulenia potwierdź za pomocą odruchuu zaciśnięcia palca u stopy. Na oczy nałóż weterynaryjną maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Przed wprowadzeniem igły rozszerz żyłę ogonową za pomocą lampy grzewczej. Chwyć środek igły 30 G kleszczykami Kelly'ego i wprowadź ją do żyły ogonowej. Przyklej ogon i rurkę taśmą do kawałka plastiku lub tektury (szerokość 10 mm x długość 100 mm), aby utrzymać ogon w pozycji wyprostowanej.
  5. Umieść zwierzę w pozycji na plecach w podkładce dla zwierząt wyposażonej w system cyrkulacji ciepłej wody (lub ciepłego powietrza) w celu regulacji temperatury ciała podczas obrazowania. Ustaw temperaturę podkładki na 37 °C. Wprowadź rektalną sondę temperatury, aby monitorować temperaturę ciała podczas obrazowania.
  6. Umieść ortogonalnie zgiętą plastikową płytkę w obszarze jamy brzusznej. Upewnij się, że guz znajduje się za górną krawędzią płytki, a następnie lekko dociśnij płytkę (~2 mm), aby upewnić się, że guz jest przez nią przytrzymywany. Mocno przyklej płytkę do podkładki dla zwierzęcia.
  7. Przyklej przetwornik oddechowy (SA Instrument, Inc., Stony Brook, NY) w okolicy klatki piersiowej, aby monitorować oddychanie zwierzęcia podczas obrazowania. Umieść cewkę powierzchniową na górze obszaru guza i mocno przyklej ją do podkładki dla zwierzęcia. Wsuń podkładkę do skanera MR, aby umieścić obszar guza w centrum cewki objętościowej (średnica wewnętrzna: 72 mm).
  8. Wykonaj dopasowanie i strojenie zarówno dla odbiornika, jak i nadajnika, a następnie przeprowadź shimming.
  9. Rozpocznij od anatomicznej sekwencji MR w celu zlokalizowania guza. Użyj sekwencji turbo spin-echo ważonej w obrazach T2 (T2W), aby uzyskać obrazy osiowe z następującymi parametrami akwizycji: czas repetycji (TR)/czas echa (TE) = 3 000/34 msec, macierz 128 x 128, pole widzenia (FOV) 30 x 30 mm, liczba uśrednień = 1, długość pociągu ech = 4 oraz 20 sąsiednich warstw o grubości 1 mm w trybie przeplatanym, aby objąć cały obszar guza (całkowity czas skanowania: 1,6 min).
    UWAGA: Ponieważ ortotopowe guzy trzustki są trudniejsze do zlokalizowania niż guzy podskórne, konwencjonalne obrazy lokalizacyjne o niższej rozdzielczości mogą być nieprzydatne.
  10. Nabyj obrazy ważone w T1 (T1W) z różnymi kątami przechyłu w celu uzyskania mapy T1. W tym celu zastosuj podejście gradient echo z wieloma kątami przechyłu (multiflip angle) z następującymi parametrami: czas repetycji (TR)/czas echa (TE) = 115/3 msec, macierz 128 x 128, pole widzenia 30 x 30 mm, liczba uśrednień = 4, ~5 – 7 sąsiednich warstw o grubości 1 mm w trybie przeplatanym, aby objąć obszar guza, oraz siedem kątów przechyłu: 10, 20, 30, 40, 50, 60 i 70 (całkowity czas skanowania dla jednego kąta przechyłu: 1 min).
    UWAGA: Podejście z wieloma kątami przechyłu jest efektywne tylko przy wysokiej homogeniczności pola B1. W przeciwnym razie mapy T1 można uzyskać za pomocą podejścia z wieloma TR15.
  11. Nabyj obrazy T1W przed i po wstrzyknięciu kontrastu MR na bazie gadolinu. Użyj tych samych parametrów akwizycji i geometrii co w mapowaniu T1, ale ze stałym kątem przechyłu 30. Zastosuj kodowanie liniowe, aby zapewnić stan stacjonarny podczas uzyskiwania centrum przestrzeni k, szczególnie przy krótkim TR i niskim kącie przechyłu. Nabyj 5 obrazów bazowych przed wstrzyknięciem kontrastu. Następnie nabyj 40 obrazów po wstrzyknięciu kontrastu (całkowity czas skanowania: 45 min). Użyj pompy strzykawkowej do wstrzykiwania środka kontrastowego ze stałą prędkością (0,01 ml/s).
  12. Ciągle monitoruj oddychanie zwierzęcia i dostosuj stężenie izofluranu, aby utrzymać częstotliwość oddechów na poziomie 50 – 100 na minutę. Monitoruj temperaturę ciała zwierzęcia przez cały czas trwania obrazowania.
  13. Po zakończeniu badania DCE-MRI wyjmij igłę oraz pozostałe sondy i umieść zwierzę w pustej klatce wyłożonej ręcznikami papierowymi. Delikatnie masuj dolną część jamy brzusznej. Klatkę należy ustawić częściowo pod lampą grzewczą, aby zwierzę mogło przemieszczać się w obrębie gradientu temperatury podczas wybudzania. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję sternalną.

3. Przetwarzanie i analiza obrazu

  1. Segmentuj obszar guza na obrazach T2W. Na obrazach T2W intensywność sygnału w obszarze guza jest wyższa niż w tkankach otaczających, dzięki czemu granicę guza można wyznaczyć ręcznie.
    UWAGA: Można stosować techniki segmentacji półautomatycznej, takie jak globalne progowanie lub kontury aktywne16,17, jednak należy skorygować nierównomierną intensywność tła, szczególnie w przypadku zastosowania cewki powierzchniowej.
  2. Utwórz mapy T1 i gęstości protonów. Na obrazach T1W nabytych za pomocą sekwencji echo gradientowego, przy założeniu, że czas echa (TE) jest znacznie krótszy niż wartość T2*, wartość piksela jest określana przez
    Równanie intensywności sygnału S(θ) w MRI, uwzględniające TR i T1, ilustrujące magnetyzację jądra.
    gdzie S0 to gęstość protonów, T1 to stała czasu relaksacji T1, TR to czas repetycji, a θ to kąt odchylenia. Równanie (1) można zapisać w formie
    Równanie wykładniczego zaniku, Y=exp(-TR/T1)X+S0(1-exp(-TR/T1)), powiązane z intensywnością sygnału MRI.
    gdy S(θ)/sinθ zostanie zastąpione przez Y, a S(θ)/tanθ zostanie zastąpione przez X. Równanie (2) jest równaniem liniowym, a jego nachylenie i punkt przecięcia mogą posłużyć odpowiednio do wyznaczenia wartości T1 i S0.
  3. Oblicz stężenie środka kontrastowego MR na obrazach DCE-MR. Po wstrzyknięciu środka kontrastowego MR na bazie gadolinu stała czasu relaksacji T1 zmienia się w czasie. Zatem równanie (1) można zapisać jako
    Równanie intensywności sygnału MRI, formuła S(t), schemat analizy czasu relaksacji.
    T1(t) jest powiązane ze stężeniem środka kontrastowego MR, C(t), w następujący sposób,
    Równanie kinetyki reakcji; formuła 1/T(t)=1/T(0)+r1C(t); koncepcja matematyczna.
    gdzie r1 to relaksywność podłużna środka kontrastowego MR. Łącząc równania (3) i (4), stężenie środka kontrastowego MR określa się za pomocą
    Równanie podatności pełzania; formuła obejmująca funkcje sinus i cosinus; stosowane w nauce o materiałach.
  4. Ilościowo określ parametry farmakokinetyczne środka kontrastowego MR. Cp(t) przedstawia stężenie środka kontrastowego MR w osoczu krwi w czasie t po rozpoczęciu wstrzykiwania kontrastu. Cp(t) nazywa się tętniczą funkcją wejściową (AIF). Jeśli AIF jest dostępna, parametry farmakokinetyczne środka kontrastowego MR można obliczyć za pomocą
    Schemat równania transportu dla analizy stężenia w badaniach dyfuzji chemicznej.
    gdzie Ct(t) to stężenie środka kontrastowego MR w tkance docelowej, vp to frakcyjna objętość osocza krwi, ve to frakcyjna objętość zewnątrz혈관owa zewnątrzkomórkowa, a Ktrans to stała transferu objętości. Stała szybkości przepływu, kep, jest równa Ktrans podzielonej przez ve. Jeśli AIF nie jest dostępna, można zamiast niej zastosować model regionu referencyjnego18,19. Model regionu referencyjnego opiera się na modelu Kety ograniczonym przepływem20 i wykorzystuje stężenie kontrastu w regionie referencyjnym, aby wyeliminować potrzebę stosowania AIF, zgodnie z poniższym
    Równanie różniczkowe; dynamika \(C_{ROI}(t)\); model matematyczny; schemat procesu.
    gdzie Ct,ROI(t), Ktrans,ROI oraz ve,ROI to odpowiednio stężenie kontrastu, stała transferu objętości i frakcyjna objętość zewnątrz혈관owa-zewnątrzkomórkowa w obszarze zainteresowania (ROI), natomiast Ct,RR(t), Ktrans,RR i ve,RR to te same parametry w regionie referencyjnym. Jako region referencyjny często wybiera się mięśnie przykręgosłupowe, a wartość ve,RR w mięśniach przykręgosłupowych myszy przyjmuje się za stałą i równą 0,08 21. W badaniu zastosowano model regionu referencyjnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ludzkie komórki guza trzustki pomyślnie rosną w trzustce myszy, tworząc guz lity. Rycina 1 przedstawia fotografie (A) prawidłowej trzustki, do której wstrzyknięto zawiesinę komórek nowotworowych, oraz (B) reprezentatywnej myszy z ortotopowym ksenoprzeszczepem guza trzustki (MIA PaCa-2). Guz znajduje się w lewej górnej ćwiartce jamy brzusznej, obok śledziony. Zazwyczaj po implantacji komórek guzy rosną do średnicy 5 - 7 mm w ciągu 2 - 4 tygodni.

Ruchy ortotopowych ksenograftów ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wprowadziliśmy szczegółowe metody ortotopowego modelowania guza trzustki na myszach z niedoborem odporności, DCE-MRI guzów jamy brzusznej u myszy oraz ilościowe określenie jego parametrów kinetycznych. W ortotopowym modelowaniu guza trzustki należy zachować ostrożność podczas wprowadzania igły do ogona trzustki. Jeśli się powiedzie, komórki zostaną przeniesione do głowy trzustki, tworząc mały pęcherzyk. Podczas nakładania ortogonalnie wygiętej plastikowej deski ważne jest, aby potwierdzić, że guz znajduje się poniżej gór...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby zadeklarować.

Podziękowania

Autorzy dziękują Jeffreyowi Sellersowi za pomoc w modelowaniu ortotopowego raka trzustki u myszy. Prace te były wspierane przez Research Initiative Pilot Awards z Wydziału Radiologii UAB oraz granty NIH 2P30CA013148 i P50CA101955.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
DMEMInvitrogen11965-118
Surowica bydlęca płoduHarlan LaboratoriesBT-9501
Produkty BetadinePurdue67618-153-01
5-0 Nici prolenoweSkaner MR Ethicon8720H
9.4TBruker Biospin CorporationBioSpec 94/20 USR
GadoteridolBracco Diagnostics IncNDC 0270-1111-03
Rurka z mikropolietylenuStrategic Applications, Inc#PE-10-25
Igła 30 G z końcówkąZastosowania strategiczne, Inc89134-194
System monitorowania i bramkowaniaSA instruments, IncModel 1030Jest to system kompatybilny z MR do jednoczesnego pomiaru temperatury ciała małych zwierząt.
Pompa strzykawkowaNew Era Pump Systems, Inc.NE-1600

Bibliografia

  1. Ergul, N., et al. Assessment of multifocality and axillary nodal involvement in early-stage breast cancer patients using 18F-FDG PET/CT compared to contrast-enhanced and diffusion-weighted magnetic resonance imaging and sentinel node biopsy. Acta Radiol. , (2014).
  2. Park, J. J., et al. Assessment of early response to concurrent chemoradiotherapy in cervical cancer: value of diffusion-weighted and dynamic contrast-enhanced MR imaging. Magn Reson Imaging. , (2014).
  3. Nguyen, H. T., et al. Prediction of chemotherapeutic response in bladder cancer using K-means clustering of dynamic contrast-enhanced (DCE)-MRI pharmacokinetic parameters. J Magn Reson Imaging. 10, (2014).
  4. Teo, Q. Q., Thng, C. H., Koh, T. S., Ng, Q. S. Dynamic Contrast-enhanced Magnetic Resonance Imaging: Applications in Oncology. Clin Oncol (R Coll Radiol). , (2014).
  5. Zhang, X., Pagel, M. D., Baker, A. F., Gillies, R. J. Reproducibility of magnetic resonance perfusion imaging. PLoS One. 9 (2), e89797(2014).
  6. Kim, H., et al. Pancreatic adenocarcinoma: a pilot study of quantitative perfusion and diffusion-weighted breath-hold magnetic resonance imaging. Abdominal imaging. , (2014).
  7. Derosier, L. C., et al. Combination Treatment with TRA-8 Anti Death Receptor 5 Antibody and CPT-11 Induces Tumor Regression in an Orthotopic Model of Pancreatic Cancer. Clin Cancer Res. 13 (18), 5535s-5543s (2007).
  8. Derosier, L. C., et al. TRA-8 anti-DR5 monoclonal antibody and gemcitabine induce apoptosis and inhibit radiologically validated orthotopic pancreatic tumor growth. Mol Cancer Ther. 6 (12), 3198-3207 (2007).
  9. Kim, H., et al. Early therapy evaluation of combined anti-death receptor 5 antibody and gemcitabine in orthotopic pancreatic tumor xenografts by diffusion-weighted magnetic resonance imaging. Cancer Res. 68 (20), 8369-8376 (2008).
  10. Klein, S., Staring, M., Murphy, K., Viergever, M. A., Pluim, J. P. elastix: a toolbox for intensity-based medical image registration. IEEE Trans Med Imaging. 29 (1), 196-205 (2010).
  11. Kim, H., et al. Early therapy evaluation of combined cetuximab and irinotecan in orthotopic pancreatic tumor xenografts by dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Mol Imaging. 10 (3), 153-167 (2011).
  12. Kim, H., et al. Antagonistic effects of anti-EMMPRIN antibody when combined with chemotherapy against hypovascular pancreatic cancers. M Mol Imaging Biol. 16 (1), 85-94 (2014).
  13. Kim, H., et al. Dual combination therapy targeting DR5 and EMMPRIN in pancreatic adenocarcinoma. Mol Cancer Ther. 11 (2), 405-415 (2012).
  14. Moyher, S. E., Vigneron, D. B., Nelson, S. J. Surface coil MR imaging of the human brain with an analytic reception profile correction. J Magn Reson Imaging. 5 (2), 139-144 (1995).
  15. Voigt, T., Nehrke, K., Doessel, O., Katscher, U. T1 corrected B1 mapping using multi-TR gradient echo sequences. Magn Reson Med. 64 (3), 725-733 (2010).
  16. Liu, H., Liu, Y., Zhao, Z., Zhang, L., Qiu, T. A new background distribution-based active contour model for three-dimensional lesion segmentation in breast DCE-MRI. Medical physics. 41 (8), 082303(2014).
  17. Sarkar, S., Das, S. Multilevel image thresholding based on 2D histogram and maximum Tsallis entropy--a differential evolution approach. IEEE Trans Image Process. 22 (12), 4788-4797 (2013).
  18. Yankeelov, T. E., et al. Quantitative pharmacokinetic analysis of DCE-MRI data without an arterial input function: a reference region model. Magn Reson Imaging. 23 (4), 519-529 (2005).
  19. Cardenas-Rodriguez, J., Howison, C. M., Pagel, M. D. A linear algorithm of the reference region model for DCE-MRI is robust and relaxes requirements for temporal resolution. Magn Reson Imaging. 31 (4), 497-507 (2013).
  20. Tofts, P. S., et al. Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T(1)-weighted MRI of a diffusable tracer: standardized quantities and symbols. J Magn Reson Imaging. 10 (3), 223-232 (1999).
  21. Yankeelov, T. E., et al. Comparison of a reference region model with direct measurement of an AIF in the analysis of DCE-MRI data. Magn Reson Med. 57 (2), 353-361 (2007).
  22. Cao, R. Y., Amand, T., Ford, M. D., Piomelli, U., Funk, C. D. The Murine Angiotensin II-Induced Abdominal Aortic Aneurysm Model: Rupture Risk and Inflammatory Progression Patterns. Front Pharmacol. 1 (9), (2010).
  23. Parker, G. J., et al. Experimentally-derived functional form for a population-averaged high-temporal-resolution arterial input function for dynamic contrast-enhanced MRI. Magn Reson Med. 56 (5), 993-1000 (2006).
  24. Tseng, W., Leong, X., Engleman, E. Orthotopic mouse model of colorectal cancer. J Vis Exp. (10), 484(2007).
  25. Bhullar, J. S., et al. A true orthotopic gastric cancer murine model using electrocoagulation. J Am Coll Surg. 217 (1), 64-70 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Dynamiczne wzmocnienie kontrastowe MRIksenoprzeszczep guzakwantyfikacja DCE MRIparametry farmakokinetyczneartefakt ruchu oddechowegoortogonalnie wygi ta deskarozmieszczenie cewki powierzchniowejmonitorowanie wielko ci guza
Obrazowanie rezonansu magnetycznego z kontrastem dynamicznym ortotopowego modelu myszy z rakiem trzustki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.