Artykuł metodologiczny

Ekstrakcja i wykrywanie geosminy i 2-metyloizoborneolu w wodzie i rybach przy użyciu sond do ekstrakcji sorpcyjnej o dużej pojemności i GC-MS

DOI:

10.3791/67280

⸱

3 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Aquaculture Research Institute, University of Maine, 2Markes International Ltd, 3Markes International GmbH, 4USDA-ARS-National Cold Water Marine Aquaculture Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół przedstawia w pełni zautomatyzowany przepływ pracy do ekstrakcji geosminy i 2-metyloizoborneolu z wody i bogatych w lipidy tkanek ryb. Metoda pozwala na wczesne wykrycie tych cząsteczek, zanim osiągną one progi zapachowe. Przedstawiono reprezentatywne dane z otoczenia akwakultury.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geosmin i 2-metyloizoborneol to lotne związki organiczne pochodzenia mikrobiologicznego, które często występują w recyrkulacyjnych systemach akwakultury i nadają rybom w nich nieprzyjemne zapachy i smaki, nawet przy ekstremalnie niskich stężeniach. Istniejące metody analityczne dla tych związków u ryb mają trudności z osiągnięciem wystarczającej przepustowości próbek i często nie są zautomatyzowane, co wymaga intensywnego przygotowania praktycznego. Opracowaliśmy metody analizy geosminy i 2-metyloizoborneolu odpowiednio z wody i tkanek ryb przy użyciu metalowej sondy z fazą ekstrakcji sorpcyjnej o dużej pojemności. Osiągnięto solidną i ilościową detekcję zarówno w wodzie, jak i w tkankach ryb, przy minimalnych granicach wykrywalności wynoszących 1,2 ng/l dla geosminy i 1,1 ng/l dla 2-metyloizoborneolu z wody oraz odpowiednio 18,1 ng/kg i 13,6 ng/kg z tkanek ryb. Stężenia te były znacznie poniżej progów wykrywalności u ludzi. W związku z tym doszliśmy do wniosku, że metody te mogą wykryć geosminę i 2-metyloizoborneol, zanim staną się one odczuwalne dla ludzi. W przeciwieństwie do innych technik ekstrakcji sorpcyjnej o dużej wydajności, takich jak ekstrakcja sorpcyjna z mieszadłem, technika ta jest w pełni zautomatyzowana, co znacznie poprawia przepustowość i wyklucza błędy ręcznej obsługi, a wytrzymała konstrukcja sondy wyklucza pękanie, co jest powszechne w przypadku mikroekstrakcji do fazy stałej (SPME). Ta metoda jest odpowiednia do monitorowania nawaniaczy we wszystkich ustawieniach jakości wody, a także do wykrywania związków o nieprzyjemnym smaku w matrycach stałych i półstałych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geosmin (GSM) i 2-metyloizoborneol (MIB) występują naturalnie w wodzie i glebie jako produkty uboczne metabolizmu mikrobiologicznego1,2. Chociaż generalnie nie są niebezpieczne dla środowiska lub zdrowia ludzkiego, nadają wodzie nieprzyjemne "ziemiste" i "błotniste" zapachy i smaki, które są wyczuwalne nawet przy ekstremalnie niskich stężeniach, tak niskich jak 10 i 20 ng/L odpowiednio dla GSM i MIB3,4. W związku z tym obecność tych substancji zapachowych obniża postrzeganą jakość wody i jest wysoce niepożądana w większości kontekstów. W śródlądowych drogach wodnych substancje zapachowe zmniejszają atrakcyjność dla odwiedzających i mogą powodować skargi do organów ochrony środowiska5, podczas gdy w wodzie pitnej substancje zapachowe nadają nieprzyjemny zapach i smak, który konsumenci uważają za niedopuszczalny6. Rzeczywiście, wiele krajów nałożyło limity regulacyjne dotyczące poziomów substancji zapachowych w wodzie pitnej, przy czym Chiny określają 10 ng / L jako maksymalne dopuszczalne stężenie GSM7.

Recyrkulacyjne systemy akwakultury (RAS) stają się coraz ważniejsze w branży akwakultury jako sposób produkcji ryb. Systemy te działają na lądzie i stale ponownie wykorzystują wodę, zmniejszając w ten sposób wpływ na środowisko, ale konieczne jest intensywne filtrowanie wody RAS, aby utrzymać optymalne warunki do hodowli ryb. Biofiltry z ruchomym złożem zostają skolonizowane przez mikroorganizmy z powodu obfitości składników odżywczych w kale ryb i niezjedzonej paszy8. Mikroorganizmy te są korzystne w usuwaniu odpadów azotowych i nadmiaru składników odżywczych; jednak niektóre gatunki mogą wytwarzać GSM, MIB i inne substancje zapachowe4. Te substancje zapachowe następnie przedostają się do wody i są wchłaniane do mięsa ryb, gdzie mogą nadawać nieprzyjemny zapach i cechy smakowe, które konsumenci uważają za niewłaściwe. Wartości progowe zapachu w mięsie ryb są zależne od gatunku, ale wartości dla łososia atlantyckiego, gatunku pospolitego w RAS, wynoszą 44 - 500 ng/kg dla GSM i >900 ng/kg dla MIB4. W związku z tym operatorzy systemów bezpieczeństwa powinni regularnie monitorować stężenia GSM i MIB w swoich systemach, aby upewnić się, że nie osiągają one problematycznych poziomów4. Dotknięte ryby można oczyścić ze związków o nieprzyjemnym smaku przed zbiorem, aby odzyskać jakość fileta; Jest to jednak kosztowny proces, wymagający od zakładu zatrzymania recyrkulacji wody i zamiast tego przepływu nowej wody przez system przez 10 -14 dni9. Biorąc pod uwagę, że GSM i MIB stanowią stały i kosztowny ekonomicznie problem w wielu branżach, zasadna jest ponowna ocena i ulepszenie metod analitycznych wykrywania. Idealnie byłoby, gdyby operatorzy systemu RAS byli w stanie monitorować zarówno wodę w systemie RAS w celu identyfikacji rosnących stężeń GSM i MIB, zanim staną się one problematyczne, jak i tkanki ryb w celu określenia, czy i w jakim stopniu poziomy GSM i MIB wpłynęły na jakość produktu.

Większość metod wykrywania GSM i MIB używa chromatografii gazowej (GC) ze spektrometrem masowym (MS) lub detektorem płomieniowo-jonizacyjnym (FID) do separacji i wykrywania, ale sposób początkowego ekstrakcji substancji zapachowych z matrycy wodnej jest bardzo różny, z wieloma metodami opublikowanymi10. Fakt, że tak różnorodne metody zostały wypróbowane i w rzeczywistości są nadal rutynowo stosowane, świadczy o tym, że każda z nich ma poważne wady. Wady te obejmują wymóg dużej wielkości próbki i dużych objętości rozpuszczalnika, jak w przypadku ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE), niską czułość i interferencję wody, jak w metodach opartych na przestrzeni nadpowierzchniowej, lub rozległe problemy z przenoszeniem i zanieczyszczeniem systemu, jak w przypadku przedmuchiwania i pułapkowania (P i T).

Ekstrakcja sorpcyjna obejmuje szereg technik ekstrakcji, w których można użyć stałej fazy sorpcyjnej do ekstrakcji substancji zapachowych z przestrzeni nad próbką lub z samej próbki poprzez bezpośrednie zanurzenie10. Techniki te są kompatybilne z mniejszymi objętościami próbek niż inne techniki, nie wymagają rozpuszczalników i zwykle nie mają na nie poważny wpływ ingerencja wody. Jednak najpowszechniejsza forma ekstrakcji sorpcyjnej, mikroekstrakcja do fazy stałej (SPME), wykorzystuje tylko niewielką objętość fazy sorpcyjnej o niskiej pojemności dla analitów, co ogranicza wydajność ekstrakcji. Dodatkowo, kruche włókna mogą ulec uszkodzeniu lub uszkodzeniu11, przerywając przepływ pracy. Ekstrakcja sorpcyjna z mieszadłem (SBSE) pokonuje te trudności dzięki większej objętości fazowej i trwalszej konstrukcji, ale nie jest łatwo zautomatyzowana, co wymaga ręcznego przenoszenia mieszadeł do próbek i z próbek do probówek do desorpcji termicznej12. W kontekście rutynowych badań przesiewowych wody, gdzie kluczowa jest wysoka przepustowość, ten brak automatyzacji stanowi istotną barierę.

Celem naszej metody jest ulepszenie wyżej wymienionych metod pod względem przepustowości próbek i ogólnej zdolności ekstrakcji sorpcyjnej. W związku z tym opracowaliśmy technikę wykorzystującą sondy do ekstrakcji sorpcyjnej o dużej pojemności (HCSE), łącząc wysoką pojemność i wytrzymałość analitu SBSE z doborem fazy i automatyzacją SPME do ilościowej, wysokoprzepustowej analizy GSM i MIB. Po pewnych modyfikacjach technika ta może być stosowana zarówno do próbek wody, jak i do próbek homogenizowanej tkanki ryb. W tym miejscu opisujemy protokół w całości i prezentujemy dane walidacyjne, które pokazują, że jest on powtarzalny, liniowy i bardzo czuły. Chociaż próbki akwakultury są tutaj wykorzystywane do celów demonstracyjnych, protokół nadaje się do monitorowania substancji zapachowych w szerokim zakresie rodzajów próbek, w tym w wodach, glebach i różnych środkach spożywczych. Dzięki pełnej automatyzacji protokół jest szczególnie korzystny tam, gdzie oczekuje się, że liczba próbek będzie wysoka.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próbki ryb zostały pobrane od zwierząt, które zostały już poddane ubojowi w celu spożycia przez ludzi. W związku z tym nie było wymagane żadne poświadczenie etyczne.

1. Przygotowanie wzorców kalibracyjnych i wewnętrznych

  1. Przygotowanie wzorca kalibracyjnego
    1. Przygotować roztwór podstawowy C1, dodając 10 μl roztworu geosminy i 2-metyloizoborneolu (100 μg/ml) do kolby miarowej o pojemności 100 ml i napełniając do kreski metanolem klasy LC-MS. Otrzymany roztwór będzie zawierał każdy analit w stężeniu 10 μg/l (ppb).
    2. Przygotować wzorce kalibracyjne, dodając roztwór podstawowy C1 w objętości wskazanej w tabeli 1 do kolby miarowej o pojemności 100 ml i napełniając do kreski wodą dejonizowaną.
    3. Codziennie twórz nowe wzorce kalibracyjne, ponieważ są one bardzo łatwo psujące się.
      UWAGA: Ważne jest, aby codziennie przygotowywać te roztwory podstawowe na świeżo.
  2. Przygotowanie wzorca wewnętrznego
    1. Przygotować roztwór podstawowy (I1) przez dodanie 10 mg 2-izopropylo-3-metoksypirazyny (IPMP) (o czystości >98%) do kolby miarowej o pojemności 1 l, wypełnionej do objętości metanolem klasy LC-MS, co daje masę 10 mg/l.
    2. Pobrać pipetą 100 μl roztworu I1 do kolby miarowej o pojemności 100 ml i napełnić do pełnej objętości wodą dejonizowaną, aby uzyskać roztwór I2 (10 μg/l). Wstrzyknąć 50 μl do każdej fiolki z próbką, aby osiągnąć końcowe stężenie 100 ng/l.

2. Analiza wody

  1. Przygotowanie próbki
    1. Umieścić jedną fiolkę o pojemności 20 ml na każdą analizowaną próbkę wody w tacce na próbki.
    2. Za pomocą skalibrowanej wagi odważyć i umieścić 2,5 g NaCl w każdej 20 ml fiolce z zaciskaną górną próbką.
      UWAGA: Dodanie soli zwiększa przenoszenie MIB i geosminy z wody do przestrzeni nad głową.
    3. Za pomocą pipety lub dozownika zatyczonego do butelki dodać 5 ml wody z próbką do każdej fiolki z zaciskaną nakrętką o pojemności 20 ml.
    4. Odpipetować 50 μl roztworu wzorca wewnętrznego I2 do każdej próbki, wzorca kalibracyjnego i wszelkich próbek QA/QC, w tym próbek ślepych.
    5. Umieścić wieczko na wierzchu fiolki i uszczelnić je narzędziem do zaciskania fiolki, aby zminimalizować straty analitu.
    6. Przetwarzaj tylko 1-2 próbki na raz i szybko zamknij każdą fiolkę po zakończeniu, aby zminimalizować utratę analitu lotnych analitów.
  2. Ekstrakcja analitem (woda)
    1. Umieść tacę na próbkę w uchwycie tacy automatycznego podajnika próbek.
    2. Aby przygotować metodę instrumentu, otwórz program instrumentu i kliknij Edytor metody.
      1. Utwórz nową metodę, wprowadzając następujące parametry do edytora metody (pozostawiając inne parametry z wartościami domyślnymi):
      2. W opcji "Wstępne pobieranie próbek" należy ustawić czas mieszania fiolki na 10 minut, aby umożliwić anality rozdzielenie się z wody do przestrzeni nad roztworem.
      3. W opcji "Pobieranie próbek" ustaw temperaturę inkubacji na 65 °C, czas inkubacji na 30 minut, a prędkość mieszadła na 400 obr./min.
      4. Upewnij się, że "sonda myjąca HiSorb" jest włączona; w przeciwnym razie pozostała matryca próbki może zanieczyścić system.
      5. W polu "Desorpcja sondy" ustawić czas desorpcji na 15 minut, atemperaturę esorpcji D na 270 °C.
      6. W ustawieniach pułapki ustaw niską temperaturę pułapki na 25 °C i "przepływ dzielony" na 8 ml/min.
    3. Uruchom metodę automatycznego podajnika próbek w połączeniu z metodą GC-MS, naciskając przycisk Start na każdym z odpowiednich programów.

3. Analiza tkanek ryb

  1. Przygotowanie próbki
    1. Umieścić jedną fiolkę o pojemności 20 ml na każdą próbkę analizowanej ryby w tacce na próbki.
    2. Homogenizuj tkankę ryby za pomocą dostępnego w handlu robota kuchennego.
    3. Używając skalibrowanej wagi, odważyć 1,00 g homogenizowanej tkanki rybnej do każdej fiolki.
    4. Odpipetować pipetą 5 ml nasyconego roztworu NaCl do każdej fiolki.
    5. Odpipetować 100 μl roztworu wzorca wewnętrznego I2 do każdej próbki, próbki kalibracyjnej i wszelkich próbek QA/QC.
    6. Umieścić wieczko na wierzchu fiolki i uszczelnić za pomocą narzędzia do zaciskania fiolki.
    7. Przygotuj tylko 1-2 próbki na raz, aby zmniejszyć utratę związków półlotnych i lotnych.
  2. Ekstrakcja analitu (ryby)
    1. Umieść tacę na próbkę w uchwycie tacy automatycznego podajnika próbek.
    2. Przygotuj metodę instrumentu w następujący sposób (pozostawiając inne parametry z wartościami domyślnymi).
      UWAGA: czas mieszania fiolki przed pobraniem próbek i temperatura inkubacji różnią się od sekcji 2.2.2.
      1. W przypadku "Wstępnego pobierania próbek" ustawić czas mieszania fiolki na 20 minut.
      2. W trybie "Pobieranie próbek" ustawić temperaturę inkubacji na 80 °C, czas inkubacji na 30 minut, a prędkość mieszadła na 400 obr./min.
      3. Upewnij się, że włączona jest sonda "wash HiSorb", w przeciwnym razie resztkowa matryca próbki może zanieczyścić system.
      4. W polu "Desorpcja sondy" ustaw czas desorpcji na 15 minut, a temperaturę desorpcji na 270 °C.
      5. W ustawieniach pułapki ustaw niską temperaturę pułapki na 25 °C i podziel przepływ na 8 ml/min.
        UWAGA: Wymagany jest dłuższy, cieplejszy etap wstępnego pobierania próbek ze względu na wyższe powinowactwo MIB i GSM do bogatych w lipidy tkanek ryb w porównaniu z wodą.
    3. Uruchom metodę automatycznego podajnika próbek w połączeniu z metodą GC-MS, naciskając przycisk Start na każdym z odpowiednich programów.

4. Separacja i detekcja za pomocą GC-MS

  1. Używaj tych samych parametrów GC-MS dla metod wodnych i tkanek rybnych.
  2. Upewnij się, że GC jest wyposażony w kolumnę 5MS, 30 m x 0.25 mm x 0.25 μm i jest zasilany ultraczystym helem nośnym. Ustaw natężenie przepływu nośnika na 2 ml/min.
  3. Przygotować program pieca GC w następujący sposób: Temperatura początkowa 60 °C, utrzymywana przez 3 minuty, następnie wzrost temperatury od 10 °C/min do 100 °C, następnie 20 °C/min do 190 °C, następnie 30 °C/min do 280 °C, z końcowym czasem podtrzymania wynoszącym 2 min. Całkowity czas pracy jest ustawiony na 16,5 min.
  4. Ustaw linię przesyłową między GC i MS na 280 °C i źródło jonów oraz poczwórną odpowiednio na 250 °C i 200 °C.
  5. Do wykrywania stwardnienia rozsianego w trybie skanowania należy użyć zakresu skanowania m/z 50-350.
  6. Do operacji monitorowania wybranych jonów (SIM) należy użyć jonów kwantyfikacyjnych i potwierdzających odpowiednio m/z 95 i 107 dla MIB, m/z 137 i 152 dla IPMP oraz m/z 112 i 55 dla GSM.
    UWAGA: Wiele pakietów oprogramowania do chromatografii posiada funkcję automatycznego wyboru pików, ale zdecydowanie zaleca się ręczne przejrzenie wyboru piku pod kątem błędów.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optymalizacja metody

Przeprowadzono różne eksperymenty, aby zapewnić optymalizację metody, w tym ocenę przeniesienia, optymalizację czasu desorpcji sondy, ocenę wewnętrznego standardu, ocenę fazy sondy, ocenę liniowości i powtarzalności oraz obliczenie limitu wykrywalności metody.

Ocena przeniesienia

Rozpoczęliśmy nasz eksperyment od temperatury desorpcji sondy wynoszącej 250 °C. Przygotowano wzorce kalibracji, jak pokazano w Tabeli 1. Aby ocenić przeniesienie, przeanalizowaliśmy standardy GSM i MIB przy 20 ng / L, a następnie przystąpiliśmy, w kolejności, do uruchomienia parametrów GC-MS bez wstrzykiwania czegokolwiek do kolumny (ślepa półfabrykacja kolumny), desorpcji pułapki ostrości bez przenoszenia czegokolwiek z wtryskiwacza (ślepa próba pułapki), ogrzewania wtryskiwacza bez wkładania sondy (półfabrykat wtryskiwacza), oraz desorpcja sondy bez uprzedniego pobierania próbek (ślepa próba sondy). Mniej niż 1% przeniesienia zaobserwowano w ślepej próbie kolumny, ślepej próbie pułapki i ślepej próbie wtryskiwacza, ale w ślepej próbie sondy przeniesienie wyniosło 9,35% i 3,77% odpowiednio dla GSM i MIB (Tabela 2). W związku z tym ustaliliśmy, że w zastosowanych warunkach nastąpiło znaczne przeniesienie GSM na sondę PDMS.

Optymalizacja czasu desorpcji

Po zidentyfikowaniu przeniesienia na sondę PDMS, staraliśmy się rozwiązać ten problem poprzez dostosowanie temperatury desorpcji sondy. Oczekuje się, że wyższa temperatura desorpcji sondy zwiększy szybkość desorpcji analitu z sondy, tak że desorpcja będzie pełniejsza pod koniec 15-minutowego czasu desorpcji sondy. Jednak wyższa temperatura może również sprzyjać rozkładowi analitu, a tym samym negatywnie wpływać na wrażliwość. Wyższe temperatury mogą również uszkodzić materiały sorpcyjne, dlatego należy unikać temperatur powyżej 280 °C. Przenoszenie GSM było znaczące w temperaturze desorpcji sondy 250 °C, ale zmniejszyło się znacznie poniżej progu akceptowalności 5%, gdy zamiast tego zastosowano 270 °C (Rysunek 1). Poprawa ta została osiągnięta bez utraty czułości, przy czym obszary pików wytworzone dla wstępnej analizy nie były mniejsze w temperaturze 270 °C niż w przypadku niższych temperatur desorpcji sondy (Rysunek 1). Oznacza to, że jakikolwiek wzrost rozkładu analitu jest znikomy.

Korzystanie z wewnętrznego standardu

Związek 2-izopropylo-3-metoksypirozyny był szeroko stosowany jako wewnętrzny standard podczas wykrywania GSM i MIB13. Porównaliśmy obliczone stężenia GSM i MIB ze znanymi stężeniami wzbogaconymi, zarówno z korektą wzorca wewnętrznego, jak i bez niej. Odzysk bez wewnętrznej korekcji wzorca był słaby, z obliczonymi stężeniami w 60% znanych stężeń wzbogaconych (Rysunek 2). Natomiast przy zastosowaniu wewnętrznej korekty standardu odzysk był bardzo dobry, w okolicach 100%. W związku z tym we wszystkich przyszłych analizach zastosowaliśmy korektę wzorca wewnętrznego.

Wybór fazy

W analizach SPME, węgiel o szerokim zakresie (CWR) i/lub diwinylobenzen (DVB) są często dodawane do PDMS w celu poprawy czułości, ale zwiększa to koszty. Staraliśmy się porównać sondy tylko PDMS z sondami trójfazowymi (DVB/CWR/PDMS), biorąc pod uwagę, że zwiększona objętość fazowa sondy prawdopodobnie poprawi czułość w porównaniu z włóknami SPME. Dane odzyskiwania dla PDMS i sond trójfazowych (Rysunek 3) ilustrują zasadniczo podobną wydajność między dwoma typami sond, z odzyskiem nieco bliższym 100% w przypadku sond PDMS. W związku z tym, biorąc pod uwagę nieco lepszą wydajność i obniżone koszty, przeprowadziliśmy wszystkie przyszłe analizy za pomocą sond PDMS. Należy zauważyć, że ponieważ sonda zbiera anality z przestrzeni nad głową, a nie poprzez bezpośredni kontakt z matrycą próbki, kinetyka podziału GSM / MIB na materiał fazowy nie powinna różnić się między próbkami wody i ryb.

Walidacja metody

Przeanalizowano serię kalibracyjną obejmującą sześć stężeń analitów w wodzie od 1 do 100 ng/L (Rysunek 4). Osiągnięto doskonałą liniowość, z r2 wynoszącym 0,9999 dla GSM i 0,9999 dla MIB. Standardowy błąd regresji wynosił odpowiednio 0,43 i 0,37 dla GSM i MIB. Oznacza to, że metoda jest odpowiednia do analiz ilościowych w ocenianym zakresie. Określiliśmy powtarzalność na podstawie ośmiu powtórzeń wzorców laboratoryjnych zawierających GSM i MIB przy 40 ng/l w wodzie. Wartości RSD wynosiły 6,3% dla GSM i 4,8% dla MIB, co świadczy o niezwykłej odtwarzalności wyników. Powtórzenia te analizowano w trzech oddzielnych partiach w różnych dniach, co jeszcze bardziej demonstruje precyzję metody. W związku z tym HCSE z analizą GC-MS jest metodą ilościową i wiarygodną.

Minimalne limity wykrywalności (MDL)

MDL został obliczony zgodnie z protokołem U.S. EPA14 przy użyciu próbek wody z kolcami (n=10) lub ryb z kolcami (n=11). Metoda ekstrakcji i wykrywania GSM i MIB w wodzie pozwoliła uzyskać granice wykrywalności wynoszące 1,2 ng/L dla GSM i 1,1 ng/L dla MIB. Te MDL były znacznie poniżej wartości progowych zapachu ludzkiego, wynoszących odpowiednio około 10 i 20 ng/l. W ten sposób proponowana metoda może z pewnością i ilościowo wykryć nagromadzenie tych cząsteczki zapachu, zanim osiągną one próg czuciowy człowieka. Granice wykrywalności dla ekstrakcji i wykrywania GSM i MIB z ryb wynosiły 18,1 ng/kg dla GSM i 13,6 ng/kg dla MIB.

Analiza próbek wody z akwakultury

Przeanalizowaliśmy próbki wody pobrane z siedmiu recyrkulacyjnych systemów akwakultury, z pięcioma powtórzeniami (system 3) lub trzema powtórzeniami (wszystkie inne systemy) ocenianymi dla każdego. Wszystkie analizowane systemy akwakultury z recyrkulacją wody, z wyjątkiem jednego, zawierały geosminę i MIB w stężeniach powyżej naszego MDL (Rysunek 5), co wskazuje na potencjalny problem z jakością wody. Zauważyliśmy jednak, że we wszystkich przypadkach MIB był znacznie poniżej progu zapachu ludzkiego wynoszącego 20 ng/l, podczas gdy tylko jeden system przekroczył próg zapachu GSM wynoszący 10 ng/l (system 1, stężenie GSM = 12,69 ng/l). Chociaż wykryliśmy GSM i MIB w systemie 3, zauważamy, że stężenie MIB spada poniżej obliczonych przez nas MDL, a zatem nie można z całą pewnością określić ilościowo stężenia. Metoda wykazała imponującą precyzję we wszystkich systemach, pomimo wykorzystania rzeczywistych próbek wody z bardzo niewielkimi różnicami w obliczonym stężeniu wśród powtórzonych próbek w każdym systemie (Rysunek 5).

Analiza tkanek ryb

Tkanka rybna, bogata w lipidy, daje silny efekt matrycy, który utrudnia ekstrakcję GSM i MIB podczas tej metody. Z tego powodu w metodzie wprowadzane są subtelne zmiany mające na celu zwiększenie wydajności ekstrakcji, w tym wyższa temperatura inkubacji (80 °C) i dłuższy czas inkubacji (20 minut) w porównaniu z metodą ekstrakcji wodnej. Tkanki ryb były wcześniej analizowane w celu określenia stężeń tła GSM i MIB. Te same próbki zostały następnie wzbogacone znaną ilością GSM i MIB i przeanalizowane w trzech egzemplarzach w celu określenia procentu odzysku i precyzji (Rysunek 6).

figure-results-1
Rysunek 1: Wpływ temperatury desorpcji sondy na przeniesienie. (A) Laboratoryjny wzorzec zawierający GSM i MIB na poziomie 20 ng/L został przeanalizowany w jednej z trzech temperatur desorpcji sondy w trzech powtórzeniach, ze średnimi obszarami pików. Każda sonda została następnie zdesorbowana jeszcze dwa razy w temperaturze początkowej, aby ocenić przeniesienie z wynikami w (B) (GSM) i (C) (MIB). Przeniesienie jest wyrażone jako powierzchnia piku jako procent początkowej powierzchni piku. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe dla trzech powtórzeń. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Użycie wewnętrznego standardu. Porównanie skorygowanych i nieskorygowanych danych odzyskiwania danych dla wzorców analitycznych przy 15 lub 40 ng/l, z ekstrakcją tylko za pomocą sond PDMS. Stężenia próbek skorygowano przy użyciu IPMP jako wzorca wewnętrznego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Odzysk analitu. Dane odzyskiwania dla wzorców analitycznych GSM (po lewej) i MIB (po prawej) przy 15 ng/L, z ekstrakcją za pomocą samych PDMS lub sond trójfazowych (PDMS, DVB, CWR). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Analityczne krzywe kalibracyjne. Regresje liniowe krzywych kalibracyjnych dla GSM (linia ciągła, r2 z 0,9999; S=0,37) i MIB (linia przerywana, r2 z 0,9999; S=0,37). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Aplikacja wody w akwakulturze. Stężenia (A) GSM i (B) MIB w próbkach wody pobranych z siedmiu systemów akwakultury (n ≥ 3 dla każdego systemu). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 6: Aplikacja tkanki rybnej. Stężenia GSM i MIB z dwóch próbek ryb wzbogaconych GSM i MIB (F1 i F2). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

.
Nazwa rozwiązaniaDodano wolumen zapasów C1Całkowita objętośćStężenie wynikowe
Nr urządzenia C110ulPojemność 100ml10 μg/ml
Kalibracja 110 ulPojemność 100 ml1 ng/l
Kalibracja 220 ulPojemność 100 ml2ng / L
Kalibracja 550 ulPojemność 100 ml5 ng/l
Kalifornia 10100 ulPojemność 100 ml10 ng/l
Kal. 20200 ulPojemność 100 ml20 ng/l
Krzywa 50 500 ulPojemność 100 ml50 ng/l
Krzywa 1001000 ulPojemność 100 ml100 ng/l
kal. 200 2000 ulPojemność 100ml200 ng/l

Tabela 1: Standardy kalibracji. Wzorce Geosmin i 2-MIB wykonane z CRM47525 roztworu geosminy i 2-metyloizoborneolu (100 μg/ml) w metanolu, który rozcieńczono do roztworu podstawowego C1 (10 μg/ml) w metanolu.

pkt.
AnalizaPrzeniesienie (%)
Sieć GSMMib
Przebieg GC0,040,08
Desorpcja pułapki0,090
Desorpcja na wlocie00
Redesorpcja sondyGodzina 9,35Rejon 3,77

Tabela 2: Ocena przeniesienia sondy. Przeniesienie po ekstrakcji, desorpcji i analizie GC-MS wzorca laboratoryjnego zawierającego GSM i MIB w stężeniu 20 ng/l, z wewnętrznym wzorcem IPMP w stężeniu 30 ng/l. Opis analiz znajduje się w ppkt 2.2.1.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

GSM i MIB to związki o nieprzyjemnym smaku występujące w szerokim zakresie ustawień monitorowania wody, a zapotrzebowanie na zdolność testowania jest wysokie. Co więcej, GSM i MIB są dostrzegalne dla ludzi na śladowych poziomach. Idealny system analityczny musi zatem łączyć wysoką czułość z wysoką przepustowością, aby generować duże ilości wysokiej jakości danych. Wykazaliśmy w poprzednich sekcjach, że ekstrakcja za pomocą sond HCSE zapewnia czułość przekraczającą wymaganą.

Solidna konstrukcja sond HCSE wyklucza wszelkie awarie, które mogą zakłócić przepływ pracy SPME. Po optymalizacji metody nie doświadczyliśmy żadnych problemów z zanieczyszczeniem systemu lub przeniesieniem, które są częstymi problemami w przypadku metodologii P i T. Największy wkład w wysoką przepustowość tej metody miała jednak niewątpliwie zastosowana platforma automatycznego podajnika próbek. W przypadku tego systemu analiza była kontynuowana przez całą dobę, przy czym wymagana była ręczna interwencja, aby dostarczyć próbki tylko do tacki na próbki. Jest to przeciwieństwo innych metod ekstrakcji sorpcyjnej o dużej wydajności, takich jak SBSE, które wymagają obsługi ręcznej. Chociaż SPME jest zwykle w pełni zautomatyzowany, przepustowość jest ograniczona, ponieważ inkubacja następnej próbki może zazwyczaj rozpocząć się dopiero po wstrzyknięciu poprzedniej próbki do kolumny GC. Zakładając, że czas cyklu GC jest krótki, GC może zatem pozostać bezczynny, podczas gdy następna próbka zakończy ekstrakcję. Dzięki naszej metodzie wiele próbek może być jednocześnie poddawanych wstępnemu próbkowaniu i ekstrakcji, co minimalizuje czas przestoju GC. Dzięki temu byliśmy w stanie przetworzyć 1,8 próbki na godzinę na system.

Wykazaliśmy wartości MDL wynoszące odpowiednio 1,2 i 1,1 ng/l dla GSM i MIB, znacznie przekraczając wymaganą czułość. Podczas gdy inne techniki, takie jak P i T, LLE, SBSE i SPME, mogą być w stanie osiągnąć niższe MDL w pewnych okolicznościach11, te wzrosty czułości mają ograniczoną wartość praktyczną i nie uzasadniają utraty zalet sond HCSE opisanych powyżej. Co więcej, niektóre z tych technik wymagają dużych objętości próbek, co wiąże się ze wzrostem kosztów wytwarzania odpadów i transportu. W przypadku LLE objętości próbek mieszczą się zwykle w zakresie 200 - 500 ml 15,16,17, podczas gdy dla SPME, SBSE oraz P i T typowe wartości to 10 - 100 ml 18,19,20,21,22. Doskonałą odtwarzalność zaobserwowano przy wartościach RSD wynoszących odpowiednio 6,34% i 4,82% dla GSM i MIB. Wartości te są zasadniczo podobne do wartości stwierdzonych w innych metodach11, a w szczególności przewyższają RSD w opublikowanych metodach SPME23,24. Ponownie, nasze niskie wartości RSD zostały osiągnięte przy objętości próbki wynoszącej zaledwie 5 ml, czyli niższej niż w przypadku zdecydowanej większości opublikowanych technik ekstrakcji. Dlatego jesteśmy przekonani, że sondy HCSE zapewniają wystarczającą czułość i odtwarzalność, a także szeroki zestaw korzyści, które łączą najlepsze aspekty wszystkich znanych alternatyw w jedną prostą, w pełni zautomatyzowaną i zrównoważoną metodę.

Geosmina i 2-metyloizoborneol są związkami lipofilowymi, co stanowi wyzwanie dla naukowców próbujących wyekstrahować te związki z tkanki bogatej w lipidy do analizy. W związku z tym dostosowaliśmy nasze warunki wstępnego pobierania próbek, stosując dłuższą i gorętszą procedurę wstępnego pobierania próbek, aby wprowadzić więcej analitów z matrycy próbki do przestrzeni nad głową. Po wprowadzeniu tych poprawek ustaliliśmy, że metoda działa dobrze w przypadku analizy GSM i MIB w tkankach ryb. Należy zauważyć, że w przypadku próbek o bardzo wysokiej zawartości lipidów może być konieczne zmniejszenie masy użytej próbki, np. do 0,50 g. Ma to na celu uniknięcie tworzenia przez lipidy całkowitego uszczelnienia na powierzchni wody, co zapobiega przedostawaniu się analitów do przestrzeni nad głową.

Metoda ta wykorzystuje zasady równowagi do ekstrakcji analitów z przestrzeni nad próbką. Chociaż używamy tutaj próbek wody i ryb z akwakultury, uważamy, że metoda ta ma zastosowanie do ekstrakcji nawaniaczy z dowolnej stałej lub ciekłej matrycy, która może być homogenizowana i umieszczona w fiolce do pobierania próbek o pojemności 20 ml. Przykładowe zastosowania obejmują monitorowanie wód i gleb w środowisku, testowanie wody pitnej oraz testowanie żywności, takiej jak owoce i warzywa, lub organizmy wodne nieuprawiane w gospodarstwach. W rolnictwie GSM i MIB są często znajdowane w wilgotnych glebach i mogą nadawać nieprzyjemny smak uprawianym tam uprawom2, dlatego zarówno gleba, jak i uprawy mogą być testowane za pomocą naszej metody w celu monitorowania poziomu odorantów jako formy kontroli jakości i/lub diagnozowania źródła dolegliwości związanych z nieprzyjemnym zapachem. Wiele wód środowiskowych, takich jak rzeki i jeziora, doświadcza sezonowych skoków stężenia odorów z powodu zakwitów glonów25, a ta metoda oferuje wysokowydajny i bardzo czuły sposób monitorowania zasięgu tych skoków. Metoda ta nadaje się również do badań akademickich, na przykład do pomiaru szybkości wytwarzania substancji zapachowych przez mikroorganizmy26 lub do zbadania związku między stężeniami substancji zapachowych w wodzie i tkankach zwierzęcych27. Inne grupy badawcze wykorzystały proces HCSE do ekstrakcji z szeregu rodzajów próbek, takich jak napoje alkoholowe28, mięso baranie29, oliwa z oliwek30, pożywki do hodowli komórek ludzkich31i pistacje32. Badania te były ukierunkowane na inne anality lub są badaniami profilowania nieukierunkowanego, a zatem nie zostały zoptymalizowane pod kątem analizy GSM i MIB, ale są prezentowane tutaj, ponieważ oferują ogólne informacje na temat przygotowania różnych typów próbek do ekstrakcji sond HCSE.

Podczas gdy opisana metoda wodna prawdopodobnie będzie miała zastosowanie do wszystkich próbek wodnych lub próbek na bazie wody z minimalną modyfikacją, zastosowanie do innych próbek stałych lub półstałych może wymagać pewnych specyficznych dla matrycy zmian w przygotowaniu próbki (sekcja 3.1) i ekstrakcji analitu (sekcja 3.2). Chociaż nie byłoby możliwe omówienie tutaj wszystkich scenariuszy próbkowania, oferujemy następujące rozważania. (1) Próbki stałe powinny być homogenizowane do postaci drobnego proszku poprzez tarcie, mielenie lub mieszanie w celu zapewnienia reprezentatywności i maksymalnej możliwej powierzchni do wyprowadzania analitów. (2) Próbki stałe o niskiej zawartości lipidów mogą nie wymagać dodawania wody lub soli, tj. może wystarczyć zważenie 1,00 g do fiolki i nakrętki. Pozwoli to na bardziej bezpośrednie przenoszenie analitów z próbki do przestrzeni nad głową, bez pośredniego przenoszenia z matrycy próbki do dodanej wody. Zmniejszy to jednak skuteczność mieszania. Analitycy powinni przeprowadzać eksperymenty w celu określenia optymalnej techniki przygotowania próbki dla swojej matrycy próbki. (3) Różne matryce będą miały różne powinowactwa do GSM i MIB. Dlatego wymagane będą różne temperatury inkubacji, aby w odpowiednim czasie osiągnąć równowagę analitu. Jednak niektóre matryce mogą być chemicznie zmieniane przez ciepło w taki sposób, że zakłócenia są wytwarzane w wyniku reakcji chemicznych w wysokich temperaturach. Również w tym przypadku wymagane są eksperymenty w celu określenia optymalnej temperatury inkubacji dla określonego rodzaju próbki (uwaga: Próbki o wysokiej zawartości wilgoci nigdy nie powinny być inkubowane w temperaturze powyżej 90 °C, aby uniknąć pękania fiolek pod wpływem ciśnienia pary wrzącej wody).

Opracowaliśmy metody wykrywania geosminy i 2-metyloizoborneolu w wodzie i tkankach ryb. Testy na wzorcach laboratoryjnych potwierdzają, że metody są ilościowe i odtwarzalne, a zastosowanie do próbek rzeczywistych (woda z recyrkulacyjnych systemów akwakultury, tkanki ryb pochodzące z takich systemów) wykazuje skuteczność nawet w kontekście złożonych, brudnych próbek. Chociaż zastosowaliśmy nasze metody do próbek z akwakultury, sugerujemy, że nadają się one do monitorowania GSM i MIB w szerokim zakresie typów próbek, w tym wody oraz materiałów stałych lub półstałych.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy tej publikacji zatrudnieni w Markes International Ltd lub Markes International GmbH pomagali w szkoleniu systemowym, protokołach systemowych, projektach eksperymentalnych i pisaniu. Aby uniknąć stronniczości lub postrzeganej stronniczości w naszych badaniach, wszystkie badania laboratoryjne i analizy danych zostały przeprowadzone na Uniwersytecie Maine pod bezpośrednim nadzorem Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych – Służby Badawczej Rolnictwa (USDA-ARS) oraz Instytutu Badawczego Akwakultury Uniwersytetu Maine.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Departamentowi Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Służbie Badań Rolniczych (USDA-ARS) za fundusze na zakup używanego sprzętu i kontynuację finansowania na zakończenie wszystkich tych badań. Chcielibyśmy również podziękować dr Heather Hamlin, dr Amalii Harrington, dr Deborah Bouchard, dr Sarah Turner, Garethowi Dobsonowi, Cameronowi Coulombe'owi i Abriah James za ich pomoc i wsparcie podczas tych badań.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pipeta 0,5-10uLNichipet AirA21405581
1000uLPipeta VWR76322-154
Pipeta 100-1000uLeppendorf285612
szklana kolba 100 mlVWR76008-704
Pipeta 10-100uLNichipet AirA20814031
10-100uL Końcówki do pipetmega24502-18
10xL Końcówki do pipetVWR76322-132
20mL Szklane zlewkiVWR10754-698
2-izopropylo-3-metoksypirazynaTCII0577Wzorzec wewnętrzny
40 ml Bursztynowy typ-1 (borokrzemianowy) Fiolka ze szkłaFirma zajmująca się pobieraniem próbek środowiskowych0040-0400-QCFiolka do pobierania próbek wody
5 ml Końcówka do pipetVistaLab technologie4058-5102
BalanceVWRVWR-124B2
Centri 360MarkesU-CENTRI-1691Autosampler
Chromeleon Wersja 7.3Oprogramowanie Thermo ScientificGC-MS
Pułapka ostrościMarkesU-T12ME-2S
Chromatograf gazowy, ślad 1310Thermo Scientific14800403
Kolumna GCThermo Scientific26098-1420TG-5MS
Geosmin i roztwór 2-metyloizoborneoluSIGMA-ALDRICH lub MilliporeSigmaCRM47525
Fiolka z przestrzenią nad głową, 20 mlMarkesC-VCC20
Uchwyt HiSorbMarkesC-HH-6
Nasadka wtryskiwacza HiSorbZnakiC-HSPCCS
HiSorb wkładka wtryskiwaczaSonda HiSorbU-LINER-HISORB
, PDMS, WERSJA SKRÓCONAMarkesH1-XXABC
Nasadki na fiolki HiSorbMarkesC-HSPCCS
Laboratoryjna metalowa szufelka
do spektrometru masowego, ISQ 7000Thermo ScientificISQ7K-NOVPI
MetanolVWR chemicalsBDH1135-4LP
Metanol, Optima LC-MS klasyFisher-scientificA456-4
O-ringi rozmiar 201MarkesU-COV201Do nasadki wtryskiwacza HiSorb i przechowywania HiSorb
Automatyczny pipetor Ovation (100-5000uL)Technologie VistaLab213626
Fioletowe bezpudrowe rękawice egzaminacyjne nitrylowo-XtraKimtech50602-54
Chlorek sodu ( sól)VWR chemicalsBDH9286-2.5K
Adapter przełączający (pipetor automatyczny)CUI INCSMI10-5
Narzędzie do zaciskania fiolekMarkesU-HSVCR
Decapper do fiolekMarkesU-HSVDC
Łodzie do ważeniaGrainger8AG69
Końcówki do pipet

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zaitlin, B., Watson, S. B. Actinomycetes in relation to taste and odour in drinking water: Myths, tenets and truths. Water Res. 40 (9), 1741-1753 (2006).
  2. Liato, V., Aïder, M. Geosmin as a source of the earthy-musty smell in fruits, vegetables and water: Origins, impact on foods and water, and review of the removing techniques. Chemosphere. 181, 9-18 (2017).
  3. Omür-Ozbek, P., Little, J. C., Dietrich, A. M. Ability of humans to smell geosmin, 2-MIB and nonadienal in indoor air when using contaminated drinking water. Water Sci Technol. 55 (5), 249-256 (2007).
  4. Lindholm-Lehto, P. C., Vielma, J. Controlling of geosmin and 2-methylisoborneol induced off-flavours in recirculating aquaculture system farmed fish-A review. Aquac Res. 50 (1), 9-28 (2018).
  5. Kutovaya, O. A., Watson, S. B. Development and application of a molecular assay to detect and monitor geosmin-producing cyanobacteria and actinomycetes in the Great Lakes. J Great Lakes Res. 40 (2), 404-414 (2014).
  6. Piriou, P., Devesa, R., De Lalande, M., Glucina, K. European reassessment of MIB and geosmin perception in drinking water. AQUA. 58 (8), 532-538 (2009).
  7. Ministry of Health of China. Standards for Drinking Water Quality. GB-5749-2006. , (2006).
  8. McQuarrie, J. P., Boltz, J. P. Moving bed biofilm reactor technology: process applications, design, and performance. Water Environ Res. 83 (6), 560-575 (2011).
  9. Burr, G. S., Wolters, W. R., Schrader, K. K., Summerfelt, S. T. Impact of depuration of earthy-musty off-flavors on fillet quality of Atlantic salmon, Salmo salar, cultured in a recirculating aquaculture system. Aquac Eng. 50, 28-36 (2012).
  10. Piri-Moghadam, H., Ahmadi, F., Pawliszyn, J. A critical review of solid phase microextraction for analysis of water samples. TrAC. 85, 133-143 (2016).
  11. Bristow, R. L., Young, I. S., Pemberton, A., Williams, J., Maher, S. An extensive review of the extraction techniques and detection methods for the taste and odour compound geosmin (trans-1, 10-dimethyl-trans-9-decalol) in water. TrAC. 110, 233-248 (2019).
  12. Baltussen, E., Sandra, P., David, F., Cramers, C. Stir bar sorptive extraction (SBSE), a novel extraction technique for aqueous samples: theory and principles. J Microcolumn Separat. 11 (10), 737-747 (1999).
  13. Chang, J., Biniakewitz, R., Harkey, G. Determination of geosmin and 2-MIB in drinking water by SPME-PTV-GC--MS. , (2008).
  14. Definition and procedure for the determination of the method detection limit, Revision 2. , Environmental Protection Agency EPA. (2016).
  15. Ma, X., Gao, N., Chen, B., Li, Q., Zhang, Q., Gu, G. Detection of geosmin and 2-methylisoborneol by liquid-liquid extraction-gas chromatograph mass spectrum (LLE-GCMS) and solid phase extraction-gas chromatograph mass spectrum (SPE-GCMS). Front Environ Sci. 1, 286-291 (2007).
  16. Li, X., Yu, J., Gu, Q., Su, M., Liu, T., Yang, M., Xhao, Y. Source-water odor during winter in the Yellow River area of China: Occurrence and diagnosis. Environ Pollut. 218, 252-258 (2016).
  17. Lu, J., Willis, P. S., Wilson, P. C. Trace analysis of off-flavor/odor compounds in water using liquid-liquid microextraction coupled with gas chromatography-positive chemical ionization-tandem mass spectrometry. Front Environ Sci. 10, 477-481 (2016).
  18. Ochiai, N., Sasamoto, K., Takino, M., Yamashita, S., Daishima, S., Heiden, A., Hoffman, A. Determination of trace amounts of off-flavor compounds in drinking water by stir bar sorptive extraction and thermal desorption GC-MS. Analyst. 10, 1652-1657 (2001).
  19. Nakamura, S., Daishima, S. Simultaneous determination of 22 volatile organic compounds, methyl-tert-butyl ether, 1,4-dioxane, 2-methylisoborneol and geosmin in water by headspace solid phase microextraction-gas chromatography-mass spectrometry. Anal Chim Acta. 548, 79-85 (2005).
  20. Sung, Y. H., Lu, T. Y., Huang, S. D. Analysis of earthy and musty odors in water samples by solid-phase microextraction coupled with gas chromatography/ion trap mass spectrometry. Talanta. 65, 518-524 (2005).
  21. Sibali, L. L., Schoeman, C., Morobi, J. S., Molalatladi, B. S. Comparison of two selective methods for determination of geosmin (1,2,7,7-tetramethyl-2-norborneol) and 2-MIB (2-methylisoborneol) in drinking and raw water samples by capillary gas chromatography-mass spectrometry. WQRJ. 42, 491-497 (2010).
  22. Yu, S., Xiao, Q., Zhong, X. x, Su, G., Xu, Y., Zhu, B. Simultaneous determination of six earthy-musty smelling compounds in water by headspace solid-phase microextraction coupled with gas chromatography-mass spectrometry. Anal Methods. 6, 9152-9159 (2014).
  23. Hurlburt, B., Lloyd, S. W., Grimm, C. C. Comparison of analytical techniques for detection of geosmin and 2-methylisoborneol in aqueous samples. J Chromatogr Sci. 47, 670-673 (2009).
  24. Chen, X., Luo, Q., Yuan, S., Wei, Z., Song, H., Wang, D., Wang, J. Simultaneous determination of ten taste and odor compounds in drinking water by solid-phase microextraction combined with gas chromatography-mass spectrometry. J Environ Sci. 25, 2313-2323 (2013).
  25. Espinosa, C., Abril, M., Bretxa, È, Jutglar, M., Ponsá, S., Sellarès, N., Vendrell-Puigmitjà, L., Llenas, L., Ordeix, M., Proia, L. Driving factors of geosmin appearance in a Mediterranean river basin: The Ter river case. Front Microbiol. 12, 741750(2021).
  26. Lukassen, M. B., Saunders, A. M., Sindilariu, P. D., Nielsen, J. L. Quantification of novel geosmin-producing bacteria in aquaculture systems. Aquaculture. 479, 304-310 (2017).
  27. Howgate, P. Tainting of farmed fish by geosmin and 2-methyl-iso-borneol: A review of sensory aspects and of uptake/depuration. Aquac. 234 (1-4), 155-181 (2004).
  28. Hearn, L., Cole, R., Spadafora, N. D., Szafnauer, R. Volatile and semi-volatile compounds in flavoured hard seltzer beverages: Comparison of high-capacity sorptive extraction (HiSorb) methods. Adv Sample Prep. 3, 100032(2022).
  29. Bu, N., Yang, Q., Chen, J., Li, Y., Liu, D. Characterised and discrimination of volatile compounds in chilled Tan mutton meat during storage using HiSorb-TD-GC-MS and E-nose. Molecules. 28, 4993(2023).
  30. Fella, P., Stylianou, M., Agapiou, A. A green sorptive extraction method (HiSorb-TD-GC-MS) for determining the extra virgin olive oil (EVOO) aroma profile. Pure Appl Chem. 95, 595-610 (2023).
  31. Fenn, D., Lilien, T. A., Hagens, L. A., Smit, M. R., Heijnn, N. F. L., Tuip-de Boer, A. M. Validation of volatile metabolites of pulmonary oxidative injury: a bench to bedside study. ERJ Open Res. 9, (2023).
  32. Schincaglia, A., Purcaro, G., Beccario, M. Unlocking the aroma compounds of pistachios using the power of multi-dimensional gas chromatography. Poster presented at Advances in Separation Science. , (2023).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wykrywanie geosminywykrywanie 2 metyloizoborneoluanaliza GC MSmonitorowanie jako ci wodyanaliza tkanek ryblotne zwi zki organicznekalibracja standardem wewn trznymdesorpcja sondysystemy akwakultury

Powiązane artykuły