Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62567

⸱

18 czerwca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Rigshospitalet, 2Department of Clinical Experimental Research, Glostrup Research Institute, Rigshospitalet, 3Department of Clinical Medicine, University of Copenhagen, 4Department of Clinical Sciences, Division of Experimental Vascular Research, Lund University, 5Department of Clinical Neuroscience, Karolinska Institutet

W tym artykule

Podsumowanie

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Streszczenie

Pomimo postępów w leczeniu w ostatnich dziesięcioleciach, krwotok podpajęczynówkowy (SAH) nadal niesie ze sobą duże obciążenie chorobowością i śmiertelnością, głównie dotykając dość młodą populację. Opracowano kilka modeli zwierzęcych SAH w celu zbadania patofizjologicznych mechanizmów stojących za SAH i przetestowania interwencji farmakologicznych. Przedstawiony w tym artykule model przedchiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia u szczura jest eksperymentalnym modelem SAH o z góry określonej objętości krwi. Krótko mówiąc, zwierzę jest znieczulane, intubowane i trzymane pod wentylacją mechaniczną. Regulacja temperatury odbywa się za pomocą poduszki grzewczej. W tętnicy ogonowej umieszcza się cewnik, który umożliwia ciągły pomiar ciśnienia krwi, a także pobieranie krwi. Błona szczytowo-potyliczna jest nacinanana, a cewnik do rejestracji ciśnienia jest umieszczany w cisterna magna, aby umożliwić pomiar ciśnienia śródmózgowego. Cewnik ten może być również używany do dokanałowych interwencji terapeutycznych. Szczura umieszcza się w ramie stereotaktycznej, otwór na zadziory wierci się z przodu do bregmy, a przez otwór żarna wprowadza się cewnik i umieszcza się go tuż przed skrzyżowaniem wzrokowym. Krew autologiczna (0,3 ml) jest pobierana z cewnika ogonowego i wstrzykiwana ręcznie. Powoduje to wzrost ciśnienia śródmózgowego i zmniejszenie przepływu krwi w mózgu. Zwierzę jest trzymane w sedacji przez 30 minut i podaje się mu podskórnie sól fizjologiczną i leki przeciwbólowe. Zwierzę jest ekstubowane i wraca do klatki. Model prechiazmatyczny charakteryzuje się wysokim współczynnikiem odtwarzalności i ograniczoną zmiennością między zwierzętami ze względu na z góry określoną objętość krwi. Naśladuje SAH u ludzi, co czyni go odpowiednim modelem do badań nad SAH.

Wprowadzenie

Nieurazowy krwotok podpajęczynówkowy (SAH) jest formą udaru, stanowiącą około 5% wszystkich przypadków. Najczęstszą przyczyną nieurazowego SAH jest nagłe pęknięcie tętniaka (aSAH), które stanowi 85% SAH. Inne przyczyny to pęknięcie malformacji tętniczo-żylnej, koagulopatie i pęknięcie żył w krwotoku okołomózgowiowym1. Częstość występowania wynosi 9 na 100 000 osobolat, przy czym śmiertelność wynosi około jednej trzeciej, a kolejna jedna trzecia wymaga wsparcia w codziennym życiu, zgodnie z SAH2,3.

Po wstępnym ustabilizowaniu i potwierdzeniu diagnozy, leczenie zależy od ciężkości krwotoku. Najciężej chorzy pacjenci będą mieli wszczepiony drenaż pozakomorowy do komór w celu obniżenia ciśnienia śródmózgowego (ICP) i zostaną przyjęci na oddział intensywnej terapii neurologicznej, gdzie będą ściśle monitorowani. Pacjenci zostaną poddani angiografii w celu zidentyfikowania (prawdopodobnego) tętniaka, a następnie zostaną zwinięci lub przycięci tętniak, aby zapobiec ponownemu krwawieniu4. Pomimo licznych badań nad terapiami farmakologicznymi, tylko nimodypina, antagonista kanału wapniowego, wykazała poprawę wyników5. Obecnie prowadzonych jest wiele badań klinicznych. Zapoznaj się z recenzją Daou i współpracowników, aby uzyskać obszerną listę6.

Pęknięcie tętniaka zostało opisane jako nagły początek najgorszego bólu głowy, jakiego kiedykolwiek doświadczyłem, lub bólu głowy z piorunem. Pęknięcie powoduje gwałtowny wzrost ICP, a następnie zmniejszenie przepływu krwi w mózgu (CBF). To zmniejszenie powoduje globalne niedokrwienie mózgu, co może skutkować utratą przytomności. Ten bardziej mechanistyczny szlak, wraz z zainicjowanym rozpadem wynaczynionych elementów krwi, powoduje uwalnianie cytokin i aktywację wrodzonego układu odpornościowego, co prowadzi do jałowego zapalenia nerwów. Ponadto często obserwuje się załamanie bariery krew-mózg, skutkujące obrzękiem mózgu i zaburzeniem homeostazy jonowej. Wszystkie te i inne zmiany, nazwane wczesnym uszkodzeniem mózgu (EBI), zachodzą w ciągu pierwszych kilku dni i powodują utratę neuronów i apoptozę7.

Około 1/3 pacjentów dotkniętych aSAH rozwinie się opóźnione niedokrwienie mózgu (DCI) między 4 a 14 dniem8. DCI definiuje się jako początek ogniskowego, neurologicznego upośledzenia lub spadek o co najmniej dwa punkty w skali śpiączki Glasgow trwający co najmniej 1 godzinę, przy wykluczeniu innych przyczyn, w tym drgawek i ponownego krwawienia. DCI wiąże się ze zwiększonym ryzykiem zgonu i obniżonym wynikiem funkcjonalnym po aSAH9. Skurcz naczyń mózgowych (CVS), zwężenie tętnic mózgowych, od dziesięcioleci jest związany z DCI i wcześniej uważano, że jest jedynym powodem DCI. Od tego czasu wykazano, że CVS może wystąpić bez rozwoju DCI i od tego czasu zidentyfikowano więcej czynników, w tym zakrzepicę i zwężenie mikronaczyniowe, depresję rozprzestrzeniającą się w korze mózgowej i odpowiedź zapalną EBI10,11,12.

Ze względu na duży wpływ EBI i DCI na przebieg choroby i wyniki dotkniętych nią pacjentów, modele zwierzęce muszą naśladować je w jak największym stopniu, a jednocześnie być powtarzalne. Naukowcy zastosowali szeroką gamę różnych modeli u różnych zwierząt, od myszy po naczelne, aby spróbować zasymulować aSAH. Szczury typu dzikiego Sprague-Dawley i Wistar są obecnie najczęściej używanymi zwierzętami laboratoryjnymi, a najczęstszymi modelami są model perforacji wewnątrznaczyniowej, model podwójnej iniekcji cisterna-magna i wreszcie model pojedynczego wstrzyknięcia pre-chiasmatycznego, który zostanie opisany w tym artykule13.

Model pre-chiasmatyczny, pojedynczego wtrysku został pierwotnie opracowany przez Prunella i kolegów, aby przeciwdziałać niektórym niedociągnięciom innych modeli eksperymentalnych14. Operacja, po opanowaniu, jest wysoce powtarzalna i minimalizuje różnice między zwierzętami. Model naśladuje SAH u ludzi w wielu punktach, w tym nagły wzrost ICP po wstrzyknięciu krwi, co skutkuje przejściowym globalnym niedokrwieniem z powodu spadku klasy CBF15,16. Wpływa na krążenie przednie, czyli tam, gdzie występuje większość aSAH u ludzi17. Śmiertelność waha się od 10%-33% w zależności od badania i ilości wstrzykniętej krwi14,18. Opóźniona śmierć komórki i zapalenie nerwów mogą być wykryte w 2 i 7 dniu, dostarczając w ten sposób zmiennych do badania konsekwencji EBI i DCI19,20.

Badanie przedstawia zaktualizowany opis modelu pojedynczego wstrzyknięcia pre-chiasmatycznego u szczura wraz z opisem, jak wykorzystać sondę ICP jako port do dokanałowego podawania leków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ta procedura jest wykonywana zgodnie z Dyrektywą Unii Europejskiej 2010/63/UE dotyczącą ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych i zatwierdzoną przez Duński Inspektorat Doświadczeń na Zwierzętach (nr licencji 2016-15-0201-00940). Zabieg chirurgiczny wykonywany jest przy użyciu techniki aseptycznej w jak najszerszym zakresie, w tym sterylnych narzędzi, rękawiczek, cewników i szwów. W badaniu wykorzystano samce i samice szczurów Sprague-Dawley o masie ciała 230-350 g, trzymane w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność, ze stałą temperaturą 22 °C (± 2 °C) i wilgotnością 55% (± 10%). Zwierzęta są zaopatrzone w standardową karmę i wodę ad libitum. Po operacji zwierzęta są trzymane w pojedynczych klatkach, ale po usunięciu sondy ICP mogą zostać ponownie umieszczone w klatkach grupowych. Środkiem znieczulającym w tym protokole jest izofluran, ale 1,5 ml/kg dootrzewnowej mieszaniny ketaminy (100 mg/ml) i ksylazyny (20 mg/ml) w proporcji 3:2 jest również skuteczne21.

1. Przygotowania

  1. Zmodyfikuj cewnik do żył obwodowych 16 G do intubacji. Aby zmodyfikować, należy skrócić igłę o 1 cm i zegnąć pozostałą igłę dystalną o 1 cm o 30° w kierunku zaworu iniekcyjnego. Usuń skrzydełka cewnika (wielokrotnego użytku).
  2. Aby wykonać sondę ICP, wytnij 20-milimetrowy kawałek rurki polietylenowej (średnica wewnętrzna (ID): 0,58 mm, średnica zewnętrzna (OD): 0,96 mm) i spal jeden koniec, aby uzyskać okrągłą płytkę, zachowując otwarty prześwit. Omiń rurkę polietylenową rurką silikonową o średnicy 1 mm (średnica zewnętrzna: 1.0 mm, średnica zewnętrzna: 3.0 mm) przed podłączeniem rurki silikonowej o średnicy wewnętrznej 10 mm (średnica zewnętrzna: 0.76 mm, średnica zewnętrzna: 2.4 mm) do końca rurki polietylenowej.
  3. Włącz laptopa i otwórz oprogramowanie do akwizycji danych. Skalibruj przetworniki ciśnienia krwi (BP) i ciśnienia śródmózgowego (ICP) oraz laserowy Doppler zgodnie z instrukcjami producenta.
  4. Przygotować aparat do analizatora parametrów krytycznych krwi.
    UWAGA: Upewnij się, że w waporyzatorze jest wystarczająca ilość izofluranu.
  5. Włącz O2 i przepływ powietrza atmosferycznego. Ustaw przepływO2 na 30%, a powietrze atmosferyczne na 70%.
  6. Umieść poduszkę grzewczą i ustaw temperaturę na 37 °C.

2. Znieczulenie

  1. Umieść szczura w komorze anestezjologicznej o przepływie 30%O2 i 70% powietrza atmosferycznego. Podać 5% gazowego izofluranu do komory. Odpowiednie znieczulenie zajmie około 4 minut. Uważnie kontroluj oddech.
  2. Po znieczuleniu ułóż szczura w pozycji leżącej na ciężkiej płycie otoczonej gumową opaską. Umieść przednie zęby szczura poniżej gumowej opaski.
  3. Ostrożnie wyciągnij język za pomocą zakrzywionych kleszczy. Oczyść krtań bawełnianą końcówką. Umieść zewnętrzne światło w linii środkowej gardła, aby uwidocznić struny głosowe.
  4. Zaintubuj podczas wdechu za pomocą zmodyfikowanego cewnika do żył obwodowych 16 G. Po prawidłowym włożeniu zdejmij szpilkę. Podłączyć cewnik do respiratora.
    UWAGA: Prawidłowe ułożenie rurki potwierdzają ruchy klatki piersiowej zsynchronizowane z częstością oddechów. Jeśli widoczne są ruchy brzucha, należy dokonać ekstubacji i ponownego wprowadzenia szczura do dzwonka znieczulającego. Nie powtarzaj procedury więcej niż trzy razy ze względu na ryzyko uszkodzenia dróg oddechowych.
  5. Po zaintubowaniu zwierzę powinno być poddawane sztucznemu oddychaniu z 30%O2 i 70% powietrza atmosferycznego. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5%-3% izofluranu. Dostosuj izofluran, aby utrzymać ciśnienie krwi w zakresie 80-100 mmHg.
  6. Utrzymuj objętość wdechu respiratora na poziomie 3 ml, a częstotliwość na poziomie 40-45 wdechów/min. Dostosuj objętość wdechu zgodnie z analizą gazometrii krwi.
  7. Wykonaj szew przez wewnętrzną tkankę miękką policzka za pomocą szwu 2-0. Zawiązać szew wokół rurki iniekcyjnej i zaworu iniekcyjnego cewnika do żył obwodowych, aby zapiąć cewnik.
  8. Przenieś szczura na pole operacyjne i ułóż go w pozycji leżącej z ogonem skierowanym w stronę chirurga.
  9. W razie potrzeby nałóż żel pod oczy, aby przeciwdziałać suchości oczu.
  10. Wykonaj uszczypnięcie palca u nogi, aby potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia. Oceń i utrzymuj głębokość znieczulenia podczas operacji.

3. Cewnik ogonowy

  1. Zdezynfekuj proksymalne 3-4 cm ogona 0,5% etanolu chlorheksydyny.
    UWAGA: Od teraz używaj mikroskopu chirurgicznego według uznania chirurga.
  2. Wykonaj 15-20 mm nacięcie skóry w bliższym końcu ogona po stronie brzusznej. Uważaj, aby nie naciąć tętnicy.
  3. Poluzuj skórę od leżącej poniżej tkanki łącznej za pomocą zakrzywionych kleszczy.
  4. Ostrożnie penetruj powięź, odsłaniając tętnicę.
  5. Ostrożnie uwolnij tętnicę ogonową z leżącej pod nią tkanki za pomocą zakrzywionych kleszczy.
  6. Wsuń pod naczynie trzy czarne jedwabne nitki. Umieść jedną nić tak dystalnie, jak to możliwe i mocno zawiąż węzeł chirurgiczny wokół tętnicy. Przytrzymaj luźne końce nici hemostatem.
  7. Zawiąż dwie pozostałe nici luźno wokół tętnicy.
  8. Popchnij gwint proksymalny tak proksymalnie, jak to możliwe. Zastosuj hemostat, aby przytrzymać końce proksymalnej nici. Pociągnij hemostat lekko, ale na tyle, aby ograniczyć i zablokować przepływ krwi. Umieść hemostat na brzuchu.
  9. Przeciąć końcówkę cewnika pod kątem 45°. Wytnij ostry koniec, aby zapobiec penetracji ściany tętnicy.
  10. Za pomocą nożyczek Vannas wykonaj nacięcie tętnicy 1/3 średnicy tętnicy pod kątem 30°, 3-5 mm od węzła dystalnego.
  11. Wprowadzić cewnik do tętnicy za pomocą dwóch prostych kleszczy. Użyj jednych kleszczy do przytrzymania cewnika, a drugiej do ostrożnego pociągnięcia tętnicy nad cewnikiem.
  12. Wprowadzić cewnik w górę naczynia do węzła bliższego i poluzować węzeł od hemostatu. Wizualizuj przepływ krwi w cewniku. Przymocuj luźno środkową nić do cewnika.
  13. Kontynuuj wprowadzanie do, a jeśli to możliwe, tuż za punktem, w którym tętnica jest ponownie pokryta powięzią.
  14. Kontroluj umieszczenie cewnika i ewentualny wyciek poprzez przepłukanie solą fizjologiczną.
  15. Zapnij dwie proksymalne nici za pomocą węzłów chirurgicznych.
    UWAGA: Pomiar ciśnienia krwi musi być pulpulny; Jeśli nie, cewnik nie jest prawidłowo umieszczony.
  16. Przymocuj cewnik na końcu nacięcia, zawiązując węzeł chirurgiczny za pomocą dystalnej nici.
  17. Zszyj nacięcie skóry luźno razem za pomocą dwóch niewchłanialnych szwów monofilamentowych 4-0. Uważaj, aby nie przebić cewnika.
    UWAGA: Przez cały czas trwania operacji należy zwracać uwagę na amplitudę pulsacji. Jeśli jest niski, przepłucz cewnik solą fizjologiczną.
  18. Poluzuj cewnik tętniczy od przetwornika ciśnienia, aby umożliwić przepływ krwi w celu pobrania gazometrii. Umieść rurkę mikrokapilarną na końcu cewnika. Pozwól krwi spłynąć do probówki. Po pobraniu krwi ponownie podłącz cewnik do głowicy i przepłucz cewnik
    19. .
  19. Włożyć rurkę kapilarną do analizatora parametrów krytycznych krwi. Zmierz pH, pCO2 i pO2 i zanotuj je
    UWAGA: W zależności od wartości gazometrii i ciśnienia krwi zmień szybkość wentylacji. Jeśli średnie ciśnienie tętnicze (MAP) jest zbyt niskie, należy spróbować zmniejszyć szybkość przepływu izofluranu. Przetestuj odruchy, aby upewnić się, że głębokość znieczulenia jest odpowiednia.

4. Sonda ICP

  1. Umieść szczura w ramce stereotaktycznej. Ważne jest, aby ustawić szczura symetrycznie.
  2. Umieść cylindryczną poduszkę pod ramą stereotaktyczną, aby utworzyć przednie zgięcie szyi.
  3. Ogol skórę głowy, szyję i obszar za uszami szczura. Usuń zbędne włosy.
  4. Zdezynfekuj obszar 0,5% etanolu chlorheksydyny.
  5. Znieczulić miejscowo 0,7 ml 10 mg/5 μg/ml lidokainy z adrenaliną, wprowadzić igłę na ogonowym końcu czaszki w linii środkowej. Wstrzyknąć w mięśnie szyi za pomocą 0,3-0,4 ml. Resztę wstrzyknąć podskórnie wokół i przed bregmą.
  6. Wykonaj nacięcie skóry od nakłucia igły ~8 mm doogonowo w linii środkowej.
  7. Rozetnij wszystkie mięśnie tępo warstwami, aby zidentyfikować błonę atlanto-occipital (trójkąt w kolorze marmuru doogonowo do czaszki w linii środkowej).
  8. Użyj retraktora Alm, aby powstrzymać mięśnie szyi. W razie potrzeby umieść zwijacz z zębami doogonowo.
  9. Sprawdź, czy sterylna sonda ICP jest podłączona do przetwornika ICP. Przepłucz sondę ICP solą fizjologiczną. Upewnij się, że w sondzie ICP nie ma pęcherzyków powietrza.
  10. Naciąć błonę piersiowo-potyliczną za pomocą igły o sile 23 G. Zrób otwór, aby przeciągnąć sondę ICP przez membranę.
  11. Delikatnie przełóż sondę przez błonę atlanto-occipital. Lekko pociągnij sondę i upewnij się, że pokazuje krzywą pulsacji w zakresie 0-5 mmHg. Jeśli nie, wyjmij sondę, sprawdź połączenie z przetwornikiem i potwierdź przepływ przez światło.
  12. Nałóż dwie krople kleju tkankowego. Przesuń silikonową rurkę o średnicy 1 mm do przodu do membrany i nałóż dodatkowy klej, aby zminimalizować ryzyko przemieszczenia sondy ICP.
  13. Wyjmij zwijacze (zwijacze).
  14. Wykonaj jeden poziomy szew materaca do głowowego końca nacięcia i jeden prosty szew przerywany do końca ogonowego za pomocą niewchłanialnego szwu monofilamentowego 4-0.

5. Umieszczenie igły i sondy laserowo-dopplerowskiej

  1. Wykonaj nacięcie w linii środkowej tuż przed oczami, 15 mm doogonowo.
  2. Usuń tkankę łączną i mięśnie za pomocą kleszczy. Użyj końcówki sterylnego wacika bawełnianego jako rouginy, aby umożliwić identyfikację bregmy i szwów koronalnych.
  3. Umieść zwijacz Alm.
  4. Umieść igłę rdzeniową 25 G w ramie stereotaktycznej. Umieść igłę dokładnie na bregmie i zanotuj pozycję.
    UWAGA: Umieść przegub linii środkowej ramy stereotaktycznej pod kątem 30° w kierunku zwierzęcia w płaszczyźnie pionowej.
  5. Wyjmij igłę z bregmy, przesuń ramkę o 65 mm do przodu, a następnie umieść igłę na linii środkowej, aby zaznaczyć miejsce wiercenia.
  6. Wiercić, aż opona twarda zostanie zidentyfikowana poniżej kości. Delikatnie usuń fragmenty kości za pomocą prostych kleszczy i wypełnij ubytek woskiem kostnym.
  7. Wywierć kolejny otwór 3-4 mm bocznie po prawej stronie bregmy i tuż przed szwem koronalnym dla Laser-Dopplera. Nie jest konieczne wiercenie przez całą kość. Uważaj, aby nie przeniknąć do opony twardej.
  8. Poszukaj naczyń, w których laser-doppler może zmierzyć przepływ krwi. Umieść laserowy doppler i sprawdź wartości. Wymagana jest minimalna wartość 100 jednostek fu. Wyjmij mikroskop (sztuczne światło).
  9. Jeśli wartości są nadal akceptowalne, dodaj jedną kroplę kleju, aby zamocować sondę.
  10. Sprawdź ponownie, aby potwierdzić, czy wartość przekracza 80 FU. Jeśli wartość jest mniejsza niż 80 FU, wyjmij sondę i zmień jej położenie, aby osiągnąć wartość powyżej 80 FU.
    UWAGA: Wartość FU jest dowolną jednostką pokazującą mózgowy przepływ krwi (CBF).

6. Indukcja SAH

  1. Delikatnie wbić igłę przez czaszkę w linii środkowej między półkulami, aż poczuje się opór podstawy czaszki. Cofnąć igłę o 1 mm, aby zapewnić prawidłowe umieszczenie tuż przed skrzyżowaniem wzrokowym.
  2. Obrócić igłę o 90° zgodnie z ruchem wskazówek zegara, tak aby końcówka igły była skierowana w prawo, aby zapewnić najbardziej jednorodny wynik podczas wstrzykiwania krwi. Zdejmij szpilkę (Rysunek 3).
  3. Równowaga przez 15 minut i dostosuj poziom znieczulenia, aby uzyskać średnie ciśnienie tętnicze krwi w zakresie 80-100 mmHg.
  4. Wykonaj analizę gazometrii krwi. Dostosuj odpowiednio poziom znieczulenia.
  5. Pobrać 500 μl krwi z cewnika ogonowego za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą o sile 23 G.
  6. Wypełnij martwą przestrzeń komory igły rdzenia krwią, aby uniknąć wstrzyknięcia powietrza. Wyjąć igłę 23 G ze strzykawki wypełnionej krwią i upewnić się, że strzykawka zawiera 300 μl krwi.
  7. Podłączyć strzykawkę do igły do rdzenia kręgowego. Chwyć mocno i wstrzyknij krew ręcznie, aby przekroczyć MAP.
  8. Obserwuj gwałtowny wzrost ICP i gwałtowny spadek CBF na laptopie.
    UWAGA: CBF powinno wynosić 50% lub mniej w porównaniu z wynikiem wyjściowym przez co najmniej 5 minut, aby operacja zakończyła się sukcesem, patrz Rysunek 4. Szczury pozorowane nie przechodzą kroków 6.1-6.7, pomijając w ten sposób wprowadzenie igły rdzeniowej do mózgu, minimalizując możliwy spontaniczny krwotok i jatrogenne uszkodzenie mózgu.

7. Powrót do zdrowia i przebudzenie

  1. Podawać podskórnie 0,1 ml/100 g masy zwierzęcia 5,0 mg/ml karprofenu i 1 ml/100 g masy zwierzęcia izotonicznego roztworu soli fizjologicznej. Przed podaniem upewnij się, że płyny mają co najmniej temperaturę pokojową.
  2. Następnie utrzymuj szczura w znieczuleniu przez 30 minut po SAH.
  3. Usuń igłę, laserową sondę dopplerowską, a następnie wypełnij ubytki woskiem kostnym. Zamknij nacięcie za pomocą dwóch poziomych szwów materacowych z niewchłanialnym szwem monofilamentowym 4-0.
  4. Aby użyć sondy ICP do wstrzykiwań do cisterna magna, zdejmij silikonową rurkę i włóż precyzyjny łącznik do rurki polietylenowej.
  5. Jeśli nie jest planowana żadna interwencja, przeciąć prosty, przerywany szew. Skróć sondę ICP tak bardzo, jak to możliwe, za pomocą nożyczek, a następnie przyklej koniec, aby zapobiec wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF). Zamknij nacięcie niewchłanialnym szwem monofilamentowym 4-0.
  6. Wyjmij szczura z ramy stereotaktycznej i ułóż w pozycji leżącej. Usuń luźne szwy z nacięcia ogona.
  7. Umieść pojedynczy szew proksymalnie i głęboko do cewnika tętniczego. Usuń cewnik i zawiąż szew, aby zapobiec krwawieniu. Zszyj nacięcie ogona niewchłanialnym szwem monofilamentowym 4-0.
  8. Wyłącz izofluran.
  9. Oczyść szczura i jego futro tak bardzo, jak to możliwe.
  10. Kiedy odruch wycofania pedału zostanie odzyskany, a szczur zacznie spontanicznie oddychać po odłączeniu od respiratora, należy go ekstubować.
  11. Umieść szczura w pojedynczej klatce z jedzeniem i wodą ad libitum. Umieść połowę klatki pod płytą grzewczą i umieść szczura w tym obszarze klatki.
  12. Wykonać podanie dooponowe, dostosowując iniektor pinport do precyzyjnej strzykawki i podać lek przez adapter pinport. Ta interwencja jest możliwa u zwierząt, które nie śpią. Zobacz Rysunek 5.

8. Usunięcie sondy ICP (jeśli nie została usunięta podczas operacji)

UWAGA: Użyj mikroskopu chirurgicznego według uznania chirurga.

  1. Umieść szczura w komorze anestezjologicznej zgodnie z wcześniejszym opisem.
  2. Po znieczuleniu umieść szczura w pozycji leżącej na plecach w polu operacyjnym z poduszką grzewczą.
  3. Umieść nos w masce anestezjologicznej. Ustaw poziomyO2 do 30%, powietrza atmosferycznego na 70% i izofluranu na 2%.
  4. Ciągle nakładaj żel pod oczy, aby przeciwdziałać suchości oczu.
  5. Przeciąć ogonowy prosty szew przerywany. Otwórz nacięcie i usuń ewentualną martwiczą tkankę lub skrzepy krwi.
  6. Skróć sondę ICP tak bardzo, jak to możliwe, za pomocą nożyczek i przyklej koniec, aby zapobiec wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF). Zamknij nacięcie niewchłanialnym szwem monofilamentowym 4-0.
  7. Wyłącz izofluran.
  8. Kiedy szczur zacznie się poruszać, umieść go w pojedynczej klatce z jedzeniem i wodą ad libitum. Umieść połowę klatki na płycie grzewczej i umieść szczura w tym obszarze.
  9. Po powrocie do zwykłego stanu należy ponownie wprowadzić zwierzęta do siebie w wspólnej klatce pod nadzorem przez pierwsze 15 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kobiety są bardziej narażone na aSAH niż mężczyźni. Mimo to w eksperymentach wykorzystuje się głównie samce gryzoni ze względu na możliwe błędy wynikające z heterogeniczności cyklu rujowego u samic. Przedstawione tutaj reprezentatywne wyniki pochodzą z niedawnej publikacji porównującej szczury żeńskie i męskie, potwierdzającej, że model ten daje podobne wyniki u samic w porównaniu do samców21. W badaniu wzięto udział 34 samice szczurów Sprague-Dawley (18 w grupie SAH i 16 w grupie kontrolnej sham)...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model SAH przed chiazmatycznym pojedynczym wstrzyknięciem naśladuje kilka ważnych elementów ludzkiego SAH, w tym skok ICP, redukcję CBF, przejściowe globalne niedokrwienie, regulację w górę markerów neurozapalnych i CVS 14,15,16,18,19,20. Sonda ICP była również używana jako port do podawania dokanałowego (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania sprzecznych interesów.

Podziękowania

Praca była wspierana przez Fundację Lundbeck i Lundbeck Grant of Excellence (nr R59-A5404). Fundatorzy nie odgrywali żadnej roli w żadnej części manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
16 G Cewnik do żył obwodowychBD Venflon393229Igła skrócona, dystalna 1 cm zakrzywiona. Usunięte skrzydła
Dzwon anestezjologiczny / komoraNieznany
Analizator parametrów krytycznychRadiometrABL80
Monitor ciśnienia krwi (BP)AdinstrumentsML117Łączy się z Powerlab
Kleszcze zakrzywione, 12 cm x 3FST11001-12Do znieczulenia
Poduszka cylindryczna, 28 cm x 4 cmDomowej robotyWykonane z ręczniki chirurgiczne
Sprzęt do akwizycji danychAdinstrumentsML870 Powerlab
Oprogramowanie do gromadzenia danychAdinstrumentsLabChart 6.0
WiertarkaKMD1189
Kontroler wiertarkiSilfradent300 IN
Elastyczne światłoSchottKL200
Poduszka grzewczaMinco1135
Igła podskórna, 20 GKD Medical301300Łączy się z stereotaktycznym
ramowym monitorem ICPAdinstrumentsML117Łączy się z Powerlab
Waporyzator izofluranowyOhmedaTEC3
LaptopLenovoT410
Laserowy monitor dopplerowskiAdinstrumentsML191
Laserowa sonda dopplerowskaOxford OptronicsMSF100XPŁączy się z laserowym monitorem dopplerowskim
Uchwyt na igłę, 13 cmFST12001-13Do znieczulenia
Precyzyjna strzykawka, 0,025 mL547407
Ramka stereotaktycznaKopf InstrumentsM900
Mikroskop chirurgicznyCarl ZeissF170
Szew igłaAllgaier1245Do znieczulenia
Regulator temperaturyCWE,INC.Przetwornik TC-1000
x 2AdinstrumentsMLT0699Łączy się z monitorem ciśnienia krwi i ICP
WentylatorUgo Basile7025
Maszynka do strzyżenia weterynaryjnegoAesculapGT421
3-ramienny zwijacz Blair, 13,5 cmAgnthos17022--13
Blunt Alm zwijaczFST17008-07
Kleszcze zakrzywione, 12 cm x 2FST11001-12
Uchwyt na igłę, 13 cmFST12001-13
Kleszcze Dumont proste, 11 cmFST11252-00
Hemostat prosty Halsted-Mosquito x 2FST13008-12
Nożyczki do prostej irysówki, 9 cmFST14090-09
Nożyczki proste Vannas, 10,5 cmFST15018-10
Waciki absorpcyjneKettenbach31603
Nić jedwabna, 4-0, 5 x 15 cmVö mel14757
Wosk kostnyAesculap1029754
Żel pod oczy Carbomer 2 mg/gParanova
Wacik bawełnianyHeinz HerenzWA-1
Aplikator z końcówką bawełnianą x 4Selefa120788
Igła podskórna, 23 G x2KD 900284medyczna Łączy się z kranem. Usuń dystalny koniec
Igła podskórna, 23 G x3KDMedical 900284Usuń dystalny koniec. 2 łączy się z kranem, 1 ze strzykawką
Sonda ICP:DomowaWykonane z następujących elementów:
Rurka polietylenowa, 20 mmSmiths medical800/100/200Średnica wewnętrzna (ID): 0,58 mm, Średnica zewnętrzna (OD): 0,96 mm.
Rurka silikonowa, 10 mmFisher15202710ID: 0,76 mm, OD: 2,4 mm.
Rurka silikonowa, 2 mmFisher11716513ID: 1,0 mm, OD: 3,0 mm.
Mikrorurki hematokrytuMarka7493 11
Ręcznik OP, 45 cm x75 cmMö lnlycke800430
Adapter PinPort, 22 GInstechPNP3F22
Wtryskiwacz PinPortInstechPNP3M
Rurka polietylenowa, 2 x 20 cmSmiths medical800/100/200Łączy się ze strzykawką. Średnica wewnętrzna: 0,58 mm, średnica zewnętrzna: 0,96 mm.
Gumka Nieznany
skalpel, 10 ostrzyKiato23110
Igła do kręgosłupa, 25 G x 3,5''Braun5405905-01
System kurka, Discofix x 2Braun16494CŁączy się z przetwornikiem
Szew, 4-0, monofil, niewchłanialny x 3EthiconEH7145H
Strzykawka, 1 mlBD Plastipak1710023
Strzykawka, luer-lock, 10 ml x 4BD Plastipak305959Łączy się z przetwornikiem
Klej tkankowy3M1469SB
0,5% spirytus chlorheksydynowyFaaborg Pharma210918
Karprofen 50 mg/mlScanVet43715Rozcieńczony 1:10
IsofluraneBaxter
Sól fizjologicznaAmgros16404
Lidokaina-Adrenalina 10 mg/5 &mikro; g/mlAmgros16318
Hamilton

Bibliografia

  1. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), London, England. 306-318 (2007).
  2. de Rooij, N. K., Linn, F. H. H., vander Plas, J. A., Algra, A., Rinkel, G. J. E. Incidence of subarachnoid haemorrhage: a systematic review with emphasis on region, age, gender and time trends. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 78 (12), 1365-1372 (2007).
  3. Feigin, V. L., Lawes, C. M., Bennett, D. A., Barker-Collo, S. L., Parag, V. Worldwide stroke incidence and early case fatality reported in 56 population-based studies: a systematic review. The Lancet, Neurology. 8 (4), 355-369 (2009).
  4. Maher, M., Schweizer, T. A., Macdonald, R. L. Treatment of spontaneous subarachnoid hemorrhage: guidelines and gaps. Stroke. 51 (4), 1326-1332 (2020).
  5. Pickard, J. D., et al. Effect of oral nimodipine on cerebral infarction and outcome after subarachnoid haemorrhage: British aneurysm nimodipine trial. British Medical Journal (Clinical Research ed.). 298 (6674), 636-642 (1989).
  6. Daou, B. J., Koduri, S., Thompson, B. G., Chaudhary, N., Pandey, A. S. Clinical and experimental aspects of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. CNS Neuroscience and Therapeutics. 25 (10), 1096-1112 (2019).
  7. Fujii, M., et al. Early brain injury, an evolving frontier in subarachnoid hemorrhage research. Translational Stroke Research. 4 (4), 432-446 (2013).
  8. Roos, Y. B., et al. Complications and outcome in patients with aneurysmal subarachnoid haemorrhage: A prospective hospital based cohort study in the Netherlands. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 68 (3), 337-341 (2000).
  9. Vergouwen, M. D. I., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  10. Brown, R. J., Kumar, A., Dhar, R., Sampson, T. R., Diringer, M. N. The relationship between delayed infarcts and angiographic vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 72 (5), 702-707 (2013).
  11. Dhar, R., et al. Relationship between angiographic vasospasm and regional hypoperfusion in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 43 (7), 1788-1794 (2012).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews. Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
  13. Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
  14. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. -A. A new experimental model in rats for study of the pathophysiology of subarachnoid hemorrhage. Neuroreport. 13 (18), 2553-2556 (2002).
  15. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  16. Prunell, G. F., et al. Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat. Neurosurgery. 54 (2), 426-437 (2004).
  17. Velthuis, B. K., et al. Subarachnoid hemorrhage: Aneurysm detection and preoperative evaluation with CT angiography. Radiology. 208 (2), 423-430 (1998).
  18. Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).
  19. Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Inflammation in the brain after experimental subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 56 (5), 1082-1091 (2005).
  20. Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Delayed cell death related to acute cerebral blood flow changes following subarachnoid hemorrhage in the rat brain. Journal of Neurosurgery. 102 (6), 1046-1054 (2005).
  21. Spray, S., Haanes, K. A., Edvinsson, L., Johansson, S. E. Subacute phase of subarachnoid haemorrhage in female rats: increased intracranial pressure, vascular changes and impaired sensorimotor function. Microvascular Research. 135, 104127(2020).
  22. Ansar, S., Vikman, P., Nielsen, M., Edvinsson, L. Cerebrovascular ETB, 5-HT1B, and AT1 receptor upregulation correlates with reduction in regional CBF after subarachnoid hemorrhage. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 293 (6), 3750-3758 (2007).
  23. Hansen-Schwartz, J., et al. Subarachnoid hemorrhage enhances endothelin receptor expression and function in rat cerebral arteries. Neurosurgery. 52 (5), 1188-1194 (2003).
  24. Hayman, E. G., Wessell, A., Gerzanich, V., Sheth, K. N., Simard, J. M. Mechanisms of global cerebral edema formation in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurocritical Care. 26 (2), 301-310 (2017).
  25. Miyata, H., et al. Vasa vasorum formation is associated with rupture of intracranial aneurysms. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2019).
  26. Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
  27. Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), Dallas, Tex. 1337-1344 (1979).
  28. Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Grüter, B. E., Fandino, J. Saccular aneurysm models featuring growth and rupture: A systematic review. Brain Sciences. 10 (2), 101(2020).
  29. Altay, O., et al. Isoflurane on brain inflammation. Neurobiology of Disease. 62, 365-371 (2014).
  30. Hockel, K., Trabold, R., Schöller, K., Török, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4 (1), 5(2012).
  31. Kamp, M. A., et al. A Systematic and meta-analysis of mortality in experimental mouse models analyzing delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Translational Stroke Research. 8 (3), 206-219 (2017).
  32. Povlsen, G. K., Johansson, S. E., Larsen, C. C., Samraj, A. K., Edvinsson, L. Early events triggering delayed vasoconstrictor receptor upregulation and cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. BMC Neuroscience. 14, 34(2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Wtryskiwanie autologicznej krwiwtryskiwanie przedskrzyżowanioweciśnienie wewnątrzczaszkoweaparat stereotaksycznydoppler laserowytesty neurobehawioralneanaliza immunohistochemicznawestern blotting
Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.