Przerzuty do mózgu stały się pilną, niezaspokojoną potrzebą medyczną, ponieważ częstość ich występowania wzrosła, podczas gdy opcje terapeutyczne pozostały paliatywne. Tworzenie eksperymentalnych modeli zwierzęcych przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej ułatwia badania mechanistyczne biologii choroby i ocenę nowych schematów interwencji.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wstrzyknięcie komórek raka tętnicy szyjnej w celu wytworzenia mysich modeli przerzutów do mózgu
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Przerzuty, rozprzestrzenianie się i wzrost złośliwych komórek w drugorzędnych miejscach w ciele pacjenta, odpowiadają za > 90% zgonów związanych z rakiem. Niedawne imponujące postępy w nowatorskich terapiach znacznie wydłużyły przeżycie i poprawiły jakość życia wielu pacjentów z rakiem. Niestety, częstość nawrotów przerzutów do mózgu szybko rośnie, a wszystkie obecne terapie mają jedynie charakter paliatywny. W związku z tym pilnie potrzebne są dobre eksperymentalne modele zwierzęce, aby ułatwić dogłębne badania biologii choroby i ocenić nowe schematy terapeutyczne do oceny przedklinicznej. Jednak standardowy test >przerzutów in vivo poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do żyły ogonowej powoduje głównie zmiany przerzutowe do płuc; Zwierzęta zwykle poddają się obciążeniu nowotworem płuc przed jakimkolwiek znaczącym przerzutem do mózgu. Wstrzyknięcie dosercowe komórek nowotworowych powoduje zmiany przerzutowe do wielu miejsc narządów, w tym mózgu; Jednak zmienność wzrostu guza wytwarzana za pomocą tego modelu jest duża, co osłabia jego użyteczność w ocenie skuteczności terapeutycznej. Aby wygenerować wiarygodne i spójne modele zwierzęce do badania przerzutów do mózgu, tutaj opisujemy procedurę wytwarzania eksperymentalnych przerzutów do mózgu u myszy domowej (Mus musculus) poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej. Takie podejście pozwala na wyprodukowanie dużej liczby myszy z przerzutami do mózgu o podobnej charakterystyce wzrostu i śmiertelności, ułatwiając w ten sposób wysiłki badawcze mające na celu zbadanie podstawowych mechanizmów biologicznych i ocenę nowych środków terapeutycznych.
Wprowadzenie
Przerzuty raka do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są wyniszczającą chorobą i mogą dotyczyć zarówno miąższu mózgu, jak i opon mózgowych ("przerzuty do mózgu" odnoszą się do obu w tym artykule). Jest to dominujący nowotwór złośliwy wewnątrzczaszkowy, przewyższający liczebnie glejaki pierwotne o > 10:11,2. Rak płuc, rak piersi i czerniak to trzy główne choroby nowotworowe, które powodują dużą częstość występowania przerzutów do mózgu3,4. W ostatnich latach imponujące postępy w nowatorskich terapiach przeciwnowotworowych znacznie wydłużyły przeżycie i poprawiły jakość życia wielu pacjentów onkologicznych. Jednak po nawrocie częstość występowania przerzutów do mózgu gwałtownie rośnie. Na przykład przeciwciało anty-HER2 trastuzumab (Herceptin) wykazało znaczącą skuteczność kliniczną u pacjentek z rakiem piersi HER2+; U tych pacjentów pojawił się jednak niepokojący trend: u 1/3 osób, u których pozaczaszkowa choroba układowa początkowo odniosła korzyści z leczenia trastuzumabem, później rozwijają się przerzuty do mózgu5,6,7. Niestety, pacjenci z przerzutami do mózgu są oporni na prawie wszystkie obecne metody leczenia, zwykle doświadczając traumatycznego pogorszenia jakości życia, a ich roczne przeżycie po diagnozie wynosi tylko ~ 20%8. Obecne terapie przerzutów do mózgu (w tym sterydy, radioterapia czaszki i chirurgiczna resekcja u wybranych pacjentów) są jedynie paliatywne, a nie lecznicze9. W związku z tym przerzuty do mózgu stają się kolejnym imponującym wyzwaniem w erze nowatorskich terapii przeciwnowotworowych. Aby sprostać niespełnionym wyzwaniom, z którymi pacjenci borykają się każdego dnia w klinice, musimy pilnie lepiej zrozumieć mechanizm leżący u podstaw przerzutów do mózgu i wykorzystać tę wiedzę do opracowania nowych terapii.
Udana kolonizacja mózgu przez przerzutowe komórki rakowe wymaga wykonania szeregu funkcji, w których pośredniczy zawiłe oddziaływanie wielu biologicznych graczy, takich jak ominięcie bariery krew-mózg (BBB) i ucieczka od wewnętrznych mechanizmów obrony immunologicznej mózgu10, z których żadna nie jest rekapitulowana w systemie ex vivo lub in vitro. W związku z tym właściwe i wierne modele in vivo mają kluczowe znaczenie dla badań nad przerzutami do mózgu. Konwencjonalny test przerzutów in vivo wprowadza komórki rakowe poprzez wstrzyknięcie żyły ogonowej, co prowadzi do utknięcia większości komórek w płucach. Zmiany przerzutowe do mózgu są rzadko wytwarzane w tych modelach przed śmiercią zwierzęcia spowodowaną obciążeniem guzem w płucach11. Bezpośrednie wstrzyknięcie domózgowe komórek rakowych powoduje stały wzrost guza w OUN i jest szeroko stosowane w badaniach nad pierwotnymi glejakami. Jednak takie wstrzyknięcie narusza barierę krew-mózg i powoduje uraz w miejscu wstrzyknięcia, co jest głównym powodem do niepokoju co do fizjologicznego znaczenia tego modelu. Inna często stosowana droga wprowadzania komórek rakowych, wstrzyknięcie dosercowe, jest łatwa do podania i powoduje eksperymentalne przerzuty do OUN. Jednak zawsze powstają równoczesne przerzuty do narządów innych niż OUN i mogą powodować śmiertelność zwierząt11; W związku z tym wysoki stopień zmienności tego modelu sprawia, że nie nadaje się on do ilościowej oceny mechanizmów biologicznych lub środków terapeutycznych z ograniczoną liczbą zwierząt.
Tutaj opisujemy procedury wytwarzania eksperymentalnych przerzutów do mózgu poprzez wstrzykiwanie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wspólnej. Zastosowaliśmy to podejście do analizy udziału poszczególnych genów w kaskadzie przerzutów do mózgu oraz do oceny skuteczności interwencji terapeutycznych12,13. Głównymi zaletami tego podejścia są wysoki stopień odtwarzalności i niski stopień zmienności; Główną wadą jest wyrafinowanie i zręczność wymagane do wykonania mikrooperacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Oświadczenie etyczne: Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania (IACUC) The University of Texas MD Anderson Cancer Center.
1. Przygotuj komórki rakowe do wstrzyknięcia
- Wysiewaj komórki rakowe na jeden lub dwa dni przed wstrzyknięciem. Stosować pożywki DMEM/F12 uzupełnione 10% FBS, chyba że w literaturze wskazano specjalistyczną pożywkę dla określonej linii komórkowej.
- W dniu operacji chirurgicznej należy pobrać komórki, gdy osiągną 70 - 80% zbieżności, najpierw przemywając je pożywką bez surowicy raz przed trypsynizacją (0,25%) przez 1 - 2 minuty w temperaturze 37 °C. Dodać do komórek 10% pożywki zawierającej FBS DMEM/F12, aby wygasić 0,25% trypsyny.
- Odwirować komórki w stężeniu 80 × g przez 3 minuty. Dwukrotnie umyć komórki w podłożu bez surowicy, aby usunąć resztki surowicy, policzyć komórki za pomocą hemocytometru i ponownie zawiesić w zrównoważonym roztworze soli Hanka (HBSS) w stężeniu 1 - 5 × 106 komórek/ml, w zależności od linii komórkowej. Przechowywać na lodzie do momentu wstrzyknięcia.
UWAGA: W tym badaniu wykorzystano komórki raka piersi MDA-MB-231 i komórki czerniaka K1735, a obie linie komórkowe wykorzystano w stężeniu 2 × 106 komórek/ml. Utrzymuj czas trwania trypsynizacji tak krótko, jak to możliwe, ponieważ nadmierne leczenie może wpłynąć na wyniki testów przerzutów.
2. Przygotowanie myszy do wstrzyknięcia komórek nowotworowych
- Znieczulenie myszy poprzez dootrzewnowe (i.p.) wstrzyknięcie koktajlu ketamina/ksylazyna (ketamina 100 mg/kg, ksylazyna 10 mg/kg).
- Potwierdź pełne znieczulenie, szczypiąc stopy zwierzęcia i obserwuj brak odpowiedzi.
- Umieść mysz na szklanej płytce (używanej do odlewania żeli białkowych) i zabezpiecz gumkami.
- W razie potrzeby usuń włosy z szyi, goląc się lub nakładając niewielką ilość produktu do depilacji i wycierając włosy ręcznikiem papierowym. UWAGA: Jeśli używasz nagich myszy, pomiń ten krok, ponieważ nie mają one włosów na ciele.
- Oczyść skórę szyi, stosując powidon-jod i 70% alkohol.
- Umieść mysz na stoliku mikroskopu preparacyjnego
- Wykonaj nacięcie w skórze o długości ~ 1 cm za pomocą skalpela chirurgicznego.
- Tępo wypreparuj mięsień za pomocą ząbkowanych kleszczy, aby odsłonić tętnicę szyjną pod spodem.
- Oddziel tętnicę szyjną od sąsiedniego nerwu błędnego za pomocą kleszczy chirurgicznych.
- Za pomocą kleszczy chirurgicznych oddziel trochę bawełny od wacika, zwilż i ułóż w mniejszy wacik. Umieścić ten nawilżony buforem wacik pod tętnicą szyjną w zamierzonym miejscu wstrzyknięcia.
- Umieść szew dystalnie i proksymalnie do wacika i zrób luźne węzły. Zacisnąć węzeł proksymalny, aby zablokować przepływ krwi do miejsca wstrzyknięcia.
- Kontynuuj wstrzyknięcie komórki rakowej, jeśli tętnica szyjna na waciku wydaje się być pod pełnym ciśnieniem ze świeżą czerwoną krwią.
3. Wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej
- Wykonaj wir i wciągnij 100 μl komórek rakowych do strzykawki.
- Pod mikroskopem preparacyjnym powoli włóż igłę 31 G (skosem do góry) do światła tętnicy szyjnej znajdującej się na wierzchu wacika.
- Powoli wstrzyknąć komórki ze strzykawki do tętnicy szyjnej. Udane wstrzyknięcie można zaobserwować pod mikroskopem po zmianie koloru pobliskich naczyń krwionośnych i mięśni, gdy buforowane komórki rakowe są wpychane do krążenia.
- Po zakończeniu wstrzykiwania całej objętości należy delikatnie unieść dystalną tętnicę szyjną, aby zapobiec niedomykalności.
- Szybko zaciśnij węzeł dystalny, aby zakończyć proces wstrzykiwania.
- Po zakończeniu iniekcji należy zacisnąć ligatury i przyciąć nadmiar jedwabnego szwu za pomocą mikronożyczek pod mikroskopem preparacyjnym. Cofnij oddzielony mięsień, aby zakryć miejsce rany. Zamknij skórę dwoma zszywkami.
4. Rekonwalescencja chirurgiczna
- Przenieś operowane zwierzę na poduszkę grzewczą w celu odzyskania zdrowia. Odzyskanie przytomności przez zwierzęta może zająć 30 - 60 minut. W międzyczasie należy podawać buprenorfinę (0,05 mg/kg) we wstrzyknięciu podskórnym jako znieruchoność pooperacyjną. Uwaga: Analgezja powinna być zapewniona zgodnie z lokalnym protokołem zatwierdzonym przez IACUC.
- Gdy zwierzęta się obudzą i powrócą do normalnego zachowania, przywróć myszy do ich miejsca utrzymania. Zapewnij myszom żelowy pokarm przez kilka dni po operacji. Prowadź dokumentację chirurgiczną i przechowuj ją w pokoju.
5. Nieinwazyjne obrazowanie in vivo
- W przypadku komórek znakowanych konstruktami reporterowymi lucyferazy zmierz skuteczność wstrzykiwania komórek rakowych za pomocą systemu obrazowania in vivo14.
UWAGA: Obrazowania nie wykonuje się w dniu wstrzyknięcia, aby uniknąć nadmiernego stresu u zwierząt badawczych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Istnieją dwa momenty, w których można ocenić jakość wstrzyknięcia. Pierwszą okazją jest obserwacja operatora dotycząca zmiany barwy naczyń krwionośnych podczas procedury. Wycieki powstałe w wyniku wadliwego wstrzyknięcia można łatwo zaobserwować pod mikroskopem stereoskopowym. Stabilne i bezpieczne ułożenie ciała myszy (Rysunek 1A) oraz jej tętnicy szyjnej (Rysunek 1B) na wspierającej kulce waty są krytycznymi czynnikami dla sprawnego i udanego wstrzyknię...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Najważniejszymi etapami udanego wstrzyknięcia komórek rakowych do tętnicy szyjnej są: 1) głębokie znieczulenie myszy w ramach przygotowań do operacji chirurgicznej; 2) stałe umieszczenie tętnicy szyjnej na podporze bawełnianym; 3) ścisłe podwiązanie tętnicy szyjnej po udanym wstrzyknięciu.
Głębokie znieczulenie trwające ~ 30 min jest zwykle konieczne do stabilnego wykonania operacji pod mikroskopem preparacyjnym. Używamy komercyjnie gotowego do użycia koktajlu ketamina/ksylazyna do znieczuleni...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy nie mają żadnych podziękowań.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Roztwór chlorowodorku ketaminy/chlorowodorku ksylazyny | Sigma-Aldrich | K113 | |
| Rutynowy mikroskop stereoskopowy Leica M50 | Leica | M50 | Mikroskop jest modułowy i wysoce konfigurowalny, aby dopasować się do określonych wymagań przestrzennych. |
| Chirurgiczny jednorazowy scapel | Integra Miltex | 4-410 | do wykonywania nacięć skóry |
| Kleszcze do tkanek - 1 x 2 zęby | Fine Science Tools | 11021-12 | do preparowania śluzów |
| Dumont #5 - Kleszcze do lustrzanego wykończenia | Fine Science Tools | 11252-23 | do oddzielenia i przygotowania tętnicy szyjnej do wstrzyknięcia |
| Nożyczki sprężynowe | Fine Science Tools | 15025-10 | do cięcia szwów |
| EZ Clip Kit | Stoelting | 59020 | do |
| strzykawki insulinowej Cloure BD | Becton Dickinson | 328438 | do wstrzykiwań komórkowych |
| IVIS Spectrum In Vivo System obrazowania | PerkinElmer | 124262 |
Bibliografia
- Gavrilovic, I. T., Posner, J. B. Brain metastases: epidemiology and pathophysiology. J Neurooncol. 75 (1), 5-14 (2005).
- Patchell, R. A. The management of brain metastases. Cancer Treat Rev. 29 (6), 533-540 (2003).
- Barnholtz-Sloan, J. S., et al. Incidence proportions of brain metastases in patients diagnosed (1973 to 2001) in the Metropolitan Detroit Cancer Surveillance System. J Clin Oncol. 22 (14), 2865-2872 (2004).
- Schouten, L. J., Rutten, J., Huveneers, H. A., Twijnstra, A. Incidence of brain metastases in a cohort of patients with carcinoma of the breast, colon, kidney, and lung and melanoma. Cancer. 94 (10), 2698-2705 (2002).
- Bendell, J. C., et al. Central nervous system metastases in women who receive trastuzumab-based therapy for metastatic breast carcinoma. Cancer. 97 (12), 2972-2977 (2003).
- Clayton, A. J., et al. Incidence of cerebral metastases in patients treated with trastuzumab for metastatic breast cancer. Br J Cancer. 91 (4), 639-643 (2004).
- Romond, E. H., et al. Trastuzumab plus adjuvant chemotherapy for operable HER2-positive breast cancer. N Engl J Med. 353 (16), 1673-1684 (2005).
- Mayer, M. A patient perspective on brain metastases in breast cancer. Clin Cancer Res. 13 (6), 1623-1624 (2007).
- Lin, N. U., Bellon, J. R., Winer, E. P. CNS metastases in breast cancer. J Clin Oncol. 22 (17), 3608-3617 (2004).
- Zhang, C., Yu, D. Microenvironment determinants of brain metastasis of brain metastasis. Cell Biosci. 1 (1), 8(2011).
- Fidler, I. J., Nicolson, G. L. Organ selectivity for implantation survival and growth of B16 melanoma variant tumor lines. J Natl Cancer Inst. 57 (5), 1199-1202 (1976).
- Zhang, L., et al. Microenvironment-induced PTEN loss by exosomal microRNA primes brain metastasis outgrowth. Nature. 527 (7576), 100-104 (2015).
- Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Res. 73 (18), 5764-5774 (2013).
- Lim, E., Modi, K. D., Kim, J. In vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using IVIS spectrum. J Vis Exp. (26), (2009).
- Zhang, C., Zhang, F., Tsan, R., Fidler, I. J. Transforming growth factor-beta2 is a molecular determinant for site-specific melanoma metastasis in the brain. Cancer Res. 69 (3), 828-835 (2009).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
