Artykuł metodologiczny

Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności

DOI:

10.3791/64048

⸱

9 maja 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje standaryzowaną resekcję guzów mózgu u gryzoni za pomocą minimalnie inwazyjnego podejścia ze zintegrowanym systemem konserwacji tkanek. Technika ta ma implikacje dla dokładnego odzwierciedlenia standardu opieki w modelach gryzoni i innych zwierząt.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje ustandaryzowany paradygmat resekcji guza mózgu u gryzoni i zachowania tkanek. W praktyce klinicznej maksymalna resekcja guza jest standardowym leczeniem większości guzów mózgu. Jednak większość obecnie dostępnych przedklinicznych modeli guzów mózgu albo nie obejmuje resekcji, albo wykorzystuje modele resekcji chirurgicznej, które są czasochłonne i prowadzą do znacznej zachorowalności pooperacyjnej, śmiertelności lub zmienności eksperymentalnej. Ponadto przeprowadzanie resekcji u gryzoni może być zniechęcające z kilku powodów, w tym braku klinicznie porównywalnych narzędzi chirurgicznych lub protokołów chirurgicznych oraz braku ustalonej platformy do standaryzowanego pobierania tkanek. Protokół ten kładzie nacisk na zastosowanie wielofunkcyjnego, nieablacyjnego urządzenia do resekcji oraz zintegrowanego systemu konserwacji tkanek zaadaptowanego z klinicznej wersji urządzenia. Urządzenie zastosowane w niniejszym badaniu łączy w sobie przestrajalne ssanie i cylindryczne ostrze przy otworze, aby precyzyjnie sondować, ciąć i odsysać tkankę. Minimalnie inwazyjne urządzenie do resekcji spełnia swoje funkcje za pośrednictwem tego samego otworu w zadziorze, który jest używany do początkowej implantacji guza. Takie podejście minimalizuje zmiany w anatomii regionalnej podczas biopsji lub operacji resekcji i zmniejsza ryzyko znacznej utraty krwi. Czynniki te istotnie skróciły czas operacji (<2 min/zwierzę), poprawiły przeżywalność zwierząt po operacji, zmniejszyły zmienność w grupach eksperymentalnych i skutkują wysoką żywotnością wyciętych tkanek i komórek do przyszłych analiz. Proces ten jest ułatwiony dzięki prędkości ostrza wynoszącej ~1,400 cykli/min, co pozwala na pobieranie tkanek do sterylnego systemu zamkniętego, który można wypełnić wybranym roztworem fizjologicznym. Biorąc pod uwagę rosnące znaczenie badania i dokładnego modelowania wpływu operacji, konserwacji i rygorystycznej analizy porównawczej regionalnych próbek resekcji guza oraz terapii dostarczanych do jamy, ten unikalny protokół rozszerzy możliwości zbadania pytań bez odpowiedzi dotyczących postępowania okołooperacyjnego i odkryć terapeutycznych dla pacjentów z guzem mózgu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Glejak wielopostaciowy (GBM) jest najczęstszym i najbardziej agresywnym pierwotnym nowotworem mózgu u dorosłych. Pomimo ostatnich postępów w neurochirurgii, celowanym opracowywaniu leków i radioterapii, 5-letni wskaźnik przeżycia pacjentów z GBM wynosi mniej niż 5%, a statystyka ta nie uległa znaczącej poprawie od ponad trzech dekad1. W związku z tym istnieje potrzeba opracowania skuteczniejszych strategii leczenia.

Aby opracować nowe terapie, staje się coraz bardziej oczywiste, że protokoły badawcze muszą (1) wykorzystywać przekładalne modele przedkliniczne, które dokładnie podsumowują heterogeniczność guza i mikrośrodowisko, (2) odzwierciedlać standardowy schemat terapeutyczny stosowany u pacjentów z GBM, który obecnie obejmuje chirurgię, radioterapię i chemioterapię, oraz (3) uwzględniać różnicę między wyciętym rdzeniem a pozostałością, Invasive Tumor Tissues2,3,4,5. Jednak większość obecnie dostępnych przedklinicznych modeli guzów mózgu albo nie wdraża resekcji chirurgicznej, albo wykorzystuje modele resekcji chirurgicznej, które są stosunkowo czasochłonne, co prowadzi do znacznej utraty krwi lub braku standaryzacji. Ponadto wykonywanie resekcji guzów mózgu gryzoni może być trudne ze względu na brak klinicznie porównywalnych narzędzi lub protokołów chirurgicznych oraz brak ustalonej platformy6 do systematycznego pobierania tkanek (Tabela 1).

Obecny protokół ma na celu opisanie ustandaryzowanego paradygmatu resekcji guza mózgu u gryzoni i zachowania tkanek za pomocą wielofunkcyjnego nieablacyjnego systemu minimalnie inwazyjnej resekcji (MIRS) i zintegrowanego systemu konserwacji tkanek (TPS) (Rysunek 1). Oczekuje się, że ta unikalna technika zapewni ustandaryzowaną platformę, która może być wykorzystana w różnych badaniach przedklinicznych nad GBM i innymi typami modeli guzów mózgu. Naukowcy badający metody terapeutyczne lub diagnostyczne guzów mózgu mogą wdrożyć ten protokół, aby osiągnąć standaryzowaną resekcję w swoich badaniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez University of Maryland oraz Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee. Do niniejszego badania wykorzystano samice myszy C57BL/6 w wieku 6-8 tygodni. Myszy pozyskano ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów). Przestrzegano wszystkich przepisów poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2), w tym stosowania masek, rękawiczek i fartuchów.

1. Początkowa implantacja guza wewnątrzczaszkowego

  1. W początkowej fazie badania wstrzyknij doczaszkowo każdej myszy 100 000 komórek (linia komórkowa glejaka myszy GL261) zawieszonych w 4 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (1x PBS) na głębokość 2,5 mm zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem7.
  2. Określ ilościowo sygnał guza u każdej myszy za pomocą systemu obrazowania in vivo8 9 dni po implantacji guza.
    UWAGA: W razie potrzeby podziel myszy na dwie grupy w oparciu o obciążenie guza. W niniejszym badaniu dwie grupy to: (1) myszy o stosunkowo małym obciążeniu guzem (średni sygnał bioluminescencyjny = 5,5e+006 ± 0,1e+006 fotonów/s, n = 10) oraz (2) myszy o stosunkowo dużym obciążeniu guzem (średni sygnał bioluminescencyjny = 1,69e+007 ± 0,2e+007 fotonów/s, n = 10), (p < 0,05, test Manna-Whitneya)9.
  3. Podziel każdą grupę na dwie porównywalne podgrupy.
    UWAGA: W tym badaniu dwie podgrupy to: myszy nieleczone (n = 5) i myszy z guzami poddawane resekcji chirurgicznej za pomocą MIRS (n = 5), (p > 0,05, test Manna-Whitneya)9.
  4. Począwszy od dnia resekcji, śledź postęp guza za pomocą systemu obrazowania in vivo z częstotliwością opartą na wzorcu wzrostu guza.
    UWAGA: W przypadku linii komórkowej GL261 należy śledzić postęp guza w dniu resekcji, a następnie co 3-6 dni.

2. Resekcja guza za pomocą MIRS

  1. Znieczulić mysz za pomocą mieszaniny gazów izofluranu-O2 w komorze indukcyjnej lub dootrzewnowego wstrzyknięcia roztworu ksylazyny/ketaminy.
    1. W przypadku stosowania znieczulenia gazowego należy ustawić natężenie przepływu gazu na 1.0 ml/min, a parownik na 2.0% w celu indukcji znieczulenia, zwykle wymagając 3-5 minut w komorze (patrz Tabela materiałów).
    2. W przypadku stosowania środka znieczulającego do wstrzykiwań, znieczulenie myszy poprzez wstrzyknięcie 0,2 ml roztworu znieczulającego (80-100 mg/kg ketaminy i 10-12,5 mg/kg ksylazyny, patrz tabela materiałów) dootrzewnowo.
  2. Oceń, czy zwierzę jest odpowiednio uspokojone, szczypiąc palec u nogi. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Przed zabiegiem należy podać podskórnie lek przeciwbólowy (0,03-0,06 mg/kg buprenorfiny).
  3. Umieść mysz na ramie stereotaktycznej (patrz Tabela materiałów) po potwierdzeniu pełnej sedacji.
    UWAGA: W przypadku stosowania znieczulenia gazowego należy umieścić nos myszy w stożku nosowym, gdzie podczas zabiegu będzie ona nadal otrzymywać mieszaninę izofluranu-O2 (1,5%).
  4. Usuń poprzednią zszywkę, a następnie usuń włosy kremem do depilacji lub goleniem. Dezynfekuj skórę za pomocą naprzemiennych cykli peelingu na bazie chlorheksydyny/betadyny i alkoholu. Następnie za pomocą sterylnego skalpela wykonaj 1 cm podłużne nacięcie w linii środkowej wzdłuż poprzedniej blizny pooperacyjnej.
  5. Przymocuj rękojeść MIRS do ramienia stereotaktycznego za pomocą stage adapter/uchwyt rękojeści, aby zwiększyć stabilność i precyzję.
  6. Skonfiguruj maszynę MIRS (patrz Tabela materiałów) przy użyciu następujących ustawień (Rysunek 1).
    1. Włóż zestaw przewodów zasilających na tylnym panelu do gniazda przewodu zasilającego. Włącz lub wyłącz zasilanie systemu, przełączając (1 = WŁ., 0 = WYŁ.).
    2. Włóż jeden koniec węża azotowego (dostarczonego z konsolą) do męskiej złączki na tylnym panelu konsoli. Obróć nakrętkę łączącą zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby dokręcić połączenie.
      UWAGA: Przeciwległy koniec węża musi być podłączony do źródła azotu.
    3. Przed podłączeniem węża do źródła azotu upewnij się, że ciśnienie zasilania nie przekracza 100 psig, co jest ciśnieniem wejściowym zalecanym dla konsoli.
      UWAGA: Konsola wygeneruje własną aspirację po aktywacji za pomocą pedału nożnego po dostarczeniu azotu do konsoli.
    4. Zabezpiecz pokrywę portu próżniowego i uszczelnij ją, aby uniknąć wycieków w układzie próżniowym. Wszelkie nieszczelności w systemie aspiracji wpłyną na wydajność konsoli MIRS.
    5. Jeśli aspiracja jest niższa niż 17 podczas konfiguracji lub zalewania, sprawdź, czy pokrętło zasysania z przodu konsoli jest ustawione na maksymalny poziom (100), upewnij się, że nie ma wycieków w systemie zasysania i potwierdź, że ciśnienie zasilania azotem jest prawidłowe.
    6. Aby podłączyć pedał nożny do konsoli, włóż szare złącze pedału nożnego do szarego gniazda, aż usłyszysz kliknięcie i zapasuje na swoje miejsce.
      UWAGA: Złącze pedału nożnego łączy się z konsolą w jednej orientacji i jest wyposażone w klucz.
    7. Aby podłączyć rękojeść do konsoli, włóż niebieskie złącze rękojeści do niebieskiego gniazda, aż usłyszysz kliknięcie i zapasuje na swoje miejsce.
      UWAGA: Złącze rękojeści łączy się z konsolą w jednej orientacji i jest wyposażone w klucz.
    8. Zalej każdą rękojeść przed użyciem systemu, zasysając sterylny płyn z małej miski do otworu, przez rurkę i rękojeść, a następnie do kanistra, aby upewnić się, że wnętrze rurki i rękojeści są nasmarowane w celu zmniejszenia niedrożności tkanek.
    9. Przygotuj się do aspiracji samej lub aspiracji z cięciem, wybierając odpowiedni tryb na przednim panelu konsoli. Rozpocznij za pomocą pedału nożnego.
  7. Włóż kaniulę 23 G MIRS do otworu zadziorów na głębokość 2.5 mm.
  8. Proces resekcji należy rozpocząć poprzez wciśnięcie pedału nożnego podłączonego do kaniuli. Wykonaj jeden pełny cykl (360°) lub więcej resekcji za pomocą pokrętła sterującego w rękojeści.
    UWAGA: Im więcej wykonanych cykli, tym większa objętość wyciętej tkanki nowotworowej.
  9. Po zakończeniu procesu resekcji wyjmij kaniulę 23 G MIRS z otworu na zadziory i użyj 5 ml 1x PBS, aby przepłukać rurkę i usunąć wszelkie resztki zanieczyszczeń.
  10. Wyjmij mysz z ramy stereotaktycznej i zamknij ranę zszywaczem lub materiałem do szycia 4-0 (patrz Tabela materiałów).
  11. Umieść mysz na poduszce grzewczej lub pod ciepłym światłem podczas rekonwalescencji po znieczuleniu przed powrotem do klatki.
  12. Po zakończeniu eksperymentu oczyść kaniulę poprzez przepłukanie. Na przemian ze schłodzonym podłożem i powietrzem, aby "wepchnąć" całą wyciętą tkankę z powrotem do pojemnika do pobierania. Wyjmij pojemnik zbiorczy z systemu i zakryj go dołączoną nasadką.
  13. Po wykonaniu kroku 2.12 umieść dystalną końcówkę kaniuli w 3% H2O2 i zastosuj ssanie na poziomie 24-25 in Hg, aby napełnić przewód ssący z powrotem do pojemnika na ssący i odstawić na 60-90 s. Przepłukać sterylnym medium pulsującym powietrzem i mediami z przerwami.
  14. Monitoruj myszy pod kątem wszelkich objawów neurologicznych (nieprawidłowych, nieregularnych ruchów lub drgawek) po zabiegu.
  15. Poddaj eutanazji myszy z poważnymi zaburzeniami neurologicznymi (stają się ospałe, mają wychudzony wygląd, garbią się lub mają nieregularne ruchy).
    UWAGA: W niniejszym badaniu do eutanazji każdej myszy użyto 200 mg/kg dostępnego na rynku roztworu do eutanazji (patrz Spis materiałów).

3. Pobieranie tkanek za pomocą TPS

  1. Zanurzyć próbkę guza w naczyniu do hodowli tkankowej zawierającym pożywkę do lizy RBC (patrz tabela materiałów) na 5 minut w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Tkanka pobrana z MIRS do TPS będzie miała głównie postać pojedynczych komórek wraz z małymi kawałkami tkanki.
  2. Umieść filtr 70 μm (patrz tabela materiałów) na stożkowej probówce o pojemności 50 ml i użyj tłoka strzykawki o pojemności 5 ml, aby przepuścić próbkę guza przez filtr.
  3. Za pomocą pipety transferowej użyj pożywki RPMI-1640, aby ułatwić przechodzenie komórek i dowolnej masy tkankowej przez filtr.
  4. Wirować przy 428 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odlać supernatant za pomocą pipety.
  5. Zawiesić każdą próbkę w 5 ml przygotowanego podłoża RPMI-1640.
  6. Aby zwiększyć żywotność tkanek, zwłaszcza jeśli duże fragmenty tkanki są uwidocznione przy pierwszym wycisku, dodaj wymagane objętości koktajlu enzymatycznego (zawierającego DNAzę I, kolagenazę IV, dypazę, papainę i EDTA, patrz tabela materiałów) do każdej próbki. Użyj wiru, aby wymieszać roztwory.
    UWAGA: Krok 3.6 jest opcjonalny. Skład koktajlu enzymatycznego (dla całkowitej objętości 5 ml/próbkę): 300 μl DNAzy I stopnia II, 150 μl kolagenazy/dypazy (rozszczepia fibronektynę, kolagenazę IV, I i aminokwasy niepolarne), 250 μl papainy (proteaza niespecyficzna) i 6 μl 0,5 M EDTA.
  7. Umieścić próbki w inkubatorze z wytrząsarką ustawioną na 200 obr./min, 37 °C na 20 minut.
  8. Po 20 minutach wirować próbki w temperaturze 428 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant.
  9. Przefiltrować pojedyncze komórki przez sitko o średnicy 70 μm i wirować w temperaturze 274 x g przez 3 minuty w temperaturze 4 °C. Przeprowadź analizę żywotności komórek10 za pomocą błękitu trypanowego i hemocytometru (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Żywotność w dniu 0 waha się od 30%-70% i znacznie wzrasta w ciągu 2-3 dni.
  10. Przejdź do kroków 4, 5 lub 6, w zależności od wymaganego testu żywotności.

4. Hodowla komórek w kulturze przylegającej

  1. W certyfikowanym okapie z przepływem laminarnym ponownie zawiesić osad w pożywce adhezyjnej zawierającej surowicę (takiej jak DMEM, 10% roztwór płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% roztwór penicyliny/streptomycyny (P/S)) i komórkach płytki w kolbie z przylegającymi komórkami.
  2. Komórki należy utrzymywać w kontrolowanym środowisku inkubacyjnym (37 °C, 5% CO2 ).

5. Hodowla komórek w hodowli zawiesinowej (neurosfery)

  1. W certyfikowanym okapie z przepływem laminarnym ponownie zawiesić osad w kompletnym podłożu dla komórek macierzystych bez surowicy11 i płytce w kolbie do zawieszania.
  2. Utrzymuj komórki w kontrolowanym środowisku inkubacyjnym (37 °C, 5% CO2 ) przez 2-3 dni, aby umożliwić tworzenie neurosfery.
  3. Po wizualizacji neurosfer w pożywce hodowlanej, użyj trypsyny-EDTA lub Accutase (patrz tabela materiałów), aby uzyskać zawiesiny jednokomórkowe do pasażowania.
    UWAGA: Tak długo, jak zachowana zostanie szczególna ostrożność podczas zbioru i stosowane są odpowiednie podłoża wspomagające nerwowe komórki macierzyste, komórki macierzyste w pobranej tkance muszą w ciągu kilku dni wytworzyć neurosfery.

6. Przygotowanie komórek do reimplantacji

  1. Zawiesić osad w stężeniu 100 000 żywych komórek na 4 μl 1x PBS.
  2. Natychmiast wstrzyknąć naiwnym myszom metodą implantacji guza wewnątrzczaszkowego (krok 1).

7. Analiza histologiczna

  1. Bezpośrednio po resekcji wyekstrahuj i utrwal mózgi w 4% paraformaldehydzie (PFA) przez 24 h12.
  2. Przenieś mózgi do 30% roztworu sacharozy, aż zostaną nasycone sacharozą (zapadnięte na dno pojemnika).
  3. Przenieś mózgi do 70% roztworu etanolu.
  4. Wykonaj zatapianie bloków parafinowych, sekcje i standardowe barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem13.
    UWAGA: Grubość każdej sekcji pobranej do barwienia wynosiła 10 μm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chirurgiczna resekcja za pomocą MIRS powoduje znaczne zmniejszenie obciążenia guza
W grupie z mniejszym obciążeniem guzem średni wyjściowy sygnał bioluminescencyjny wynosił 5,5e+006 fotonów/s ± 0,2e+006 w podgrupie, która przeszła resekcję. Po resekcji średni sygnał bioluminescencyjny zmniejszył się do 3,09e+006 fotonów/s ± 0,3e+006, (p <0,0001, test Manna-Whitneya)9 (Rysunek 2). Sygnał bioluminescencyjny nasilał się w c...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Resekcja guza jest podstawą planów leczenia onkologii neurochirurgicznej zarówno w przypadku guzów mózgu o niskim, jak i wysokim stopniu złośliwości. Cytoredukcja i odciążenie guza korelują z poprawą funkcji neurologicznych i całkowitym przeżyciem u pacjentów z guzami mózgu 1,2,5,6. Chociaż protokoły resekcji chirurgicznej zostały wcześniej opisane w modelach gryzoni, protokoły te cierpiały z p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BT posiada fundusze na badania z NIH i jest współwłaścicielem Accelerating Combination Therapies*, a Ashvattha Therapeutics Inc. uzyskała licencję na jeden z jej patentów. GW ma finansowanie z NIH (R01NS107813). HB jest płatnym konsultantem firmy Insightec i przewodniczącym Medycznej Rady Doradczej firmy. Porozumienie to zostało sprawdzone i zatwierdzone przez Uniwersytet Johnsa Hopkinsa zgodnie z jego zasadami dotyczącymi konfliktu interesów. HB jest finansowany na badania przez NIH, Uniwersytet Johnsa Hopkinsa i filantropię oraz jest konsultantem dla CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* i Nurami Medical*. (*obejmuje akcje lub opcje).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawki 1 mlBD309628
15 ml probówki stożkoweCorning430052
200 proof etanolPharmCo111000200
pipety 5 mlCoStar4487
Filtr 70 mikronówFisher08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anazed (ksylazyna do wstrzykiwań, 100 mg/ml)Covetrus33198
System anestezjologicznyPatterson Scientific78935903
Pojemnik na odpady gazów anestezjologicznychPatterson Scientific 78909457
Podkładka ochronna pod ławkęCovidien10328
C57Bl/6, 6-8 tygodniowe myszyCharles River LaboratoriesKod szczepu 027
ChroMini ProMoserType 1591-Q
Kolagenaza-RozkładRoche#10269638001
Countess II Automatyczny licznik komórekThermo Fisher
Countess II FL HemacytometrThermo FisherA25750
Roztwór do usuwania zanieczyszczeńMiltenyi Biotech#130-109-398
D-LucyferynaGoldbioLUCK-1G
DMEM F12 mediaCorning10-090-CV
media DMEMCorning10-013-CV
DNAzy ISigma Aldrich#10104159001
Probówki EppendorfaPosi-Click1149K01
Roztwór do eutanazjiHenry Schein71073
FBSMillipore SigmaF4135
Płodowa surowica bydlęcaThermo Fisher10437-028
FormalinInvitrogenINV-28906
GazaHenry Schein101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
HeparynaSigmaH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
Komora indukcyjnaPatterson Scientific78933388
IsofluraneCovetrus11695-6777-2
Waporyzator izofluranuPatterson Scientific78916954
KetaminaCovetrus11695-0703-1
Kopf Ramka stereotaktycznaKopf Instruments5001
Mikroskop LightfieldBioTekCytation 5
Jednostka mikroiniekcyjnaKopf5001
Wiertarka mikrosilnikowaSystem ForedomF210418
MRI SkanerBruker7T Biospec Avance III Skaner
NICO Myriad SystemNICO Corporation
Maść okulistyczna
PapainSigma Aldrich#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
Roztwór PercollSigma Aldrich #P4937
Kontroler pipetFalconA07260
Roztwór jodu powidonuAplicare52380-1905-08
ProgesteronSigmaP-8783
PutrescineSigmaP-5780
RPMI MediaInvitrogenINV-72400120
Ostrze skalpelaCovetrus7319
Rękojeść skalpelaFine Science Tools91003-12
Marker do skóryTime OutD538,851
Zszywka zmywaczMikRonACR9MM
ZszywaczMikRonACA9MM
ZszywkiClay Adams427631
Rama stereotaktycznaKopf Instruments5000
SacharozaSigma AldrichS9378
Szew, vicryl 4-0Kolba
T-75Sarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK Bufor lizujący (1x)LonzaBP10-548E
Trypsyna-EDTACorningMDT-25-053-CI
MRI MRIPuralube hodowlana Ethicon J494H

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mineo, J. F., et al. Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients. Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).
  2. Miyai, M., et al. Current trends in mouse models of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).
  3. Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).
  4. Alomari, S., et al. Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature. Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).
  5. Serra, R., et al. Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).
  6. Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. Resection of orthotopic murine brain glioma. Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).
  7. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).
  8. Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).
  9. Lachin, J. M. Nonparametric statistical analysis. JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).
  10. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).
  11. Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells. Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).
  12. Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes. Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).
  13. Connolly, N. P., et al. Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer. GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).
  14. Stall, B., et al. Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas. Radiation Oncology. 5, 5(2010).
  15. Das, A., et al. Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study. World Neurosurgery. , (2022).
  16. Zusman, E., et al. Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value. Frontiers in Oncology. 9, (2019).
  17. McLaughlin, N., et al. Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal. Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Chirurgia ma oinwazyjnamodel nowotworu u gryzoniutrwalanie tkanekchirurgia stereotaktycznaywotno kom rek nowotworowychzautomatyzowany pob r tkanektworzenie neurosferanaliza ywotno ci kom rekprzedkliniczny model guza m zgu

Powiązane artykuły