Method Article

Wykorzystanie mikrotomografii komputerowej do oceny rozwoju guza i obserwacji odpowiedzi na leczenie w mysim modelu raka płuc

DOI:

10.3791/53904

⸱

May 20th, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pulmonary Medicine, Keio University School of Medicine, 2Department of Developmental Biology, Washington University School of Medicine

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisujemy metodę wykrywania rozwoju guzka guza w płucach mysiego modelu gruczolakoraka za pomocą mikrotomografii komputerowej i jej użycie do monitorowania zmian wielkości guzka w czasie i w odpowiedzi na leczenie. Dokładność oceny potwierdzono kwantyfikacją histologiczną punktu końcowego.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak płuc jest najbardziej śmiertelnym nowotworem na świecie. Na całym świecie prowadzone są intensywne badania mające na celu zidentyfikowanie nowych metod leczenia raka płuc. Kilka mysich modeli raka płuc jest wykorzystywanych do badania mechanizmu rozwoju raka i eksperymentowania z różnymi strategiami terapeutycznymi. Jednak brak techniki w czasie rzeczywistym do identyfikacji rozwoju guzków nowotworowych w płucach myszy i monitorowania zmian ich wielkości w odpowiedzi na różne interwencje eksperymentalne i terapeutyczne utrudnia uzyskanie dokładnego opisu przebiegu choroby i jej szybkiej reakcji na leczenie. W pracy opisano metodę wykorzystującą skaner mikrotomografii komputerowej (CT) do wykrywania rozwoju nowotworów płuc w mysim modelu gruczolakoraka płuc. Następnie pokazujemy, że comiesięczna obserwacja za pomocą mikrotomografii komputerowej może zidentyfikować dynamiczne zmiany w guzie płuca, takie jak pojawienie się dodatkowych guzków, zwiększenie wielkości wcześniej wykrytych guzków oraz zmniejszenie wielkości lub całkowitego ustąpienia guzków w odpowiedzi na leczenie. Ostatecznie dokładność tej metody oceny w czasie rzeczywistym została potwierdzona za pomocą ilościowej oceny histologicznej punktu końcowego. Technika ta toruje drogę do planowania i przeprowadzania bardziej złożonych eksperymentów na modelach zwierzęcych raka płuc i umożliwia nam lepsze zrozumienie mechanizmów kancerogenezy i skutków różnych metod leczenia, przy jednoczesnej oszczędności czasu i zasobów.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak płuc jest główną przyczyną zgonów z powodu raka na całym świecie1. Badania nad zapobieganiem, wczesnym wykrywaniem i leczeniem raka płuc są prowadzone w wielu ośrodkach badawczych na całym świecie2,3. Opracowano kilka modeli zwierzęcych raka płuc, które okazały się przydatne w badaniu mechanizmów kancerogenezy płuc i komórek pochodzenia, w określaniu obecności nowotworowych komórek macierzystych oraz w badaniu różnych nowych strategii terapeutycznych4. Wcześniejsze modele opierały się na inicjacji guza wywołanej przez czynniki rakotwórcze u wrażliwych szczepów myszy5. Opracowanie modeli myszy z nokautem i transgenicznych, w których rak płuc powstaje w wyniku specyficznie zmanipulowanych zmian genetycznych, znacznie poprawiło naszą zdolność do kontrolowania indukcji guza i naśladowania kilku aspektów ludzkiego raka płuc4. Jednak głównym wyzwaniem w stosowaniu zwierzęcych modeli raka płuc jest brak metody czasu rzeczywistego do dokładnej identyfikacji i monitorowania początku i rozwoju nowotworów w płucach myszy oraz do dokumentowania wszelkich późniejszych zmian w ich rozmiarach, takich jak ich ciągły wzrost lub zmniejszenie w odpowiedzi na leczenie. Zmusiło to naukowców do zastosowania kilku technik czasochłonnych, wysiłkowych i zasobożernych w celu zidentyfikowania guzów i oceny ich wyników eksperymentalnych. Obecność wrodzonej zmienności między myszami w odpowiedzi na indukcję guza wymaga użycia dużej liczby zwierząt w każdej grupie eksperymentalnej w celu zmniejszenia zmienności danych. Brak możliwości oceny wzrostu guza lub odpowiedzi na leczenie w czasie rzeczywistym zmusił naukowców do ślepej eutanazji myszy w wielu punktach czasowych w przedłużonych protokołach eksperymentalnych, aby zagwarantować, że zbiorą właściwe dane, co skutkuje marnotrawstwem zasobów z próbek pobranych w punktach czasowych, które są albo za wcześnie, albo za późno.

W obecnym badaniu przedstawiono metodę wykorzystania skanera mikrotomografii komputerowej (mikro-CT) dla małych zwierząt do wykrywania i monitorowania nowotworów płuc u żywych myszy. Użyliśmy naszych niedawno opisanych myszy podwójnie transgenicznych (DT) Sftpc-rtTA i Tre-Fgf9-ires-eGfp, u których szybko rozwija się gruczolakorak płuc po indukcji doksycykliną6,7. Zastosowanie mikro-tomografii komputerowej pozwala (między innymi) wykluczyć myszy z nieprawidłowymi nieprawidłowościami płuc przed indukcją, potwierdzić rozwój guzków nowotworowych w płucach po indukcji oraz obserwować zmiany w guzkach nowotworowych w odpowiedzi na leczenie eksperymentalne. Eutanazja końcowa myszy i ocena histologiczna potwierdziły dokładność oceny w czasie rzeczywistym przeprowadzonej za pomocą mikrotomografii komputerowej. Wierzymy, że technika ta utoruje drogę do przeprowadzania lepiej zaplanowanych eksperymentów z wykorzystaniem modeli zwierzęcych raka płuc, jednocześnie oszczędzając cenne zasoby, skracając czas obserwacji oraz zwiększając dokładność i zrozumienie wyników.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Keio.

Uwaga: W tym badaniu użyliśmy myszy DT Sftpc-rtTA i Tre-Fgf9-ires-eGfp, u których gruczolakorak płuc szybko rozwija się po indukcji przez karmienie karmą zawierającą doksycyklinę6,7. Jednak wszystkie procedury oceny można zastosować do innych mysich modeli raka płuc.

1. Konspekt eksperymentu:

  1. Określ stan płuc na początku badania:
    1. Przed indukcją guza, gdy myszy DT mają 8-12 tygodni, należy wykonać pierwszą mikrotomografię komputerową (patrz sekcje 2 i 3 poniżej). Służy to jako skan wyjściowy płuc, potwierdza brak spontanicznie rozwijających się guzków spowodowanych nieszczelnym transgenem i dokumentuje brak jakiejkolwiek istniejącej patologii płuc przed indukcją guza.
  2. Zainicjuj indukcję guza:
    1. Zamień myszy DT ze zwykłej karmy na karmę doksycyklinową, aby indukować ekspresję czynnika wzrostu fibroblastów (FGF)9 w komórkach pęcherzyków płucnych i zainicjować rozwój guza. Podawać doksycyklinę karm (200 ppm) ad libitum.
  3. Potwierdź rozwój guzków nowotworowych w płucach myszy:
    1. Wykonaj mikrotomografię komputerową, aby zidentyfikować rozwój guzków nowotworowych w porównaniu ze skanem przed indukcją.
  4. Ocena odpowiedzi na leczenie:
    1. Aby przetestować zdolność mikrotomografii komputerowej do wykrywania zmian w guzkach nowotworowych w odpowiedzi na leczenie, należy podać inhibitor receptora FGF (FGFR) AZD4547, a następnie wykonać dodatkowe skany mikrotomografii komputerowej po 5 i 10 tygodniach.
  5. Ocena punktu końcowego:
    1. Poddać eutanazji wszystkie myszy poddawane leczeniu i kontrolne oraz tkanki procesowe w celu oceny histologicznej (patrz punkt 6 poniżej).

2. Przygotowanie myszy do akwizycji obrazu Micro-CT:

  1. Włącz mikrotomograf komputerowy i komputer.
  2. Kliknij oprogramowanie o nazwie "R_m CT2", a następnie kliknij "rozgrzej się".
  3. Wyjmij łoże próbki, na którym zostanie umieszczona mysz, z komory mikro-CT. Owiń łóżko folią.
  4. Ustaw skrzynkę indukcyjną znieczulenia, dodając izofluran do parownika anestezjologicznego do oznaczonego poziomu. Ustawić natężenie przepływu izofluranu na 3 l/min.
  5. Otwórz zbiornik tlenu, aby rozpocząć przepływ tlenu do skrzynki indukcyjnej i ustaw natężenie przepływu na 1 l/min.
  6. Umieść mysz w pudełku indukcyjnym do znieczulenia i upewnij się, że jest głęboko znieczulona przez brak spontanicznego ruchu i w odpowiedzi na uszczypnięcie skóry (delikatne uszczypnięcie małego fałdu skóry, które nie powoduje uszkodzenia tkanki ani pęknięcia skóry).
  7. Zastosuj lubrykant do oczu, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia.
  8. Otwórz komorę mikro-tomografii komputerowej i umieść mysz grzbietową stroną do góry na łożu próbki. Przytrzymaj głowę myszy i pociągnij ciało w dół od kończyn dolnych, aby symetrycznie rozciągnąć i wyprostować ciało.
  9. Wyłącz dopływ znieczulenia do skrzynki indukcyjnej i włącz go w kierunku rurki łączącej się z komorą mikrotomografii komputerowej.
  10. Umieść rurkę anestezjologiczną w nosie myszy, aby podawać ciągłe znieczulenie.
  11. Aby zamocować mysz w odpowiedniej pozycji, owiń mysz i łoże próbki folią spożywczą.
    Uwaga: Bardzo ważne jest, aby mysz była w głębokim znieczuleniu i owinięta do łoża próbki, ponieważ każdy niewielki ruch lub skręcenie jej ciała podczas skanowania spowoduje zamglenie obrazów i trudności w interpretacji.
  12. Zamknij komorę mikro-CT.
  13. Dostosuj system mikro-CT do 90 kV i 160 μA, a czas skanowania do 4,5 min. Ustaw zakres obrazu na 24 × 19 mm, a rozmiar woksela na 50 × 50 × 50 μm. Użyj trybu synchronicznego dla uderzeń serca.
  14. Utwórz nowy folder w "Bazie danych", aby zapisać w nim nowe obrazy.
  15. Rozpocznij skanowanie.
  16. Po zakończeniu skanowania przenieś mysz do pustej klatki i obserwuj ją, aż odzyska przytomność. Nie umieszczaj go z innymi myszami, dopóki w pełni nie wyzdrowieje po skutkach znieczulenia.

3. Wizualizacja i analiza obrazu mikrotomografii komputerowej przed indukcją:

  1. Aby zobrazować obrazy mikro-CT, pobierz bezpłatne oprogramowanie ImageJ z następującej strony internetowej: http://imagej.nih.gov/ij/ . Uwaga: Każdy plik danych mikro-CT to stos około 500 plików TIF (.tif). Można również użyć innego oprogramowania do przeglądania obrazów.
  2. Otwórz pliki z seryjnymi obrazami mikrotomografii komputerowej i przewiń wszystkie obrazy każdej myszy od szyi do brzucha lub odwrotnie.
  3. Korzystając ze skanów naiwnych myszy typu dzikiego, zidentyfikuj gęstość różnych obszarów i normalnych struktur anatomicznych w klatce piersiowej w oparciu o wiedzę na temat anatomii myszy (patrz ryc. 1A).
    1. Przytrzymaj kursor myszką komputerową i przewiń w górę, zaczynając od białawych wnętrzności brzucha i przepony, przez klatkę piersiową i szyję.
    2. Zidentyfikuj punkty orientacyjne kostnej klatki piersiowej (mostek z przodu, kręgi z tyłu i żebra po bokach).
    3. Zidentyfikuj serce z przodu klatki piersiowej i główne naczynia krwionośne w pobliżu serca i śródpiersia.
    4. Obserwuj światło tchawicy (jako małe ciemne kółko na poziomie szyi i górnej części klatki piersiowej), które rozgałęzia się na prawe i lewe oskrzela główne, a następnie kontynuuje rozgałęzianie się na coraz mniejsze oskrzela. Należy pamiętać, że każde oskrzela są ściśle związane z dwoma lub trzema naczyniami krwionośnymi (ryc. 1A).
  4. Rozpocznij badanie skanów myszy z nieindukowaną mutacją DNA i zidentyfikuj obecność wszelkich nieprawidłowości.
    1. Wyklucz myszy z nieprawidłowymi cieniami płuc przed indukcją (np. guzki, pęcherze rozedmowe itp.) z dalszych eksperymentów. (Rysunek 1C-E, G, H).

4. Indukcja nowotworu:

  1. Aby wywołać rozwój guza u myszy eksperymentalnych, które wykazywały normalne skany płuc, zmień ich pokarm ze zwykłej karmy na karmę zawierającą doksycyklinę (200 ppm).

5. Dalsze skanowania:

  1. Po 10 tygodniach wykonaj drugą mikrotomografię komputerową wszystkich myszy, aby potwierdzić rozwój guzków nowotworowych w ich płucach (patrz ryc. 2).
  2. Podziel myszy na dwie grupy. Podawać bloker FGFR AZD4547 (125 μg/kg/dobę przez sondę żołądkową przez 6 dni/tydzień przez 10 tygodni) jednej grupie i placebo drugiej grupie kontrolnej przez kolejne 10 tygodni.
  3. Obserwuj zmiany w cieniach guzkowych, wykonując trzecie skanowanie 4-5 tygodni później.
  4. Pod koniec 10 tygodni leczenia należy wykonać czwarte skanowanie.
  5. Poddaj eutanazji wszystkie myszy za pomocą inhalacji CO2 lub wstrzyknięcia dootrzewnowego 0,1 mg/200 μl pentobarbitalu.
  6. Aby zidentyfikować dynamiczne zmiany w guzkach nowotworowych po indukcji i w odpowiedzi na leczenie, zidentyfikuj podobne pozycje na seryjnych obrazach skanowania tej samej myszy w dwóch lub więcej różnych punktach czasowych, a następnie sprawdź, czy pojawiają się/znikają wszelkie nieprawidłowe cienie (ryc. 3).
  7. Aby ułatwić identyfikację tej samej płaszczyzny u tej samej myszy w różnych punktach czasowych, spróbuj skojarzyć płaszczyznę zainteresowania z anatomicznymi strukturami punktów orientacyjnych w klatce piersiowej myszy.
    1. Używaj punktów orientacyjnych, takich jak tchawica, jej rozwidlenie, prawe i lewe oskrzela główne, aorta, przepona i duże naczynia krwionośne.
      Uwaga: Kości klatki piersiowej, w tym kręgi piersiowe, żebra i mostek, są mniej przydatne jako punkty orientacyjne pozycjonowania ze względu na powszechne niewielkie przechyły w ustawieniu ciała myszy na łóżku próbki, co zwiększa możliwość błędnej interpretacji pozycji skanowania. Podobnie, numer seryjny obrazu w pliku skanowania jest niewiarygodny w identyfikowaniu tej samej pozycji w czasie ze względu na zmianę długości korpusu myszy z jednego punktu czasowego na drugi. Niepowodzenie lub niedokładność w identyfikacji tej samej płaszczyzny w różnych punktach czasowych może skutkować fałszywie pozytywną/negatywną interpretacją wyników.

6. Eutanazja myszy i zbieranie płuc:

  1. Eutanazja myszy za pomocą inhalacji CO2 lub wstrzyknięcia dootrzewnowego 0,1 mg/200 μl pentobarbitalu.
  2. Odsłoń wnętrzności brzuszne, przecinając wzdłużnie ścianę brzucha. Odbezwieć mysz, aby zmniejszyć objętość krwi w płucach, przeprowadzając sekcję aorty brzusznej.
  3. Rozetnij przeponę drobnymi nożyczkami, co spowoduje utratę podciśnienia z jamy klatki piersiowej, a tym samym zapadnięcie się płuc. Odsłoń płuca i serce, przecinając i usuwając części żeber przedniej ściany klatki piersiowej. Oczyść przednią część szyi, przecinając skórę i tkanki miękkie, aby odsłonić tchawicę.
  4. Odetnij serce i grasicę. Włóż kleszcze za tchawicę, aby oddzielić ją od przełyku.
  5. Zkaniuluj tchawicę za pomocą kaniuli G24, a następnie zabezpiecz ją na miejscu, dokręcając nić wokół włożonej części.
  6. Napompuj i utrwal płuco za pomocą lodowatego 4% paraformaldehydu (PFA) przez kaniulę tchawicy za pomocą 25-centymetrowej kolumny. Odłącz kaniulę i dokręć gwint, aby zapobiec wyciekowi PFA, a następnie odetnij górną tchawicę od jej przyczepu do krtani.
  7. Wyciągnij tchawicę z nici szwu i odetnij ją od jej przyczepu, a następnie kontynuuj w dół, aby usunąć ją za pomocą en-block płuca. Włóż go do 15 ml probówki zawierającej 5 ml 4% PFA. Pozostaw płuca w PFA O/N, aby zapewnić całkowitą penetrację i utrwalenie tkanki, a następnie przetwórz tkankę na standardowy blok parafinowy8.
  8. Pokrój bloki parafiny na plastry o grubości 6 um na mikrotomie i zabarwij hematoksyliną i eozyną przy użyciu standardowych technik.

7. Ocena histologiczna:

Uwaga: Chociaż użycie "skanera do slajdów" do cyfrowej oceny histologicznej jest tutaj opisane, możliwe jest również użycie zwykłych mikroskopów i wizualnej oceny histologicznej do oceny.

  1. Włącz skaner slajdów i komputer.
  2. Kliknij oprogramowanie "Skanowanie NDP".
  3. Wybierz tryb skanowania "Partia slajdów" i "Tryb półautomatyczny" do skanowania serii slajdów.
    Uwaga: Ramię robota, które podnosi szkiełka podczas skanowania sekwencyjnego, jest bardzo wrażliwe na wszelkie nierówności na krawędziach szkiełek.
  4. Zbadaj palpacyjnie krawędzie wszystkich szkiełek przed załadowaniem ich do urządzenia. Jeśli szkło nakrywkowe lub zaschnięte medium montażowe jest wystające, wyczyść je nożem lub skalpelem.
  5. Załaduj slajdy do kasety na prowadnice. Otwórz właz na próbkę i wsuń kasetę w pozycję "jeden". Zamknij drzwi.
  6. W oprogramowaniu komputerowym nadaj krótkie opisowe nazwy wszystkim slajdom w odpowiadającym im miejscu na kasecie, a następnie kliknij przycisk "OK".
  7. Wybierz tryb profilu: "Brightfield".
  8. Kliknij "Rozpocznij wsad", aby rozpocząć skanowanie tymczasowe.
    Uwaga: Gdy urządzenie zakończy skanowanie wszystkich preparatów, oprogramowanie automatycznie wykryje obszary z tkankami na wszystkich szkiełkach i zasugeruje je jako obszar zainteresowania.
  9. W razie potrzeby przedefiniuj obszar zainteresowania, przytrzymując lewy przycisk myszy i pociągając za krawędź regionu.
    Uwaga: Zdefiniowanie zbyt dużych obszarów slajdów jako obszarów zainteresowania spowoduje znacznie dłuższy czas skanowania.
  10. Gdy będziesz zadowolony z obszarów zainteresowań na wszystkich slajdach, kliknij "Skanuj", aby rozpocząć skanowanie wszystkich slajdów.
    Uwaga: Zeskanowane pliki można obserwować cyfrowo w niskiej i wysokiej rozdzielczości, a obrazy można eksportować jako pliki JPEG.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Identyfikacja myszy z nieprawidłowościami w płucach została przeprowadzona na początku badania. Przed indukcją guza, gdy myszy DT miały 8 - 12 tygodni, płuca wszystkich myszy skanowano za pomocą mikrotomografii komputerowej. Co zaskakujące, około 50% myszy wykazywało nieprawidłowości, które zmusiły nas do uznania ich za nieodpowiednie do włączenia do kolejnego badania. Nieprawidłowości te były cieniami przypominającymi guzki, dużymi pojedynczymi lub wieloma małymi pęcherzami rozedmowymi i...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana tutaj metoda oparta na mikrotomografii komputerowej służąca do identyfikacji nieprawidłowości w płucach w czasie rzeczywistym oraz monitorowania rozwoju guzków nowotworowych i odpowiedzi na leczenie w modelach zwierzęcych raka płuc umożliwi naukowcom prowadzącym eksperymenty związane z rakiem płuc planowanie dokładniejszych i wydajniejszych eksperymentów przy jednoczesnej oszczędności czasu i zasobów. Wcześniej używaliśmy MRI w tym samym celu6. Klarowność skanu i próg wykrywania guzków płuc za pomocą M...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została wsparta przez Grant-in-Aid od JSPS KAKENHI dla A.E.H. (Grant Number 25461196) i T.B. (Grant Numbers 23390218 and 15H04833) oraz grant National Institutes of Health HL111190 (D.M.O.). Autorzy pragną podziękować Miyuki Yamamoto za jej wysiłki w pomocy w genotypowaniu zwierząt i przygotowaniu sekcji histologicznych. Jesteśmy wdzięczni Collaborative Research Resources, School of Medicine, Keio University za wsparcie techniczne i odczynniki.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
mikro-rentgenowskie– tomografia komputerowaRigakuR_mCT2
NanoZoomer RS Cyfrowy system patologiiHamamatsu RS C10730
NDP.view2  Oprogramowanie do przeglądaniaHamamatsu U12388-01http://www.hamamatsu.com/jp/en/U12388-01.html
Waporyzator izofluranowy - LejekVETEQUIP
, 2 l  W9.5 i czasy; D23 i czasy; H9.5VETEQUIP941444
IsofluraneMylanES2303-01
AZD 4547LC LabratoriesA-1088
PentobarbitalKyoritsuSOM02-YA1312
G24 kaniula TerumoSP-FS2419
ParaformaldehydWako163-20145
MicrotomeLeicaRM2265
DoksycyklinaSLC Japonia/PMI Nutrition International5TP7
Oprogramowanie ImageJ Narodowy Instytut Zdrowiahttp://imagej.nih.gov/ij/
Puralube maść weterynaryjna (lubrykant do oczu)DechraNDC 17033-211-38
z komorą indukcyjną 911103

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ferlay, J., et al. Cancer incidence and mortality worldwide: sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. Int. J. Cancer. 136, 359-386 (2015).
  2. Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment. Am. J. Transl. Res. 15, 114-118 (2014).
  3. Chen, Z., Fillmore, C. M., Hammerman, P. S., Kim, C. F., Wong, K. K. Non-small-cell lung cancers: a heterogeneous set of diseases. Nat. Rev. Cancer. 14, 535-546 (2014).
  4. Kwon, M. C., Berns, A. Mouse models for lung cancer. Mol. Oncol. 7, 165-177 (2013).
  5. Malkinson, A. M. The genetic basis of susceptibility to lung tumors in mice. Toxicology. 54, 241-271 (1989).
  6. Yin, Y., Betsuyaku, T., Garbow, J. R., Miao, J., Govindan, R., Ornitz, D. M. Rapid induction of lung adenocarcinoma by fibroblast growth factor 9 signaling through FGF receptor 3. Cancer Res. 73, 5730-5741 (2013).
  7. Arai, D., et al. Characterization of the cell of origin and propagation potential of the fibroblast growth factor 9-induced mouse model of lung adenocarcinoma. J. Pathol. 235, 593-605 (2015).
  8. Paraffin processing of tissue. , Available from: http://protocolsonline.com/histology/sample-preparation/paraffin-processing-of-tissue/ (2012).
  9. Curtis, S. J., et al. Primary tumor genotype is an important determinant in identification of lung cancer propagating cells. Cell Stem Cell. 7, 127-133 (2010).
  10. Lau, A. N., et al. Tumor-propagating cells and Yap/Taz activity contribute to lung tumor progression and metastasis. EMBO J. 33, 468-481 (2014).
  11. Santos, A. M., Jung, J., Aziz, N., Kissil, J. L., Puré, E. Targeting fibroblast activation protein inhibits tumor stromagenesis and growth in mice. J Clin Invest. 119, 3613-3625 (2009).
  12. Zinn, K. R., et al. Noninvasive Bioluminescence Imaging in Small Animals. ILAR J. 49, 103-115 (2008).
  13. Yao, R., Lecomte, R., Crawford, E. S. Small-Animal PET: What Is It, and Why Do We Need It. J Nucl Med Technol. 40, 157-165 (2012).
  14. Haruyama, N., Cho, A., Kulkarni, A. B. Overview: Engineering transgenic constructs and mice. Curr Protoc Cell Biol. , Chapter 19, Unit 19.10 (2009).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Micro CTLung CancerMouse ModelTumor DevelopmentTreatment ResponseImage AnalysisAnesthesia ProtocolHistological ValidationFGFR InhibitorDoxycycline Induction

Related Articles