Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy

10.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58287

⸱

5 października 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Optometry and Vision Sciences, University of Melbourne

W tym artykule

Podsumowanie

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane przez zastosowanie szwu okołokończynowego u szczurów i myszy, co prowadzi do funkcjonalnego i strukturalnego pogorszenia komórek zwojowych siatkówki zgodnego z jaskrą.

Streszczenie

Szew okołolimbalny to technika wywoływania eksperymentalnej jaskry u gryzoni poprzez chroniczne podnoszenie ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP), dobrze znanego czynnika ryzyka jaskry. Niniejszy protokół przedstawia przewodnik krok po kroku dotyczący tej techniki u szczurów Long Evans i myszy C57BL/6. W znieczuleniu ogólnym zakłada się szew "sznurkowy w torebce" na spojówce, wokół równika i za rąbkiem oka. Drugie oko służy jako nieleczona kontrola. W czasie trwania naszego badania, który wynosił 8 tygodni dla szczurów i 12 tygodni dla myszy, ciśnienie wewnątrzgałkowe pozostawało podwyższone, co regularnie mierzono za pomocą tonometrii z odbicia u przytomnych zwierząt bez znieczulenia miejscowego. U obu gatunków zszyte oczy wykazywały cechy elektroretinogramu zgodne z preferencyjną dysfunkcją siatkówki wewnętrznej. Optyczna koherentna tomografia wykazała selektywne ścieńczenie warstwy włókien nerwowych siatkówki. Histologia siatkówki szczura w przekroju poprzecznym wykazała zmniejszoną gęstość komórek w warstwie komórek zwojowych, ale brak zmian w innych warstwach komórkowych. Barwienie płasko zamontowanych siatkówek myszy markerem specyficznym dla komórek zwojowych (RBPMS) potwierdziło utratę komórek zwojowych. Szew okołorakowy jest prostym, mało inwazyjnym i opłacalnym sposobem na wywołanie nadciśnienia ocznego, które prowadzi do uszkodzenia komórek zwojowych zarówno u szczurów, jak i myszy.

Wprowadzenie

Modele zwierzęce stanowią ważną platformę do badań laboratoryjnych procesów komórkowych leżących u podstaw patogenezy jaskry, a także do oceny potencjalnych interwencji terapeutycznych. Opracowano kilka indukowalnych modeli w celu uzyskania trwałego wzrostu ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP), najważniejszego czynnika ryzyka jaskry. Metody, które zostały zastosowane w celu podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego, obejmują: hipertoniczne wstrzyknięcie soli fizjologicznej do żył nadtwardówkowych1, laserowa fotokoagulacja siatki beleczkowej2 lub żył rąbkowych3, oraz dokomorowe wstrzykiwanie substancji, takich jak czerwone krwinki duchowe4, microbeads5,6 i środki lepkosprężyste7. Każde podejście ma swoje zalety i ograniczenia.

Dobry model jaskry powinien naśladować proces chorobowy, z minimalnymi komplikacjami, takimi jak uraz, stan zapalny i zmętnienie mediów. Powikłania te są często związane z procedurami stosowanymi w celu wywołania podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego i mogą zakłócać interpretację wyników. Na przykład wykazano, że paracenteza komory przedniej, nawet gdy nie zostaną wprowadzone obce substancje, powoduje uraz i stan zapalny, który nie jest reprezentatywny dla typowej zmiany jaskry8,9. Oprócz tego, jak ważne jest unikanie stanu zapalnego, utrzymanie przejrzystości optycznej ułatwia obrazowanie in vivo i elektrofizjologię w celu monitorowania postępu choroby. Chociaż nie jest jasne, w jakim stopniu te powikłania mogą wpływać na badania nad chorobą, lepiej unikać penetracji oka podczas indukcji modelu. Podejście do szwów okołolimbowych pozwala uniknąć penetracji gałki i ułatwia podłużną ocenę struktury i funkcji siatkówki in vivo. Co ważniejsze, model ten różni się od poprzednich zdolnością do przywrócenia IOP do wartości wyjściowych poprzez usunięcie szwu w razie potrzeby. Normalizacja IOP może być przydatna do badania komórkowych i molekularnych korelatów odwracalnych i nieodwracalnych uszkodzeń komórek zwojowych10,11,12,13,14.

Ten artykuł skupia się na technice indukcji modelu. Charakterystykę uszkodzenia siatkówki wywołanego przez ten model u szczurów i myszy można znaleźć bardziej szczegółowo gdzie indziej15,16,17,18,19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały przeprowadzone zgodnie z Australijskim Kodeksem Postępowania w Opiece i Wykorzystywaniu Zwierząt do Celów Naukowych, ustalonym przez Narodową Radę Zdrowia i Badań Medycznych w Australii. Zatwierdzenie etyczne uzyskano od Komitetu ds. Etyki Zwierząt Instytutu Howarda Floreya (numer zatwierdzenia 13-044-UM i 13-068-UM odpowiednio dla szczurów i myszy).

1. Pomiar ciśnienia wewnątrzgałkowego u przytomnych szczurów

  1. Ustaw laboratoryjny tonometr odbicia na ustawienie szczura. Owiń obudzonego szczura w kawałek miękkiej szmatki, aby uspokoić zwierzę. Odsłoń głowę i szyję. Delikatnie chwyć tułów jedną ręką, tak aby grzbiet zwierzęcia opierał się o klatkę piersiową badacza.
    UWAGA: Znieczulenie miejscowe nie jest wymagane.
  2. Drugą ręką przyłóż tonometr odbicia w pobliże oka szczura, tak aby końcówka sondy IOP znajdowała się w odległości około 2-3 mm od wierzchołka rogówki i była do niego prostopadła. Prawą ręką zmierz ciśnienie wewnątrzgałkowe w prawym oku zwierzęcia, a lewą ręką – lewym okiem.
  3. Poczekaj kilka sekund, aż szczur się uspokoi i naciśnij raz przycisk pomiaru. Obserwuj, jak końcówka sondy IOP delikatnie uderza raz w wierzchołek rogówki; i usłysz raz sygnał dźwiękowy tonometru odbicia.
    UWAGA: Pojedynczy sygnał dźwiękowy tonometru potwierdza pomyślny pomiar, który można odczytać z ekranu LCD. Podwójny sygnał dźwiękowy oznacza błąd pomiaru. Błędy pomiarowe mogą wynikać z takich czynników, jak niewłaściwa odległość robocza między sondą a rogówką, nadmierne pochylenie orientacji tonometru lub uderzenie sondy w powiekę lub niecentralną część rogówki. Zapoznaj się z instrukcją obsługi tonometru odbicia producenta, aby uzyskać więcej informacji na temat błędów pomiaru.
  4. Powtórz krok 1.3 dziesięć razy w odstępie 1-2 sekund, na podstawie tych pomiarów uzyskaj średnią wartość IOP dla tego punktu czasowego. Zresetuj tonometr po 5odczycie.
  5. W przypadku monitorowania szeregowego mierz IOP o tej samej porze dnia i w stałych warunkach oświetleniowych, aby zminimalizować wahania spowodowane dobowym cyklem IOP20,21.

2. Pomiar ciśnienia wewnątrzgałkowego u świadomych myszy

  1. Ustaw tonometr odbicia na ustawienie myszy zgodnie z instrukcją producenta.
  2. Aby ręcznie przytrzymać mysz, umieść ją na górze klatki grillowej i delikatnie pociągnij ogon do tyłu.
    UWAGA: Spowoduje to, że zwierzę chwyci się metalowej kratki przednimi nogami i spróbuje pociągnąć się do przodu, co nieznacznie rozciągnie jego ciało.
    1. Drugą ręką chwyć luźną skórę bezpośrednio za uszami. Zabezpiecz dolną część ciała zwierzęcia, trzymając ogon między palcem serdecznym a środkowym (lub między małym palcem a dłonią).
      UWAGA: Staraj się nie chwytać skóry zbyt mocno, aby uniknąć uduszenia i wywierania nacisku na oczy.
  3. Wolną ręką (początkowo trzymając ogon) przyłóż tonometr odbicia do oka myszy, tak aby końcówka sondy IOP znajdowała się w odległości około 2 - 3 mm od wierzchołka rogówki i była do niego prostopadła. Aby zmierzyć drugie oko, obróć mysz tak, aby drugie oko znalazło się teraz przed tonometrem.
  4. Poczekaj, aż mysz się uspokoi i naciśnij raz przycisk pomiaru. Obserwuj, jak końcówka sondy IOP delikatnie uderza w wierzchołek rogówki; z pojedynczym sygnałem dźwiękowym potwierdzającym pomyślny pomiar.
    UWAGA: Podwójny sygnał dźwiękowy oznacza błąd pomiaru. Pomocne może być poproszenie drugiego eksperymentatora o odczytanie i udokumentowanie odczytów IOP, podczas gdy pierwszy eksperymentator wykonuje pomiary.
  5. Powtórz krok 2.4, aby uzyskać dziesięć udanych odczytów w celu uzyskania IOP. Zresetuj tonometr po 5odczycie. Pozostaw przerwę 1 - 2 sekundy między odczytami.
  6. Zgodnie z pomiarem seryjnym u szczurów, zmierz ciśnienie IOP myszy o tej samej porze dnia i w stałych warunkach oświetleniowych.

3. Indukcja wzrostu ciśnienia wewnątrzgałkowego u znieczulonych szczurów i myszy

  1. Wyczyść stół chirurgiczny 0,5% chlorheksydyną w 70% etanolu. Przykryj ławkę sterylnymi zasłonami. Wcześniej należy sterylizować w autoklawie cały sprzęt chirurgiczny. Upewnij się, że wszyscy eksperymentatorzy noszą odpowiednie środki ochrony osobistej (maski chirurgiczne, fartuchy i wysterylizowane rękawiczki).
  2. Aby wywołać znieczulenie ogólne, umieść zwierzę w komorze indukcyjnej. Dostarczyć 3 - 3,5% izofluranu zO2 przy natężeniu przepływu 3 l/min.
    1. Utrzymuj znieczulenie 1,5% izofluranem w dawce 2 l/min podawane przez maskę na twarz gryzonia przez cały czas trwania operacji. Zapewnij wystarczającą głębokość znieczulenia przy braku odruchu szczypania łapy.
    2. Unikaj depresji oddechowej, dostosowując natężenie przepływu w razie potrzeby, aby utrzymać częstość oddechów na poziomie około 60 oddechów/min.
  3. Losowo wybierz jedno oko, aby wywołać nadciśnienie oczne, a oko przeciwległe służy jako nieleczona kontrola. Wkraść jedną kroplę 0,5% proksmetakainy roztworu okulistycznego do znieczulenia miejscowego. Aby oczyścić powierzchnię oka, przepłucz oko 3 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
  4. Przykryj zwierzę sterylnym, fenestrowanym obłożeniem chirurgicznym, odsłaniając oko do zszycia.
  5. Wykonaj szew sznurkowy na spojówce opuszkowej na całym świecie. U szczurów splot nylonowy szew 7/0 równolegle i 2 mm z tyłu do rąbka (Ryc. 1). U myszy umieść nylonowy szew 10/0 na 1 mm z tyłu rąbka.
    1. Uważaj, aby nie przeniknąć do twardówki. Nagłe rozszerzenie źrenic podczas zabiegu chirurgicznego wskazuje, że twardówka prawdopodobnie została przeniknięta.
    2. Zakotwicz szew na spojówce za pomocą 5-6 punktów kotwiczenia u szczurów i 4-5 punktów kotwiczenia u myszy.
    3. Unikaj bezpośredniego ucisku na główne żyły nadtwardówkowe, przewlekając szew pod spojówką na skrzyżowaniu tych żył.
      UWAGA: Chociaż zalecamy unikanie ucisku głównej żyły nadtwardówkowej u szczurów, nie jest to rutynowo wykonywane u myszy ze względu na słabą widoczność tych żył w oczach myszy. Nawet jeśli główne żyły nie są bezpośrednio ściśnięte, jest prawdopodobne, że mniejsze naczynia w splocie żyły nadtwardówkowej są pod ciśnieniem, co może być czynnikiem przyczyniającym się do utrzymującego się wzrostu ciśnienia wewnątrzgałkowego (patrz Dyskusja na temat mechanizmu podnoszenia ciśnienia wewnątrzgałkowego).
  6. Zapnij szew ze sznurkiem do torebki, zawiązując węzeł, a następnie drugi prosty węzeł (Rysunek 1). Aby uniknąć zbyt wysokiego skoku ciśnienia wewnątrzgałkowego po operacji, poproś asystenta o zmierzenie ciśnienia wewnątrzgałkowego bezpośrednio przed zawiązaniem drugiego węzła.
    1. Jeśli okaże się, że ciśnienie wewnątrzgałkowe jest zbyt wysokie, wyreguluj węzeł poślizgowy, częściowo zwalniając napięcie na jednym końcu szwu (strzałka w Rysunek 1A).
    2. Po osiągnięciu pożądanego ciśnienia wewnątrzgałkowego (najlepiej 30 - 60 mmHg u szczurów lub 30 - 40 mmHg u myszy), zawiąż drugi węzeł, utrzymując ciągłą siłę ciągnącą na tym końcu szwu (strzałka w Rysunek 1A).
    3. Po zaciśnięciu drugiego węzła przytnij końce szwu, aby zminimalizować uczucie ciała obcego. Monitorować zwierzę podczas rekonwalescencji po znieczuleniu ogólnym.
      UWAGA: Ważne jest, aby podczas wiązania pierwszego węzła używać węzła slipknot, aby zapewnić odpowiednią kompresję wewnętrzną na oko. Po kilku tygodniach zwykle zauważa się, że końce osadzają się w spojówce.

4. Monitorowanie IOP

  1. Wykonaj pierwszy pomiar ciśnienia wewnątrzgałkowego 2 minuty po operacji w znieczuleniu izofluranem. Następnie monitoruj ciśnienie wewnątrzgałkowe, gdy gryzoń odzyska przytomność, zgodnie z wyżej wymienionymi krokami 1 i 2.
    UWAGA: Monitoruj ciśnienie wewnątrzgałkowe dwa razy w ciągu pierwszego dnia (2 minuty i 1 godzina), codziennie w pierwszym tygodniu, a następnie raz lub dwa razy w tygodniu.

5. Oznaczanie struktury i funkcji siatkówki

  1. W pożądanym eksperymentalnym punkcie końcowym (w tym przypadku po 8 tygodniach u szczurów i 12 tygodniach u myszy), w znieczuleniu ogólnym przy użyciu dootrzewnowego wstrzyknięcia ketaminy/ksylazyny, zmierz czynność siatkówki za pomocą elektroretinogramu przystosowanego do ciemności (ERG), jak opisano bardziej szczegółowo w innym miejscu15,16,17.
    UWAGA: Stwierdziliśmy silną dysfunkcję komórek zwojowych, ścieńczenie warstwy włókien nerwowych siatkówki i utratę komórek zwojowych przez okres od 8 do 12 tygodni. Inni z powodzeniem zastosowali dłuższe okresy podnoszenia ciśnienia IOP14,15.
  2. Bezpośrednio po pomiarze ERG zmierz grubość warstwy włókien nerwowych siatkówki (RNFL) i całkowitą grubość siatkówki za pomocą spektralnej koherentnej tomografii optycznej w domenie spektralnej (SD-OCT) 16,18.
  3. Pod koniec badania podłużnego poddać zwierzęta eutanazji w głębokim znieczuleniu.
    1. Wypreparuj siatkówkę pod kątem histologii18, na przykład barwienie immunologiczne całej siatkówki przy użyciu przeciwciała specyficznego dla komórek zwojowych siatkówki (RGC), takiego jak białko wiążące RNA z przeciwciałem wielokrotnego splicingu (RBPMS) lub specyficzne dla mózgu białko homeobox/domena POU 3A (Brn3a)16,19,22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Poniższe wyniki uzyskane u szczurów18 i myszy16 zostały opisane wcześniej i są tutaj podsumowane. Szew okołolimbalny wywołał podobny wzorzec wzrostu IOP u szczurów i myszy (Rysunek 2). Krótkotrwały skok IOP, do 58,1 ± 2,7 mmHg u szczurów i 38,7 ± 2,2 mmHg u myszy, odnotowano bezpośrednio po zabiegu szycia. U szczurów wartość IOP stopniowo malała w czasie, osiągając odpowiednio 44 ± 6 mmHg i 32 ± 2 mmHg po 3 i 24...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Szew okołokończynowy to nowy model przewlekłego nadciśnienia ocznego. Oprócz badań, z których pochodzą reprezentatywne wyniki16,18, ten model zwierzęcy został wykorzystany w wielu ostatnich badaniach 15,23,24,25,26. Porównanie tych poprzednich raportów pokazuje, że metoda daje powtarzalne wyniki, w tym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca jest finansowana przez National Health and Medical Research Council of Australia (1046203), Australian Research Council Future Fellowship (FT130100338).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
sól fizjologiczna naturalnaBaxter International IncAHB1323Utrzymuj nawilżenie rogówki podczas operacji
Chlorheksadina 0,5%Orion Laboratories27411, 80085Dezynfekcja narzędzia chirurgicznego
Isoflurane 99,9%Abbott Australasia Pty LtdCAS 26675-46-7Nazwa własna: Isoflo • Znieczulenie wziewne. Farmaceutyczny środek znieczulający wziewny zmieszany z gazowym tlenem do zabiegu szycia
lubrykant do oczuAlcon Laboratories 1618611Nazwa własności: Delikatny lubrykant do oczu, który utrzymuje nawilżenie drugiego oka
Uchwyt igły (mikrochirurgia)World Precision Instruments555419NTDo trzymania igły podczas operacji oka
Proxymetacaine 0,5%Alcon Laboratories CAS 5875-06-9Miejscowe znieczulenie oka
Nożyczki (mikrochirurgia)World Precision Instruments501232Do wycinania nadmiernej ilości szycia podczas podwiązania
Serweta chirurgicznaNiezbędne materiały medyczneGM29-612EEZapewnij sterylne środowisko podczas operacji
Igła do szycia dla szczurów (mikrochirurgia)Igły medyczne Ninbo1511098-0 szew nylonowy mocowany okrągłą igłą, krawędź tnąca 3/8, dwuigłowa, długość szwu 30cm
Igła do szwów dla myszy (mikrochirurgia)Igły medyczne Ninbo16090510-0 szew nylonowy mocowany okrągłą igłą, krawędź tnąca 3/8, dwuigłowa, długość szwu 30cm
Pęseta (mikrochirurgia)World Precision Instruments500342Manipuluj tkankami podczas operacji oka
tonometrodbiciaTONOLAB, iCare, Helsinki, FinlandiaTV02do monitorowania ciśnienia wewnątrzgałkowego

Bibliografia

  1. Morrison, J. C., et al. A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage. Experimental Eye Research. 64 (1), 85-96 (1997).
  2. Feng, L., Chen, H., Suyeoka, G., Liu, X. A laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension to characterize visual defects. Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).
  3. Chiu, K., Chang, R., So, K. F. Laser-induced chronic ocular hypertension model on SD rats. Journal of Visualized Experiments. (10), 549(2007).
  4. Quigley, H. A., Addicks, E. M. Chronic experimental glaucoma in primates. I. Production of elevated intraocular pressure by anterior chamber injection of autologous ghost red blood cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 19 (2), 126-136 (1980).
  5. Bunker, S., et al. Experimental glaucoma induced by ocular injection of magnetic microspheres. Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).
  6. Weber, A. J., Zelenak, D. Experimental glaucoma in the primate induced by latex microspheres. Journal of Neuroscience Methods. 111 (1), 39-48 (2001).
  7. Moreno, M. C., et al. A new experimental model of glaucoma in rats through intracameral injections of hyaluronic acid. Experimental Eye Research. 81 (1), 71-80 (2005).
  8. Hoyng, P. F., Verbey, N., Thorig, L., van Haeringen, N. J. Topical prostaglandins inhibit trauma-induced inflammation in the rabbit eye. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (8), 1217-1225 (1986).
  9. Kezic, J. M., Chrysostomou, V., Trounce, I. A., McMenamin, P. G., Crowston, J. G. Effect of anterior chamber cannulation and acute IOP elevation on retinal macrophages in the adult mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (4), 3028-3036 (2013).
  10. Waisbourd, M., et al. Reversible structural and functional changes after intraocular pressure reduction in patients with glaucoma. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 254 (6), 1159-1166 (2016).
  11. Foulsham, W. S., Fu, L., Tatham, A. J. Visual improvement following glaucoma surgery: a case report. BMC Ophthalmology. 14, 162(2014).
  12. Anderson, A. J., Stainer, M. J. A control experiment for studies that show improved visual sensitivity with intraocular pressure lowering in glaucoma. Ophthalmology. 121 (10), 2028-2032 (2014).
  13. Ventura, L. M., Feuer, W. J., Porciatti, V. Progressive loss of retinal ganglion cell function is hindered with IOP-lowering treatment in early glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (2), 659-663 (2012).
  14. Zhao, D., et al. ARVO abstract number 3696 - B0043. annual meeting of Association for Research in Vision and Ophthalmology, Honolulu, Hawaii, USA. , (2018).
  15. Liu, H. H., et al. Chronic ocular hypertension induced by circumlimbal suture in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 2811-2820 (2015).
  16. Zhao, D., et al. Characterization of the Circumlimbal Suture Model of Chronic IOP Elevation in Mice and Assessment of Changes in Gene Expression of Stretch Sensitive Channels. Frontiers in Neuroscience. 11, 41(2017).
  17. Nguyen, C. T., et al. Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats. Journal of Visualized Experiments. (113), (2016).
  18. Van Koeverden, A. K., He, Z., Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Systemic hypertension is not protective against chronic IOP elevation in a rodent model. Scientific Reports. 8 (1), 7107(2018).
  19. Rodriguez, A. R., de Sevilla Muller, L. P., Brecha, N. C. The RNA binding protein RBPMS is a selective marker of ganglion cells in the mammalian retina. Journal of Comparative Neurology. 522 (6), 1411-1443 (2014).
  20. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Twenty-four-hour pattern of mouse intraocular pressure. Exp Eye Research. 77 (6), 681-686 (2003).
  21. Jia, L., Cepurna, W. O., Johnson, E. C., Morrison, J. C. Patterns of intraocular pressure elevation after aqueous humor outflow obstruction in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (6), 1380-1385 (2000).
  22. Nadal-Nicolas, F. M., Jimenez-Lopez, M., Sobrado-Calvo, P., Nieto-Lopez, L., Canovas-Martinez, I., Salinas-Navarro, M., Vidal-Sanz, M., Agudo, M. Brn3a as a marker of retinal ganglion cells: qualitative and quantitative time course studies in naive and optic nerve-injured retinas. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 50 (8), 3860-3868 (2009).
  23. Liu, H. H., Flanagan, J. G. A Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension Induced by Circumlimbal Suture. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 353-361 (2017).
  24. Liu, H. H., He, Z., Nguyen, C. T., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Reversal of functional loss in a rat model of chronic intraocular pressure elevation. Ophthalmic & Physiological Optics. 37 (1), 71-81 (2017).
  25. Liu, H. H., Zhang, L., Shi, M., Chen, L., Flanagan, J. G. Comparison of laser and circumlimbal suture induced elevation of intraocular pressure in albino CD-1 mice. PLoS One. 12 (11), 0189094(2017).
  26. Shen, H. H., et al. Intraocular Pressure Induced Retinal Changes Identified Using Synchrotron Infrared Microscopy. PLoS One. 11 (10), 0164035(2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

ciśnienie wewnątrzgałkowemodel jaskrytonometria odbiciowaszew typu woreczekutrata komórek zwojowychwłókno nerwu siatkówkioptyczna koherentna tomografiacechy elektroretinogramutechnika szycia
Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.