Artykuł metodologiczny

Ocena aktywności przeciwnowotworowej in vivo nanocząstek bezwodnika IL-1α

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62683

⸱

28 czerwca 2021

 ,  ,  ,  , 
1Interdisciplinary Graduate Program in Human Toxicology, University of Iowa, 2Department of Pathology, University of Iowa, 3Department of Chemical and Biological Engineering, College of Engineering, Iowa State University, 4Nanovaccine Institute, Iowa State University, 5Division of Pharmaceutics and Translational Therapeutics, College of Pharmacy, University of Iowa, 6Holden Comprehensive Cancer Center, University of Iowa, 7Department of Oral Pathology, Radiology and Medicine, College of Dentistry, University of Iowa

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano standardowy protokół do badania aktywności przeciwnowotworowej i związanej z nią toksyczności IL-1α w syngenicznym mysim modelu HNSCC.

Streszczenie

Terapia cytokinami jest obiecującą strategią immunoterapeutyczną, która może wywołać silne przeciwnowotworowe odpowiedzi immunologiczne u pacjentów z rakiem. Cytokina prozapalna interleukina-1 alfa (IL-1α) została oceniona jako środek przeciwnowotworowy w kilku badaniach przedklinicznych i klinicznych. Jednak toksyczność ograniczająca dawkę, w tym objawy grypopodobne i niedociśnienie, osłabiły entuzjazm dla tej strategii terapeutycznej. Dostarczanie IL-1α oparte na nanocząstkach polibezwodnika (NP) stanowiłoby skuteczne podejście w tym kontekście, ponieważ może pozwolić na powolne i kontrolowane uwalnianie IL-1α w sposób ogólnoustrojowy, przy jednoczesnym zmniejszeniu toksycznych skutków ubocznych. W artykule opisano analizę aktywności przeciwnowotworowej nanocząsteczek polibezwodnika obciążonych IL-1α w syngenicznym modelu myszy z rakiem płaskonabłonkowym głowy i szyi (HNSCC). Mysie komórki nabłonka jamy ustnej i gardła stabilnie eksprymujące HPV16 E6 / E7 wraz z komórkami hRAS i lucyferazy (mEERL) wstrzyknięto podskórnie w prawą flankę myszy C57BL / 6J. Gdy guzy osiągnęły 3-4 mm w dowolnym kierunku, myszom podawano 1,5% preparat 1,8-bis(p-karboksyfenoksy)-3,6-dioksaoktan:1,6-bis(p-karboksyfenoksy)heksan (CPTEG: CPH) (IL-1α-NP) naładowany 20:80. Wielkość guza i masa ciała były mierzone w sposób ciągły, aż wielkość guza lub utrata masy ciała osiągnęły kryteria eutanazji. Próbki krwi pobrano w celu oceny przeciwnowotworowych odpowiedzi immunologicznych za pomocą nakłucia żyły podżuchwowej, a cytokiny zapalne mierzono za pomocą testów multipleksowych cytokin. Guz i pachwinowe węzły chłonne wycięto i zhomogenizowano w zawiesinę jednokomórkową w celu analizy różnych komórek odpornościowych za pomocą wielokolorowej cytometrii przepływowej. Te standardowe metody pozwolą badaczom na zbadanie przeciwnowotworowej odpowiedzi immunologicznej i potencjalnego mechanizmu immunostymulujących nanocząsteczek i innych środków immunoterapeutycznych w leczeniu raka.

Wprowadzenie

Jednym z pojawiających się obszarów immunoterapii nowotworów jest wykorzystanie cytokin zapalnych do aktywacji układu odpornościowego pacjentów przeciwko ich komórkom nowotworowym. Kilka cytokin prozapalnych (tj. interferon-alfa (IFNα), interleukina-2 (IL-2) i interleukina-1 (IL-1)) może wytwarzać znaczącą odporność przeciwnowotworową, co wzbudziło zainteresowanie badaniem właściwości przeciwnowotworowych, a także bezpieczeństwa leków na bazie cytokin. W szczególności interleukina-1 alfa (IL-1α) jest cytokiną prozapalną znaną jako główna cytokina stanu zapalnego1. Od czasu odkrycia tej cytokiny pod koniec lat siedemdziesiątych, była ona badana jako środek przeciwnowotworowy, a także lek krwiotwórczy do leczenia negatywnych skutków chemioterapii2. Pod koniec lat osiemdziesiątych XX wieku przeprowadzono kilka badań przedklinicznych i klinicznych w celu określenia przeciwnowotworowego działania IL-1α3,4,5,6. Badania te wykazały obiecujące działanie przeciwnowotworowe rekombinowanego IL-1α (rIL-1α) przeciwko czerniakowi, rakowi nerkowokomórkowemu i rakowi jajnika. Jednak często obserwowano toksyczność, w tym gorączkę, nudności, wymioty, objawy grypopodobne i najcięższe niedociśnienie ograniczające dawkę. Niestety, te toksyczności zależne od dawki ostudziły entuzjazm do dalszego klinicznego stosowania rIL-1α.

Aby spróbować rozwiązać krytyczny problem toksyczności za pośrednictwem IL-1α, zbadane zostaną preparaty nanocząsteczek polibezwodnika (NP), które pozwalają na kontrolowane uwalnianie IL-1α przez kinetykę erozji powierzchniowej. Te preparaty NP mają na celu czerpanie korzyści z właściwości przeciwnowotworowych IL-1α przy jednoczesnym zmniejszaniu skutków ubocznych ograniczających dawkę7. Wielowodniki to polimery zatwierdzone przez FDA, które ulegają degradacji w wyniku erozji powierzchniowej, co powoduje uwalnianie zamkniętych środków w kapsułkach prawie zerowego rzędu8,9,10,11,12. Amfifilowe kopolimery polibezwodnikowe zawierające 1,8-bis-(p-karboksyfenoksy)-3,6-dioksaoktan (CPTEG) i 1,6-bis-(p-karboksyfenoksy)heksan (CPH) zostały uznane za doskonałe systemy dostarczania dla różnych ładunków w badaniach onkologicznych i immunologicznych8,12. W poniższym protokole 20:80 CPTEG:CPH NP załadowane 1,5% wag. rIL-1α (IL-1α-NPs) zostaną wykorzystane do zbadania aktywności przeciwnowotworowej i toksyczności tej cytokiny w mysim modelu HNSCC.

Ogólnym celem poniższych procedur jest ocena aktywności przeciwnowotworowej IL-1α-NPs na HNSCCs. Opisane procedury, w tym ocena wzrostu i przeżycia guza, mogą być stosowane do dowolnego czynnika immunomodulującego, który jest przedmiotem zainteresowania. Procedury te powinny być wykonywane w syngenicznym modelu myszy z nienaruszonym układem odpornościowym13, aby zmaksymalizować przydatność kliniczną. Toksyczność IL-1α-NP będzie również oceniana poprzez pomiar zmian w krążących poziomach cytokin prozapalnych i masie ciała. Istnieje wiele metod określania toksyczności leków in vivo; Jednak najpowszechniej stosowane metody obejmują pomiar enzymów w surowicy pod kątem toksyczności narządowej i zmian histologicznych w tych narządach. Jednak, aby przeprowadzić analizy histologiczne, zwierzę musi zostać uśmiercone, co wpłynie na krzywe przeżycia w eksperymencie. W związku z tym protokół ten będzie zawierał protokół pobierania krwi od żywych myszy w celu pomiaru cytokin w próbkach surowicy. Pobraną surowicę można wykorzystać do pomiaru dowolnych pożądanych analitów surowicy pod kątem toksyczności narządowej. Wielokolorowa cytometria przepływowa zostanie wykorzystana do zrozumienia zmian w populacji komórek odpornościowych w mikrośrodowisku guza i migracji komórek odpornościowych do węzła chłonnego. Do identyfikacji komórek odpornościowych można wykorzystać inne metody, w tym immunohistochemię i/lub immunofluorescencję zachowanych skrawków14. Jednak techniki te mogą być czasochłonne i żmudne do wykonania na dużej liczbie zwierząt. Ogólnie rzecz biorąc, poniższe metody pozwolą badaczom zbadać przeciwnowotworową odpowiedź immunologiczną i potencjalne mechanizmy działania leków immunostymulujących w leczeniu raka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury in vivo użyte w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and UseCommittee (IACUC) Uniwersytetu Iowa.

1. Przygotowanie i utrzymanie linii komórkowej HNSCC

UWAGA: W tym badaniu zostanie wykorzystana mysia linia komórek nabłonka ustno-gardłowego stabilnie przekształcona za pomocą HPV E6 i E7 wraz z hRas i lucyferazy (mEERL). Ta linia komórkowa została opracowana ze szczepu myszy C57BL/6J i była prezentem od dr Paoli D. Vermeer (Wydział Chirurgii, University of South Dakota Sanford School of Medicine, Dakota Południowa, USA).

  1. Rozmrozić zamrożoną fiolkę z komórkami mEERL we wstępnie podgrzanej (37 °C) łaźni wodnej, a następnie przenieść do stożkowej probówki o pojemności 15 ml zawierającej ciepłą pożywkę hodowlaną (Dulbecco's Modified Eagle Medium [DMEM] uzupełnione 40,5% 1:1 DMEM/Hams F12, 10% płodowa surowica bydlęca [FBS], 0,1% gentamycyna, 0,005% hydrokortyzon, 0,05% transferyna, 0,05% insulina, 0,0014% trijodotyronina, i 0,005% naskórkowego czynnika wzrostu).
  2. Odwirować stożkową probówkę o masie 277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C w celu usunięcia pożywki. Następnie ponownie zawiesić osad komórkowy w 3-5 ml świeżej pożywki i przenieść go do kolby do hodowli komórek T-25. Aby zapewnić optymalny odzysk z zamrożonego przechowywania, płytki o wysokiej gęstości.
    UWAGA: Kolby T-25 zostały użyte ze względu na ich mniejszy rozmiar, co skutkuje szybszym czasem odzyskiwania z zamrożonego przechowywania, gdy komórki znajdują się w bliskiej odległości w porównaniu z kolbami T-75.
  3. Pozwól komórkom rosnąć w wilgotnym inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 , rozpręż się do większych kolb (tj. T-75 lub T-150) i przechodź przez nie co 3 dni. Gdy jest wystarczająca ilość komórek do pożądanej implantacji u wszystkich myszy, wyjmij kolby, wyrzuć pożywkę i delikatnie przepłucz komórki solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Następnie dodać 4 ml (w przypadku użycia kolb T150) 0,25% trypsyny-EDTA i inkubować w temperaturze 37 °C przez 2 minuty. Zwiększ lub zmniejsz ilość trypsyny w zależności od rozmiaru używanego naczynia/kolby.
    UWAGA: Rodzaj linii komórkowej i stopień zbiegu mogą wpływać na czas trypsynizacji. Długie okresy trypsynizacji mogą uszkodzić komórki, powodując niską żywotność. Użyj minimalnej ilości czasu potrzebnej do trypsynizacji.
  4. Pod mikroskopem oderwane komórki po trypsynizacji poruszają się swobodnie. Jeśli niektóre komórki są nadal przyczepione, bardzo delikatnie postukaj w kolbę, aby zmobilizować pozostałe przylegające komórki. Dodaj świeżą pożywkę (dostosuj ilość pożywki zgodnie z potrzebami), aby zatrzymać reakcję trypsyny i zebrać zawiesinę komórek w stożkowych probówkach o pojemności 50 ml. Wirować przy 277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C w celu usunięcia pożywki.
  5. Ponownie zawieś komórki na świeżym podłożu i policz komórki. Odwirować ponownie (jak opisano powyżej), a następnie dodać zimny PBS do komórek, aby uzyskać końcowe stężenie 10 × 106 komórek/ml. Zawiesinę komórkową (zawiesiny) komórkową należy przechowywać na lodzie przed wstrzyknięciem myszom.

2. Implantacja nowotworu, leczenie farmakologiczne i pomiar

UWAGA: Zwierzęta doświadczalne były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami na Uniwersytecie Iowa i przestrzegały odpowiednich procedur aseptycznych, aby sobie z nimi poradzić.

  1. Znieczulenie myszy C57Bl/6J mieszanką ketaminy (80 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg). Ostrożnie ogolić bok lub pożądane miejsce wstrzyknięcia za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.
    UWAGA: Pamiętaj, aby udokumentować stosowanie substancji kontrolowanych zgodnie z wymogami instytucjonalnych (lub innych) zasad i przepisów.
  2. Zdezynfekować obszar boku za pomocą wacika etanolowego i powoli wstrzyknąć podskórnie 100 μl (zawierającej 1 x 106 komórek) zawiesiny komórek za pomocą strzykawki 25-28 G. Znieczulij myszy przed wstrzyknięciem, aby zapobiec nagłym ruchom i utracie komórek. Przed każdym wstrzyknięciem należy delikatnie wymieszać zawiesinę komórek, aby zapobiec osadzaniu się komórek na dnie fiolki lub stożkowej probówki.
  3. Po pobraniu zawiesiny komórkowej do strzykawki należy usunąć wszystkie pęcherzyki i martwą przestrzeń z góry. Zawiesinę komórkową należy wstrzykiwać powoli i równomiernie. Nie używaj tej samej igły na wielu myszach. Zawsze wykonuj dodatkowe zawiesiny komórek, aby uwzględnić przypadkową utratę.
  4. Umieść zwierzę w odpowiednich klatkach i monitoruj je, aż dojdzie do siebie po znieczuleniu. Podczas znieczulenia zwierzęta są narażone na hipotermię; Dlatego zapewnij dodatkowe ciepło lub umieść myszy blisko siebie, aby się ogrzać (jeśli są trzymane w tej samej klatce).
  5. Gdy guzy osiągną 3 mm w dowolnym kierunku, losowo przydziel myszy (według wielkości guza i/lub masy) w grupach leczenia, a następnie rozpocznij leczenie farmakologiczne. Wstrzyknij myszom dootrzewnowo (i.p.) NPs15 zawierający 3,75 μg rIL-1α / mysz w dniach 4 i 9. Mierz i zapisuj objętość guza ((długość x szerokość2) / 2) i wagę myszy codziennie lub co drugi dzień, aż rozmiar guza lub myszy osiągną kryteria eutanazji.
    UWAGA: Nawet z doświadczonym badaczem trudno jest wszczepić guz tej samej wielkości wszystkim myszom. Losowo przydzielaj zwierzęta do grup eksperymentalnych na podstawie wielkości guza i wagi myszy.

3. Pobieranie krwi i separacja surowicy

UWAGA: Pobieranie krwi z żyły podżuchwowej to łatwa i skuteczna technika, która pozwala na pobieranie krwi od zwierząt przytomnych lub znieczulonych. Na potrzeby tego badania pobrano krew od zwierząt, gdy były pod narkozą.

  1. Znieczulij myszy wstrzyknięciem mieszanki ketaminy i ksylazyny, jak wspomniano powyżej.
  2. Chwyć luźną skórę nad ramieniem ręką niedominującą i nakłuj żyłę podżuchwową igłą 18 G lub lancetem, nieco za żuchwą (biała plama w tym obszarze).
  3. Nakłuj żyłę, aby zapewnić natychmiastowy przepływ krwi. Zbierz 200-300 μl krwi (w zależności od masy myszy) do 1,5 ml polipropylenowej probówki wirówkowej lub probówki do separatora surowicy. Po pobraniu krwi należy delikatnie uciskać miejsce wkłucia, aż do ustania krwawienia. Umieść myszy z powrotem w odpowiednich klatkach i obserwuj, aż wyzdrowieją ze znieczulenia.
    UWAGA: Nie zbieraj więcej niż 1% masy ciała myszy podczas jednego zbierania lub w ciągu 24 godzin.
  4. Pozwól pobranej krwi skrzepnąć w temperaturze pokojowej przez 20-30 minut. Umieść probówki na lodzie, aż będą gotowe do odwirowania.
  5. Odwirować zakrzepłą krew o stężeniu 1540 x g przez 15 minut w temperaturze 4 °C.
  6. Zbierz górną warstwę (surowicę) bez naruszania czerwonych krwinek. Przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu użycia.

4. Zwielokrotnienie pobranej surowicy

  1. Rozmrozić próbki surowicy lub osocza, trzymając je na lodzie.
  2. Odwirować próbki o stężeniu 1540 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C w celu osadzenia wszelkich resztek komórkowych i ostrożnie zebrać warstwę surowicy od góry.
  3. Wyjmij zestaw multipleksowy w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Istnieje kilka dostępnych na rynku zestawów multipleksowych, które są przeznaczone dla określonych cytokin, chemokin lub czynników wzrostu. Możliwe jest również dostosowanie zestawu w oparciu o interesujące Cię białko.
  4. Wykonaj test zgodnie z protokołem producenta, aby wykryć cytokiny.
    UWAGA: Większość zestawów multipleksowych wykorzystuje kulki magnetyczne do wiązania wychwyconego przeciwciała. Dlatego podczas prania konieczne jest używanie automatycznej lub ręcznej myjki magnetycznej. W przeciwnym razie koraliki magnetyczne zmyją się z talerza i nie będzie wystarczającej liczby zdarzeń, aby dokonać odczytu.

5. Pobranie guza i pachwinowego węzła chłonnego oraz przygotowanie zawiesiny jednokomórkowej

  1. Znieczulij myszy mieszanką ketaminy i ksylazyny. Aby zapewnić całkowite uspokojenie, użyj odruchu pedałowania (mocne uszczypnięcie palca). Jeśli myszy nie reagują, poddaj je eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.
  2. Połóż każdą mysz na plecach i spryskaj skórę brzucha 70% etanolem. Użyj kleszczy i nożyczek, aby wyciąć guz po lewej stronie myszy i węzeł chłonny po prawej stronie. Jeśli guz jest duży, pokrój na małe kawałki i weź 500-600 mg tkanki. W przypadku węzła chłonnego zbierz cały narząd.
    UWAGA: Po obu stronach okolicy pachwinowej znajdują się dwa węzły chłonne. W zależności od celów eksperymentalnych węzeł chłonny i guz można wyizolować z tej samej strony. Jeśli jednak guz stanie się bardzo duży, nie będzie łatwo pobrać węzeł chłonny z tej samej strony.
  3. Umieść tkanki na odpowiednich probówkach dysocjacyjnych zawierających 3-5 ml pożywki RPMI. Homogenizuj tkankę za pomocą automatycznego dysocjatora.
    UWAGA: Można stosować inne homogenizatory automatyczne lub ręczne.
  4. Po homogenizacji przenieść zawiesinę komórek przez filtr 70 μm do stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Wirować przy 277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C w celu usunięcia pożywki. Umyj i ponownie zawieś komórki w 1-2 ml zimnego PBS.

6. Barwienie FACS zawiesiny jednokomórkowej

  1. Użyj 0,4% barwienia błękitem trypanowym, aby policzyć żywotne komórki w hemocytometrze. Oblicz objętość wymaganą do uzyskania 2-3 milionów komórek i przenieś je do odpowiedniej probówki FACS.
  2. Użyj barwnika żywotności, aby zaszczepić żywe komórki; w przeciwnym razie może dojść do niespecyficznego wiązania przeciwciała z martwymi komórkami, co może dać fałszywie dodatni wynik.
    UWAGA: W tym eksperymencie do barwienia żywych i martwych komórek użyto barwnika zombie. W handlu dostępnych jest kilka barwników utrwalających i nieutrwalalnych (np. jodek propidyny).
  3. Odwirować (277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C) zliczone komórki. Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić komórki w 300 μl PBS. Dodaj 0,5-1 μl barwnika zombie/tubkę. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 20 minut w ciemności.
  4. Odwirować (277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C) i przemyć komórki 1-2 ml buforu FACS i ponownie zawiesić je w 200 μl buforu FACS.
  5. Dodać bloker receptora Fc (2 μL na 200 μL lub zgodnie z protokołem producenta) i inkubować komórki przez 10 minut.
  6. Odwirować (277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C) i przepłukać komórki 1-2 ml buforu FACS. Dodać koktajl przeciwciał i inkubować przez 30 minut w temperaturze 4 °C w ciemności.
  7. Po inkubacji odwirować (277 x g przez 5 minut w temperaturze 25 °C) i przepłukać komórki 1-2 ml buforu FACS. Dodać 300-400 μl 2% roztworu paraformaldehydu i zawiesić w celu utrwalenia. Na tym etapie należy przechowywać komórki przez kilka dni w temperaturze 4 °C lub natychmiast przeanalizować za pomocą wielokolorowego cytometru przepływowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tym badaniu zbadano aktywność przeciwnowotworową polibezwodnika IL-1α w syngenicznym mysim modelu HNSCC. Rekombinowana IL-1α (rIL-1α) znacznie spowolniła wzrost guza mEERL (Figura 1A), chociaż u leczonych myszy zaobserwowano utratę masy ciała, która została przywrócona po odstawieniu leczenia (Figura 1B). IL-1α-NP nie wywoływały znaczącego działania przeciwnowotworowego w porównaniu z solą fizjologiczną lub ślepą próbą (Figura 1A) i towarzyszyła mu pewna utrat...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten pozwoli każdemu badaczowi na zbadanie aktywności przeciwnowotworowej i niektórych mechanizmów leżących u podstaw leków immunomodulujących w mysim systemie modelowym in vivo . W tym przypadku zastosowano syngeniczny model guza podskórnego, który ma kilka zalet w porównaniu z modelami ortotopowymi, w tym technicznie prosty protokół, łatwe monitorowanie wzrostu guza, mniejszą zachorowalność zwierząt i wyższą produktywność. Podskórne modele guzów można również zmodyfikować do obustronnego modelu guza po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została częściowo wsparta przez #I01BX004829 Merit Review Award ze Stanów Zjednoczonych (USA) Departament ds. Weteranów, Dział Badań i Rozwoju Laboratorium Biomedycznego i wspierany przez program Mezhir Award za pośrednictwem Holden Comprehensive Cancer Center na Uniwersytecie Iowa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Systemy Bio-Plex 200Bio-RadSystem został dostarczony z Zakładu Cytometrii Przepływowej University of IOWA Health Care
Bio-Plex Pro Mouse Cytokine 23-plex AssayBio-RadM60009RDPD
C57BL/6J MyszyJakson Labs664do 6 tygodni
DMEM (Dulbecco's Modified Eagle Medium)Thermo Fisher Scientific11965092
DMEM/Hams F12 (Dulbecco's Modified Eagle Medium/Mieszanka składników odżywczych F-12)Thermo Fisher Scientific11320033
EGFMillipore SigmaSRP3196-500UG
Płodowa surowica bydlęcaMillipore Sigma12103C-500ML
Roztwór siarczanu gentamycynyIBI ScientificIB02030
gentleMACS DysocjatorMiltenyi Biotec
Ręczna magnetyczna podkładka do płytThermo Fisher ScientificEPX-55555-000
HydrokortyzonMillipore SigmaH6909-10ML
InsulinaMillipore SigmaI0516-5ML
Ketamina/ksylazynaZnieczulenie iniekcyjne
Liniakomórkowa MEERLMysie komórki nabłonka jamy ustnej i gardła stabilnie eksprymujące HPV16 E6/E7 wraz z komórkami hRAS i lucyferazy (mEERL)
Wagi przenośneOhaus
Scienceware  Digi-Max  suwmiarka ślizgowaMillipore SigmaZ503576-1EA
Sterylna podkładka nasączona nasączkowa nasączona alkoholem (70% alkoholu izopropylowego)CardinalCOV5110. PMP
Transferyna LudzkaMillipore SigmaT8158-100MG
Tri-jodothyroninaMillipore SigmaT5516-1MG
4

Bibliografia

  1. Dinarello, C. A., Simon, A., vander Meer, J. W. Treating inflammation by blocking interleukin-1 in a broad spectrum of diseases. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 633-652 (2012).
  2. de Mooij, C. E. M., Netea, M. G., vander Velden, W., Blijlevens, N. M. A. Targeting the interleukin-1 pathway in patients with hematological disorders. Blood. 129 (24), 3155-3164 (2017).
  3. Veltri, S., Smith, J. W. Interleukin 1 trials in cancer patients: a review of the toxicity, antitumor and hematopoietic effects. Stem Cells. 14 (2), 164-176 (1996).
  4. Grandis, J. R., Chang, M. J., Yu, W. D., Johnson, C. S. Antitumor activity of interleukin-1 alpha and cisplatin in a murine model system. Archives of Otolaryngology- Head & Neck Surgery. 121 (2), 197-200 (1995).
  5. Curti, B. D., Smith, J. W. Interleukin-1 in the treatment of cancer. Pharmacology & Therapeutics. 65 (3), 291-302 (1995).
  6. Smith, J. W., et al. The effects of treatment with interleukin-1 alpha on platelet recovery after high-dose carboplatin. New England Journal of Medicine. 328 (11), 756-761 (1993).
  7. Senapati, S., Mahanta, A. K., Kumar, S., Maiti, P. Controlled drug delivery vehicles for cancer treatment and their performance. Signal Transduction and Targeted Therapy. 3, 7(2018).
  8. Carbone, A. L., Uhrich, K. E. Design and synthesis of fast-degrading Poly(anhydride-esters). Macromolecular Rapid Communications. 30 (12), 1021(2009).
  9. Gopferich, A., Tessmar, J. Polyanhydride degradation and erosion. Advanced Drug Delivery Reviews. 54 (7), 911-931 (2002).
  10. Jain, J. P., Chitkara, D., Kumar, N. Polyanhydrides as localized drug delivery carrier: an update. Expert Opinion on Drug Delivery. 5 (8), 889-907 (2008).
  11. Jain, J. P., Modi, S., Domb, A. J., Kumar, N. Role of polyanhydrides as localized drug carriers. Journal of Controlled Release : Official Journal of the Controlled Release Society. 103 (3), 541-563 (2005).
  12. Kumar, N., Langer, R. S., Domb, A. J. Polyanhydrides: an overview. Advanced Drug Delivery Reviews. 54 (7), 889-910 (2002).
  13. Goldman, J. P., et al. Enhanced human cell engraftment in mice deficient in RAG2 and the common cytokine receptor gamma chain. British Journal of Haematology. 103 (2), 335-342 (1998).
  14. Seth, A., Park, H. S., Hong, K. S. Current perspective on in vivo molecular imaging of immune cells. Molecules. 22 (6), (2017).
  15. Espinosa-Cotton, M., et al. Interleukin-1 alpha increases antitumor efficacy of cetuximab in head and neck squamous cell carcinoma. Journal for Immunotherapy of Cancer. 7 (1), 79(2019).
  16. Veltri, S., Smith, J. W. Interleukin 1 trials in cancer patients: A review of the toxicity, antitumor and hematopoietic effects. The Oncologist. 1 (4), 190-200 (1996).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Nanocz stki polianhydrydoweIL 1 alfaterapia cytokinowarak g owy i szyisyngeneiczny model mysiimplantacja guzacytometria przep ywowamultipleksowy test cytokinanaliza kom rek odporno ciowych

Powiązane artykuły