Artykuł metodologiczny

Nieinwazyjna wizualizacja morfologii mikrokrążenia łożyska paznokcia u myszy za pomocą kapilaroskopii

DOI:

10.3791/67529

⸱

28 lutego 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, Vanderbilt Eye Institute, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Ophthalmology, Massachusetts Eye and Ear, Harvard Medical School, 3Department of Anesthesia and Critical Pain Medicine, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 4Department of Ophthalmology, Icahn School of Medicine at Mount Sinai

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kapilaroskopia jest dostępnym narzędziem do bezpośredniej, taniej i nieinwazyjnej wizualizacji mikrokrążenia. Celem tego protokołu jest umożliwienie naukowcom wykorzystania kapilaroskopii do wizualizacji obwodowej morfologii mikronaczyniowej w łożyskach paznokci myszy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie sieci mikronaczyń włosowatych skóry u ludzi za pomocą kapilaroskopii fałdów paznokciowych (NFC) podkreśliło znaczenie mikrokrążenia jako docelowego układu narządów w krytycznych chorobach ogólnoustrojowych. Kapilaroskopia fałdów paznokciowych jest stosowana klinicznie w celu wykrycia dysfunkcji i nieprawidłowości mikrokrążenia obwodowego w wielu stanach ogólnoustrojowych, w tym reumatycznych, sercowych, ocznych (np. jaskra) i endokrynologicznych (np. nadciśnienie tętnicze i cukrzyca). NFC jest przydatny nie tylko w wykrywaniu zaburzeń mikrokrążenia układowego obwodowego, ale także w ocenie skuteczności leków. Jednak przełożenie wyników klinicznych NFC na modele chorób zwierzęcych może być trudne. Wykrywanie dysfunkcji lub nieprawidłowości mikrokrążenia u zwierząt jest często inwazyjne (np. endoskopowe), przeprowadzane ex vivo (np. obrazowanie pośmiertne tkanek) lub kosztowne, wymagające specjalistycznego sprzętu, takiego jak ten stosowany w technikach tomografii mikrokomputerowej i obrazowania fotoakustycznego. Opracowanie szybkich, nieinwazyjnych i niedrogich technik obrazowania obwodowego mikrokrążenia w zwierzęcych modelach choroby jest uzasadnione w celu zmniejszenia wydatków na badania i zwiększenia możliwości przełożenia na praktykę kliniczną.

Kapilaroskopia była wcześniej używana do wizualizacji mikrokrążenia fałdów paznokciowych w modelach zwierzęcych, w tym u świnek morskich i myszy, demonstrując w ten sposób zdolność kapilaroskopii jako nieinwazyjnego narzędzia do obrazowania w modelach zwierzęcych. Badanie to zapewnia protokół, który stosuje kapilaroskopię do łożyska paznokcia myszy, umożliwiając naukowcom łatwą i niedrogą ocenę morfologii jego mikrokrążenia. Przedstawiono reprezentatywne obrazy typowej architektury mikronaczyniowej łożyska paznokcia u myszy typu dzikiego przy użyciu dwóch powszechnie stosowanych szczepów laboratoryjnych, SV129 / S6 i C57 / B6J. Dalsze badania z wykorzystaniem tej metody są niezbędne do zastosowania kapilaroskopii łożyska paznokcia do szerokiego zakresu modeli chorób myszy z obwodowymi nieprawidłowościami mikrokrążenia.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obrazowanie obwodowych sieci mikrokapilarnych u ludzi za pomocą kapilaroskopii fałdów paznokciowych (NFC) podkreśliło znaczenie mikrokrążenia jako docelowego układu narządów w szerokim zakresie chorób ogólnoustrojowych1. Kapilaroskopia polega na użyciu mikroskopu w celu powiększenia i uwidocznienia naczyń w wałach paznokciowych in vivo. W związku z tym jest to technika szeroko stosowana w klinice do wykrywania dysfunkcji i nieprawidłowości mikrokrążenia obwodowego w wielu stanach ogólnoustrojowych, w tym reumatycznym2,3, heartiac4, oczny (np. jaskra)5,6 oraz choroby endokrynologiczne (np. nadciśnienie i cukrzyca7,8). Zmiany morfologiczne w naczyniach włosowatych wałów paznokciowych, w tym krwotoki, zwiększona krętość naczyń i obszary jałowe, są łatwo wykrywane za pomocą NFC. Te nieprawidłowości morfologiczne reprezentują procesy patologiczne, takie jak nadmierna lub niedostateczna przebudowa mikrokrążenia9,10. NFC jest przydatnym narzędziem diagnostycznym do wykrywania tych patologii. Ponadto technika ta jest przydatna w ocenie skuteczności leków11.

Jednak przełożenie wyników klinicznych NFC na zwierzęce modele choroby jest trudne z wielu powodów. Wizualizacja mikrokrążenia u zwierząt jest zazwyczaj inwazyjna (np. endoskopowa), przeprowadzana ex vivo (np. obrazowanie pośmiertne tkanek) lub kosztowna, wymagająca specjalistycznego sprzętu, takiego jak tomografia mikrokomputerowa12,13, angiografia tomografii koherentnej14 oraz techniki obrazowania fotoakustycznego15. Ponieważ obwodowa patologia mikrokrążenia jest widoczna w szerokim zakresie chorób układowych i ośrodkowego układu nerwowego, w tym zawału mięśnia sercowego16, nadciśnienie17, neurodegeneracje ośrodkowego układu nerwowego związane z wiekiem, takie jak choroba Alzheimera18, oraz neuropatie nerwu wzrokowego, takie jak jaskra19, nieinwazyjna, opłacalna technika wizualizacji in vivo jest bardzo korzystna.

Kapilaroskopia została użyta do oceny mikrokrążenia fałdów paznokciowych w modelach zwierzęcych, w tym świnek morskich20 i myszy21, demonstrując w ten sposób swoje możliwości jako nieinwazyjne narzędzie do obrazowania. Tutaj nakładamy kapilaroskopię na inną część paznokcia, łożysko paznokcia. Wykorzystując przezroczystość paznokcia myszy, kapilaroskopia łożyska paznokcia wprowadza nowe miejsce do wizualizacji mikrokrążenia obwodowego. W porównaniu z NFC, które jest szczególnie przydatne do monitorowania ruchu komórek krwi21,22, opisany tutaj protokół kapilaroskopii łożyska paznokcia zapewnia większy obszar dla lepszej obserwacji morfologii i struktury mikrokrążenia. Udostępniamy protokół, który pozwala naukowcom łatwo i niedrogo ocenić morfologię mikrokrążenia łożyska paznokcia myszy, które jest nowym miejscem dla nieinwazyjnego obrazowania naczyń obwodowych. Protokół ten zapewnia reprezentatywne obrazy typowej architektury mikronaczyniowej łożyska paznokcia u myszy typu dzikiego przy użyciu dwóch powszechnie stosowanych szczepów laboratoryjnych (SV129 / S6 i C57 / B6J). Pokazujemy, że kapilaroskopia łożyska paznokcia jest niedrogą, nieinwazyjną metodą obrazowania mikronaczyniowego. Dalsze badania z wykorzystaniem tej metody eksploracyjnej będą niezbędne do zastosowania kapilaroskopii łożyska paznokcia do szerokiego zakresu mysich modeli chorób, w których nieprawidłowości mikrokrążenia obwodowego są widoczne w patologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Centrum Medycznego Uniwersytetu Vanderbilt i Szpitala Ogólnego w Massachusetts.

1. Przygotowanie paznokci myszy do obrazowania

UWAGA: Aby uzyskać optymalną przejrzystość naczyń i regenerację skóry, odczekaj co najmniej 24 godziny przed obrazowaniem.

  1. Aby umożliwić niezakłócone obrazowanie łożysk paznokci myszy, usuń sierść z łap gryzoni co najmniej 24 godziny przed obrazowaniem kapilaroskopowym (Rysunek 1A). Aby usunąć sierść z łap myszy, wykonaj kroki 1.1.1-1.1.6.
    1. Uspokoić zwierzę za pomocą wziewnego znieczulenia izofluranem (2% izofluranu w 5% dwutlenku węgla/95% tlenu). Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, ściskając podkładkę pod stopy na obu tylnych łapach. Jeśli zostanie odpowiednio znieczulony, nie powinno być szarpnięć (odruch wycofania pedału). Jeśli występuje ruch odruchowy, pozwól myszy na więcej czasu pod wpływem izofluranu, aby stała się w pełni znieczulona. Ponownie przetestuj odruch wycofania pedału i kontynuuj.
    2. Po odpowiednim znieczuleniu myszy nałóż lubrykant, żel do oczu lub sterylną, nieleczniczą maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia.
    3. Utrzymując zwierzę w znieczuleniu za pomocą stożka nosowego, nałóż obfitą ilość kremu do depilacji na całą łapę za pomocą aplikatora. Zadbaj o to, aby pokryć całe obszary łapy i łożyska paznokcia, jak pokazano na Rysunek 1B.
    4. Pozostaw krem do depilacji na łapie na 1 minutę w temperaturze pokojowej (RT). Jeśli w tym czasie można łatwo usunąć włosy, usuń je i spłucz dużą ilością wody.
    5. Ostrożnie zmyj krem do depilacji, delikatnie pocierając go czystą chusteczką.
    6. Umyj łapę w letniej, sterylnej wodzie.
      UWAGA: Łapy powinny być wolne od sierści i paznokci niezasłaniane do obrazowania, jak pokazano na Rysunek 1C.
    7. Umieść mysz z powrotem w klatce, aby zapewnić bezpieczny powrót do zdrowia po znieczuleniu. Nie pozostawiaj myszy bez opieki, dopóki nie odzyska przytomności. Gdy mysz odzyska przytomność, włóż ją z powrotem do pierwotnej klatki w towarzystwie innych zwierząt.

2. Obrazowanie in vivo kapilaroskopii łożyska paznokcia

  1. Po upływie co najmniej 24 godzin rekonwalescencji po usunięciu sierści, ustaw sprzęt do kapilaroskopii w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (utrzymywanej w temperaturze 21,5-22,5 °C), jak pokazano na Rysunek 2A. Kompletny zestaw do obrazowania łożyska paznokcia obejmuje 1) sprzęt do znieczulenia izofluranem, 2) stożek nosowy do znieczulenia, 3) regulowany stopień zwierzęt, 4) mikroskop kapilaroskopowy oraz 5) laptop z oprogramowaniem wideo do obrazowania.
  2. Uspokoić zwierzę za pomocą wziewnego znieczulenia izofluranem (2% izofluranu w 5% dwutlenku węgla/95% tlenu).
    1. Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, ściskając podkładkę pod stopy na obu tylnych łapach. Jeśli zostanie odpowiednio znieczulony, nie powinno być szarpnięć (odruch wycofania pedału). Jeśli wystąpi ruch odruchowy, wróć do kroku 1.1.1 i daj myszy więcej czasu na pełne znieczulenie. Następnie ponownie przetestuj odruch wycofania pedału i kontynuuj.
    2. Po odpowiednim znieczuleniu myszy nałóż lubrykant, żel do oczu lub sterylną, nieleczniczą maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas znieczulenia.
  3. Utrzymując zwierzę w sedacji, umieść tylną łapę wolną stroną do góry na szczycie platformy taśmy laboratoryjnej poniżej obiektywu, jak pokazano na Rysunek 2B, powiększenie.
  4. Delikatnie rozłóż palce u stóp, aby rozdzielić paznokcie pod obiektywem mikroskopu za pomocą aplikatora. Upewnij się, że łożyska paznokci są oddzielone od siebie, aby uzyskać optymalne obrazowanie naczyń.
    UWAGA: Rysunek 2C pokazuje kompletną konfigurację obrazowania pokazującą obraz statku na oprogramowaniu wideo laptopa.
  5. Aby zmniejszyć odblaski i poprawić koncentrację, obficie nałóż olejek immersyjny (olej kukurydziany) na łapę, zapewniając całkowite pokrycie paznokci. Dodaj białą taśmę lub podobną taśmę pod łapą myszy, aby zwiększyć kontrast i poprawić wizualizację dna naczynia (Rysunek 3; strzałka 3).
  6. Skoncentruj się na paznokciu na drugim palcu tylnej łapy; u myszy jest to największy paznokieć i najłatwiejszy do zobrazowania. Aby ustawić ostrość paznokcia myszy, użyj regulatorów stopnia x i y (Rysunek 3; strzałka 4) i koła powiększenia (do 280x w tym instrumencie; Rysunek 3; Strzałka 1).
  7. Obróć obiektyw, aby zmniejszyć położenie odblasków, aby wyświetlić sieć naczyń paznokciowych (Rysunek 3; strzałka 2).
    UWAGA: Jeśli naczynia staną się trudne do zobaczenia lub czas obrazowania się wydłuży, obficie ponownie nałóż olejek immersyjny. Łapy chrzcielnicy myszy są mniejsze niż tylne łapy; Dlatego zaleca się wykonywanie obrazowania na tylnych łapach.
  8. Podłącz kapilaroskop do laptopa za pomocą połączenia uniwersalnej magistrali szeregowej (USB).
  9. Otwórz aplikację Debut video na laptopie.
    UWAGA: Sprawdź, czy urządzenie jest prawidłowo podłączone do laptopa w ustawieniach.
  10. Na ekranie laptopa wizualizuj, co jest powiększane przez kapiloskop i skup się na łożysku paznokcia, regulując regulatory stopnia x i y oraz koło powiększenia, aby uzyskać wyraźny obraz.
  11. Gdy mikroskop jest już ostry i widoczny jest wyraźny obraz sieci naczyń w łożysku paznokcia, nagraj wideo, naciskając czerwony przycisk nagrywania w Debut lub podobnym oprogramowaniu wideo (Rysunek 2C).
  12. Zapisz każdy film w odpowiednim folderze projektu i odpowiednio oznacz każdy film.

3. Zapisywanie obrazów łoża paznokcia

  1. Otwórz wideo z łożyskiem paznokcia w oprogramowaniu i ręcznie wybierz klatkę w filmie, w której naczynia są wyraźnie ostre.
  2. Korzystając z narzędzia Zrzut ekranu na komputerze, zrób zrzut ekranu debiutanckiego ekranu wideo pokazującego wyraźne unaczynienie w paznokciu. Zapisz obraz.
  3. Otwórz obraz zrzutu ekranu w oprogramowaniu ImageJ, klikając Plik i Otwórz; wybierz plik z jego folderu docelowego.
  4. W razie potrzeby dostosuj jasność i kontrast, wybierając Obraz > Dostosuj > Jasność/Kontrast. To narzędzie może pomóc zmienić kontrast obrazów, aby lepiej zobrazować morfologię naczynia.
  5. Po dostosowaniu obrazu kliknij przycisk Ustaw w narzędziu Jasność/Kontrast.
  6. Zapisz obraz jako plik TIFF, klikając Plik, a następnie Zapisz jako.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Korzystając z opisanej tutaj metody kapilaroskopii, morfologię naczyń krwionośnych łożyska paznokcia można łatwo zobrazować, jak pokazano na Rysunek 4A. Typowe unaczynienie łożyska paznokcia u myszy wykazuje trzy spójne cechy, jak podkreślono w Rysunek 4B: każde łożysko paznokcia ma 1) naczynie doprowadzające, 2) naczynie odprowadzające i 3) sieć naczyń włosowatych łączących naczynia doprowadzające i odprowadzające. Aby zademonstrować spójność morfologii łożyska...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Podsumowując, udostępniamy protokół umożliwiający naukowcom łatwą i niedrogą ocenę morfologii mikrokrążenia łożyska paznokcia myszy, nowego miejsca dla nieinwazyjnego obrazowania naczyń obwodowych. Podobnie jak metody NFC stosowane u świnek morskich20 i myszy21, główną zaletą opisanego tutaj protokołu jest to, że pozwala on na szybką i nieinwazyjną ocenę obwodowego mikrokrążenia w mysich modelach choroby. Może to być szczególnie przydatne w badaniach, które obejmują niepraw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niezwiązana z tą pracą, dr Pasquale była płatną konsultantką Twenty Twenty. Niezwiązana z tą pracą, Clara Cousins jest płatnym konsultantem w Kartografii Biosciences. Pozostali autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana z nieograniczonych funduszy departamentu przyznanych Lauren K. Wareham. Dr Pasquale jest wspierany przez The Glaucoma Foundation (NYC) oraz przez nieograniczony grant od Research to Prevent Blindness (NYC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kanister z filtrem anestezjologicznym z filtrem węglowymReFreshEZ-258
Kapilaroskop Jiahua Electronic Instrument Co., Jiangsu, ChinyJH-1004
Sprężony gaz (5% dwutlenku węgla, 95% tlenu)AirgasUN3156
Olej kukurydzianySigmaC8-267 
Debiutanckie oprogramowanie do przechwytywania wideoDebiutDostępne bezpłatnie w Internecie.
Włóczki do oczuBVI Weck- Cel0008680Do aplikacji i usuwania kremu do depilacji.
Krem do depilacjiNair 
Butelka z izofluranem 250 mlPiramal do intensywnej terapiiNDC  
Gniazdo laboratoryjne Fisherbrand14-673-52Służy jako platforma do trzymania myszy.
Stożek nosowy (niskoprofilowa maska anestezjologiczna)Kent ScientificSOMNO-0801
Pipety transferoweFisherbrand13-711-9AMNałóż obficie olej kukurydziany na łapę myszy jako olejek immersyjny.
Karta przechwytująca USBVIXLWBR116
VetequipVWR89012-492Sprzęt z izofluranem
Biała taśma do etykietowania Fisherbrand15-958Służy do tworzenia białego/kontrastowego tła pod łapą myszy podczas robienia zdjęć.
6103703236496679401725

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. El Miedany, Y., Ismail, S., Wadie, M., Hassan, M. Nailfold capillaroscopy: tips and challenges. Clin Rheumatol. 41 (12), 3629-3640 (2022).
  2. Etehad Tavakol, M., Fatemi, A., Karbalaie, A., Emrani, Z., Erlandsson, B. -E. Nailfold capillaroscopy in rheumatic diseases: Which parameters should be evaluated. BioMed Res Int. 2015 (1), 974530(2015).
  3. Cutolo, M., Smith, V. Detection of microvascular changes in systemic sclerosis and other rheumatic diseases. Nat Rev Rheumatol. 17 (11), 665-677 (2021).
  4. Lim, M. W. S., et al. Nailfold video-capillaroscopy in the study of cardiovascular disease: a systematic review. Blood Press Monit. 28 (1), 24-32 (2023).
  5. Philip, S., Najafi, A., Tantraworasin, A., Pasquale, L. R., Ritch, R. Nailfold capillaroscopy of resting peripheral blood flow in exfoliation glaucoma and primary open-angle glaucoma. JAMA Ophthalmol. 137 (6), 618-625 (2019).
  6. Taniguchi, E. V., et al. Peripheral microvascular abnormalities associated with open-angle glaucoma. Ophthalmol Glaucoma. 6 (3), 291-299 (2023).
  7. Maldonado, G., Guerrero, R., Paredes, C., Ríos, C. Nailfold capillaroscopy in diabetes mellitus. Microvasc Res. 112, 41-46 (2017).
  8. Gurfinkel, Y. I., Sasonko, M., Priezzhev, A. Digital capillaroscopy as important tool for early diagnostics of arterial hypertension Proc. SPIE 9448, Saratov Fall Meeting 2014: Optical Technologies in Biophysics and Medicine XVI; Laser Physics and Photonics XVI; and Computational Biophysics. , 944804(2015).
  9. Santamaría, R., González-Álvarez, M., Delgado, R., Esteban, S., Arroyo, A. G. Remodeling of the microvasculature: May the blood flow be with you. Front Physiol. 11, 586852(2020).
  10. Pries, A. R., Secomb, T. W. Making microvascular networks work: angiogenesis, remodeling, and pruning. Physiology. 29 (6), 446-455 (2014).
  11. Cutolo, M., Smith, V. State of the art on nailfold capillaroscopy: a reliable diagnostic tool and putative biomarker in rheumatology. Rheumatology. 52 (11), 1933-1940 (2013).
  12. Bentley, M. D., Ortiz, M. C., Ritman, E. L., Romero, J. C. The use of microcomputed tomography to study microvasculature in small rodents. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (5), R1267-R1279 (2002).
  13. Zagorchev, L., et al. Micro computed tomography for vascular exploration. J Angiogenes Res. 2, 7(2010).
  14. Untracht, G. R., et al. Pilot study of optical coherence tomography angiography-derived microvascular metrics in hands and feet of healthy and diabetic people. Sci Rep. 13 (1), 1122(2023).
  15. Mirg, S., Turner, K. L., Chen, H., Drew, P. J., Kothapalli, S. -R. Photoacoustic imaging for microcirculation. Microcirculation. 29 (6-7), e12776(2022).
  16. Gkontra, P., et al. Dynamic changes in microvascular flow conductivity and perfusion after myocardial infarction shown by image-based modeling. J Am Heart Assoc. 8 (7), e011058(2019).
  17. Laurent, S., Agabiti-Rosei, C., Bruno, R. M., Rizzoni, D. Microcirculation and macrocirculation in hypertension: A dangerous cross-link. Hypertension. 79 (3), 479-490 (2022).
  18. Kisler, K., Nelson, A. R., Montagne, A., Zlokovic, B. V. Cerebral blood flow regulation and neurovascular dysfunction in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci. 18 (7), 419-434 (2017).
  19. Wareham, L. K., Calkins, D. J. The neurovascular unit in glaucomatous neurodegeneration. Front Cell Dev Biol. 8, 452(2020).
  20. Mandujano, A., Golubov, M. Animal models of systemic sclerosis: using nailfold capillaroscopy as a potential tool to evaluate microcirculation and microangiopathy: a narrative review. Life. 12 (5), 703(2022).
  21. Kim, M. Nail fold capillaroscopy as a potential tool to evaluate breast tumor. J Anal Sci Technol. 15 (1), 35(2024).
  22. McKay, G. N., et al. Visualization of blood cell contrast in nailfold capillaries with high-speed reverse lens mobile phone microscopy. Biomed Opt Express. 11 (4), 2268-2276 (2020).
  23. Zhang, X., Qian, X., Tao, C., Liu, X. In vivo imaging of microvasculature during anesthesia with high-resolution photoacoustic microscopy. Ultrasound Med Biol. 44 (5), 1110-1118 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kapilaroskopia o yska paznokciamikrokr enie mysieobwodowe mikrokr enieobrazowanie nieinwazyjnesie naczy kapilarnychdysfunkcja naczyniowakapilaroskopia fa du paznokciowegonieprawid owo ci mikronaczynioweanaliza w programie ImageJ

Powiązane artykuły