Artykuł metodologiczny

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63712

⸱

31 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedics, All India Institute of Medical Sciences (AIIMS), 2Department of Biochemistry, All India Institute of Medical Sciences (AIIMS), 3Department of Anaesthesiology Pain Medicine and Critical Care, All India Institute of Medical Sciences (AIIMS), 4Department of Radiodiagnosis, All India Institute of Medical Sciences (AIIMS), 5Department of Pathology, All India Institute of Medical Sciences (AIIMS), 6Central Council for Research in Homoeopathy (CCRH)

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Streszczenie

Gojenie złamań to proces fizjologiczny skutkujący regeneracją ubytków kostnych poprzez skoordynowane działanie osteoblastów i osteoklastów. Leki osteoanaboliczne mają potencjał, aby zwiększyć naprawę złamań, ale mają ograniczenia, takie jak wysokie koszty lub niepożądane skutki uboczne. Potencjał leczniczy leku do gojenia kości można początkowo określić za pomocą badań in vitro, ale do ostatecznego dowodu słuszności koncepcji potrzebne są badania in vivo. Naszym celem było opracowanie modelu gryzonia do osteotomii kości udowej, który mógłby pomóc naukowcom zrozumieć rozwój tworzenia się kalusa po złamaniu trzonu kości udowej i który mógłby pomóc w ustaleniu, czy potencjalny lek ma właściwości gojące kości. Dorosłe samce szczurów albinosów rasy Wistar zostały wykorzystane po uzyskaniu zgody Instytucjonalnej Komisji Etyki Zwierząt. Gryzonie znieczulono, a w warunkach aseptycznych za pomocą osteotomii otwartej powstały całkowite złamania poprzeczne w środkowej jednej trzeciej trzonów kości udowych. Złamania zostały zredukowane i wewnętrznie unieruchomione za pomocą śródszpikowych drutów K, a wtórne gojenie złamań umożliwiło ponowne gojenie się złamań. Po zabiegu podawano dootrzewnowe leki przeciwbólowe i antybiotyki przez 5 dni. Sekwencyjne cotygodniowe zdjęcia rentgenowskie oceniały tworzenie się kalusa. Szczury uśmiercono w oparciu o radiologicznie wcześniej określone punkty czasowe, a rozwój kalusa złamania analizowano radiologicznie i przy użyciu immunohistochemii.

Wprowadzenie

Kość to gęsta tkanka łączna składająca się z komórek tworzących kości, osteoblastów i komórek resorpcyjnych kości, osteoklastów. Gojenie złamań to proces fizjologiczny, w wyniku którego następuje regeneracja ubytków kostnych poprzez skoordynowane działanie osteoblastów i osteoklastów1. Gdy dochodzi do złamania, aktywność osteoblastyczna i osteoklastyczna w miejscu złamania to tylko niektóre z ważnych czynników, które decydują o gojeniu się kości2. Kiedy gojenie się złamań odbiega od normalnego przebiegu, powoduje to opóźniony zrost, nieprawidłowy zrost lub brak zrostu. O złamaniu mówi się, że nie jest zrostem, gdy występuje niepowodzenie zrostu złamania przez 9 miesięcy, bez progresji naprawy w ciągu ostatnich 3 miesięcy3. Około 10%-15% wszystkich złamań doświadcza opóźnienia w naprawieniu, które może przejść do braku zrostu4. Wskaźnik braku zrostu dla wszystkich złamań wynosi 5%-10% i różni się w zależności od zajętej kości i miejsca złamania5.

Obecny schemat leczenia złamań bez zrostu obejmuje metody chirurgiczne i/lub medyczne. Obecnie opóźnione lub brak zrostu złamań można przezwyciężyć za pomocą strategii chirurgicznych, takich jak przeszczep kości. Jednak przeszczep kości ma swoje ograniczenia i komplikacje, takie jak dostępność przeszczepionej tkanki, ból w miejscu dawczym, zachorowalność i infekcje6. Leczenie obejmuje leki osteoanaboliczne, takie jak białko morfogenetyczne kości (BMP) i teryparatyd (analog parathormonu). Obecnie stosowane środki osteoanaboliczne mają potencjał do wspomagania naprawy złamań, ale mają ograniczenia, takie jak wygórowane koszty lub niepożądane skutki uboczne7. W związku z tym istnieje możliwość zidentyfikowania opłacalnych, niechirurgicznych alternatyw dla gojenia kości. Potencjał leczniczy leku do gojenia kości można początkowo określić za pomocą badań in vitro, ale do ostatecznego dowodu słuszności koncepcji potrzebne są badania in vivo. Lek, o którym wiadomo, że przyspiesza gojenie się kości, powinien być oceniany in vitro i, jeśli okaże się obiecujący, może być stosowany do badań in vivo na modelach zwierzęcych. Jeśli okaże się, że lek wspomaga tworzenie i przebudowę kości w modelu in vivo, może przejść do następnego etapu (tj. badań klinicznych).

Ocena gojenia się złamań u zwierząt jest logicznym krokiem naprzód w ocenie nowego środka wprowadzonego do leczenia kości przed poddaniem go próbom na ludziach. W badaniach in vivo na modelach zwierzęcych gojenia złamań, gryzonie stają się coraz bardziej popularnym modelem8. Modele gryzoni cieszą się coraz większym zainteresowaniem ze względu na niskie koszty operacyjne, ograniczone zapotrzebowanie na miejsce i krótszy czas potrzebny na gojenie się kości9. Ponadto gryzonie mają szerokie spektrum przeciwciał i docelowych genów, co pozwala na badania nad molekularnymi mechanizmami gojenia i regeneracji kości10. Spotkanie konsensusu kompleksowo podkreśliło różne modele gojenia kości u małych zwierząt i skupiło się na różnych parametrach wpływających na gojenie kości, a także położyło nacisk na kilka modeli złamań i implantów u małych zwierząt11.

Podstawowe modele pęknięć można podzielić na modele otwarte i zamknięte. Modele złamań zamkniętych wykorzystują trzy- lub czteropunktową siłę zginania działającą na kość i nie wymagają konwencjonalnego podejścia chirurgicznego. Prowadzą one do złamań skośnych lub spiralnych, przypominających złamania kości długich u ludzi, ale brak standaryzacji lokalizacji i wymiarów złamań może działać w nich jako czynnik zakłócający12. Otwarte modele złamań wymagają dostępu chirurgicznego w celu osteotomii kości, pomagają uzyskać bardziej spójny wzór złamania w miejscu złamania, ale wiążą się z opóźnionym gojeniem w porównaniu z modelami zamkniętymi13. Wybór kości wykorzystywanej do badania gojenia złamań pozostaje głównie kości piszczelowej i udowej ze względu na ich wymiary i dostępność. Wybór miejsca złamania to zwykle trzon lub przysada. Obszar przynasadowy jest specjalnie wybierany w przypadkach, gdy gojenie złamań jest badane u osób z osteoporozą, ponieważ osteoporoza ma większy wpływ na przynasadę14. Do stabilizacji złamania można użyć kilku implantów, takich jak szpilki śródszpikowe i stabilizatory zewnętrzne11,15.

Celem tego badania było opracowanie prostego i łatwego do naśladowania modelu gryzoni, który mógłby pomóc badaczom nie tylko zrozumieć rozwój modzeli po złamaniu kości udowej, ale także mógłby pomóc w ustaleniu, czy potencjalny lek ma właściwości gojące kości, poprzez zrozumienie mechanizmu, za pomocą którego działa.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone po uzyskaniu zgody etycznej od Instytucjonalnego Komitetu Etyki Zwierząt (IAEC), AIIMS, New Delhi, Indie (286/IAEC-1/2021).

1. Postępowanie przedoperacyjne

  1. Trzymanie w pomieszczeniach trzymanych w pomieszczeniach męskich szczurów albinosów Wistar w wieku 6-8 tygodni, o wadze od 150 do 200 g każdy, w Centralnym Obiekcie dla Zwierząt (CAF) w oddzielnych oddzielnych klatkach. Gwarantuje to brak urazów w miejscu operacji/złamania, gdy wiele szczurów dzieli klatki.
  2. Utrzymuj szczury w temperaturze 23 °C ± 2 °C w środowisku o kontrolowanej wilgotności i wilgotności względnej 50% ± 5%, poddaj je 12-godzinnemu cyklowi ciemności/światła i zapewnij ad libitum dostęp do pożywienia (standardowa dieta półsyntetyczna): diety granulowanej (suchej) i wody. Skład standardowej diety półsyntetycznej jest następujący: prażona mąka bengalska (60%), mąka pszenna (22%), kazeina (4%), odtłuszczone mleko w proszku (5%), olej rafinowany (4%), mieszanka soli ze skrobią (4,8%) oraz mieszanka witamin choliny ze skrobią (0,2%).
  3. Aklimatyzuj szczury przez okres co najmniej 48 godzin przed zabiegiem.
  4. Zważ każdego szczura na wadze cyfrowej i zanotuj wagę.
  5. Wstrzyknięcia dootrzewnowe (IP) cefuroksymu (100 mg/kg masy ciała), tramadolu (25 mg/kg masy ciała) oraz kombinacji ketaminy (75 mg/kg masy ciała) z ksylazyną (10 mg/kg masy ciała) należy podać szczurom 15 minut przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec suchości oka.
  6. Usuń włosy z prawej kończyny dolnej, od okolicy bocznej aż do stawu kolanowego, stosując miejscowo krem do depilacji.
    UWAGA: Krew (0,5 ml) można pobrać z żyły ogonowej każdego szczura w celu przeprowadzenia analizy wyjściowej różnych parametrów. Krew można pobierać ponownie co 2 tygodnie po zabiegu.

2. Zabieg chirurgiczny powodujący całkowite złamanie poprzeczne poprzez otwartą osteotomię

UWAGA: Użyj wyznaczonej sali operacyjnej ze stołem operacyjnym i optymalną temperaturą otoczenia (26 °C) do przeprowadzenia zabiegu.

  1. Umieść blok wosku (taca aluminiowa 30 cm x 30 cm x 4 cm zawierająca wosk do głębokości 2,5 cm) na stole operacyjnym i przykryj go sterylnymi serwetami. Blok woskowy zapobiega wszelkim zmianom pozycji zwierzęcia podczas operacji.
  2. Potwierdź początek znieczulenia (sprawdzając utratę szczypania palca u nogi). Umieść znieczulonego szczura na sterylnej serwecie w lewej pozycji bocznej. Poproś asystenta, aby przytrzymał prawą kończynę dolną (kolano i biodro) w wyprostu. Trzymaj sterylną twardą podporę (marmurowy blok) pod prawą nogą, aby podeprzeć kość udową. Oczyść miejsce operacji alkoholem i betadyną.
  3. Wstrzyknij znieczulenie miejscowe (0,25 ml 1% lignokainy) w miejsce nacięcia (boczna strona prawego uda), wytnij otwór w innym sterylnym serwowaniu i wystaw przez niego tylko prawą nogę szczura do operacji.
  4. Wykonaj 1 cm pionowe nacięcie skóry po bocznej stronie prawego uda i przedłuż je w razie potrzeby za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15.
  5. Odsłoń mięsień obszerny boczny, oddzielając powięź głęboką za pomocą nożyczek Metzenbauma. Rozłup obszerny boczny w linii z włóknami mięśniowymi za pomocą kleszczy tętniczych, aż do osiągnięcia trzonu kości udowej.
  6. Uwolnij kość od przyczepionych do niej mięśni za pomocą windy okostnej.
  7. Wstrzyknąć znieczulenie miejscowe (0,2 ml 1% lignokainy) w okostną i wokół okostnej, aby zapobiec odruchowi wazowagalnemu.
  8. Za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15 należy wykonać wgłębienie w środkowej jednej trzeciej trzonu kości udowej i złamać kość w środkowej jednej trzeciej trzonu (złamanie całkowite), umieszczając dłuto na wykonanym wgłębieniu (tak, aby dłuto się nie ślizgało) i delikatnie stukając w dłuto młotkiem. Użyj sterylnego twardego podparcia (bloku marmurowego), aby podeprzeć kość podczas jej łamania, aby zapewnić czyste złamanie.
    UWAGA: Sterylne twarde podparcie zwykle nie powoduje znacznego uszkodzenia mięśni pod spodem.
  9. Wewnętrznie napraw złamanie za pomocą sterylnego drutu K (1,0 mm) przytrzymywanego za pomocą wiertarki zasilanej bateryjnie. Przełóż drut K do kanału szpikowego dystalnego fragmentu przez miejsce złamania. Następnie wywierć drut K przez dystalny koniec kości udowej za pomocą wiertarki zasilanej bateryjnie.
    UWAGA: Przed użyciem zdezynfekuj powierzchnię wiertarki alkoholem. Zmień rękawice po zamocowaniu przewodu K.
  10. Po zmniejszeniu złamania należy przesunąć drut K od dystalnego końca do kanału bliższego fragmentu, aż uzyska zakup w okolicy krętarzowej. Odetnij dystalną część drutu K wystającą przez skórę za pomocą przecinaka do drutu.
  11. Zegnij końcówkę drutu K do około 90° za pomocą szczypiec i użyj bandaża z gazy nasączonego betadyną do opatrunku na szpilki. Drut K działa jak szyna śródszpikowa do utrzymywania złamania w obniżonej pozycji.
  12. Upewnij się, że pełna hemostaza jest pełna przed zamknięciem skóry za pomocą nylonowego szwu 3-0. Uciskaj obszar krwawienia za pomocą sterylnej gazy lub kleszczy tętniczych, aby zatrzymać krwawienie.
  13. Oczyść ranę betadyną i przykryj ją sterylną gazą i taśmą klejącą z mikroporami.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Szczury należy umieścić z powrotem w klatkach, umożliwić normalne poruszanie się i kontynuować podawanie standardowej diety półsyntetycznej, aż do ich poświęcenia, a także antybiotyków (cefuroksym do wstrzyknięcia 100 mg/kg) i leków przeciwbólowych (wstrzyknięcie tramadolu 25 mg/kg/dobę w dwóch dawkach podzielonych) dootrzewnowo przez 5 dni po zabiegu.
    UWAGA: Szczury można podzielić na grupy leczone i kontrolne w celu przetestowania określonego leku. Jeśli lek jest rozpuszczalny w wodzie, można go podawać doustnie przez zgłębnik. Waga poszczególnych zwierząt może być odnotowana w celu obliczenia dawki leku, który ma być zastosowany. W celu zapewnienia jednorodności grup zwierząt można stosować kryteria włączenia i wyłączenia.
  2. Zwierzęta należy trzymać w indywidualnych klatkach w warunkach podobnych do okresu przedoperacyjnego. Codziennie sprawdzaj miejsce operowane, aby nie mieć oznak bólu pooperacyjnego, infekcji rany, zsuwania się szwów lub obrzęku brzucha lub dyskomfortu.
  3. Oceń gojenie się kości za pomocą zdjęcia rentgenowskiego miejsca złamania raz w tygodniu.

4. Procedura radiologiczna

  1. Przed prześwietleniem rentgenowskim znieczulij szczury dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (50 mg/kg masy ciała) i ksylazyny (5 mg/kg masy ciała).
  2. Utrzymuj staw biodrowy szczura w pozycji zgiętej i odwodzonej, podczas gdy staw kolanowy jest utrzymywany w półzgięciu, aby wykonać zdjęcie rentgenowskie złamanej kończyny przy następujących ustawieniach ekspozycji: Ref. kVp ≈ 62; Ref. mAS = 6,4; i automatyczne ustawienia ekspozycji (Ref. mA=160).
    UWAGA: Zdjęcia rentgenowskie wykonywano na początku badania (1 dzień po zabiegu), a następnie raz w tygodniu aż do uśmiercenia lub 5 tygodni.

5. Eutanazja zwierząt i odzyskiwanie kalusa

  1. Uśmierc szczury przez przedawkowanie dwutlenku węgla (podawaj 100% CO2 przy natężeniu przepływu 7-8 l/min przez 1 minutę, a następnie okres oczekiwania 4-5 minut), w dwóch wcześniej określonych punktach czasowych, w oparciu o radiologiczny wygląd miękkich i twardych modzeli, odpowiednio.
  2. Naciąć skórę równolegle do kości udowej i ostrożnie oddzielić leżące nad nią mięśnie, aby uniknąć uszkodzenia tkanki modzelowej.
  3. Złamij kość między stawem biodrowym a tkanką modzelową za pomocą młotka i dłuta. Podobnie złamanie kości między modzelem a stawem kolanowym. Usuń drut K i oczyść kawałek kości w soli fizjologicznej, aby usunąć skrzepy krwi i tkanki miękkie.
  4. Natychmiast przenieś kalus do oznakowanego pojemnika z 10% neutralną buforowaną formaliną (20 ml na próbkę) i przechowuj go przez 3 dni w temperaturze pokojowej (RT).

6. Odwapnienie tkanki kostnej i kalusa

  1. Weź tkankę kalusa z formaliny i trzymaj ją w temperaturze RT w 20% roztworze ETDA, pH 7, w celu odwapnienia tkanki kostnej.
  2. Zmieniaj świeży roztwór EDTA co 2 dni przez około 3 tygodnie i sprawdź, czy kość nie uległa odwapnieniu, kłując kość igłą bez naruszania tkanki kalusa. Optymalne odwapnienie oznacza utratę normalnego uczucia ziarnistości tkanki kostnej.
  3. Po całkowitym odwapnieniu należy przeciąć strzałkowy odcinek kalusa i przygotować bloki parafinowe tkanki kalusa. Wytnij odcinki tkanki kalusa o grubości 4 μm do badania histopatologicznego16 i dowolnej innej analizy porównawczej17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejsze badanie zostało przeprowadzone w celu opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów szczepu Wistar. Model ten może być wykorzystany do oceny gojenia kości, a także osteogennego działania obiecującego leku osteoanabolicznego w procesie gojenia kości. Przestrzegano standardowych środków ostrożności i protokołów chirurgicznych. Do zabiegu wykorzystano sterylne fartuchy, obłożenia i sprzęt chirurgiczny (Rycina 1). Sprzęt (Tabela 1) został wysterylizow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ta metoda w przejrzysty sposób opisuje szczegóły potrzebne do opracowania modelu osteotomii złamań u szczurów albinosów Wistar. Model ten można wykorzystać do oceny osteogennego wpływu obiecującego leku osteoanabolicznego na gojenie złamań, a także do zrozumienia zawiłości gojenia kości. Istotną cechą tej metody jest to, że jest prosta i nie wymaga zbyt wiele czasu ani wyrafinowanego sprzętu. W tej metodzie dorosłe samce szczurów albinosów Wistar zostały wybrane jako model gryzoni do eksperymentów. Jednolita płeć została...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie ma żadnych konfliktów interesów ani żadnych innych ujawnień finansowych.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Centralnej Radzie ds. Badań Homeopatycznych (CCRH), Ministerstwu AYUSH, Rządowi Indii, za finansowanie badań. Autorzy są wdzięczni za pomoc i wsparcie Central Animal Facility, AIIMS, New Delhi, za ich pomoc i wsparcie w eksperymentach na zwierzętach oraz CMET, AIIMS, New Delhi, za ich pomoc i wsparcie w fotografii i wideografii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AlkoholRaman & Weil Pvt. Ltd, Bombaj, Maharasztra, IndieMFG/MD/2019/000189Sterillium płyn do dezynfekcji
rąk Kleszcze tętnicze Nebula chirurgiczna, Gujarat, IndieG.105.05S5", prosta
rękojeść Bard-Parker Nebula chirurgiczna, Gujarat, IndieG.103.03Rozmiar numer 3
Roztwór BetadineWin-medicare New Delhi, IndieUP1425000000110% w/v roztwór jodu Powidon
Retraktor skóry Cat paw Mgławica chirurgiczna, Gujarat, Indie908.S Małe
EDTASisco Pvt. Ltd, Maharashtra, Indie43272Sól disodowa
EosinSigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Bombaj, Maharasztra, Indie115935Do przygotowania roztworu barwiący 
Kleszcze (zwykłe)Nebula chirurgiczne, Gujarat, Indie115.066", gładkie
Kleszcze (zębate)Nebula chirurgiczne, Gujarat, Indie117.066", ząbkowane
FormaldehydSisco research laboratories Pvt. Ltd, Maharashtra, Indie84439Do przygotowania neutralnej buforowanej formaliny 
HaematoxylinSigma Aldrich, Merck Life Sciences Pvt Ltd, Bombaj, Maharasztra, Indie104302Do przygotowania roztworu barwiącego 
HammerNebula chirurgiczna, Gujarat, Indie401.M
Iniekcja cefuroksymuAkumentis Healthcare Ltd, Thane, Maharashtra, Indie48/UA/SC/P-2013Cefuroksym sodowy IP, 1,5 g/fiolkę 
Ketaminawstrzykiwań Baxter Pharmaceuticals India Private Limited, Gujarat, IndieG/28-B/6Chlorowodorek ketaminy IP, 50 mg/ml 
Iniekcja XylazineIndian Immunologicals Limited, Hyderabad, Telangana, Indie28/RR/AP/2009/F/GChlorowodorek ksylazyny USP, 20 mg/ml
Iniekcja LignocaineJackson laboratories Pvt Limited, Pendżab, Indie 1308-B2% Chlorowodorek lignokainy IP, 21,3 mg/ml
Tramadol do wstrzykiwań Intas Pharmaceuticals Limited, Ahmedabad, Gujarat, IndieMB/07/500Chlorowodorek tramadolu IP, 50 mg/ml
K-wire Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie166 (1mm)12", dwustronne
Wiertło mechaniczne do wkładania drutu K‎ Bosch, Niemcy 06019F70K4GSR 120-LI Profesjonalne
nożyczki do cięcia Metzenbaum Nebula chirurgiczna, Gujarat, IndieG.121.06S 6", prosty
uchwyt na igłęNebula chirurgiczna, Gujarat, IndieG.108.066", prosta
Maść okulistyczna GlaxoSmithKline Pharmaceutical Limited, Bengaluru, Karnataka, IndieKTK/28a/467/2001Neomycyna, siarczan polimixyny B i bakytracyna cynkowa maść okulistyczna USP
Osteotom (dłuto)Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie1001.S.1010 mm, prosta
Podnośnik okostnej Nebula chirurgiczna, Gujarat, Indie918.10.S10 mm, prosta
Szczypce do obcinaka do drutuNebula chirurgiczna, Gujarat, Indie604.65
Reynold' s nożyczkiNebula chirurgiczna, Gujarat, IndieG.110.06S6", prosta
Standardowa dieta półsyntetyczna Ashirvad Industries, Chandigarh, IndieBrak dostępnego numeru katalogowegoSzczegółowy skład podany w użytych materiałach
Stalowy kubek do przechowywania betadyny do aplikacjiZakup lokalnyBrak dostępnego
Stalowa taca z pokrywką do narzędzi do autoklawowaniaZakup lokalnyBrak dostępnego
Sterylna gazaIdeal Healthcare Industries, Delhi, Indie i nbsp;E(0047)/14/MNB/7951Sterylny, 5cmx5cm, 12-warstwowy
Sterylny blok marmurowy do podparciaZakup lokalnyBrak dostępnego numeru katalogowegoProdukowane lokalnie; Autoklawowalne
Strzykawka i igła (1 ml) Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, IndieREF 3030601 ml sterylna strzykawka z igłą 26 G x 1/2 (0,45 mm x 13 mm)
Strzykawka i igła (2 ml) Becton Dickinson India Pvt. Ltd., Haryana, IndieREF 3077492 ml sterylna strzykawka z igłą 24 G x 1'' (0,55 mm x 25 mm)
Strzykawka i igła (10 ml) Hindustan Strzykawki & Medical Devices Ltd. Faridabad, Indie 334-B(H)10 ml sterylna strzykawka z igłą 21 G x1,5" (0,80 mm x 38 mm)
Ostrza chirurgiczne (rozmiar nr 15)Paramount Surgimed Ltd, New Delhi, Indie dla Medline Industries Inc, IL, USAREFSterylne, jednorazowe
ostrza chirurgiczne (rozmiar nr 24)Paramount Surgimed Ltd, Nowe Delhi, Indie dla Medline Industries Inc, IL, USAREFSterylne, Szwy jednorazowe
Healthium Medtech Pvt Ltd, Bangalore, Karnataka, IndieSN 33184-0, 16 mm, igła do cięcia koła 3/8, szew poliamidowy z monofilamentu 
Blok wosku w aluminiowej tacce Lokalnie produkowaneBrak dostępnego numeru katalogowego30 cm x 30 cm x 4 cm aluminiowa taca zawierająca wosk (zapobiegający ślizganiu się zwierzęcia)
Aparat rentgenowskiPhilips India Ltd, Gurugram, HaryanaSN19861013Model: Philips Digital Diagnost R 4.2 
laboratoria badawcze do numeru katalogowegonumeru katalogowego MDS15115E MDS15124E

Bibliografia

  1. Wang, T., Zhang, X., Bikle, D. D. Osteogenic differentiation of periosteal cells during fracture healing. Journal of Cellular Physiology. 232 (5), 913-921 (2017).
  2. Fakhry, M., Hamade, E., Badran, B., Buchet, R., Magne, D. Molecular mechanisms of mesenchymal stem cell differentiation towards osteoblasts. World Journal of Stem Cells. 5 (4), 136-148 (2013).
  3. Bishop, J. A., Palanca, A. A., Bellino, M. J., Lowenberg, D. W. Assessment of compromised fracture healing. JAAOS - Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 20 (5), 273-282 (2012).
  4. Fong, K., et al. Predictors of nonunion and reoperation in patients with fractures of the tibia: an observational study. BMC Musculoskeletal Disorders. 14 (1), 103(2013).
  5. Ramoutar, D. N., Rodrigues, J., Quah, C., Boulton, C., Moran, C. G. Judet decortication and compression plate fixation of long bone nonunion: Is bone graft necessary. Injury. 42 (12), 1430-1434 (2011).
  6. Goulet, J. A., Senunas, L. E., DeSilva, G. L., Greenfield, M. L. V. H. Autogenous iliac crest bone graft: Complications and functional assessment. Clinical Orthopaedics and Related Research. 339, 76-81 (1997).
  7. Stevenson, M., et al. A systematic review and economic evaluation of alendronate, etidronate, risedronate, raloxifene and teriparatide for the prevention and treatment of postmenopausal osteoporosis. Health Technology Assessment. 9 (22), 1(2005).
  8. Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse models in bone fracture healing research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
  9. Mills, L. A., Simpson, A. H. R. W. In vivo models of bone repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. British Volume. 94 (7), 865-874 (2012).
  10. Houdebine, L. -M. Transgenic Animal Models in Biomedical Research. Target Discovery and Validation Reviews and Protocols: Volume 1, Emerging Strategies for Targets and Biomarker Discovery. Sioud, M. , Humana Press. Totowa, NJ. (2007).
  11. Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
  12. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  13. Klein, M., et al. Comparison of healing process in open osteotomy model and open fracture model: delayed healing of osteotomies after intramedullary screw fixation. Journal of Orthopaedic Research. 33 (7), 971-978 (2015).
  14. Kolios, L., et al. Do estrogen and alendronate improve metaphyseal fracture healing when applied as osteoporosis prophylaxis. Calcified Tissue International. 86 (1), 23-32 (2010).
  15. Holstein, J. H., et al. Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration. Journal of Orthopaedic Trauma. 23, 5 Suppl 31-38 (2009).
  16. Umiatin, U., Dilogo, I. H., Sari, P., Wijaya, S. K. Histological analysis of bone callus in delayed union model fracture healing stimulated with pulsed electromagnetic fields (PEMF). Scientifica. 2021, 4791172(2021).
  17. Han, W., et al. The osteogenic potential of human bone callus. Scientific Reports. 6, 36330(2016).
  18. Haffner-Luntzer, M., et al. A novel mouse model to study fracture healing of the proximal femur. Journal of Orthopaedic Research. 38 (10), 2131-2138 (2020).
  19. Aurégan, J. C., et al. The rat model of femur fracture for bone and mineral research: An improved description of expected comminution, quantity of soft callus and incidence of complications. Bone & Joint Research. 2 (8), 149-154 (2013).
  20. Li, Z., Helms, J. A. Drill hole models to investigate bone repair. Methods in Molecular Biology. 2221, 193-204 (2021).
  21. Handool, K. O., et al. Optimization of a closed rat tibial fracture model. Journal of Experimental Orthopaedics. 5 (1), 13(2018).
  22. Kobata, S. I., et al. Prevention of bone infection after open fracture using a chitosan with ciprofloxacin implant in animal model. Acta Cirurgica Brasileira. 35 (8), 202000803(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Gojenie z amagojenie ko cileki osteoanaboliczner dszpikowa drut K wiretworzenie si kostninadekalcyfikacja ko ciimmunohistochemiamikro tomografia komputerowa Micro CT

Powiązane artykuły