Przedstawiono szereg różnych procedur przygotowania nanocząstek do analizy powierzchni (odlewanie kroplowe, powlekanie wirowe, osadzanie z proszków i kriofiksacja). Omawiamy wyzwania, możliwości i możliwe zastosowania każdej z metod, w szczególności w odniesieniu do zmian we właściwościach powierzchni spowodowanych różnymi metodami przygotowania.
Artykuł metodologiczny
Przygotowanie nanocząstek do analizy ToF-SIMS i XPS
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Nanocząstki zyskują coraz większą uwagę w ostatnich latach ze względu na ich potencjał i zastosowanie w różnych dziedzinach, w tym w medycynie, kosmetyce, chemii, a także ich potencjał do tworzenia zaawansowanych materiałów. Aby skutecznie zrozumieć i uregulować właściwości fizykochemiczne i potencjalne niekorzystne skutki nanocząstek, należy opracować zwalidowane procedury pomiarowe dla różnych właściwości nanocząstek. Chociaż procedury pomiaru wielkości i rozkładu wielkości nanocząstek są już ustalone, znormalizowane metody analizy składu chemicznego ich powierzchni nie są jeszcze stosowane, chociaż wpływ chemii powierzchni na właściwości nanocząstek jest niekwestionowany. W szczególności przechowywanie i przygotowanie nanocząstek do analizy powierzchni ma duży wpływ na wyniki analityczne z różnych metod, a w celu uzyskania spójnych wyników przygotowanie próbki musi być zarówno zoptymalizowane, jak i ustandaryzowane. W niniejszym artykule szczegółowo przedstawiamy kilka standardowych procedur przygotowania nanocząstek do analizy powierzchni. Zasadniczo nanocząstki mogą być osadzane na odpowiednim podłożu z zawiesiny lub w postaci proszku. Wafle krzemowe (Si) są powszechnie stosowane jako podłoże, jednak ich czyszczenie ma kluczowe znaczenie dla procesu. W przypadku przygotowania próbki z zawiesiny omówimy odlewanie matrycowe i powlekanie wirowe, w których nie tylko czystość podłoża i czystość zawiesiny, ale także jej stężenie odgrywają ważną rolę dla powodzenia metodyki przygotowania. W przypadku nanocząstek z wrażliwymi otoczkami lub powłokami ligandowymi bardziej odpowiednie jest osadzanie w postaci proszków, chociaż metoda ta wymaga szczególnej staranności przy utrwalaniu próbki.
Wprowadzenie
Nanomateriały definiuje się jako materiały o dowolnym wymiarze zewnętrznym od 1 nm do 100 nm lub o strukturze wewnętrznej lub powierzchniowej w tej skali1. Ze względu na unikalne właściwości wynikające m.in. z ich niewielkiej skali i odpowiednio dużej powierzchni, znajdują coraz większe zastosowanie w wielu różnych dziedzinach, m.in. w rolnictwie, chemii, budownictwie samochodowym, kosmetyce, środowisku, medycynie, poligrafii, energetyce i tekstyliach. To zwiększone wykorzystanie oznacza, że zarówno ludzie, jak i środowisko będą narażeni, na nieznaną dotąd skalę, na te materiały, których właściwości toksykologiczne nie są jeszcze w pełni znane, a których rozmiar umożliwia ich łatwą integrację z systemami biologicznymi lub środowiskowymi2.
Po podstawowych właściwościach pola powierzchni i rozkładu wielkości cząstek, chemia powierzchni i powłoki zostały zidentyfikowane jako najważniejsze właściwości nanomateriałów3; mniejsze cząstki mają większą powierzchnię na jednostkę masy, a zatem wyższy stosunek powierzchni do objętości atomów. Rzeczywiście, w przypadku nanocząstek o wielkości 1 nm ponad 70% atomów można znaleźć w rogach lub krawędziach; Ma to duży wpływ na właściwości powierzchni, takie jak chemisorpcja, która jest silnie zależna od morfologii powierzchni w skali atomowej4. Przepisy dotyczące nanomateriałów wymagają dokładnych danych dotyczących właściwości fizykochemicznych oraz wiarygodnych szacunków właściwości toksykologicznych tych materiałów. Aby skutecznie oszacować właściwości toksykologiczne na podstawie właściwości fizycznych i chemicznych nanomateriałów, społeczność zajmująca się nanomateriałami wymaga wiarygodnych, ustandaryzowanych i zweryfikowanych procedur analitycznych. Projekty takie jak ACEnano5 mają na celu zebranie i skorelowanie dokładnych i weryfikowalnych danych fizycznych z nanocząstek w ramach umożliwiających lepszą regulację i charakterystykę nanomateriałów. To dążenie do standaryzacji procedur analitycznych zostało również poparte przez redakcję ACS Nano, pragnąc "skonsolidować i uzgodnić metody charakterystyki i minimalne poziomy analizy materiałów6". Co więcej, XPS i ToF-SIMS oferują nowe możliwości wyjaśnienia architektury cząstek nanocząstek typu rdzeń-powłoka7,8.
Spektroskopia fotoelektronów rentgenowskich (XPS) i spektrometria mas jonów wtórnych (ToF-SIMS) w czasie przelotu, porównane w Tabeli 1, są dobrze znanymi metodami badania atomów powierzchniowych. W XPS próbka jest naświetlana promieniami rentgenowskimi o energii od 1 do 2 keV, powodując emisję elektronów w wyniku efektu fotoelektrycznego. Te wyemitowane elektrony, mające energię kinetyczną w tym samym zakresie, korelują z energią wiązania elektronów w ciele stałym; Pojawienie się fotoelektronów przy tych zdefiniowanych energiach wiązania i mierzalnych intensywnościach pozwala zatem na ilościową analizę składu. Ponieważ średnia droga swobodna tych fotoelektronów jest mniejsza niż 10 nm, XPS jest wysoce czułą powierzchniowo techniką analizy ilościowej. Ponadto szczegółowa analiza energii wiązania w widmach o wysokiej rozdzielczości umożliwia ilościowe określenie stanów walencyjnych tych elektronów.
W ToF-SIMS powierzchnia jest napylana za pomocą skupionej wiązki jonów (jonów pierwotnych), a jony wyrzucane z materiału (jony wtórne) są zbierane i analizowane w spektrometrze masowym czasu przelotu. Uzyskany wzór masy/ładunku pozwala na określenie składu pierwiastkowego, izotopowego lub molekularnego. Ze względu na średnią drogę swobodną jonów wtórnych, technika ta jest również bardzo wrażliwa powierzchniowo i ma głębokość informacji 1–2 nm, ale jest w najlepszym razie półilościowa, ze względu na efekt matrycy, w którym prawdopodobieństwo jonizacji (a tym samym wydajność) jonów wtórnych jest silnie uzależnione od otaczającej je matrycy. ToF-SIMS może być obsługiwany zarówno w trybie statycznym, jak i dynamicznym; Różnica między nimi polega na pierwotnym strumieniu jonów uderzającym w powierzchnię. Statyczny SIMS utrzymuje pierwotny strumień jonów na poziomie, który uderza (tj. we fragmenty) maksymalnie 1%-10% powierzchni; Powierzchnia pozostaje względnie niezakłócona, co pozwala na analizę górnych warstw atomowych materiału. Ponieważ nawet statyczny SIMS powoduje pewne zniszczenia na powierzchni, uważa się, że jest mniej "nieniszczący" z tych dwóch metod.
Te techniki wrażliwe na powierzchnię pozwalają na analizę pierwszych kilku nanometrów materiału, w tym zamierzonych lub niezamierzonych powłok, które w przypadku nanomateriałów mogą znacząco wpływać na właściwości materiału. Przykładami celowych powłok są nakładanie warstw na kropki kwantowe w celu poprawy wydajności kwantowej fotoluminescencji i zmniejszenia reaktywności środowiskowej9, powłoki z tlenku glinu lub krzemionki w celu zapobiegania aktywności fotokatalitycznej nanocząstek tytanu w blokerach przeciwsłonecznych10, funkcjonalizacja powierzchni w celu umożliwienia biokoniugacji i późniejszej aktywności biologicznej11, powłoki do zastosowań diagnostycznych i dostarczania leków12 oraz powłoki fluorowęglowe na cząstkach magnetycznych dla ferrofluidów i układów metalicznych typu rdzeń-powłoka w celu poprawy właściwości katalizatora13. Niezamierzone powłoki, takie jak utlenianie, zanieczyszczenie powierzchni lub korony białkowe w systemach biologicznych, mają podobnie silny wpływ na właściwości nanocząstek, dlatego kluczowe jest, aby eksperymentalne procedury przygotowania zapewniały, że powłoka i, bardziej ogólnie, chemia powierzchni nanomateriału nie zostaną zniszczone lub przekształcone. Kluczowe jest również oszacowanie właściwości nanocząstek w trakcie ich występowania in situ, ponieważ ich właściwości mogą zostać drastycznie zmienione przez zmianę2,14,15. Ponadto stężenie stabilizatorów w zawiesinie nanocząstek może dramatycznie wpłynąć na analizę i integralność strukturalną nanocząstek; obecność stabilizatora może skutkować dużymi niepożądanymi sygnałami (na przykład C, H, O i Na) w analizie, podczas gdy jego usunięcie może spowodować uszkodzenie lub aglomerację nanocząstek.
Ze względu na ich rozmiar i powierzchnię, warunki przechowywania nanocząsteczek również wpływają na ich zachowanie, zarówno jako przechowywane proszki/zawiesiny, jak i jako przygotowane próbki. W różnych badaniach wykazano, że wpływ nieoptymalnych warunków przechowywania, w szczególności przechowywania w temperaturze pokojowej i ekspozycji na światło, powoduje degradację nanocząstek, co jak wykazano, zmienia właściwości fizyczne, chemiczne i/lub toksykologiczne cząstek14,15,16,17,18. Wykazano, że mniejsze nanocząstki utleniają się szybciej niż większe, a szybkość utleniania/degradacji zależy od warunków przechowywania15 oraz chemii powierzchni14. Wykazano, że skutki degradacji nanocząstek podczas przechowywania znacząco wpływają na właściwości fizykochemiczne, w tym toksyczność14, podczas gdy wzrost oksydacyjny może postępować do wewnątrz kosztem core15.
Staranne przechowywanie i przygotowanie nanomateriałów jest zatem niezbędne do dokładnej analizy powierzchni, a wszelkie czynniki, które mogłyby wpłynąć na powierzchnię próbki i/lub jakość pomiarów, powinny być starannie rozważone. Należy zauważyć, że ze względu na stosunkowo niską rozdzielczość przestrzenną XPS (w zakresie μm) i ToF-SIMS (kilkaset nm), można badać tylko niewielki podzbiór nanocząstek; Metody te uśredniają obszar i nie mają możliwości obrazowania pojedynczych cząstek, co jest możliwe w przypadku technik takich jak mikroskopia elektronowa. Z tego powodu każda analiza wymaga osadzania nanocząstek w ciągłej warstwie, aby zapewnić brak zakłóceń ze strony podłoża. Mikroskopia elektronowa i XPS/ToF-SIMS są zatem często stosowane razem jako uzupełniające metody analizy nanomateriałów.
Oprócz zmian w chemii powierzchni, głównymi wyzwaniami dla przygotowania próbek nanocząstek do analizy XPS i ToF-SIMS jest przygotowanie warstwy, która jest: jednorodna, aby zwiększyć odtwarzalność; bez przerw, aby zminimalizować udział substratu w widmach; wystarczająco cienka, aby uniknąć efektów ładowania (dla próbek nieprzewodzących); i bezpiecznie przymocowana do podłoża, aby zapobiec przedostawaniu się wolnych nanocząstek i uszkadzaniu przyrządów do ultrawysokiej próżni
Nanocząsteczki mogą być osadzane na podłożu z zawiesiny lub w postaci proszku. Po pierwsze, omówimy różne metody osadzania nanocząstek z zawiesiny. Wafle krzemowe są powszechnie stosowanym substratem do osadzania zawiesiny, ponieważ są stosunkowo tanie, łatwo dostępne jako wysoce czysty produkt składający się z czystego lub domieszkowanego krzemu (domieszkowanie pozwala uniknąć efektów ładowania), a dla większości nanocząstek piki widmowe nie pokrywają się z pikami typowymi dla nanocząstek. Ten ostatni punkt jest ważny; Przed analizą należy upewnić się, że piki substratu są dobrze oddzielone od pików oczekiwanych od nanocząstek, w przeciwnym razie interpretacja widm jest skomplikowana lub niemożliwa, a ciągłe pokrycie substratu nanocząstkami nie może być zweryfikowane. Przed użyciem wafli krzemowych konieczne jest przeprowadzenie szeroko zakrojonej procedury czyszczenia (opisanej w niniejszej publikacji) w celu usunięcia zanieczyszczeń (organicznych) i zwiększenia zwilżalności powierzchni. Inne odpowiednie podłoża, takie jak folie złota, wysoce uporządkowany grafit pirolityczny (HOPG) lub folie indowe, zostały z powodzeniem zastosowane, ale dyskusja na temat ich przygotowania wykracza poza zakres tej pracy19,20,21,22.
Po drugie, prezentujemy metody osadzania nanocząsteczek w proszku na podłożu do analizy XPS i ToF-SIMS oraz prezentujemy zalety i wady każdej metody, pozwalając badaczom nowym w tych technikach znaleźć optymalną metodę przygotowania dla ich celów. Po trzecie, omawiamy kriofiksację, która jest odpowiednią metodą przygotowania w celu zachowania takich cech, jak zachowanie aglomeracji, korona organiczna, granica faz ciało stałe/woda23,24 lub dystrybucja w podłożach biologicznych25 NPs. Kriofiksacja, zazwyczaj szybkie zamrażanie materiału w kriogenie chłodzonym ciekłym azotem i analiza w stanie zamrożono-uwodnionym, umożliwia analizę i wizualizację nanocząstek bezpośrednio w złożonych matrycach. Procedura ta nie powoduje tworzenia się kryształków lodu, ale tworzy amorficzny lód, który utrzymuje błony oraz struktury komórkowe i tkankowe w ich naturalnym stanie biologicznym, unikając uszkodzeń spowodowanych procesami krystalizacji wody i umożliwiając utrzymanie dokładnej dystrybucji chemicznej wszystkich metabolitów komórkowych i związków błony komórkowej26,27,28. Ta metoda przygotowania może być szczególnie interesująca ze względu na przedstawienie dokładnej mapy chemicznej rzeczywistego aglomeratu lub heteroaglomeratu NP, wizualizację dokładnej przestrzeni chemicznej w bliskiej odległości od nanocząstki bezpośrednio w zawiesinie lub skorelowanie cech specyficznych dla tkanki komórkowej lub przedziałów wewnątrzkomórkowych w aglomeratach NP lub heteroaglomeratach.
Jak pokazują wyniki przedstawione w tej pracy, najbardziej odpowiednia procedura w konkretnym przypadku zależy od różnych parametrów, takich jak hydrofilowość nanocząstek, stabilność, przewodność, stan (np. proszek lub zawiesina) oraz pytanie analityczne (np. rozmiar, właściwości masowe lub powłoki powierzchniowe). Przedstawiono tu różnorodne metody, które można wykorzystać do przygotowania nanocząsteczek do analizy powierzchniowej, a także porównanie ich zalet i wad.
Protokół
UWAGA: Właściwości toksykologiczne nanocząsteczek są nadal badane; ze względu na ich rozmiar mogą stanowić unikalne zagrożenie zarówno dla ludzi, jak i dla środowiska, nawet jeśli składają się z materiałów z natury bezpiecznych. Przed podjęciem jakichkolwiek prac z nanocząstkami należy przeprowadzić odpowiednią ocenę ryzyka i wprowadzić odpowiednie kontrole inżynieryjne, procedury laboratoryjne i środki ochrony osobistej (PPE), w zależności od poziomu zagrożenia badanych materiałów29,30,31,32.
1. Przygotowanie wafli Si
UWAGA: Te kroki są niezbędne do usunięcia niepożądanych (organicznych) zanieczyszczeń i zwiększenia zwilżalności powierzchni. Wszystkie stosowane rozpuszczalniki powinny być co najmniej klasy ACS. Odpowiednia jest standardowa kąpiel sonikująca (35 kH i 120 watów).
- Chemiczne czyszczenie na mokro wafli krzemowych
- Umieść wafel Si w zlewce z izopropanolem i ultradźwiękami na 5 minut.
- Przenieś wafel Si do zlewki z roztworem do czyszczenia szkła alkalicznego i ultradźwiękami przez 10 minut.
- Umieść wafel w zlewce z ultraczystą wodą. Zmień wodę 10 razy, wylewając wodę i ponownie napełniając zlewkę; wafle Si pozostaną na dnie ze względu na efekt kapilarny.
- Osuszyć wafel czystym gazemN2.
UWAGA: Suszenie za pomocą N2 zapobiega tworzeniu się "pierścieni kawy" i innych artefaktów pochodzących z wysychania wody. - Umieść wafel w drugiej zlewce z izopropanolem i ultradźwiękami na 10 minut.
- Osuszyć wafel czystym gazemN2.
- Umieść wafel w zlewce z etanolem i ultradźwiękami na 10 minut.
- Osuszyć wafel czystym gazemN2. W tym miejscu protokół można wstrzymać.
- Czyszczenie plazmowe lub UV/ozonowe płytek krzemowych
- Wprowadzić płytkę krzemową do środka do czyszczenia plazmowego lub UV/ozonowego i włączyć na 30 minut
UWAGA: Wafle należy czyścić plazmowo lub promieniami UV/ozonem bezpośrednio przed użyciem.
- Wprowadzić płytkę krzemową do środka do czyszczenia plazmowego lub UV/ozonowego i włączyć na 30 minut
2. Osadzanie nanocząsteczek z zawiesiny
UWAGA: Najczęstszą drogą narażenia na nanocząstki jest wdychanie. Praca z zawieszeniami może zminimalizować ryzyko narażenia.
- Przygotowanie zawiesiny nanocząstek z proszku
UWAGA: Wszystkie opisane tutaj ilości są przykładowe. Metoda powinna być zoptymalizowana pod kątem konkretnych nanocząstek stosowanych w każdym przypadku.- Dokładnie zważyć 15 mg nanocząstek w proszku (± 10%) do probówki o pojemności 10 ml.
- Dokładnie zważ około 8 ml ultraczystej wody.
- Zamknij probówkę, zapakuj ręcznikiem papierowym do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i umieść w wirowniku z prędkością 3 000 obr./min na 15 minut.
- Odlewanie kroplowe przewodzących prąd elektryczny nanocząstek z zawiesiny wodnej
- Umieść wafel w środku do czyszczenia UV/ozonem na 30 minut.
- Umieść wafel w jednej połowie uchwytu na wafel i umieść 3 μl kropli zawiesiny nanocząstek na środku pierścienia.
- Zamontuj O-ring z Vitonu o średnicy 6,07 mm na płytce wokół kropli. Uważaj, aby pierścień nie dotykał kropli.
- Umieścić wafel w eksykatorze próżniowym pod ciśnieniem 4 mbar na 15 minut w celu wysuszenia płytki.
- Wyjąć płytkę z eksykatora i zbadać za pomocą mikroskopii świetlnej i XPS w celu ustalenia, czy warstwa cząstek jest jednorodna i zamknięta. Powtarzać kroki 2.2.1 i 2.2.2, aż analiza wykaże zamkniętą i jednorodną warstwę. W tym miejscu protokół można wstrzymać.
- Powlekanie spinowe nieprzewodzących elektrycznie nanocząstek z zawiesiny wodnej
- Umieść wafel w urządzeniu do czyszczenia UV/ozonem na 30 min.
UWAGA: Poprzez powlekanie wirowe zawiesin o różnych stężeniach przy użyciu tego samego protokołu, można osiągnąć różne poziomy pokrycia powierzchni. - Zaprogramować maszynę do powlekania. Odpowiedni przykładowy program to: krok 1: Przejście od 500 obr./min do 1 000 obr./min (5 s); Krok 2: Rampa od 1 000 obr./min do 2 000 obr./min (3 min); Krok 3: Zwalnianie od 2,000 obr./min do 0 obr./min.
- Włóż wafel do wirówki i włącz próżnię w celu utrwalenia.
- Umieść 80 μl zawiesiny na płytce i uruchom program.
- Wyjmij wafel z wirówki.
- Przechowywać próbkę w nowej, czystej tacce na wafle. W tym miejscu protokół można wstrzymać.
- Przeanalizuj próbkę za pomocą SEM, aby potwierdzić pokrycie podłoża bez przerw.
- Umieść wafel w urządzeniu do czyszczenia UV/ozonem na 30 min.
3. Osadzanie nanocząsteczek z proszku
- Osadzanie nanocząstek na dwustronnych taśmach klejących ("stick and go")
- Przymocuj dwustronny klej do uchwytu na próbkę i usuń wkładkę.
- Weź końcówkę szpatułki proszku z nanocząsteczkami i zanurz ją w kleju.
- Rozprowadź próbkę na kleju i wciśnij w klej szpatułką, aż jak najwięcej proszku zostanie przyklejone.
- Sprawdzić, czy proszek jest zamocowany na kranie, odwracając i stukając w uchwyt próbki oraz wdmuchując w niego strumień gazu (np. azotu). Protokół można wstrzymać tutaj.
UWAGA: Alternatywnie niewielką ilość proszku można umieścić na oczyszczonej powierzchni (folia aluminiowa lub szkiełko podstawowe) i docisnąć od góry za pomocą kleju i dwustronnego uchwytu na próbkę. - Umieść końcówkę proszku na oczyszczonej powierzchni. Dociśnij uchwyt próbki z klejem do proszku od góry.
- Sprawdzić, czy proszek jest zamocowany na kranie, odwracając i stukając w uchwyt próbki oraz wdmuchując w niego strumień gazu (np. azotu). W tym miejscu protokół można wstrzymać.
- Przygotowanie sprasowanych granulek proszku
- Dokładnie wyczyść wszystkie części matrycy do peletów, uważając, aby nie zarysować wypolerowanej powierzchni.
- Odwróć matrycę pelletu i opocznij na małej przekładce.
- Włóż tłok i jedną granulkę ze stali nierdzewnej, polerowaną stroną do góry, a następnie przeciągnij tłok, aż będzie wystarczająco dużo miejsca, aby napełnić sproszkowaną próbkę.
- Napełnij matrycę niewielką ilością próbki (1 duża końcówka szpatułki), a następnie włóż drugi granulek ze stali nierdzewnej polerowaną stroną skierowaną w stronę próbki.
- Umieść podstawę na ciele i ostrożnie odwróć. Jeśli próżnia jest pożądana i dostępna, przymocuj pompę próżniową do podstawy matrycy do peletów.
- Umieść matrycę w prasie, upewniając się, że jest wyśrodkowana.
- Zastosuj lekkie obciążenie (2 kN) przez około 20 s i zwolnij.
- Przyłóż większy ładunek (6 kN) przez 2 minuty i zwolnij.
- Po zwolnieniu ładunku zwolnij pompę próżniową.
UWAGA: Ze względu na różne właściwości materiałowe różnych nanocząstek, korzystne może być przygotowanie serii granulek o różnych obciążeniach i czasach obciążenia w celu określenia optymalnych warunków prasowania granulek. - Odwróć matrycę, umieść pierścień ekstrakcyjny na miejscu i umieść lekki ładunek (do 1 kN) między tłokiem a pierścieniem ekstrakcyjnym.
- Wyjmij części matrycy z prasy i ostrożnie wyciągnij próbkę granulki za pomocą pęsety.
- Delikatnie zamocuj próbkę na oczyszczonej płytce krzemowej za pomocą dwustronnego kleju. W tym miejscu protokół można wstrzymać.
4. Kriofiksacja zawiesin nanocząstek
- Napełnij główną komorę urządzenia do szybkiego zamrażania ciekłym azotem.
- Napełnij schłodzoną komorę szybkiego zamrażania kriogenem (propanem).
- Poczekaj, aż urządzenie do szybkiego zamrażania ostygnie do temperatury roboczej.
UWAGA: Urządzenie do szybkiego zamrażania potrzebuje trochę czasu, aby osiągnąć temperaturę roboczą przed przygotowaniem próbki, dlatego wymagane są rozsądne ramy czasowe (kilka godzin) na kriofiksację próbek. - Odlać pipetą 10–20 μl zawiesiny NP na oczyszczoną płytkę krzemową.
- Trzymając wafel Si za pomocą pęsety mocującej, umieść go w urządzeniu do zamrażania wgłębnego.
- Przesuń pęsetę mocującą do pozycji zanurzenia.
- Naciśnij przycisk, aby wrzucić próbkę do kriogenu.
- Odczekać kilka sekund, aż próbka zostanie całkowicie zamrożona.
- Zamrożone próbki należy przenieść tak szybko, jak to możliwe, do schłodzonego środowiska.
- Umieść próbkę kriofix (wafel Si) w uchwycie na próbkę i przenieś ją do wnętrza urządzenia.
UWAGA: Do transportu zalecany jest suchy lód i możliwe jest krótkotrwałe przechowywanie próbki. Próbki mogą być mierzone w stanie zamrożonym za pomocą schłodzonego przyrządu lub przy konwencjonalnych ustawieniach ToF-SIMS po ustabilizowaniu poprzez liofilizację próbki.
Wyniki
W niniejszej pracy przedstawiono szereg metod przygotowania próbek do analizy powierzchni nanocząsteczek. Ponieważ właściwości fizykochemiczne konkretnej NP determinują zarówno optymalną metodę przygotowania próbki (np. odparowanie kropli w porównaniu z powlekaniem wirowym), jak i najlepszą procedurę dla danej metody (na przykład wymóg zastosowania różnych podłoży lub rozpuszczalników), przydatność zastosowanej metody powinna zostać zweryfikowana za pomocą alternatywnych metod analitycznych i w razie potrzeby zoptymalizowana. Wyniki przedstawione w niniejszej publikacji są zgodne z wcześniej opublikowaną literaturą, wskazując na konieczność stosowania spójnych protokołów i procedur przygotowania próbek, a także potrzebę przeprowadzania kontroli jakości w celu upewnienia się, że metody przygotowania i oczyszczania próbek są odpowiednie, skuteczne i nie uszkadzają nanocząsteczek22,33,34,35,36.
Metody pobierania próbek i przechowywania NP nie zostały tutaj omówione, ponieważ są one szczegółowo opisane w różnych innych źródłach14,15,16,17,18,34,37,38,39. Naturalnie należy zachować szczególną staranność, aby analizowane próbki były reprezentatywne dla ogólnego rozkładu nanocząsteczek, a stosowane metody pobierania próbek zostały opracowane i zwalidowane. Wykazano również, że warunki przechowywania silnie wpływają na właściwości nanocząsteczek w okresie wielu miesięcy, dlatego należy je starannie rozważyć. Przykładowo zalecamy przechowywanie nanocząsteczek w małych ilościach w szczelnych pojemnikach, z dala od światła, idealnie w temperaturze poniżej 4 °C. Kluczowe jest również, aby przechowywanie, pobieranie próbek i przygotowanie próbek było konsekwentnie wykonywane zgodnie ze zwalidowanymi procedurami oraz szczegółowo dokumentowane. Dokumentacja ta powinna zawierać metadane samych NP, takie jak informacje o pochodzeniu i warunkach przechowywania40. Narzędzia takie jak elektroniczne notatniki laboratoryjne (ELNs) mogą być użyteczne dla spójnej dokumentacji procedur i metadanych NP, a także umożliwiać generowanie danych zgodnie z zasadą FAIR (Findable, Accessible, Interoperable, and Reusable).
Dokładna i poprawna analiza powierzchni NP wymaga w pierwszej kolejności odpowiedniego doboru podłoża. Jako podłoża wykorzystano oczyszczone wafle krzemowe (Si), ponieważ są one łatwo dostępne, trwałe, łatwe do czyszczenia, przewodzące i wystarczająco płaskie; jednak w zależności od celów analizy warstwa tlenku na powierzchni może stanowić wadę, gdyż węglowodorów z zewnątrz na podłożu nie można odróżnić od tych znajdujących się na nanocząsteczkach. W razie potrzeby można zastosować inne materiały, takie jak złoto lub powłoki polimerowe na waflach Si, wafle Si3N4 lub HOPG (wysoce zorientowany grafit pirolityczny)19,20,21,22. Pierwszym krokiem przygotowania próbki opisanym w niniejszej pracy jest oczyszczanie wafla Si, przedstawione schematycznie na Rysunku 1. Skuteczność procesu czyszczenia można zweryfikować za pomocą różnych metod, w tym XPS, co pokazano na Rysunku 2. Główny zanieczyszczający składnik (węgiel z zewnątrz) jest typowy dla próbek przechowywanych w powietrzu i zostaje znacznie zredukowany po procesie czyszczenia. Ponadto hydroksylacja powierzchni wafla za pomocą promieniowania UV lub traktowania ozonem zapobiega efektowi „pierścienia kawy” przy osadzaniu z zawiesiny wodnej poprzez zwiększenie zwilżalności, co prowadzi do bardziej jednorodnego rozmieszczenia nanocząsteczek, jak pokazano na Rysunku 3. W razie potrzeby można zastosować alternatywne mokre metody chemicznego czyszczenia wafli Si; w tym przypadku wymagana jest jedynie powtarzalnie czysta powierzchnia, a nie całkowite usunięcie wszystkich zanieczyszczeń organicznych lub warstwy tlenkowej. Jeśli protokół zostanie przerwany między etapem czyszczenia a osadzaniem zawiesiny, wafla należy ponownie poddać działaniu plazmy lub UV/ozonu, a zawiesinę osadzić najlepiej w ciągu 15 min od zakończenia zabiegu.
zawiesina nanocząstek Au-Ag typu rdzeń-powłoka o rozmiarze 60 nm, przedstawiona w sekcji 2.2, zawierała znaczną ilość cytrynianu sodu jako stabilizatora, co jest powszechnym zjawiskiem w zawiesinach nanocząstek. Dla dokładnej analizy tych cząstek i ich właściwości powierzchniowych, szczególnie za pomocą XPS, należy usunąć jak największą ilość stabilizatora, ponieważ tłumi on sygnał z nanocząstek i powoduje efekty ładowania. Aby ustalić optymalną metodę oczyszczania tych nanocząstek, przedstawionych na mikrografiach SEM na Rysunku 4, poddano je albo dializie w wodzie ultrapure, albo oczyszczaniu poprzez wirowanie i ponowne dyspergowanie w trzech powtórzeniach. Choć dializa wydawałaby się metodą łagodniejszą, a wirowanie i ponowne dyspergowanie bardziej skłonnymi do powodowania aglomeracji i agregacji cząstek, obrazy SEM wykazują znaczną deformację i uszkodzenie nanocząstek Au-Ag po dializie (Rysunek 4B), podczas gdy cząstki wirowane/ponownie zdyspergowane pozostały nienaruszone (Rysunek 4C). Jest to szczególnie uderzające w przypadku nanocząstek metalicznych; nasza hipoteza zakłada, że istnieje optymalna ilość cytrynianu sodu, która umożliwia pewną stabilizację roztworu, nie zakłócając jednocześnie sygnału z nanocząstek, a usunięcie zbyt dużej ilości stabilizatora prowadzi do ich uszkodzenia. Wcześniejszy raport wskazuje, że istnieje optymalna liczba cykli wirowania w celu usunięcia większości cytrynianu sodu; przekroczenie tej liczby powoduje pewną agregację NP33. W niniejszym badaniu do uzyskania podobnego stężenia cytrynianu wymagane było dziewięć cykli dializy (łącznie 36 h); jednak metoda ta doprowadziła do większej agregacji niż wirowanie, a także spowodowała spadek funkcjonalizacji powierzchni. Wyniki te demonstrują znaczenie weryfikacji każdego etapu procedury przygotowawczej dla każdego rodzaju nanocząstek, szczególnie w przypadku próbek nieznanych.
Nanocząsteczki Au-Ag typu rdzeń-powłoka o średnicy 60 nm zastosowane w tym przykładzie nadają się do metody drop-castingu ze względu na ich przewodnictwo elektryczne, dzięki czemu efekty ładowania nie stanowią problemu, a gruby punkt próbki można wytworzyć poprzez wielokrotne nanoszenie przy użyciu niewielkiej ilości sprzętu. Grubsza warstwa ma tę zaletę, że zapewnia bardziej powtarzalne pomiary, a nanoszenie z bardziej skoncentrowanej zawiesiny może oszczędzić czas poprzez zmniejszenie liczby etapów depozycji. Na proces nanoszenia może wpływać zwilżalność podłoża; słabe zwilżanie może prowadzić do powstania grubej plamki nanocząsteczek, co jest korzystne dla próbek przewodzących, natomiast dobre zwilżanie może przynieść bardziej jednorodną warstwę nanocząsteczek, co może być użyteczne zarówno dla próbek przewodzących, jak i izolacyjnych. Jak opisano w protokole, drop-casting zawiesin nanocząsteczek zazwyczaj wymaga wielokrotnego nanoszenia w celu uzyskania grubej warstwy z pełnym pokryciem; należy to zweryfikować za pomocą XPS, ale można to również szybko i łatwo sprawdzić pod mikroskopem optycznym. Rycina 5 przedstawia ewolucję pokrycia kropli podczas drop-castingu nanocząsteczek Au-Ag typu rdzeń-powłoka z roztworu wodnego; w tym przypadku do osiągnięcia pełnego pokrycia wymagane było 13 etapów nanoszenia. Drop-casting jest szczególnie odpowiedni dla cząstek przewodzących lub takich, w których efekty ładowania mogą zostać odpowiednio skompensowane. Podobnie jak w przypadku innych metod opisanych w niniejszej publikacji, drop-casting powinien być optymalizowany dla każdej próbki, ponieważ różne materiały NP będą miały odmienne właściwości w zakresie głębokości analizy, stężenia oraz limitów grubości filmu. Należy unikać tworzenia zbyt grubych filmów, które mogą powodować piętrzenie się związków organicznych, co w konsekwencji tłumi sygnał NP.
Jednorodna i wysokiej jakości powłoka pomaga zapewnić spójne i powtarzalne wyniki. Oprócz stężenia zawiesiny, rozpuszczalnika i parametrów spin-coatingu, na jakość zawiesin nanoszonych tą metodą może negatywnie wpływać obecność kurzu lub innych dużych cząstek makro- lub mikroskopowych. Rycina 6 przedstawia poprawę jakości spin-coatingu zawiesiny nanocząstek po filtracji za pomocą filtra strzykawkowego 0,45 µm. Filtr należy dobrać tak, aby nie usuwał on nanocząstek z zawiesiny. Trzy różne stężenia zawiesin opisane w protokole (90, 9,0 i 0,9 mg/mL nanocząstek rdzeń-powłoka PS-PTFE o rozmiarze 135 nm) zostały naniesione metodą spin-castingu w tych samych warunkach i przeanalizowane za pomocą SEM i XPS. Górny obraz i widmo na Rycini 7 przedstawiają film naniesiony z zawiesiny 90 mg/mL, który wykazuje grubą i bezszczelinową pokrycie wielowarstwowe na obrazie SEM, a także wyraźny brak piku Si w widmach CPS, co wskazuje na brak wkładu podłoża w widmo. Próbka ta jest idealna do analizy XPS lub ToF-SIMS; dodatkowo, w przypadku braku silnego sygnału z podłoża, wyraźnie widoczne są mniejsze piki F1s pochodzące z powłoki cząstek. Druga próbka, naniesiona z zawiesiny 9,0 mg/mL, przedstawia cząstki w postaci małych, jednowarstwowych aglomeratów, które nie pokrywają całkowicie powierzchni. Próbka ta jest zbyt cienka i niejednorodna do analizy XPS lub ToF-SIMS. Co więcej, analiza ilościowa może być zaburzona przez wkład węgla z zanieczyszczeń zewnętrznych na podłożu, nawet po dokładnym czyszczeniu; w najmniejszym razie efekt ten musi zostać uwzględniony w budżecie niepewności pomiaru. Próbka ta byłaby jednak idealna do analizy rozkładu wielkości cząstek za pomocą SEM lub TEM z wykorzystaniem oprogramowania do analizy obrazu, ponieważ cząstki występują w jednej warstwie i w wystarczającej liczbie (w obrębie obrazu), aby zapewnić statystycznie istotną ocenę. Próbka naniesiona z najniższego stężenia (0,9 mg/mL) nie zapewnia ani ciągłego pokrycia, ani wystarczającej gęstości cząstek, aby nadawała się do analizy chemii powierzchni lub rozkładu wielkości cząstek. Niezawodna analiza ilościowa jest w ogóle niemożliwa ze względu na dominujący wpływ podłoża.
Nanocząstki (NPs) rdzeń-powłoka Al2O3-TiO2 z zewnętrzną warstwą PDMS lub glicerolu zostały przygotowane metodą drop-casting z zawiesiny, a także z proszku przy użyciu metody „stick-and-go”, w celu porównania wpływu różnych metod przygotowania na wrażliwą warstwę zewnętrzną. Próbki przeanalizowano za pomocą ToF-SIMS, a uzyskane widma poddano analizie głównych składowych (PCA). PCA jest techniką statystyczną służącą do redukcji wymiarowości dużych zbiorów danych poprzez tworzenie nowych, nieskorelowanych zmiennych (głównych składowych), które maksymalizują wariancję w danych41,42,43,44,45. Rozdzielenie różnych zestawów próbek na wykresie głównych składowych pozwala na łatwiejszą analizę i grupowanie wyników. Na wykresie wyników (scores plot) PCA na Rysunku 8B, który obrazuje moc dyskryminacyjną każdego zestawu danych w porównaniu do wszystkich pozostałych zestawów danych (tj. pomiędzy różnymi zestawami próbek), dwie próbki przygotowane z proszku wykazują bardzo różne wyniki, podczas gdy próbki przygotowane z dyspersji wykazują bardzo podobne wyniki. Wykresy ładunków (loading plots) przedstawione na Rysunku 8C wskazują na związek między zmiennymi, tj. które piki w największym stopniu przyczyniają się do odpowiednich głównych składowych. Wszystkie główne składowe są posortowane zgodnie z ich wkładem w obserwowaną różnicę między zestawami danych, co oznacza, że PCA1 w największym stopniu przyczynia się do zaobserwowanego rozdzielenia różnych zestawów danych. W PC1 dominuje obecność (NPs powlekane PDMS przygotowane z proszku) lub brak (wszystkie pozostałe próbki) pików PDMS, natomiast PC2, czynnik odpowiadający za drugą co do wielkości wariancję w zestawach danych, umożliwia rozróżnienie Al2O3 i organicznej otoczki na NPs. Wskazuje to, że zmierzone widma NPs przygotowanych z zawiesiny są bardzo podobne i sugeruje, że warstwy PDMS oraz glicerolu mogły zostać usunięte lub uszkodzone podczas przygotowania z zawiesiny, albo przez samą zawiesinę, albo przez proces suszenia, z dominującymi sygnałami od Al2O3 lub TiO2.
Chociaż prasowane tabletki mogą zapewniać korzyści przy przygotowaniu próbek w proszku, takie jak łatwość manipulacji i stabilność w instrumentach ultrawysokiej próżni (w tym możliwość rozpylania bez przemieszczania NP w komorze wysokiej próżni), wysokie siły mogą również uszkodzić wrażliwe nanocząstki, co zaobserwowano już przy innych metodach przygotowania. Należy opracować i zwalidować odpowiedni protokół.
W przypadku dyspersji NP krio-utrwalanie zawiesin próbek nanoszonych metodą kroplową zapobiega efektowi pierścienia kawowego (dzięki natychmiastowemu utrwaleniu zawiesiny NP i tym samym eliminacji efektów suszenia) oraz pozwala na zachowanie większych struktur obecnych w zawiesinie. Dodatkowo eliminuje się konieczność stosowania taśmy klejącej. Przekłada się to na zredukowanie sygnałów w odpowiednich widmach mas, które mogą być przypisane solom, zanieczyszczeniom lub innym artefaktom procedury przygotowania próbki, jak pokazano na Rysunku 9. Główną zaletą krio-utrwalania jest możliwość zachowania w stanie „as is” przestrzeni chemicznej wokół nanocząstek i/lub tożsamości chemicznej aglomeratów lub heteroaglomeratów cząstek, a także ich korelacji z cechami biologicznymi w tkankach, pojedynczych komórkach, a nawet ko-lokalizacji w przedziałach wewnątrzkomórkowych, bez zakłóceń wynikających z etapów przygotowania próbki, takich jak suszenie, nanoszenie metodą kroplową itp.46’47. W niniejszym artykule zademonstrowaliśmy możliwość zastosowania techniki krio-utrwalania i podkreśliliśmy jej zalety w odniesieniu do nanocząstek TiO2. Podkreślamy, że krio-utrwalanie jest szczególnie odpowiednie do analizy próbek biologicznych w ich stanie naturalnym, bez przemieszczania substancji chemicznych spowodowanego artefaktami przygotowania próbki. Po bardziej szczegółowe informacje na temat technik utrwalania próbek biologicznych odsyłamy czytelnika do literatury19,25,27,48,49.
| XPS (spektroskopia fotoelektronów w promieniach rentgenowskich) | ToF-SIMS | |
| Wiązka sondująca | Fotony | Jony |
| Wiązka analityczna | Elektrony | Jony |
| Rozdzielczość przestrzenna* | > 1 µm | 0.1 µm |
| Głębokość próbkowania | 0,5 – 7,5 nm | <2 nm |
| Granica wykrywalności | 0,01–0,1% atom. | ppb |
| Ilościowe oznaczanie | Doskonały (półilościowy) | Problematyczne (efekty matrycowe) |
| Treść informacyjna | Pierwiastkowy Wiązania chemiczne | Pierwiastkowy Molekularny |
| Analiza organiczna | Doskonałe | Doskonały w trybie statycznym |
| * określone przez producenta | ||
Tabela 1: Porównanie różnych metod analizy powierzchniowej.
| Metoda | Odpowiednia dla | Wynik | Zalety | Wady | Uwagi | Kontrola | Weryfikacja |
| Dializa | Oczyszczanie | Usunięcie stabilizatorów/zanieczyszczeń | Prosta, niewielki nakład pracy, brak skomplikowanego sprzętu | Brak kontroli nad procesem | Może spowodować uszkodzenie nanocząstek | Czas | Uszkodzenie nanocząstek (SEM) |
| Wirowanie/ponowna dyspersja | Oczyszczanie | Usunięcie stabilizatorów/zanieczyszczeń | Większa kontrola nad procesem, jednoczesna koncentracja | Pracochłonna, wymaga wirówki | Może powodować agregację lub aglomerację | Prędkość obrotowa wirówki, ilość rozpuszczalnika | Aglomeracja/agregacja/uszkodzenie nanocząstek (SEM) |
| Odparowanie kropli (suspensja) | Przewodzące NP bez wrażliwej warstwy zewnętrznej | Stosunkowo gruba plamka powłoki | Prosta, brak skomplikowanego sprzętu | Może prowadzić do niejednorodnej grubości, czasochłonna | Przygotowanie suspensji może uszkodzić wrażliwe otoczki NP | Stężenie suspensji, rozpuszczalnik (zwilżalność podłoża) | Pokrycie (mikroskopia świetlna/XPS) |
| Spin coating (suspensja) | Przewodzące lub nieprzewodzące NP bez wrażliwej warstwy zewnętrznej | Cienka jednorodna warstwa lub pojedyncze cząstki | Spójne ustawienia | Wymaga doświadczalnego określenia optymalnych parametrów | Konieczność odfiltrowania kurzu/zanieczyszczeń, pokrycie może być niejednorodne | Stężenie, parametry spin coatingu, rozpuszczalnik | Wstępna filtracja, pokrycie, grubość warstwy (SEM/XPS) |
| „Przyklej i gotowe” (proszek) | Nieorganiczne przewodzące i nieprzewodzące NP z wrażliwą warstwą zewnętrzną | Plamka z proszku na kleju | Prosta, niewielki nakład pracy, brak skomplikowanego sprzętu | Nieodpowiednia dla organicznych lub zawierających C NP, niejednorodna grubość filmu | Ryzyko przedostania się NP do instrumentów | Fiksacja NP na kleju | Stabilność w warunkach wysokiej próżni |
| Osadzanie w otworze stubu (proszek) | Analiza XPS; przewodzące/nieprzewodzące cząstki organiczne lub nieorganiczne | Lekko dociśnięta próbka nanocząstek | Brak kontaktu z innymi materiałami | Brak pewnej fiksacji NP; nieodpowiednia dla ToF-SIMS | Ryzyko przedostania się NP do instrumentów | Brak | Lekko przechylić na bok, aby upewnić się, że proszek jest zagęszczony |
| Prasowane tabletki (proszek) | Przewodzące i nieprzewodzące NP, polimerowe NP | Lita tabletka | Umożliwia analizę polimerowych NP w formie proszku | Może uszkodzić lub zanieczyścić powierzchnię NP | Materiały powinny być dokładnie oczyszczone, aby uniknąć zanieczyszczeń powierzchniowych; może uszkodzić powierzchnię | Rozmiar, ciśnienie, czas | Stabilność w warunkach wysokiej próżni |
| Kriofiksacja (suspensja) | Suspensje NP z wrażliwą warstwą ligandów; próbki biologiczne | Próbka stała | Zachowuje morfologię, natywny stan biologiczny i koronę, redukuje efekt pierścienia kawowego | Złożone i kosztowne przygotowanie oraz obsługa próbek, wymaga doświadczonego użytkownika | Wysoki poziom umiejętności wymagany przy obsłudze i przechowywaniu próbek | Stężenie, rozmiar kropli, temperatura | Zachowanie witryfikacji |
Tabela 2: Porównanie różnych metod przygotowania próbek.
Rycina 1: Proces czyszczenia wafli Si. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 2: Widma XPS wafla krzemowego przed i po czyszczeniu. Widmo przeglądowe przed (szare) i po (czerwone) czyszczeniu, wykazujące spadek zawartości węgla z 13 at% do 2 at%. Widma uzyskano za pomocą spektrometru Kratos Supra DLD (Manchester, UK) z monochromatycznym promieniowaniem Al Kα. Próbki przymocowano do uchwytu za pomocą dwustronnej taśmy klejącej; energia przejścia wynosiła 80 eV, szerokość kroku 1 eV, czas przebywania (dwell time) 500 ms. Zastosowano tryb „hybrid lens mode”. Rozmiar wiązki promieni Rentgena wynosił 300 x 700 µm². Do kompensacji ładunku użyto działa elektronowego (flood gun). Do analizy ilościowej wykorzystano pakiet oprogramowania UNIFit 202050, opierając się na polach powierzchni odpowiadających piku fotoelektronowych, skorygowanych tłem Tougarda i znormalizowanych współczynnikami Scofielda, nieelastyczną drogą wolną średnią oraz funkcją transmisji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 3: Wpływ czyszczenia UV/ozonem na homogeniczność dyspersji cząstek w procesie odlewania kropelkowego nanopartykul core-shell PTFE-PMMA z zawiesiny wodnej. Wafery oczyszczone za pomocą UV/ozonu wykazują znaczne zmniejszenie efektu pierścieni kawowych, a także lepszą adhezję cząstek do powierzchni. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 4: Metody usuwania zanieczyszczeń (np. stabilizatorów) z zawiesin nanocząstek Zdjęcia SEM obrazujące wpływ dializy (u góry po prawej) oraz wirowania i ponownego dyspergowania w trzech powtórzeniach (u dołu po prawej) na nanocząstki Au-Ag typu rdzeń-powłoka o rozmiarze 60 nm. Nanocząstki są wyraźnie uszkodzone w wyniku dializy, podczas gdy wirowanie nie wywołuje widocznego efektu. Wszystkie paski skali wynoszą 100 nm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 5: Obrazy z mikroskopu optycznego po naniesieniu metodą drop-casting nanocząstek Au-Ag typu rdzeń-powłoka o średnicy 60 nm z zawiesiny wodnej na wafery krzemowe, wykazujące wystarczające pokrycie po 13 kroplach. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 6: Nanocząsteczkowa zawiesina naniesiona metodą spin-coatingu przed (lewo) i po (prawo) filtracji za pomocą filtra strzykawkowego 0,45 µm. Wyraźnie widać poprawę jakości po filtracji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
Rycina 7: Obrazy SEM i widma XPS nanocząsteczek rdzeń-powłoka PMMA-PTFE naniesionych metodą spin-castingu w różnych stężeniach, przedstawiające wpływ pików podłoża (wynikający z niewystarczającego pokrycia) na widma XPS. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 8: Wykres wyników analizy głównych składowych (PCA), wyznaczony na podstawie widm ToF-SIMS nanocząstek (NP) typu rdzeń-powłoka Al2O3-TiO2 powlekanych glicerolem i PDMS. (A) Schemat struktury NP; (B) Wykresy wyników (scores) i (C) wykresy obciążeń (loadings) po analizie ToF-SIMS metod przygotowania „drop-cast” (dyspersja) oraz „stick-and go” (proszek). PC1 reprezentuje piki korelujące z fragmentami PDMS; PC2 oddziela próbki z powłoką organiczną (próbki przygotowane z proszku) od pików Al2O3 prawdopodobnie pozbawionych powłoki powierzchniowej. Widma mierzono w trybie dodatnim na urządzeniu IONTOF ToF-SIMS IV (ION-TOF GmbH, Münster, Niemcy) w trybie spektrometrycznym (HCBU) przy użyciu wiązki jonów Bi3+ o energii 25 kV i maksymalnej gęstości dawki 1012 ions/cm2. Pole widzenia 150 x 150 µm skanowano w trybie piły o rozdzielczości 125 x 125 pikseli. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Rysunek 9: Fragment widm mas ToF-SIMS nanocząstek (NPs) TiO2. (A) przygotowanych z proszku metodą „stick and go” oraz (B) po krio-utrwaleniu dyspersji NPs. Do analizy spektrometrii mas użyto instrumentu ToF-SIMS (ION-TOF V; Ion-TOF GmbH, Münster, Niemcy) z impulsową działo jonów ciekłego metalu (LMIG, prąd stały (dc), 16 nA) Bi3+ o energii 30 keV. Każde widmo uzyskano poprzez skanowanie wiązki jonów w obszarze próbki o wymiarach 500 × 500 µm. Dodatnie jony wtórne rejestrowano w zakresie mas 0–1 200 Da, wykorzystując 106 impulsów Bi3+. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Dyskusja
Przedstawiono szereg metod przygotowania nanocząstek do analizy powierzchni z wykorzystaniem XPS i ToF-SIMS. W tabeli 2 podsumowaliśmy zalety i wady tych metod, a także możliwe źródła błędów i przydatność dla różnych materiałów. Jak pokazują reprezentatywne wyniki, przygotowanie nanocząstek może mieć duży wpływ na powodzenie uzyskanej analizy powierzchni. Ponadto nie wszystkie metody są odpowiednie dla wszystkich typów cząstek ze względu na takie czynniki, jak zakłócenia sygnału z podłożem lub materiałami montażowymi, efekty ładowania w grubych warstwach nieprzewodzących, stan nanocząstek w postaci proszku lub zawiesiny, potencjalne uszkodzenie wrażliwych warstw zewnętrznych, niszczenie struktur biologicznych oraz informacji o agregacji i granicy faz lub podatność czułych przyrządów ultrawysokopróżniowych na wolne nanocząstki.
Ponieważ pomiary XPS i ToF-SIMS są uśredniane na obszarze, a nie mierzą pojedynczych cząstek, możliwe jest uzyskanie powtarzalnych wyników tylko z jednorodnych warstw; W związku z tym należy unikać agregacji lub aglomeracji cząstek na podłożu. Dodatkowo, zbyt grube warstwy materiałów nieprzewodzących powodują efekty ładowania podczas analizy, co może prowadzić do niepożądanych artefaktów w widmach, zwłaszcza częściowego ładowania, którego nie można skompensować za pomocą pistoletu powodziowego. Z drugiej strony, niekompletne folie wykazują silne sygnały z podłoża lub materiałów montażowych (np. klejów), które mogą zakłócać wrażliwe piki z powierzchni cząstek. Idealna grubość folii jest zależna od materiału i powinna być określona doświadczalnie poprzez analizę folii o różnych grubościach. W szczególności próbki przygotowane przy użyciu powlekania wirowego powinny być analizowane za pomocą SEM w celu zapewnienia kompletności powłoki.
Praca z zawiesinami NP wiąże się z mniejszymi zagrożeniami narażenia i wymogami bezpieczeństwa w porównaniu do pracy z proszkami NP. Odlewanie matrycowe jest stosunkowo prostą metodą o niskich wymaganiach sprzętowych i jest szczególnie odpowiednie dla przewodzących nanocząstek w zawiesinie, gdzie grubość warstwy nie stanowi problemu. Podczas gdy próbki można łatwo suszyć w warunkach atmosferycznych, eksykator próżniowy służy do skrócenia czasu suszenia kropel, a także do ochrony płytek przed zanieczyszczeniem. Pierścień Viton służy do modyfikowania wzorców parowania kropel, a tym samym do minimalizacji tworzenia się pierścieni kawy. Na wzorce parowania można również wpływać poprzez zmianę hydrofilowości podłoża za pomocą protokołów czyszczenia lub poprzez zastosowanie alternatywnych powłok51,52, przez odparowanie w atmosferze rozpuszczalnika53, a nawet przez ogrzewanie podłoża54. Powlekanie spinowe jest zalecane do zawiesin nieprzewodzących nanocząstek w zawiesinie, ponieważ jest w stanie wytworzyć jednorodną warstwę cząstek, która jest wystarczająco cienka, aby uniknąć efektów ładowania, ale nadal wystarczająco gruba, aby zapobiec przyczynianiu się substratu Si do widm XPS i ToF-SIMS. Dla każdego indywidualnego systemu i stężenia NP zarówno parametry wirówki, jak i powlekania wirowego muszą być zoptymalizowane, a następnie mogą być bardzo niezawodnie odtwarzane nawet na różnych urządzeniach. Ponieważ kropla pokryta wirowo znajduje się zawsze w środku płytki, promień obrotu nie ma znaczenia i można użyć jednostki "obroty na minutę" (rpm). Zawiesinę można alternatywnie osadzić na płytce po uruchomieniu programu; Wymagałoby to jednak innych parametrów powlekania wirowego i większej ilości zawiesiny, aby uzyskać grubszą powłokę.
Ze względu na ich wyjątkowo małe rozmiary, nanocząstki mogą odrywać się od podłoża i swobodnie przemieszczać się w komorze ultrawysokiej próżni po uderzeniu wiązką jonów lub promieni rentgenowskich. Jest to szczególny problem w przypadku próbek przygotowanych z użyciem proszku. W niektórych przypadkach nanocząstki mogą przenikać do wrażliwych elementów instrumentu, co wymaga kosztownej i czasochłonnej konserwacji. Ze względu na przyłożone napięcie przyspieszenia, niebezpieczeństwo uszkodzenia wrażliwych części jest większe w przypadku ToF-SIMS niż w przypadku XPS. Próbki w proszku, szczególnie te przygotowane metodą "stick and go", powinny być dokładnie sprawdzane, aby upewnić się, że proszki są wystarczająco bezpiecznie utrwalone, szczególnie do analizy ToF-SIMS. Można to potwierdzić na przykład poprzez trzymanie próbki do góry nogami i wdmuchiwanie w nią strumienia gazu (np. N2). Przed analizą próbki można również pozostawić na noc w śluzie powietrznej lub innej początkowej komorze wejściowej próbki przyrządu, gdzie stabilna próżnia może wskazywać, że w próbce nie ma luźnych cząstek. Nanocząstki przygotowane w postaci granulek mogą być jednak nawet rozpylane (przy niskich napięciach przyspieszenia) bez uszkadzania instrumentu; Metoda ta może wyeliminować zanieczyszczenia, w szczególności węglowodory, wprowadzone z prasy, a także może umożliwić masową analizę cząstek.
Przygotowanie proszków NP w króćcu uchwytu próbki pozwala na przygotowanie próbek o określonej geometrii i makroskopowo płaskiej powierzchni. Punktami krytycznymi są czystość narzędzia do prasowania próbki oraz zastosowanie niskiego ciśnienia, aby uniknąć zmian na powierzchni nanocząstek spowodowanych tą procedurą. Ma to wadę polegającą na potrzebie stosunkowo dużej ilości materiału i potencjalnych problemach z utratą materiału w instrumentach wysokopróżniowych. Nie zalecamy tej metody do analizy ToF-SIMS, ponieważ cząstki nie są w żaden sposób ściskane ani zabezpieczane.
Jeśli chodzi o materiał NP, pierwszą kwestią, którą należy wziąć pod uwagę przy przygotowywaniu próbek, jest eliminacja lub minimalizacja interferencji między NP a substratami z podobnego materiału; na przykład płytki krzemowe są nieodpowiednim substratem do analizy cząstek SiO2 przy użyciu XPS i ToF-SIMS, nawet przy wystarczającym pokryciu próbki. Nanocząstki metaliczne lub nieorganiczne mogą być łatwo analizowane jako proszek na kleju (zakładając, że nie zawierają żadnych warstw organicznych ani powłok) ze względu na brak interferencji sygnału między nanocząstkami a dwustronnym klejem, co jest metodą przygotowania, która byłaby nieodpowiednia dla polimerowych nanocząsteczek. Nanocząstki metaliczne mają większą elastyczność pod względem możliwej grubości warstwy ze względu na brak efektów ładowania, i mogą być rzucane w kropli przy stosunkowo niewielkiej ilości sprzętu; Jednak mogą one zawierać duże ilości zanieczyszczeń i stabilizatorów pochodzących z ich syntezy, które należy ostrożnie usunąć bez uszkodzenia cząstek. Nanocząstki polimerowe mogą łatwiej ulec uszkodzeniu przez prasowanie matrycowe, ale mogą również łatwiej utrzymywać się razem w granulce, w zależności od zastosowanych ciśnień. Granulki lub miękkie powłoki organiczne na powierzchni NP również mogą być wrażliwe na uszkodzenia. Bezpośrednie osadzanie z roztworu może uszkodzić wrażliwe powłoki zarówno w wyniku zawiesiny, jak i procesu suszenia, ale jest korzystne dla analizy nanocząsteczek już obecnych w zawiesinie. Kriofiksacja jest odpowiednią metodą do analizy struktur chemicznych, powierzchni lub granic faz w zawiesinie, które zostałyby uszkodzone lub zniszczone przez różne inne techniki przygotowania próbek, ale wymaga specjalistycznego sprzętu kriogenicznego zarówno dla XPS, jak i ToF-SIMS46'47.
Chociaż w niniejszym artykule opisano kilka przykładowych metod, które można zastosować do przygotowania próbki, w każdym przypadku metoda powinna być zoptymalizowana i zwalidowana przy użyciu alternatywnych metod analitycznych. Niedawno opublikowano szczegółowy przegląd wpływu różnych czynników22. Oprócz opracowania i walidacji odpowiednich metod przygotowania, niezwykle ważne jest również udokumentowanie tych etapów40. Niniejsza publikacja przedstawia kilka łatwych w obsłudze metod i jest przewodnikiem do modyfikowania lub opracowywania nowych metod zgodnie z wymaganiami konkretnego zadania.
Oświadczenia
Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.
Podziękowania
Ten projekt otrzymał dofinansowanie z programu Unii Europejskiej Horyzont 2020 (H2020) na podstawie umowy o grant nr 720952 (ACEnano). Autorzy chcieliby podziękować Sigrid Benemann za pomiary SEM, Markusowi Schneiderowi za pomiary ToF-SIMS i PCA oraz Philippowi Reichardtowi za pomoc w filmowaniu.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 4-figurowa waga laboratoryjna | Kern & Sohn GmbH | ADB200-4A 5 mm Matryca | |
| do peletów | Specac | GS03060 | |
| Roztwór do czyszczenia szkła alkalicznego | Sigma-Aldrich | Hellmanex™ III Z805939 | Specjalny roztwór czyszczący do kuwet |
| Zakładki z klejem węglowym | Plano | "Leit-Tabs" G3347 | |
| Czyste zlewki laboratoryjne | dowolne | , np. 300 ml | |
| Kriozamrażarka | Mikroskopia elektronowa Nauki | EMS-002 Kriostacja | |
| Rurka do dializy z elementami mocującymi | Medicell Membranees Ltd | DTV12000.06.30 | Molekularny odcięcie masy (MWCO) 12-14 kDa |
| Prasa matrycowa | dowolna | Zdolna do siły 2 kN | |
| Jednorazowa strzykawka, 1 ml, Luer-slip | TH Geyer | Labsolute 7657545 | Można użyć dowolnej odpowiedniej objętości |
| Dwustronny klej | 3M | Usuwalna taśma repozycyjna 665 | |
| Suchy lód | Linde AG | ICEBITZZZ® | Do krótkotrwałego przechowywania/chłodzenia |
| Pipeta transferowa i końcówki Eppendorf | Eppendorf | różne | Sprawdź prawidłowy rozmiar dla planowanej objętości pipetowania |
| Etanol, klasa ACS | Merck KGaA | 1009832500 | |
| maska FFP2 lub FFP3 | różne | Do pracy z nanocząstkami z materiałów innych niż niebezpieczne, gdy nie znajdują się w dygestoriach lub komorze rękawicowej | |
| Izopropanol, klasa ACS | Merck KGaA | 1096342500 | |
| Fartuch laboratoryjny, rękawice i gogle | dowolna | ||
| Wirówka laboratoryjna | Eppendorf | Wirówka 5430 | |
| Dygestorium laboratoryjne | niezbędne | do pracy z nanocząstkami | |
| Mieszadło laboratoryjne i mieszadło | NeoLab | D-6010 | |
| Chusteczki niestrzępiące się | Chusteczki Kimberley Clark Professional | Kimtech Science | Precision Zalecane do pracy z waflami Si |
| Ciekły azot | Linde AG | Stickstoff flü ssig 5.0 | Tylko do chłodzenia kriogenu. |
| Mikroprobówka/probówka wirówkowa 1,5 | mL T.H. Geyer GmbH & Co. KG | Labsolute 7696751 | |
| Azot 5.0 | o | czystości 99,999% Pipeta | |
| Pasteura, PE, tworzywo sztuczne 3 ml | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Pipeta Pasteura, PE, tworzywo sztuczne 3 mL | TH Geyer | Labsolute 7 691 203 | |
| Uchwyt na próbki proszku | Warsztat | BAM"Domowy" uchwyt na próbkę | |
| Propan | Sigma-Aldrich | 769037 | Kriogen powinien mieć najwyższą możliwą czystość. |
| Fiolka na próbkę lub probówka wirówkowa 1 ml | Greiner Bio-One GmbH | Cellstar 188 261 | Powinna być możliwa do zamocowania w płytkach Vortexer |
| Silicon | dowolna | , najlepiej 1cm2 wstępnie przycięta | |
| Wirówka | SPS Europe | SPIN150i-NPP | |
| Filtr strzykawkowy 0,45 &mikro; m | Th Geyer | Labsolute 7699803 | Dla mniejszych próbek; istnieją większe wersje dla większych objętości próbek |
| ToF-SIMS | IONTOF GmbH | ToF-SIMS IV lub V, wyposażony w Bi LMIG i pistolet | |
| Pęseta do przenoszenia wafli Si | dowolna | ||
| woda ultraczysta | TKA | MicroPure 08.1202 | |
| Ultrasonograf | Bandelin | Sonorex Super | |
| Środek czyszczący UV/ozonem | NanoBioAnalytics | UVC-1014 | |
| Eksykator próżniowy | dowolny | ||
| Pompa próżniowa (membrana/membrana) | Vacuubrand GmbH | Typ MD-4T | |
| O-ring Viton 6,07 x 1,78 mm | Betech GmbH | 2-010, FKM 80 | |
| Vortexer | Heathrow Scientific | Vortexer HS120212 | |
| Uchwyt na wafle Moneta 25 mm | Semiconductor Production Systems Europe | eWB0091-ASSY-1 | |
| XPS | Kratos | Axis Ultra DLD |
Bibliografia
- ISO/TS 18110:2015 in Nanotechnologies - Vocabularies for science, technology and innovation indicators. International Organization for Standardization. , Available from: https://www.iso.org/obp/ui/iso:std:61482:en (2015).
- Valsami-Jones, E., Lynch, I. How safe are nanomaterials. Science. 350, 388-389 (2015).
- EU Regulation Commission. Commission Regulation (EU) 2018/1881. Official Journal of the European. , (2018).
- Rotello, V. Nanoparticles: Building Blocks for Nanotechnology. , 9042-9046 (2004).
- ACEnano Analytical and Characterisation Excellence. , Available from: http://www.acenano-project.eu/ (2020).
- Mulvaney, P., Parak, W. J., Caruso, F., Weiss, P. S. Standardizing nanomaterials. ACS Nano. 10 (11), 9763-9764 (2016).
- Müller, A., et al. Determining the thickness and completeness of the shell of polymer core-shell nanoparticles by X-ray photoelectron spectroscopy, secondary ion mass spectrometry, and transmission scanning electron microscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 123 (49), 29765-29775 (2019).
- Powell, C. J., Werner, W. S. M., Shard, A. G., Castner, D. G. Evaluation of Two Methods for Determining Shell Thicknesses of Core-Shell Nanoparticles by X-ray Photoelectron Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (39), 22730-22738 (2016).
- Shirasaki, Y., Supran, G. J., Bawendi, M. G., Bulović, V. Emergence of colloidal quantum-dot light-emitting technologies. Nature Photonics. 7 (1), 13-23 (2013).
- Smijs, T. G., Pavel, S. Titanium dioxide and zinc oxide nanoparticles in sunscreens: focus on their safety and effectiveness. Nanotechnology, Science and Applications. 4, 95-112 (2011).
- Medintz, I. L., Uyeda, H. T., Goldman, E. R., Mattoussi, H. Quantum dot bioconjugates for imaging, labelling and sensing. Nature Materials. 4 (6), 435-446 (2005).
- Byrne, J. D., Betancourt, T., Brannon-Peppas, L. Active targeting schemes for nanoparticle systems in cancer therapeutics. Advanced Drug Delivery Reviews. 60 (15), 1615-1626 (2008).
- Serpell, C. J., Cookson, J., Ozkaya, D., Beer, P. D. Core@shell bimetallic nanoparticle synthesis via anion coordination. Nature Chemistry. 3 (6), 478-483 (2011).
- Izak-Nau, E., et al. Impact of storage conditions and storage time on silver nanoparticles' physicochemical properties and implications for their biological effects. RSC Advances. 5 (102), 84172-84185 (2015).
- Widdrat, M., et al. Keeping Nanoparticles Fully Functional: Long-Term Storage and Alteration of Magnetite. ChemPlusChem. 79 (8), 1225-1233 (2014).
- Gorham, J. M., et al. Storage wars: how citrate-capped silver nanoparticle suspensions are affected by not-so-trivial decisions. Journal of Nanoparticle Research. 16 (4), 2339(2014).
- Velgosová, O., Elena, Č, Malek, J., Kavuličová, J. Effect of storage conditions on long-term stability of Ag nanoparticles formed via green synthesis. International Journal of Minerals, Metallurgy, and Materials. 24, (2017).
- Zaloga, J., et al. Different storage conditions influence biocompatibility and physicochemical properties of iron oxide nanoparticles. International Journal of Molecular Sciences. 16 (5), (2015).
- Benettoni, P., et al. Identification of nanoparticles and their localization in algal biofilm by 3D-imaging secondary ion mass spectrometry. Journal of Analytical Atomic Spectrometry. 34 (6), 1098-1108 (2019).
- Ndlovu, G. F., et al. Epitaxial deposition of silver ultra-fine nano-clusters on defect-free surfaces of HOPG-derived few-layer graphene in a UHV multi-chamber by in situ STM, ex situ XPS, and ab initio calculations. Nanoscale Research Letters. 7 (1), 173(2012).
- Caprile, L., et al. Interaction of l-cysteine with naked gold nanoparticles supported on HOPG: a high resolution XPS investigation. Nanoscale. 4 (24), 7727-7734 (2012).
- Baer, D. R., et al. Chapter 4.2 - Preparation of nanoparticles for surface analysis. Characterization of Nanoparticles. , 295-347 (2020).
- Škvarla, J., Kaňuchová, M., Shchukarev, A., Girová, A., Brezáni, I. Cryo-XPS - A new technique for the quantitative analysis of the structure of electric double layer at colloidal particles. Colloids and Surfaces A: Physicochemical and Engineering Aspects. 586, 124234(2020).
- Shchukarev, A., Ramstedt, M. Cryo-XPS: probing intact interfaces in nature and life. Surface and Interface Analysis. 49 (4), 349-356 (2017).
- Suhard, D., et al. Intracellular uranium distribution: Comparison of cryogenic fixation versus chemical fixation methods for SIMS analysis. Microscopy Research and Technique. 81 (8), 855-864 (2018).
- Piwowar, A. M., et al. Effects of cryogenic sample analysis on molecular depth profiles with TOF-secondary ion mass spectrometry. Analytical Chemistry. 82 (19), 8291-8299 (2010).
- Winograd, N., Bloom, A. Sample preparation for 3D SIMS chemical imaging of cells. Methods in Molecular Biology. 1203, Clifton, N.J. 9-19 (2015).
- Schaepe, K., et al. Characterization of Nanoparticles. , 481-509 (2020).
- Managing nanomaterials in the workplace. European Agency for Safety and Health at Work. , Available from: https://osha.europa.eu/en/emerging-risks/nanomaterials (2020).
- European Union Programme for Employment and Social Solidarity. Working safely with manufactured nanomaterials: guidance for workers. European Union Programme for Employment and Social Solidarity. , (2014).
- Recommendation of the council on the safety testing and assessment of manufactured nanomaterials in C(2019)55/REV1. , Available from: https://legalinstruments.oecd.org/en/instruments/298 (2013).
- Working safely with nanomaterials in research and development. NanoSafety Partnership Group. , Available from: https://www.safenano.org/media/64896/Working_Safely_with_Nanomaterials_-_Release_200_-_Aug2012.pdf (2012).
- La Spina, R., Spampinato, V., Gilliland, D., Ojea-Jimenez, I., Ceccone, G. Influence of different cleaning processes on the surface chemistry of gold nanoparticles. Biointerphases. 12 (3), 031003(2017).
- Belsey, N. A., et al. Versailles Project on Advanced Materials and Standards Interlaboratory Study on Measuring the Thickness and Chemistry of Nanoparticle Coatings Using XPS and LEIS. The Journal of Physical Chemistry C. 120 (42), 24070-24079 (2016).
- Ghomrasni, N. B., Chivas-Joly, C., Devoille, L., Hochepied, J. F., Feltin, N. Challenges in sample preparation for measuring nanoparticles size by scanning electron microscopy from suspensions, powder form and complex media. Powder Technology. 359, 226-237 (2020).
- Lu, P. J., et al. Methodology for sample preparation and size measurement of commercial ZnO nanoparticles. Journal of Food and Drug Analysis. 26 (2), 628-636 (2018).
- Allen, T. Powder Sampling and Particle Size Determination. , Elsevier Science. 1-55 (2003).
- Allen, T. Particle Size Measurement. Powder Technology Series. , Springer. (1981).
- Brittain, H. G. Pharmaceutical Technology. 67-73, (2002).
- ISO. Part 4: Reporting information related to the history, preparation, handling and mounting of nano-objects prior to surface analysis. ISO. , (2018).
- Bro, R., Smilde, A. K. Principal component analysis. Analytical Methods. 6 (9), 2812-2831 (2014).
- Graham, D. J., Castner, D. G. Multivariate Analysis of ToF-SIMS Data from Multicomponent Systems: The Why, When, and How. Biointerphases. 7 (1), 49(2012).
- Jolliffe, I. T., Cadima, J. Principal component analysis: a review and recent developments. Philosophical Transactions of the Royal Society A: Mathematical, Physical and Engineering Sciences. 374 (2065), 20150202(2016).
- Lever, J., Krzywinski, M., Altman, N. Principal component analysis. Nature Methods. 14 (7), 641-642 (2017).
- Shiens, J. A tutorial on principal component analysis. , (2014).
- Fletcher, J. S., Lockyer, N. P., Vaidyanathan, S., Vickerman, J. C. TOF-SIMS 3D biomolecular imaging of xenopus laevis oocytes using buckminsterfullerene (C60) primary ions. Analytical Chemistry. 79 (6), 2199-2206 (2007).
- Fletcher, J. S., Rabbani, S., Henderson, A., Lockyer, N. P., Vickerman, J. C. Three-dimensional mass spectral imaging of HeLa-M cells - preparation, data interpretation and visualisation. Rapid Communications in Mass Spectrometry: RCM. 25 (7), 925-932 (2011).
- Malm, J., Giannaras, D., Riehle, M., Gadegaard, N., Sjövall, P. Fixation and Drying Protocols for the Preparation of Cell Samples for Time-of-Flight Secondary Ion Mass Spectrometry Analysis. Analytical Chemistry. 81, 7197-7205 (2009).
- Chandra, S. Challenges of biological sample preparation for SIMS imaging of elements and molecules at subcellular resolution. Applied Surface Science. 255, 1273-1284 (2008).
- Hesse, R., Bundesmann, C., Denecke, R. Automatic spike correction using UNIFIT 2020. Surface and Interface Analysis. 51 (13), 1342-1350 (2019).
- Lee, H. H., Fu, S. C., Tso, C. Y., Chao, C. Y. H. Study of residue patterns of aqueous nanofluid droplets with different particle sizes and concentrations on different substrates. International Journal of Heat and Mass Transfer. 105, 230-236 (2017).
- Lin, S. Y., Yang, K. C., Chen, L. J. Effect of surface hydrophobicity on critical pinning concentration of nanoparticles to trigger the coffee ring formation during the evaporation process of sessile drops of nanofluids. Journal of Physical Chemistry. C. 119 (6), 3050-3059 (2015).
- Majumder, M., et al. Overcoming the "Coffee-Stain" effect by compositional marangoni-flow-assisted drop-drying. Journal of Physical Chemistry. B. 116 (22), 6536-6542 (2012).
- Zhong, X., Wu, C. L., Duan, F. From enhancement to elimination of dual-ring pattern of nanoparticles from sessile droplets by heating the substrate. Applied Thermal Engineering. 115, 1418-1423 (2017).
Przedruki i uprawnienia
