Artykuł metodologiczny

Opracowanie i optymalizacja modelu organoidowego ludzkiego raka wątrobowokomórkowego pochodzącego od pacjentów w celu identyfikacji potencjalnego celu i odkrycia leku

DOI:

10.3791/65785

⸱

18 sierpnia 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Affiliated Cancer Hospital and Institute of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou Municipal and Guangdong Provincial Key Laboratory of Protein Modification and Degradation, Center for Cancer Research and Translational Medicine, School of Basic Medical Sciences, Guangzhou Medical University, 3Department of Pediatric Surgery, Guangzhou Institute of Pediatrics, Guangzhou Women and Children’s Medical Center, Guangzhou Medical University, 4Department of Hepatobiliary Surgery, Affiliated Cancer Hospital, Guangzhou Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zapewniamy kompleksowy przegląd i udoskonalenie istniejących protokołów tworzenia organoidów raka wątrobowokomórkowego (HCC), obejmując wszystkie etapy hodowli organoidów. System ten służy jako cenny model do identyfikacji potencjalnych celów terapeutycznych i oceny skuteczności kandydatów na leki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak wątrobowokomórkowy (HCC) jest bardzo rozpowszechnionym i śmiertelnym nowotworem na całym świecie, a jego późne odkrycie i brak skutecznych specyficznych środków terapeutycznych wymagają dalszych badań nad jego patogenezą i leczeniem. Organoidy, nowy model, który bardzo przypomina natywną tkankę nowotworową i może być hodowany in vitro, wzbudziły w ostatnich latach znaczne zainteresowanie, z licznymi doniesieniami na temat rozwoju modeli organoidowych raka wątroby. W tym badaniu udało nam się zoptymalizować procedurę i opracować protokół hodowli, który umożliwia tworzenie organoidów HCC o większych rozmiarach ze stabilnymi warunkami pasażowania i hodowli. Kompleksowo opisaliśmy każdy etap procedury, obejmujący cały proces dysocjacji tkanek HCC, posiewu organoidów, hodowli, pasażu, krioprezerwacji i resuscytacji, a także przedstawiliśmy szczegółowe środki ostrożności w tym artykule. Organoidy te wykazują genetyczne podobieństwo do oryginalnych tkanek HCC i mogą być wykorzystywane do różnych zastosowań, w tym do identyfikacji potencjalnych celów terapeutycznych dla nowotworów i późniejszego opracowywania leków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak wątrobowokomórkowy (HCC), powszechny i bardzo zróżnicowany nowotwór1, zyskał znaczną uwagę w środowisku medycznym. Obecność plastyczności linii i znaczna heterogeniczność HCC sugeruje, że komórki nowotworowe pochodzące od różnych pacjentów, a nawet odrębne zmiany u tego samego pacjenta, mogą wykazywać odmienne cechy molekularne i fenotypowe, co stanowi ogromne przeszkody w rozwoju innowacyjnych podejść terapeutycznych2,3,4,5. W związku z tym istnieje pilna potrzeba lepszego zrozumienia biologicznych cech i mechanizmów oporności na leki w HCC, aby uzyskać informacje na temat formułowania bardziej skutecznych strategii leczenia.

W ostatnich dziesięcioleciach badacze poświęcili swoje wysiłki na rozwój modeli in vitro w celu badania HCC3,4. Pomimo pewnych postępów nadal istnieją ograniczenia. Modele te obejmują szereg technik, takich jak wykorzystanie linii komórkowych, komórek pierwotnych i ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta (PDX). Linie komórkowe służą jako modele in vitro do długotrwałej hodowli komórek nowotworowych uzyskanych od pacjentów z HCC, oferując korzyści w postaci wygody i łatwej ekspansji. Pierwotne modele komórkowe obejmują bezpośrednią izolację i hodowlę pierwotnych komórek nowotworowych z tkanek nowotworowych pacjenta, zapewniając w ten sposób reprezentację cech biologicznych, które są bardzo podobne do cech samych pacjentów. Modele PDX polegają na przeszczepianiu tkanek nowotworowych pacjentów myszom w celu dokładniejszego symulowania wzrostu i odpowiedzi guza. Modele te odegrały zasadniczą rolę w badaniach nad HCC, jednak mają pewne ograniczenia, w tym niejednorodność linii komórkowych i niezdolność do pełnej replikacji w warunkach in vivo. Ponadto długotrwała hodowla in vitro może prowadzić do pogorszenia pierwotnych cech i funkcji komórek, co stanowi wyzwanie w dokładnym odwzorowaniu właściwości biologicznych HCC. Dodatkowo, korzystanie z modeli PDX jest zarówno czasochłonne, jak i kosztowne3.

Aby rozwiązać te problemy i dokładniej odtworzyć fizjologiczne atrybuty HCC, wprowadzono wykorzystanie technologii organoidów jako obiecującą platformę badawczą, zdolną do przekroczenia poprzednich ograniczeń. Organoidy, które są trójwymiarowymi modelami komórek hodowanymi in vitro, mają zdolność odtworzenia struktury i funkcjonalności rzeczywistych narządów. Jednak w kontekście HCC istnieją pewne wyzwania związane z tworzeniem modeli organoidowych. Wyzwania te obejmują niewystarczająco szczegółowe opisy procedur budowy organoidów HCC, brak kompleksowych protokołów dla całego procesu budowy organoidów HCC oraz zazwyczaj mały rozmiar hodowanych organoidów6,7,8. W świetle zazwyczaj ograniczonych wymiarów hodowanych organoidów, staraliśmy się sprostać tym wyzwaniom poprzez opracowanie kompleksowego protokołu obejmującego całość budowy organoidów HCC6. Protokół ten obejmuje dysocjację tkanek, posiew organoidów, hodowlę, pasażowanie, kriopkonserwację i resuscytację. Optymalizując etapy procedury i udoskonalając skład pożywki hodowlanej, udało nam się stworzyć modele organoidów HCC zdolne do trwałego wzrostu i długotrwałego pasażowania6,8. W kolejnych rozdziałach zostanie przedstawiony kompleksowy opis zawiłości operacyjnych i istotnych czynników związanych z budową organoidów HCC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pobrano od pacjenta pobrane biopsje tkanek od odpowiedniego pacjenta w Szpitalu Onkologicznym i Instytucie Uniwersytetu Medycznego w Kantonie, a od pacjentów uzyskano świadomą zgodę. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, odczynników i przyrządów używanych w tym protokole można znaleźć w Tabeli materiałów.

1. Ustalanie organoidów HCC pochodzących od pacjentów z próbek chirurgicznych

UWAGA: Tworzenie organoidów HCC obejmuje różne etapy, a mianowicie dysocjację tkanek, posiewanie organoidów, hodowlę, pasażowanie, krioprezerwację i resuscytację. Proces dysocjacji tkanek trwa 2 godziny, natomiast wysiew organoidów na płytkę trwa około 40 minut. Następnie początkowe pokolenie organoidów HCC przechodzi okres hodowli trwający 10-14 dni przy użyciu pożywki izolacyjnej HCC. Po osiągnięciu zadowalającej gęstości przeprowadza się pasaże organoidowe, które wymagają 1 godziny. Kolejne hodowle organoidów są następnie utrzymywane przy użyciu pożywki ekspansywnej HCC przez 7-10 dni, która może się różnić w zależności od tempa wzrostu i stanu organoidów.

  1. Dysocjacja tkanek
    1. Przygotowanie materiałów eksploatacyjnych i eksploatacyjnych
      1. Pobrać 1-2cm3 tkanki HCC od pacjentów, którzy przed operacją nie otrzymali żadnego wcześniejszego leczenia miejscowego lub ogólnoustrojowego. Po resekcji chirurgicznej należy przechowywać tkankę w temperaturze 4 °C w roztworze do konserwacji tkanek (Tabela 1) do czasu przetworzenia.
        UWAGA: Wysokiej jakości świeże próbki tkanek są niezbędne do pomyślnego powstania organoidów. Ważne jest, aby próbki były przetwarzane szybko, najlepiej w ciągu 1-4 godzin po resekcji chirurgicznej, aby utrzymać żywotność tkanki. Wszystkie kolejne procedury należy wykonywać w aseptycznym środowisku przy użyciu sterylnych materiałów i odczynników.
      2. Rozgrzej płytki do hodowli komórek o bardzo niskiej powierzchni przylegania (24 dołki) przez 1 godzinę w inkubatorze w temperaturze 37 °C. Zamrożony ekstrakt z błony podstawnej (BME) rozmrażać przez noc w temperaturze 4 °C aż do momentu tuż przed użyciem.
        UWAGA: Aby zapewnić całkowite rozmrożenie BME, należy go umieścić na lodzie na co najmniej 3 godziny. Całkowite stopienie BME jest niezbędne do udanej hodowli organoidów w kolejnych etapach.
      3. Przed użyciem należy upewnić się, że roztwór wytrawiający (tabela 1) jest podgrzany do temperatury 37 °C.
        UWAGA: Roztwór do wytrawiania należy przygotować na świeżo w aseptycznym środowisku i niezwłocznie zużyć.
    2. Przepływ procesów organizacyjnych
      1. W komorze z przepływem laminarnym pokrój tkankę nowotworową na małe kawałki (0,5-1 mm3) za pomocą nożyczek chirurgicznych na szalce Petriego. Przenieś przyciętą tkankę do stożkowej probówki o pojemności 15 ml i dodaj 5-10 ml podłoża podstawowego (Tabela 1).
        UWAGA: Pożywka podstawowa (Tabela 1) może być przechowywana w temperaturze 4 °C przez okres do 1 miesiąca.
      2. Użyj pipety barotropowej, aby zmyć jak najwięcej krwi i pozostaw na 1-2 minuty, aby usunąć część supernatantu, w tym wszelkie krwinki i pływające skrzepy tłuszczu. Powtórz tę procedurę dwukrotnie.
      3. Odwirować mieszaninę o stężeniu 300 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i ostrożnie usunąć sklarowany osad. Dodać 5 ml podgrzanego roztworu do wytrawiania (Tabela 1) do przyciętej tkanki.
      4. Obrócić probówkę w temperaturze 37 °C w celu roztrawienia.
      5. Po 30 minutach wstępnego trawienia poszukaj pod mikroskopem małych skupisk komórek. Sprawdzaj co 5-10 minut, aby uniknąć nadmiernego strawienia.
        UWAGA: Czas potrzebny do trawienia tkanek będzie zależał od wielkości i rodzaju tkanki. Trawienie tkankowe nie powinno przekraczać 90 minut. Nadtrawiona tkanka pojawi się pod mikroskopem jako duży arkusz pojedynczych komórek. O odpowiednim poziomie trawienia świadczy fakt, że większość z nich to skupiska komórek i mają wygląd przypominający winogrona.
      6. Zatrzymaj trawienie, dodając zimną pożywkę podstawową (Tabela 1) i przefiltruj do nowej probówki o pojemności 50 ml z filtrem komórkowym 100 μm. Dodaj zimne podłoże podstawowe do objętości 50 ml.
      7. Odwirować komórki w temperaturze 2 × g przez 10 minut w temperaturze 8 °C. Ostrożnie usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad, dodając kolejne 50 ml zimnego podłoża podstawowego (tabela 1). Powtórz ten krok dwukrotnie.
        UWAGA: Wirowanie z niską prędkością stosuje się, aby umożliwić ustabilizowanie się małych skupisk komórek, podczas gdy komórki krwi i szczątki komórek są nadal zawieszone w supernatancie; Proces ten powtarza się kilka razy, aby uzyskać stosunkowo czystą masę komórkową tkanki.
  2. Posiewanie organoidów
    1. Po drugim przemyciu należy usunąć jak najwięcej supernatantu i ponownie zawiesić żądaną liczbę komórek (1 000-5 000 komórek na dołek 24-dołkowej płytki) w odpowiednim BME do posiewu.
      UWAGA: Zawsze utrzymuj BME w temperaturze 4 °C przed użyciem.
    2. Dodaj BME i zawieś klastry małych komórek w Advanced DMEM/F-12, dodając BME i delikatnie pipetując w górę iw dół, aż agregaty komórek zostaną całkowicie zawieszone. Kontroluj stężenie BME między 30% a 50%.
    3. Nasiona 50 μl kropelek BME zmieszanych z klastrami komórek w środku 24-dołkowych płytek hodowlanych.
      UWAGA: O ile to możliwe, nie pozwól, aby kropelki rozprzestrzeniły się na ścianę boczną płytki studzienki. Ściana boczna płytki o niskiej adsorpcji nie jest w stanie niskiej adsorpcji, a kontakt kropelek ze ścianą boczną doprowadzi do adhezji, która nie sprzyja późniejszej inkubacji.
    4. Pozostawić płytki z dodanymi kropelkami do zastygnięcia w temperaturze 37 °C przez 20 minut. Pod koniec inkubacji dodać 500 μl wstępnie podgrzanej pożywki (tabela 1) do każdego dołka i inkubować w inkubatorze komórkowym w temperaturze 37 °C.
  3. Hodowla organoidów
    1. Odświeżać pożywkę hodowlaną (tabela 1) raz na 2-3 dni. Na początku hodowli należy hodować organoidy HCC w pożywce izolacyjnej HCC (Tabela 1) przez 2 tygodnie.
    2. Po 2 tygodniach inkubacji z pożywką izolacyjną HCC zastąpić pożywkę pożywką do ekspandowania organoidów HCC (tabela 1) (przechowywaną w temperaturze 4 °C przez okres do 2 tygodni).
    3. Odświeżaj pożywkę hodowlaną raz na 3 dni.
    4. Po 7-10 dniach hodowli z podłożem ekspansywnym HCC, gdy organoid osiągnął odpowiednią gęstość lub rozmiar, należy rozpocząć interwencje eksperymentalne lub pasaż lub liofilizację organoidów w razie potrzeby.
  4. Pasażowanie organoidów
    1. Przygotowanie materiałów eksploatacyjnych i eksploatacyjnych
      1. Rozgrzej płytki do hodowli komórkowych o bardzo niskiej powierzchni przylegania (24 dołki) przez 1 godzinę w inkubatorze w temperaturze 37 °C. Zamrożone BME rozmrażać przez noc w temperaturze 4 °C aż do momentu tuż przed użyciem.
      2. Wstępnie podgrzej roztwór do zbioru organoidów i trypsynę w temperaturze 37 °C przez 30 minut.
    2. Proces przechodzenia
      1. Po wyjęciu pożywki hodowlanej z płytki studzienki przenieść zawiesinę organoidu do probówki o pojemności 15 ml.
      2. Dodać roztwór do zbierania organoidów w zależności od ilości BME (500 μl roztworu do zbierania organoidów na 50 μl BME), skrobając i pipetując w górę iw dół za pomocą pistoletu do pipet o pojemności 1 000 μl.
        UWAGA: Należy unikać pęcherzyków powietrza podczas całego procesu, aby zapobiec utracie organoidów, ponieważ obecność pęcherzyków powietrza wskazuje na wyższe ciśnienie pipetowania.
      3. Inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
      4. Delikatnie zassać BME pipetą o pojemności 1 000 μl i obserwować, czy BME jest całkowicie rozpuszczone. Obserwować co 10 minut, aż do zaobserwowania klarownego skupiska komórek organoidowych, następnie odwirować przy 400 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i usunąć jak najwięcej supernatantu.
        UWAGA: Na tym etapie organoid można zamrozić i zakonserwować.
      5. Do enzymatycznego trawienia organoidów dodać 1-5 ml substytutu trypsyny (w zależności od liczby organoidów) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 2 minuty. Obserwuj pod mikroskopem stopień trawienia enzymatycznego, aby określić, czy organoidy dysocjują na małe skupiska po 2-10 komórek; jeśli nie, kontynuuj trawienie enzymatyczne.
        UWAGA: Nadmierne trawienie spowoduje lizę klastrów komórek organoidowych w pojedyncze komórki, zmniejszając ich żywotność i wydłużając czas późniejszej hodowli.
      6. Dodać odpowiednią objętość zimnego podłoża podstawowego (Tabela 1), aby zatrzymać trawienie.
      7. Odwirować organoidy w temperaturze 400 × g przez 5 minut w temperaturze 8 °C; usunąć supernatant w jak największym stopniu.
      8. Ponownie zawiesić żądaną liczbę organoidów (1 000-5 000 organoidów na basenie na płytce 24-dołkowej) w odpowiedniej matrycy do posiewu. Wykonaj te same czynności, co w sekcji 1.2.
        UWAGA: Gęstość posiewu powinna być zoptymalizowana w zależności od tempa wzrostu i wielkości organoidów.
      9. Organoidy należy przechodzić co 10 dni w stosunku 1:3 lub 1:4 w zależności od gęstości wzrostu organoidów.
  5. Kriokonserwacja i resuscytacja organoidów
    1. Kriokonserwacja organoidów
      1. Przygotować probówki liofilacyjne, z których każda powinna zlewać się z dwoma dołkami 24-dołkowej płytki zawierającej organoidy.
      2. Postępuj zgodnie z krokami od 1.4.2.1 do 1.4.2.4 dla pasażowania organoidów w celu uzyskania organoidów bez BME, i delikatnie ponownie zawieś organoidy, dodając 500 μl/basenik roztworu liofilizacji organoidów do płytki 24-dołkowej.
        UWAGA: W zależności od stanu wzrostu i wielkości organoidów zaleca się krioprezerwację organoidów w kulturze do trzeciego pokolenia.
      3. Przenieść zawiesinę do probówek liofilacyjnych i umieścić ją w pojemniku chłodzonym gradientowo w temperaturze -80 °C. Po gradientowym schłodzeniu w temperaturze -80 °C przez co najmniej 24 godziny przenieść probówki do ciekłego azotu w celu długotrwałego przechowywania.
    2. Resuscytacja organoidów
      1. Inkubować liofilizowane probówki w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C i przerwać inkubację, gdy pozostanie tylko mały blok lodu.
      2. Wirować przy 400 × g przez 5 minut w temperaturze 8 °C w celu całkowitego usunięcia sklarowanego nad osadem.
      3. Postępuj zgodnie z sekcjami 1.2 i 1.3 dla kolejnych operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Po zastosowaniu wyżej wymienionej procedury, pojawienie się sferoidów organoidowych HCC jest zazwyczaj możliwe do zaobserwowania w ciągu 3 dni (Rysunek 1). Rysunek 1A,B pokazuje uznany organoid HCC, który szybko rozwija zwarte sferoidy charakteryzujące się zaokrąglonymi krawędziami i przepuszczalnym cytozolem w pierwszym dniu założenia. Podczas wzrostu organoidów HCC stosowanie różnych stężeń BME miało różny wpływ na tempo wzrostu organoidów. Hodowaliśmy dwa organo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jedną z istotnych zalet modeli organoidowych pochodzących od pacjentów jest ich zdolność do wiernego odwzorowywania cech biologicznych nowotworów, obejmujących strukturę tkanek i krajobraz genomowy. Modele te wykazują niezwykły poziom dokładności i skutecznie odzwierciedlają niejednorodność i progresję nowotworów, nawet w długich okresach uprawy 6,8,9. Dzięki wykorzystaniu tego wyrafinowanego protokołu hodowli organoidów, skutec...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82122048; 82003773; 82203380) oraz Guangdong Basic and Applied Basic Research Foundation (2023A1515011416).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
[Leu15]-gastryna I ludzkaMerckG9145
1,5 ml mikroprobówkiMerckAXYMCT150LC
A8301 (TGF i beta; inhibitor)Tocris Bioscience2939
Suplement B27 (503), bez witaminy ASuplement Thermo Fisher Scientific12587010
B-27 (503), bez surowicyThermo Fisher Scientific
BMP7Peprotech120-03P
Sitko do komórek rozmiar 100 μ mMerckCLS352360
CHIR99021MerckSML1046
Collagenase DMerck11088858001
Corning  Costar Ultra-LowMerckCLS3473
Costar 24-dołkowa, przezroczysta, z płaskim dnem, ultra-niska nasadka Płytki wielodołkowe, indywidualnie pakowane, sterylneCorning3473
Costar 6-dołkowe, przezroczyste, z płaskim dnem, ultra-niskie płytki wielodołkowe, indywidualnie pakowane, sterylneCorning3471
Cultrex Roztwór do zbioru organoidówR& D SYSTEMS3700-100-01Roztwór do zbioru organoidów
Cultrex Reduced Growth Factor BME, Type 2 PathClear (BME)Merck3533-005-02
DAPTMerckD5942
DeksametazonMerckD4902
DMSOMerckC6164
DNaseIMerckDN25
Zmodyfikowany Eagle Medium firmy Dulbecco/Szynka F-12Thermo Fisher Scientific12634028Zaawansowany DMEM/F-12
Earle" s zrównoważony roztwór soli (EBSS)24010043Thermo Fisher Scientific
N/AN/A
ForskolinTocris Bioscience1099
Suplement GlutaMAXThermo Fisher Scientific35050061
HEPES, 1 MTermo Fisher Scientific15630080
Fluorescencyjny mikroskop zmotoryzowany Leica DM6 BLeicaN/A
N2 suplement (1003)Thermo Fisher Scientific17502048
N-acetylocysteinaMerckA0737-5MG
NikotynamidMerckN0636
Nunc 15 ml stożkowe sterylne probówki wirówkowe z polipropylenuThermo Fisher Scientific339651
Nunc 50 ml stożkowy sterylny polipropylen Probówki wirówkoweThermo Fisher Scientific339653
Penicylina/streptomycyna (10 000 U/ml)Thermo Fisher Scientific15140122
Rekombinowany ludzki EGFPeprotechAF-100-15
Rekombinowany ludzki FGF10Peprotech100-26
Rekombinowany ludzki FGF19Peprotech100-32
Rekombinowany ludzki HGFPeprotech100-39
Rekombinowany ludzki inhibitor kinazy Rho NogginPeprotech120-10C
dichlorowodorek Y-27632MerckY0503
Pożywka kondycjonowana R-spodin1(Broutier i wsp.)Nie dotyczyWydzielanie linii komórkowych
Nożyczki chirurgiczneNIE DOTYCZYDOTYCZY
Próbka chirurgiczna guza usunięta od pacjentów z HCCStowarzyszony szpital onkologiczny i instytut Uniwersytetu Medycznego w KantonieNIE DOTYCZY
TNF I alfa;Peprotech315-01A
TrypLE Express Enzyme (1x), bez czerwieni fenolowejThermo Fisher Scientific 12604013Substytut trypsyny
Pożywka kondycjonowana Wnt-3a(Broutier i wsp.)Nie dotyczyWydzielanie linii komórkowych
17504044Kleszcze do NIE

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vogel, A., Meyer, T., Sapisochin, G., Salem, R., Saborowski, A. Hepatocellular carcinoma. Lancet. 400 (10360), 1345-1362 (2022).
  2. Craig, A. J., von Felden, J., Garcia-Lezana, T., Sarcognato, S., Villanueva, A. Tumour evolution in hepatocellular carcinoma. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (3), 139-152 (2020).
  3. Yang, J. D., et al. A global view of hepatocellular carcinoma: trends, risk, prevention and management. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (10), 589-604 (2019).
  4. Huang, A., Yang, X. R., Chung, W. Y., Dennison, A. R., Zhou, J. Targeted therapy for hepatocellular carcinoma. Signal Transduction and Targeted Therapy. 5 (1), 146(2020).
  5. Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive and Integrative Genomic Characterization of Hepatocellular Carcinoma. Cell. 169 (7), 1327.e23-1341.e23 (2017).
  6. Broutier, L., et al. Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nature Medicine. 23 (12), 1424-1435 (2017).
  7. Driehuis, E., Kretzschmar, K., Clevers, H. Establishment of patient-derived cancer organoids for drug-screening applications. Nature Protocols. 15 (10), 3380-3409 (2020).
  8. Peng, W. C., Kraaier, L. J., Kluiver, T. A. Hepatocyte organoids and cell transplantation: What the future holds. Experimental & Molecular Medicine. 53 (10), 1512-1528 (2021).
  9. Nuciforo, S., et al. Organoid models of human liver cancers derived from tumor needle biopsies. Cell Reports. 24 (5), 1363-1376 (2018).
  10. Liu, M., et al. A hepatocyte differentiation model reveals two subtypes of liver cancer with different oncofetal properties and therapeutic targets. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (11), 6103-6113 (2020).
  11. Kong, F. E., et al. Targeting tumor lineage plasticity in hepatocellular carcinoma using an anti-CLDN6 antibody-drug conjugate. Science Translational Medicine. 13 (579), eabb6282(2021).
  12. Li, M. M., et al. Identification and functional characterization of potential oncofetal targets in human hepatocellular carcinoma. STAR Protocols. 3 (4), 101921(2022).
  13. Li, M., et al. Cancer stem cell-mediated therapeutic resistance in hepatocellular carcinoma. Hepatoma Research. 8, 36(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Patient Derived OrganoidsOrganoid CultureTissue DissociationOrganoid PlatingOrganoid PassagingOrganoid CryopreservationTherapeutic Target IdentificationTumor Spheroids

Powiązane artykuły