Przedstawiamy metodę montażu zaworu aortalnego świni na powielaczu impulsów w celu przetestowania jego właściwości hydrodynamicznych. Metoda ta może być stosowana do określania zmiany hydrodynamiki po zastosowaniu procedury eksperymentalnej lub nowatorskiego wyrobu medycznego przed użyciem w dużym modelu zwierzęcym.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Model świni ex vivo do badań hydrodynamicznych eksperymentalnych procedur zastawki aortalnej i nowatorskich urządzeń medycznych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Opcje testowania nowych procedur kardiologicznych i badawczych urządzeń medycznych przed użyciem na modelu zwierzęcym są ograniczone. W niniejszej pracy przedstawiono sposób montażu zastawki aortalnej świni w powielaczu impulsów w celu oceny jej właściwości hydrodynamicznych. Właściwości te można następnie ocenić przed i po przeprowadzeniu badanej procedury i/lub zastosowaniu badawczego wyrobu medycznego. Zabezpieczenie odcinka dopływowego nastręcza pewnych trudności ze względu na brak obwodowego mięśnia sercowego w drodze odpływu lewej komory. Ta metoda rozwiązuje ten problem, zabezpieczając segment dopływu za pomocą przedniej płatki zastawki mitralnej, a następnie zszywając wolną ścianę lewej komory wokół oprawy dopływowej. Segment odpływowy jest zabezpieczony po prostu poprzez włożenie uchwytu do nacięcia w górnej części łuku aorty. Odkryliśmy, że próbki miały znacząco różne właściwości hydrodynamiczne przed i po utrwaleniu tkanki. To odkrycie skłoniło nas do użycia świeżych próbek w naszych testach i powinno być brane pod uwagę przy stosowaniu tej metody. W naszej pracy wykorzystaliśmy tę metodę do przetestowania nowych materiałów plastrów wewnątrzsercowych do stosowania w pozycji zastawkowej poprzez wykonanie zabiegu neospludyzacji zastawki aortalnej (procedura Ozaki) na zamontowanych zastawkach aortalnych świń. Zawory te zostały przetestowane przed i po zabiegu w celu oceny zmiany właściwości hydrodynamicznych w porównaniu z zaworem natywnym. W niniejszym artykule przedstawiamy platformę do badań hydrodynamicznych eksperymentalnych procedur zastawki aortalnej, która umożliwia porównanie z zastawką natywną oraz między różnymi urządzeniami i technikami zastosowanymi w badanej procedurze.
Wprowadzenie
Choroba zastawki aortalnej stanowi znaczące obciążenie dla zdrowia publicznego, szczególnie zwężenie zastawki aortalnej, które dotyka 9 milionów ludzi na całym świecie1. Strategie radzenia sobie z tą chorobą ewoluują obecnie i obejmują naprawę zastawki aortalnej i wymianę zastawki aortalnej. Szczególnie w populacji pediatrycznej istnieje znacząca zachęta do naprawy, a nie wymiany zastawki, ponieważ obecnie dostępne protezy są podatne na strukturalne zwyrodnienie zastawki (SVD) i nie są tolerancyjne wzrostu, co wymaga ponownej operacji w celu ponownej wymiany w miarę wzrostu pacjenta. Nawet procedura Rossa, która polega na zastąpieniu chorej zastawki aortalnej (AV) natywną zastawką płucną (PV), wymaga protezy lub przeszczepu w pozycji płucnej, która również podlega SVD i często ma ograniczoną tolerancję wzrostu2. Opracowywane są nowe podejścia do chorób zastawki aortalnej i istnieje potrzeba przeprowadzenia testów w biologicznie istotnym kontekście przed zastosowaniem w dużym modelu zwierzęcym.
Opracowaliśmy metodę testowania świńskiego AV, która może dostarczyć informacji na temat funkcji zastawki przed i po procedurze badawczej lub zastosowaniu nowatorskiego urządzenia medycznego. Montując świnię AV na dostępnej na rynku maszynie do powielania impulsów, jesteśmy w stanie porównać charakterystyki hydrodynamiczne, które są powszechnie stosowane w badaniu i ostatecznym zatwierdzaniu protez zastawek, w tym frakcję niedomykalności (RF), efektywną powierzchnię kryzy (EOA) i średnią dodatnią różnicę ciśnień (PPD)3,4. Interwencja może być następnie dopracowana w biologicznie istotnym kontekście przed zastosowaniem w dużym modelu zwierzęcym, ograniczając w ten sposób liczbę zwierząt potrzebnych do wytworzenia procedury lub protezy, które można zastosować u ludzi. Serca użyte w tym doświadczeniu mogą być uzyskane z lokalnej rzeźni lub tkanki odpadowej z innych doświadczeń, więc nie jest konieczne składanie zwierzęcia w ofierze wyłącznie na potrzeby tego eksperymentu.
W naszej pracy wykorzystaliśmy tę metodę do opracowania nowatorskiego materiału do naprawy i wymiany zaworów. Przetestowaliśmy funkcję hydrodynamiczną różnych materiałów łatek, wykonując procedurę neocuspidyzacji zastawki aortalnej (procedura Ozakiego5,6,7) na AV świń i testując je w powielaczu impulsów przed i po zabiegu. Umożliwiło nam to precyzyjne dostrojenie materiału w oparciu o jego właściwości hydrodynamiczne. W ten sposób metoda ta stanowi platformę do testowania hydrodynamicznego procedur eksperymentalnych i nowatorskich urządzeń medycznych do wykorzystania na AV przed zastosowaniem w dużym modelu zwierzęcym.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie badania zostały przeprowadzone zgodnie z instytucjonalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami.
1. Rozważania i przygotowania do eksperymentu
- Należy użyć odpowiedniego duplikatora tętna (PD) do symulacji rzutu serca przez zastawkę AV. PD musi być przystosowany do kontaktu z materiałami biologicznymi i umożliwiać czyszczenie.
- Należy zastosować ustawienia PD odpowiednie do testowania zastawki AV: objętość wyporu 70 mL i 70 uderzeń na minutę (rzut serca 5 L/min), 35% cyklu serca w fazie skurczu, średni gradient ciśnienia przez zastawkowy 100 mmHg, maksymalny gradient ciśnienia 120 oraz minimalny gradient ciśnienia 80.
- Jako medium płynne należy zastosować sól fizjologiczną (0,9% NaCl) w temperaturze pokojowej (RT).
- Należy zlokalizować lub stworzyć (za pomocą druku 3D lub podobnej metody) odpowiednie uchwyty do montażu świńskiej zastawki AV w celu testowania na PD.
- Należy użyć uchwytów opracowanych na podstawie uchwytów dostarczonych z duplikatorem tętna, zgodnie z następującymi specyfikacjami: należy upewnić się, że średnica wewnętrzna uchwytu jest zbliżona do średnicy badanej zastawki AV, długość mocowania wynosi co najmniej 2 cm, a użytkowa szerokość mocowania co najmniej 4 cm (Rysunek 1).
- Na końcach uchwytów należy zastosować gumowe pierścienie O-ring jako uszczelki.
- Należy pozyskać preparat serca po kardiektomii (Rysunek 2A).
- Należy użyć preparatów serc świńskich z rzeźni lub tkanek odpadowych od zwierząt zdrowych, które nie uczestniczyły w żadnych protokołach eksperymentalnych mogących wpłynąć na stan ich serc.
- Preparat należy pozyskać po kardiektomii lub przeprowadzić kardiektomię pośmiertną, obejmującą przecięcie żyły głównej górnej, żyły głównej dolnej, głównej tętnicy płucnej (PA), wszystkich żył płucnych oraz aorty w dystalnej części łuku aorty.
UWAGA: Do tego eksperymentu należy używać preparatów świeżych, pobranych mniej niż 6 h po śmierci lub przechowywanych w sterylnej soli fizjologicznej z 1% roztworem antybiotyków (penicylina i streptomycyna) w lodówce w temperaturze 4 oC przez maksymalnie 7 dni. Tkanki utrwalone w formalinie lub glutaraldehydzie spowodują zmianę wyników hydrodynamicznych ze względu na zwiększoną sztywność.
Rycina 1: Specjalistyczne uchwyty wydrukowane w technologii 3D do montażu świńskich zastawek aortalnych w duplikatorze tętna.Zgodnie z protokołem, długość mocowania powinna wynosić co najmniej 2 cm, a użyteczna szerokość mocowania co najmniej 4 cm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
2. Resekcja struktur prawostronnych
- Odseparować tętnicę płucną od aorty za pomocą nożyczek Metzenbauma, aż do momentu odsłonięcia tkanki komorowej (Rysunek 2B).
- Wydzielić i podwiązać jedwabnymi nićmi obie tętnice wieńcowe u ich ujścia z zatok aorty, uważając, aby nie zwęzić samych zatok.
- Przeciąć tętnice wieńcowe dystalnie względem jedwabnych podwiązań.
- Naciąć prawą komorę (RV) pomiędzy aortą a tętnicą płucną u podstawy zastawki płucnej, używając nożyczek Metzenbauma (Rysunek 2C).
- Zacząć od strony przedniej i kontynuować nacięcie okrężnie wzdłuż przegrody międzykomorowej, aby usunąć wolną ścianę prawej komory (Rysunek 2D, E).
- Kontynuować nacięcie w kierunku tylnym przez pierścień zastawki trójdzielnej wzdłuż przegrody międzyprzedsionkowej, aby usunąć całą tkankę prawego przedsionka (Rysunek 2F).
Rycina 2: Preparat po kardiektomii i resekcja struktur prawostronnych. (A) Preparat po kardiektomii. (B) Główny pień tętnicy płucnej oddzielony od aorty do momentu uwidocznienia tkanki komory. (C) Nacięcie prawej komory (RV) u podstawy zastawki płucnej. (D) Kontynuowanie nacięcia wzdłuż przegrody międzykomorowej w kierunku przednim. (E) Usunięcie wolnej ściany RV poprzez kontynuowanie nacięcia okrężnie wzdłuż przegrody międzykomorowej. (F) Preparat po usunięciu struktur prawostronnych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
3. Przygotowanie drogi odpływu z lewej komory (LVOT) do kaniulacji z użyciem uchwytu PD
- Naciąć lewy przedsionek (LA) przez ujście prawej żyły płucnej równolegle do aorty, używając nożyczek Metzenbauma (Rysunek 3A).
UWAGA: Mimo niewielkiej zmienności, anatomia żył płucnych u świń zazwyczaj kończy się dwiema żyłami płucnymi wprowadzającymi się do LA8. - Kontynuować nacięcie w kierunku przednio-bocznego komisury zastawki mitralnej (MV), pozostawiając co najmniej 3 mm mankietu tkanki przedsionkowej po stronie aorty.
- Ociąć nadmiar tkanki LA, zachowując 3 mm mankietu tkanki przedsionkowej przy aorcie oraz pierścień zastawki MV obwodowo (Rysunek 3B).
- Przedłużyć nacięcie na lewą komorę (LV) przez przednio-boczną komisurę MV, dbając o zachowanie przednio-bocznego mięśnia papilarnego (Rysunek 3C).
- Przeciąć chordae tendineae od przednio-bocznego mięśnia papilarnego do tylnej płatka zastawki MV, zachowując przyczepy do przedniego płatka MV.
- Kontynuować nacięcie aż do wierzchołka serca.
- Ociąć nadmiar tkanki LV poniżej mięśni papilarnych, zachowując oba mięśnie papilarne (Rysunek 3D).
Rycina 3: Przygotowanie drogi odpływu lewej komory do kaniulacji za pomocą uchwytu duplikatora tętna. (A) Nacięcie lewego przedsionka (LA) przez ujście prawej żyły płucnej. (B) Odcięcie nadmiaru tkanki LA, przy zachowaniu co najmniej 3 mm mankietu tkanki przedsionka na aorcie oraz zachowaniu obwodowego pierścienia zastawki mitralnej. (C) Przedłużenie nacięcia na lewą komorę (LV) przez przednio-boczną komisurę zastawki mitralnej. (D) Usunięcie nadmiaru tkanki LV poniżej mięśni brodawkowatych. Nożyczki są widoczne w prawym górnym rogu obrazu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
4. Przygotowanie aorty do kaniulacji z użyciem uchwytu PD
- Odetnij wszelkie nadmiarowe tkanki limfatyczne, łączną lub tkankę tętnicy płucnej z aorty (Rysunek 4A).
- Za pomocą nożyczek Metzenbauma wykonaj nacięcie górnej części łuku aorty, od aorty zstępującej do lewej tętnicy podobojczykowej (Rysunek 4B).
- Kontynuuj nacięcie górnej części łuku aorty od lewej tętnicy podobojczykowej do pnia ramionno-głowowego (Rysunek 4C, D).
UWAGA: Odnogi łuku aorty świni, licząc od dystalnej do proksymalnej, obejmują lewą tętnicę podobojczykową oraz pień ramionno-głowowy, z którego odchodzą prawa tętnica podobojczykowa, prawa tętnica szyjna oraz lewa tętnica szyjna9.
Rysunek 4: Przygotowanie aorty do kaniulacji za pomocą uchwytu duplikatora tętna. (A) Łuk aorty po usunięciu nadmiaru tkanek. Zwróć uwagę na dwa naczynia łuku w aorcie świni: pień ramienno-głowowy oraz lewą tętnicę podobojczykową. (B) Rozpoczęcie nacięcia wzdłuż górnej części łuku aorty, od aorty zstępującej do lewej tętnicy podobojczykowej. (C) Kontynuacja nacięcia wzdłuż górnej części łuku aorty, od lewej tętnicy podobojczykowej do pnia ramienno-głowowego. (D) Zakończone nacięcie łuku aorty. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.
5. Kanulacja LVOT z użyciem uchwytu PD
- Sprawdzić ułożenie uchwytu w LVOT i odciąć nadmiar tkanki LV.
- Wprowadzić uchwyt do LVOT pod przednią płatkę MV.
- Owinąć wolną ścianę LV wokół uchwytu.
- Odciąć nadmiar tkanki LV, aby zapewnić ciasne owinięcie wokół uchwytu.
- Usunąć połowę grubości wolnej ściany LV, zaczynając od przegrody międzykomorowej, pozostawiając co najmniej 1 cm epikardium na krawędzi wolnej w celu zachowania szczelności linii szwów (Rysunek 5A).
- Odciąć 1 cm tkanki z górnego rogu owinięcia wolnej ściany LV (Rysunek 5A).
- Ułożyć uchwyt w LVOT tak, aby otwór mocowania pręta wspierającego znajdował się 1 cm za nacięciem LV (Rysunek 5B).
- Należy uważać, aby nie wprowadzić uchwytu zbyt głęboko do LVOT, co mogłoby spowodować rozszerzenie pierścienia AV.
- Przymocować przednią płatkę MV do uchwytu za pomocą jednej lub dwóch 6-calowych opasek zaciskowych umieszczonych pomiędzy chordae tendineae płatki (Rysunek 5C).
- Zszyć wolną ścianę LV wokół uchwytu (Rysunek 5D).
- Rozpocząć od zszycia mankietu tkanki LA na aorcie z pierścieniem MV, stosując prosty szew ciągły z igłą stożkowatą.
- Kontynuować szew ciągły na LV, uważając, aby nie przerwać tkanki LV.
Rysunek 5: Kanulacja drogi odpływu z lewej komory za pomocą uchwytu duplikatora tętna. (A) Usunięcie połowy grubości wolnej ściany LV z zachowaniem 1 cm epikardium na wolnym brzegu. Linia przerywana wskazuje obszar o wielkości 1 cm, który należy usunąć z górnego narożnika owijki wolnej ściany LV. (B) Otwór mocowania pręta wspierającego umieszczony 1 cm za nacięciem wolnej ściany LV. (C) Opaska zaciskowa mocująca przedni płatek MV do proksymalnego uchwytu. (D) Wolna ściana LV zaszyta wokół uchwytu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
6. Kanulacja aorty z zastosowaniem uchwytu PD oraz końcowe przygotowanie do testów PD
- Zmierzyć średnicę AV za pomocą rozszerzaczy Hegara, aby wspomóc interpretację wyników testów PD.
- Wyznaczyć pozycję neutralną aorty, unosząc preparat znad stołu poprzez uchwycenie aorty (Ryc. 6A).
- Wprowadzić uchwyt PD do aorty, dbając o to, aby otwory mocowania prętów znajdowały się w pozycji neutralnej aorty.
- Sprawdzić długość preparatu poprzez włożenie prętów wsporczych.
- Zamocować uchwyt PD do aorty za pomocą jednej lub dwóch 6-calowych opasek zaciskowych (Ryc. 6B).
- Zamocować LVOT wokół uchwytu PD za pomocą jednej lub dwóch 8-calowych opasek zaciskowych.
- Unieruchomić pręty wsporcze za pomocą śrub dołączonych do zestawu PD.
- Umieścić preparat w urządzeniu PD i rozpocząć test (Ryc. 6C, Wideo 1, oraz Wideo 2).
- W razie potrzeby zaszyć wszelkie nieszczelności.
Rycina 6: Kanulacja aorty i badania w duplikatorze tętna. (A) Podnoszenie preparatu ze stołu za aortę w celu zidentyfikowania pozycji neutralnej aorty. (B) Mocowanie dystalne zabezpieczone w aorcie za pomocą opasek zaciskowych. (C) Preparat zamontowany w duplikatorze tętna do badań hydrodynamicznych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
7. Wykonanie procedury eksperymentalnej
UWAGA: Procedury eksperymentalne, takie jak procedura Ozaki, należy przeprowadzić zgodnie z wcześniejszymi opisami5,6,7, a następnie powtórzyć testy PD.
- Jeśli podczas procedury tkanka uległa wysuszeniu, zaciśnij opaski zaciskowe i w razie potrzeby wzmocnij linię szwów.
8. Długoterminowe przechowywanie preparatu (opcjonalnie)
- Umieścić preparat w 10% formalinie na 168 h (1 tydzień)10,11.
- Po utrwaleniu tkanki przemyć preparat wodą dejonizowaną i umieścić w 70% etanolu do długoterminowego przechowywania.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Reprezentatywne dane zebrane z powielacza impulsów obejmują frakcję niedomykalności (RF), efektywną powierzchnię kryzy (EOA) i średnią dodatnią różnicę ciśnień (PPD). W szczególności RF i EOA są stosowane w normach ISO dla protez zastawek (ISO 5840) i będą ważne do zebrania, jeśli badane są produkty protez zastawek. PPD zawiera informacje o tym, jakie ciśnienie jest wymagane do otwarcia zastawki i jest powszechnie przywoływane przy omawianiu wymiany zastawki protetycznej3,
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Przedstawiona tu metoda stanowi platformę do badań hydrodynamicznych AV w celu zbadania efektu procedury eksperymentalnej lub nowatorskiego wyrobu medycznego. Montując natywną zastawkę aortalną na powielaczu impulsów, jesteśmy w stanie określić wpływ procedury eksperymentalnej na wszystkie parametry hydrodynamiczne stosowane w badaniach i zatwierdzaniu nowatorskich protez zastawek (ISO 5840). Daje to możliwość dopracowania procedur i protez przed użyciem w dużym modelu zwierzęcym.
Zabezpieczen...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych istotnych finansowych konfliktów interesów.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować laboratorium dr Gordana Vunjak-Novakovic, w tym Julie Van Hassel, Mohamed Diane i Panpan Chen, za umożliwienie nam wykorzystania tkanek odpadowych serca z ich eksperymentów. Praca ta była wspierana przez Koalicję na rzecz Wrodzonych Wad Serca w Butler, NJ oraz National Institutes of Health w Bethesda, MD (5T32HL007854-27).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Drukarka 3D | Ultimaker | Ultimaker S5 | Służy do drukowania niestandardowych osprzętu do badań hydrodynamicznych |
| Crile-Wood Needle Driver | Emerald Instruments | 2.0638.15 | Służy do szycia komór |
| Debakey Kleszcze Jarit | 320-110 | Służy do rozwarstwiania i przygotowywania próbek (można użyć wielu, jeśli pracujesz z asystentem) | |
| Etanol 200 proof | Decon Labs Inc. | DSP-MD.43 | Służy do stałego przechowywania tkanek |
| Formalina 10% | Epredia | 5701 | Służy do utrwalania tkanek |
| Gerald Kleszcze | Jarit | 285-126 | Służy do preparacji i przygotowania próbek |
| Słoiki szklane | QAPPDA | B07QCP54Z3 | Służy do przechowywania tkanek |
| Aldehyd glutarowy 25% | Mikroskopia elektronowa Sciences | 16400 | Używany do tkanek utrwalanie |
| HEPES 1 M roztwór buforowy | Fisher | BP299-100 | Używany do wytwarzania aldehydu glutarowego 0,6% |
| Nożyczki Mayo | Jarit | 099-200 | Używany do cięcia szwów |
| Nożyczki Metzenbaum | Jarit | 099-262 | Używany do preparowania i przygotowania próbki |
| O-ring | Sterling Seal & Zaopatrzenie Inc. | AS568-117 | Używany jako uszczelka na końcu uchwytów drukowanych w 3D |
| Żywica kwasu polimlekowego | Ultimaker | 1609 | Używany do drukowania 3D osprzętu |
| Szew polipropynowy | Covidien | VP-762-X | Używany do szycia komory, igła stożkowa |
| Powielacz impulsów | BDC Laboratories | HDTi-6000 | Używany do badań hydrodynamicznych |
| Krawaty | jedwabne Covidien | S-193 | Używany do podwiązywania tętnic wieńcowych |
| Zacisk migdałków | Aesculap | BH957R | Używany do rozwarstwiania tętnic wieńcowych |
| Opaski zaciskowe (6 cali) | Zaawansowane opaski kablowe, Inc. | AL-06-18-9-C | Służy do mocowania próbki do opraw, długość 157,14 mm (6 cali), szerokość 2,5 mm |
| Opaski zaciskowe (8 cali) | GTSE | GTSE-20025B.1000 | Służy do mocowania próbki do opraw, długość 203 mm (8 cali), szerokość 2,5 mm |
Bibliografia
- Aluru, J. S., Barsouk, A., Saginala, K., Rawla, P., Barsouk, A. Valvular heart disease epidemiology. Medical Science. 10 (2), Basel, Switzerland. 32(2022).
- Herrmann, J. L., Brown, J. W. Seven decades of valved right ventricular outflow tract reconstruction: The most common heart procedure in children. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (5), 1284-1288 (2020).
- Rotman, O. M., Bianchi, M., Ghosh, R. P., Kovarovic, B., Bluestein, D. Principles of TAVR valve design, modelling, and testing. Expert Review of Medical Devices. 15 (11), 771-791 (2018).
- Pibarot, P., et al. Imaging for predicting and assessing prosthesis-patient mismatch after aortic valve replacement. JACC Cardiovascular Imaging. 12 (1), 149-162 (2019).
- Ozaki, S., et al. Aortic valve reconstruction using self-developed aortic valve plasty system in aortic valve disease. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 12 (4), 550-553 (2011).
- Krane, M., Amabile, A., Ziegelmüller, J. A., Geirsson, A., Lange, R. Aortic valve neocuspidization (the Ozaki procedure). Multimedia Manual of Cardiothoracic Surgery. , (2021).
- Ozaki, S., et al. A total of 404 cases of aortic valve reconstruction with glutaraldehyde-treated autologous pericardium. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 147 (1), 301-306 (2014).
- Vandecasteele, T., et al. The pulmonary veins of the pig as an anatomical model for the development of a new treatment for atrial fibrillation. Anatomia Histollogia Embryologia. 44 (1), 1-12 (2015).
- Góes, A. M. O., et al. Comparative angiotomographic study of swine vascular anatomy: contributions to research and training models in vascular and endovascular surgery. Journal Vascular Brasilerio. 20, 20200086(2021).
- Hołda, M. K., Klimek-Piotrowska, W., Koziej, M., Piątek, K., Hołda, J. Influence of different fixation protocols on the preservation and dimensions of cardiac tissue. Journal of Anatomy. 229 (2), 334-340 (2016).
- Hołda, M. K., Klimek-Piotrowska, W., Koziej, M., Tyrak, K., Hołda, J. Penetration of formaldehyde based fixatives into heart. Folia Medica Cracoviensia. 57 (4), 63-70 (2017).
- Spampinato, R. A., et al. Grading of aortic regurgitation by cardiovascular magnetic resonance and pulsed Doppler of the left subclavian artery: harmonizing grading scales between imaging modalities. International Journal of Cardiovascular Imaging. 36 (8), 1517-1526 (2020).
- Capps, S. B., Elkins, R. C., Fronk, D. M. Body surface area as a predictor of aortic and pulmonary valve diameter. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 119 (5), 975-982 (2000).
- Baumgartner, H., et al. Recommendations on the echocardiographic assessment of aortic valve stenosis: a focused update from the European Association of Cardiovascular Imaging and the American Society of Echocardiography. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 18 (3), 254-275 (2017).
- Saisho, H., et al. An ex vivo evaluation of two different suture techniques for the Ozaki aortic neocuspidization procedure. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 33 (4), 518-524 (2021).
- Saisho, H., et al. Ex vivo evaluation of the Ozaki procedure in comparison with the native aortic valve and prosthetic valves. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 35 (3), (2022).
- Paulsen, M. J., et al. Comprehensive ex vivo comparison of 5 clinically used conduit configurations for valve-sparing aortic root replacement using a 3-dimensional-printed heart simulator. Circulation. 142 (14), 1361-1373 (2020).
- Al-Atassi, T., et al. Impact of aortic annular geometry on aortic valve insufficiency: Insights from a preclinical, ex vivo, porcine model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 150 (3), 656-664 (2015).
- Sun, M., et al. A biomimetic multilayered polymeric material designed for heart valve repair and replacement. Biomaterials. 288, 121756(2022).
- Waller, B. F., McKay, C., Van Tassel, J., Allen, M. Catheter balloon valvuloplasty of stenotic porcine bioprosthetic valves: Part I: Anatomic considerations. Clinical Cardiology. 14 (8), 686-691 (1991).
- Crick, S. J., Sheppard, M. N., Ho, S. Y., Gebstein, L., Anderson, R. H. Anatomy of the pig heart: comparisons with normal human cardiac structure. Journal of Anatomy. 193, 105-119 (1998).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
