Artykuł metodologiczny

Model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej

DOI:

10.3791/69786

⸱

27 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Operative Dentistry, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 2Dow Institute of Advanced Biological and Animal Research, Dow University of Health Sciences, 3Department of Pathology, Dow International Medical College, Dow University of Health Sciences, 4Department of Oral Pathology, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 5Qatar University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy tutaj protokół tworzenia modelu pulpitis u myszy NMRI (Naval Medical Research Institute). Dodatkowo opisane są kroki dotyczące wykonania klipsa do wycofania szczęki oraz przygotowania preparatów do histologii ze szczęki zwierzęcia. Stosując standardowy protokół, można uniknąć różnic w metodologii i wynikach.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Myszy Naval Medical Research Institute (NMRI) nie były wcześniej zgłaszane jako osoby tworzące model zapalenia miazgi zębów. W tym protokole przedstawiamy model zwierzęcy wykorzystujący myszy NMRI oraz przedstawiamy szczegółowe procedury histologiczne dla modelu pulpitis, aby zapewnić powtarzalność. Uwzględniliśmy 70 myszy NMRI losowo podzielonych na dwie grupy: Grupa A (n=35), w której pulpitis był wywołany wyłącznie przez ekspozycję na miąższę, oraz Grupa B (n=35), która otrzymała ekspozycję na miąższę, a następnie zastosowano Zymosan. Po odsłonięciu miazgi prawego trzonowca szczęki zwierzęta były ofiarowane w określonych odstępach czasowych (0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 godziny). Szczęka szczękowa została pobrana do histologii i ilościowej analizy histomorfologicznej. W analizie histologicznej zaobserwowano stopniowy wzrost stanu zapalnego zależny od czasu, w obu grupach. Oba modele zwierzęce umożliwiały badanie stanu zapalnego do 72 godzin. Technika przedstawiona w tym artykule jest powtarzalna i pomoże ujednolicić badania histologiczne zapalenia miozly.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Do badania pulpitis 1,2,3,4 wykorzystano różne modele zwierzęce. Wśród nich modele myszy oparte na C57BL/6 i BALB/c są wyłącznie opisane w badaniach pulpitis 5,6,7,8. Obie są inbredne i mają surowe wymagania hodowlane 7,9. Myszy NMRI stosowane w obecnym protokole to linia wyhodowana, oferująca wiele przewag nad liniami inbrednymi. Ma niskie koszty montażu i konserwacji. Wysoka rozrodczość, lepsza odporność i niska śmiertelność skutkują wcześniejszą i większą rotacją kolonii10. Dlatego jest to logistycznie i finansowo bardziej wykonalne11. Co więcej, nasze wyniki wskazują, że profil choroby zapalenia miazgi wywołany w tym modelu jest podobny do wcześniej zgłaszanych modeli na myszach inbrednych 5,6,8. Ponadto myszy NMRI mogą wytrzymać ekspozycję miążzu na działanie Zymosana nawet do 72 godzin, rozwijając obserwowalny profil chorobowy. Jest to realna alternatywa dla innych rodów sobnych do badania pulpitis12.

Zymosan jest ekstraktem ze ściany komórkowej Saccharomyces cerevisiae i składa się głównie z chityny, mannanów, mannoproteinów oraz ß-glukanów13. Zymosan i Candida albicans mają podobną strukturę ściany komórkowej i są wykrywane przez wrodzoną odporność gospodarza za pomocą lektyny typu C, receptora rozpoznawającego patogeny, Dectin-1,14. Dectin-1 jest głównie wyrażany przez komórki dendrytyczne i makrofagi. Wykrywa ß-glukany w patogenach grzybowych i wykorzystuje szlak Syk/CARD9 do tworzenia mediatorów zapalnych15. Dlatego Zymosan jest realną alternatywą do badania wpływu narażenia C. albicans na chorobę miazgi zamiast stosować organizm16. Potwierdzają to nasze wcześniej opublikowane wyniki, które pokazują wczesne wykrycie transkryptów Dectin-1 w miazgi wystawionej na Zymosan. Podobnie zaobserwowano makrofagi Dectin-1 ekspresyjne CD68+ve12.

Techniki histologiczne opisane w poprzednich publikacjach często są niewystarczające, by początkujący badacze mogli je z pewnością odtworzyć. W konsekwencji dochodzi do intensywnych prób i błędów, prowadzących do niepotrzebnych utrat zwierząt podczas optymalizacji procedur histologicznych. Obecny protokół standaryzuje technikę przygotowania preparatów i został z powodzeniem zastosowany również u szczurów17. Tutaj szczegółowo opisano wszystkie kluczowe etapy modelu pulpitis, w tym powtarzalną metodę cofania szczęki, wywołanie pulpitisu przez ekspozycję na miazgę, indukcję zapalenia miazgi za pomocą Zymosana oraz późniejszą analizę histologiczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecne badanie na zwierzętach zostało zaprojektowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Instytucjonalna Komisja ds. Badań i Etyki Zwierząt Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu Dow zatwierdziła to badanie na zwierzętach (List nr AR. IRB-06/DUHS/Approval/2016/05). Protokół obejmował łącznie 70 myszy NMRI. Zwierzęta zostały pozyskane z "Central Animal House Facility" Dow Institute for Advanced Biological and Animal Research. Wielkość próby tego protokołu opiera się na wcześniejszym badaniu8.

1. Zwierzęta

UWAGA: Zwierzęta wybrane do badania ważyły 26-30 g i były trzymane w standardowych klatkach w następujących warunkach: temperatura ±21 °C, wilgotność względna ±55% oraz stosunek światła do ciemności 12 godzin z dostępną filtrowaną wodą i standardową paszą (normalna dieta chow). Regularnie monitorowano wszelkie oznaki agresji, dyskomfortu lub podrażnienia. Dyklofenak sodowy (200 μL podskórnie, 25 mg/mL) był stosowany w przypadku bólu lub dyskomfortu. Pozwolono im na aklimatyzację przez dwa tygodnie przed rozpoczęciem eksperymentów. Dziesięć zwierząt trzymano w odpowiednio oznaczonych klatkach. Do identyfikacji zwierząt na ogon umieszczano znacznik.

  1. Podziel zwierzęta (n=70) losowo na dwie grupy: Grupa A (n=35), Grupa B (n=35).
  2. W grupie A wywołuje się pulpitis wyłącznie przez odsłonięcie miazgi (patrz krok 4.1.1 do etapu 4.1.9).
  3. Dla zwierząt grupy B nałóż roztwór Zymosan na odsłoniętą miąższę (patrz krok 4.2.1 do 4.2.3).

2. Rozwiązanie Zymosan

  1. Stosuj wcześniej opublikowaną metodę przygotowania roztworu Zymosan, opisaną poniżej18.
  2. Użyj soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) do przygotowania roztworu 1 mg/mL z 1 mL Zymosanu.
  3. Autoklaw roztwór w 121 °C przez 15 minut.
  4. Pozwól roztworowi ostygnąć do temperatury pokojowej przez 1 godzinę.
  5. Wiruj roztwór w temperaturze 4 °C i 300 x g przez 10 minut.
  6. Usuń supernatant i przemyj granulat trzy razy przez ponowne wirowanie lodowatym sterylnym PBS.
  7. Przechowuj roztwór w temperaturze 4 °C do dalszego użycia.
    UWAGA: Roztwór musi zostać użyty w ciągu 30 dni, po czym może zostać odrzucony.

3. Klips do cofania szczęki

  1. Użyj ortodontycznego drutu ze stali nierdzewnej 0,7 mm, aby zrobić klips do wycofania szczęki.
  2. Weź drut o długości 100 mm i zrób pętlę o średnicy 5 mm w jego centrum.
  3. Obróć obie części drutu o 5 mm od pętli i łącznie 15 mm pod kątem prostym bez ostrych zakrętów.
  4. W odległości 25 mm od zakrętu zrób nacięcie i obróć pozostały koniec na zewnątrz. Skorzystaj z Rysunku 1A jako wskazówek.

4. Model zwierzęcy

  1. Grupa A (n = 35)
    1. Znieczulaj zwierzęta poprzez intraotrzewne zastrzyk 0,1 mL/20 g koktajlu ketaminy i ksylazyny (87,5 mg/kg ketaminy + 12,5 mg/kg ksylazyny).
    2. Do wszystkich procedur używaj stereomikroskopu z długim ramieniem o nachyleniu 10 razy (rysunek 1B). Ustaw pochylone ramię tak, aby można było zobaczyć bezpośrednio cofnięte zęby szczękowe zwierzęcia. (Rysunek 1C)
    3. Ściśnij klips i umieść wycięcie między siekaczami szczękowymi a żuchwowymi po obu stronach klipsa.
    4. Po odpięciu klipsa zabezpiecz jego końce taśmą klejącą (rysunek 1C).
    5. Użyj pęsety dentystki, aby rozszerzyć pośladki zwierzęcia niepracującą ręką. (Rysunek 1D,E).
      UWAGA: Unikaj nadmiernego nacisku. Uraz wywołany pęsetą może spowodować śmiertelne krwawienie i śmierć zwierzęcia.
    6. Użyj okrągłego węglika #1/4 z rękodziełem typu E o wolnej prędkości w mikrosilniku elektrycznym pod powiększeniem 10x do połowy głębokości w centrum pierwszego trzonowego prawego trzonowca szczęki, aby uzyskać komorę klasy 1. W tym momencie widoczny może być cień masy masowej (rysunek 1D,E).
    7. Przesuwaj żołd delikatnie i z wolną prędkością, wykonując ruch zacięty. Użyj silnika elektrycznego do sterowania obrotami.
    8. Użyj pilnika endodontycznego typu K-Type 15, aby odsłonić miazgę (Rysunek 2B).
      UWAGA: Użycie narzędzia endodontycznego #15 musi być niezwykle delikatne, w przeciwnym razie dojdzie do perforacji furgacyjnej, która będzie widoczna dopiero po przygotowaniu preparatów histologicznych. Średnica żaru węglika #1/4 wynosi 0,25 mm, a pilnik typu #15K ma 0,15 mm szerokości. Dlatego 0,15 mm będzie rozmiarem ekspozycji na miazgę (rysunek 2C).
    9. Zostaw odsłoniętą miąższę otwartą dla wywołania pulpitis.
  2. Grupa B (n = 35)
    1. Powtórz wszystkie kroki podane w kroku 4.1, dodając następujące.
    2. Użyj mikropipety (0,2-2 μL), aby nałożyć 0,2 μL wcześniej przygotowanego roztworu Zymosan na odsłoniętą miazgę.
      UWAGA: Należy zachować ostrożność podczas podawania roztworu Zymosan. Nieumyślne rozlanie roztworu do jamy ustnej może spowodować śmierć zwierzęcia. Dlatego do otulenia zęba używa się gazy, aby nadmiar roztworu Zymosan został wchłonięty przez gazę (Rysunek 2D).
    3. Zostaw otwartą miąższę do wywołania pulpitisu roztworem Zymosan.

5. Przygotowanie próbki

  1. Ofiaruj pięć zwierząt z każdej grupy w godzinach 0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 godzin przez wdychanie dwutlenku węgla19.
  2. Użyj komory eutanazyjnej o pojemności 7,25 l.
  3. Nie ładuj komory CO2.
  4. Umieść zwierzęta bezpośrednio w komorze.
  5. Dodaj 100%CO2 z tempem napełniania od 30 do 70% objętości komory na minutę.
  6. Utrzymuj przepływCO2 na poziomie 5 L/min.
  7. PodgrzejCO2 i pozostawij go do mieszania z powietrzem obecnym w komorze.
  8. Obserwuj zwierzęta pod kątem oznak utraty przytomności w ciągu 23 minut.
  9. Obserwuj zwierzęta, czy nie przestaną oddychać i czy oczy staną się siwe.
  10. Utrzymuj przepływCO2 przez co najmniej minutę po zatrzymaniu oddechu.
  11. Potwierdź śmierć zwierząt przed ich wyjściem z komory. Upewnij się, że nie ma oddychania, a oczy wydają się blade.
  12. Oddziel głowy zwierząt natychmiast po eutanazji.
  13. Użyj nieleczonego pierwszego trzonowca szczęki lewej strony zwierzęcia poświęconego w 0 godzinach jako kontrolę.
  14. Użyj 10% buforowanej formaliny w odpowiednio oznakowanych stożkowych tubkach o pojemności 15 mL, aby przechowywać szczęki szczękowe przez 2 dni.

6. Histologia

  1. Odwapnij unieruchomione szczęki w 10% kwasie mrówkowym przez 3 dni.
    UWAGA: Po trzecim dniu sprawdź, czy ostrze chirurgiczne może przeciąć szczękę. Jeśli nadal nie jest wystarczająco miękkie, zanurz ponownie w 10% kwasie mrówkowym i codziennie sprawdzaj, aż będzie można przeciąć ostrzem chirurgicznym.
  2. Przetnij szczękę ostrzem nr 22. Wykonaj cięcie równolegle do płaszczyzny okluzalnej, wzdłuż płaszczyzny strzałkowej, trzymając ostrze bezpośrednio po stronie podniebiennej guzków trzonowców szczękowych (Rysunek 3A).
  3. Zaznacz powierzchnię okluzyjną wszystkich zębów atramentem India Ink.
    UWAGA: To oznaczenie pomoże rozpoznać powierzchnię okluzyjną podczas przekroju (rysunek 3B).
  4. Osadz wyciętą szczękę w wosku parafinowym w obudowie formowej ze stali nierdzewnej, kładąc ją płasko przy podstawie formy tak, że powierzchnia cięta jest skierowana do podstawy.
    UWAGA: Osadzenie w ten sposób zapewnia, że powierzchnia wycięta najpierw wchodzi do mikrotomu, orientacja próbki jest prawidłowa, a przekroje strzałkowe powstają zgodnie ze Rysunkiem 3E.
  5. Wyjmij kasetę osadzającą z osadzoną szczęką z formy podstawowej i umieść ją w mikrotomie.
  6. Wykonaj 3 μm grube przekroje strzałkowe i umieść je na czystym, naładowanym szkiecie mikroskopowym (Rysunek 3C).
  7. Obserwuj nieprzebarwione preparaty pod mikroskopem złożonym.
    UWAGA: Obserwuj przecięte fragmenty, aż jama stanie się widoczna na powierzchni okluzyjnej. Jeśli przekroje są prawidłowo wykonane wzdłuż płaszczyzny strzałkowej wzdłuż długiej osi pierwszego trzonowego szczęki, zaobserwuje się całą przestrzeń miazgi z jednym lub dwoma korzeniami oraz komorą miazgi (Rysunek 3E). Od tego momentu teoretycznie można wykonać 50 slajdów z jednego przekroju, ponieważ rozmiar ekspozycji wynosi 0,15 mm. (3 μm = 0,003 mm, 0,003 x 50 = 0,15)
  8. Wykonaj standardowe procedury barwienia hematoksyliną i eozyną dla wybranych szkiełek, pokazując jeden lub dwa korzenie, wraz z całą komorą miazgi.
  9. Obserwuj zabarwione preparaty pod mikroskopem złożonym.
  10. Wybierz pięć najlepszych slajdów na każdy przedział czasowy, które pozwolą obserwować maksymalną ilość miejsca na pulpie.

7. Analiza statystyczna

  1. Przeprowadzaj analizę statystyczną przy użyciu standardowego oprogramowania statystycznego.
    UWAGA: Do ilościowej analizy histomorfologicznej obserwowane slajdy z każdego przedziału czasowego były oceniane zgodnie z wcześniej opublikowanym kryterium (Tabela 1)8. Test Kruskala-Wallisa H z korektą Bonferroniego na p=0,0018 został użyty do porównania wyników z różnych przedziałów czasowych. Test Mann-Whitney U został użyty w wysokości p ≤ 0,05 do porównania grup A i B. Wszystkie porównania przeprowadzono za pomocą standardowego oprogramowania statystycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole przedstawiamy szczegółową procedurę krok po kroku dla dwóch modeli zwierzęcych zapalenia miazgi zębowej u myszy NMRI, wraz z odpowiadającymi im metodami histologicznymi. Użycie odpowiedniego sprzętu jest kluczowe dla powodzenia protokołu. W tym kontekście stereomikroskop z długim ramieniem o nachyleniu 10x jest najważniejszym urządzeniem. Przygotowanie komory klasy 1 przeprowadzono za pomocą mikrosilnika elektrycznego z prędkością około jednej trzeciej maksymalnej prędkości (35 000 obr./min), co uczyniło ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół po raz pierwszy w opisanej literaturze przedstawia opracowanie modelu urazu zębowego typu 3 (nieodwracalne zapalenie miążzki) u myszy NMRI. Opisuje również analizę histologiczną zapalenia miąższy wywołanego Zymosanem oraz zapewnia powtarzalną metodę przygotowania szkiełek histologicznych ze szczęk zwierzęcych.

Zgodnie z tym protokołem opracowano model urazu zębowego typu 3 u myszy NMRI. Wcześniejsze badania prowadzono na szczurach, królikach i psach...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie było samofinansowane. Autorzy dziękują panu Muhammadowi Adeelowi z Wydziału Histologii Dow University of Health Sciences w zakresie histologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Forma bazowaLaboratoria Histo-liniowe, WłochyR4166C2:D23Do osadzenia próbki w parafinie
Nabój węglika #1/4Środkowy Zachód, Wichita Falls, Teksas389101
Mikroskop złożony Motic BA310Motic Inc. Co. Ltd, Hongkonghttps://moticmicroscopes.com/products/ba310e
Diklofenak sodu 25 mg/mLIndus Pharma (DYCLO)https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/200&mikro; L podskórnie
Rękodzieło typu E typu wolnego biegu Rose201-M4Bycie Foshan, Chinyhttps://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html
Osadzanie kaset Laboratoria Histo-liniowe, WłochyR4004
Komora EutanazjiConductScience, Illinois, USACS-EUTH2APojemność 7,25 litra, dla myszy i szczurów [do 500g]
Rurki Falcon 15 mlGniazdo188271
Formalina  Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone158127buffered 
Kwas mrówkowy  BDH Laboratory Supplies Poole, Anglia  2842810%
Homogenizator Omni Mixer Homogenizer, Omni International, Georgia USAhttps://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th
India InkSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone198285
K typ numer 15 plik endodontycznyMani, Japoniahttps://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html
Koktajl ketaminowo-ksylazynowyBrookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.87,5 mg/kg ketaminy + 12,5 mg/kg ksylazyny
Microtome HM 315 RMicrom, Niemcy901100
Maraton mikromotorowy IIIBT-Marathon, Saeyang Microtech Co., Ltd. Koreahttps://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111Używaj przy 1/3 maksymalnej prędkości
Mikropipeta 0,2-2 &; L Gilson, Francjahttps://www.gilson.com/default/
pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal
-ejector.html?srsltid=AfmBOoobE
0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI
0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS		0,2-2 & mikro; L 
Fosforanem buforowana sól fizjologiczna Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany ZjednoczoneP4417
Pakiet statystyczny dla nauk społecznychIBM, Armonk, Nowy JorkSPSS dla Maca w wersji 23.0   
Stereomikroskop BMK-3 LEDMeiji techno, Japoniahttps://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/
Chirurgiczne ostrze nr 22Feather Surgical Blade, Feather Safety Razor Co Ltd., Osaka, JaponiaFB. 12
Zymosan ASigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany ZjednoczoneNr katalogu Z42501 mg/mL z 1 mL Zymosan

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haddad, M., Lefranc, G., Aftimos, G. Local application of IGF1 on dental pulp mechanically exposed; in vivo study on rabbit. Bull Group Int Rech Sci Stomatol Odontol. 45 (1), 12-17 (2003).
  2. Huang, J., et al. Dynamic Regulation of Delta-Opioid Receptor in Rat Trigeminal Ganglion Neurons by Lipopolysaccharide-induced Acute Pulpitis. J Endod. 41 (12), 2014-2020 (2015).
  3. Shahravan, A., Ghoddusi, J., Eslami, B., Rategar, A. F. A histopathological study of the pulp of dogs' teeth after induction of experimental pulp inflammation for different periods of time. J Microsc. 237 (2), 119-121 (2010).
  4. Siddiqui, Y. D., et al. Resolvin D2 Induces Resolution of Periapical Inflammation and Promotes Healing of Periapical Lesions in Rat Periapical Periodontitis. Front Immunol. 10, 307(2019).
  5. Mutoh, N., Tani-Ishii, N., Tsukinoki, K., Chieda, K., Watanabe, K. Expression of toll-like receptor 2 and 4 in dental pulp. J Endod. 33 (10), 1183-1186 (2007).
  6. Mutoh, N., Watabe, H., Chieda, K., Tani-Ishii, N. Expression of Toll-like receptor 2 and 4 in inflamed pulp in severe combined immunodeficiency mice. J Endod. 35 (7), 975-980 (2009).
  7. Sasaki, H., et al. Endodontic Infection-induced Inflammation Resembling Osteomyelitis of the Jaws in Toll-like Receptor 2/Interleukin 10 Double-knockout Mice. J Endod. 45 (2), 181-188 (2019).
  8. He, Y., et al. Pulpal Tissue Inflammatory Reactions after Experimental Pulpal Exposure in Mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
  9. Patidar, A., et al. Barley beta-Glucan and Zymosan induce Dectin-1 and Toll-like receptor 2 co-localization and anti-leishmanial immune response in Leishmania donovani-infected BALB/c mice. Scand J Immunol. 92 (6), e12952(2020).
  10. Tuttle, A. H., Philip, V. M., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Comparing phenotypic variation between inbred and outbred mice. Nat Methods. 15 (12), 994-996 (2018).
  11. Zhang, W., et al. Genome-Wide Association Mapping of Quantitative Traits in Outbred Mice. G3 Genes|Genomes|Genetics. 2 (2), 167-174 (2012).
  12. Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clini Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
  13. Rogers, N. C., et al. Syk-dependent cytokine induction by Dectin-1 reveals a novel pattern recognition pathway for C-type lectins. Immun. 22 (4), 507-517 (2005).
  14. Ruiz-Herrera, J., Elorza, M. V., Valentin, E., Sentandreu, R. Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity. FEMS Yeast Res. 6 (1), 14-29 (2006).
  15. Takeuchi, O., Akira, S. Pattern recognition receptors and inflammation. Cell. 140 (6), 805-820 (2010).
  16. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus Polymicrobial Peritonitis Modulates Host Innate Immunity. Infect Immun. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  17. Niazi, F. H., et al. Dentin-Pulp Complex Response in Molars of Rats after Occlusal and Cervical Restorations with Conventional Glass Ionomer Cement and Nano-Hydroxyapatite Silica Glass Ionomer Cement. Appl Sci. 13 (5), 3156(2023).
  18. Erdo, F., Torok, K., Aranyi, P., Szekely, J. I. A new assay for antiphlogistic activity: zymosan-induced mouse ear inflammation. Agents Actions. 39 (3-4), 137-142 (1993).
  19. Underwood, W., Raymond, A. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , 2020 edition, (2020).
  20. Bernardino, ÍdM., Farias, ÍdL., Cardoso, A., Xavier, A., Cavalcanti, A. Use of Animal models in Experimental Research in Dentistry in Brazil. Pesqui Bras Odontopediatria Clin Integr. 14 (1), 17-21 (2014).
  21. Alzarea, B. Selection of Animal Models in Dentistry: State of Art Review Article. J Anim Vet Adv. 13 (18), 1080-1085 (2014).
  22. Hasan, A., et al. A novel experimental model to investigate fungal involvement shows expression of Dectin-1 in periapical lesion pathogenesis. J Oral Rehab. 50 (10), 1043-1057 (2023).
  23. Song, M., et al. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J Vis Exp. (119), e54973(2017).
  24. Balto, K., White, R., Mueller, R., Stashenko, P. A mouse model of inflammatory root resorption induced by pulpal infection. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 93 (4), 461-468 (2002).
  25. De Rossi, A., Rocha, L. B., Rossi, M. A. Interleukin-10, Intercellular adhesion molecule-1, and chemokine receptor 5, but not interleukin-4, attenuate the development of periapical lesions. J Endod. 34 (1), 31-38 (2008).
  26. da Silva, R. A., Ferreira, P. D., De Rossi, A., Nelson-Filho, P., Silva, L. A. Toll-like receptor 2 knockout mice showed increased periapical lesion size and osteoclast number. J Endod. 38 (6), 803-813 (2012).
  27. Kawashima, N., Stashenko, P. Expression of bone-resorptive and regulatory cytokines in murine periapical inflammation. Arch Oral Biol. 44 (1), 55-66 (1999).
  28. Balto, K., Müller, R., Carrington, D. C., Dobeck, J., Stashenko, P. Quantification of periapical bone destruction in mice by micro-computed tomography. J Dent Res. 79 (1), 35-40 (2000).
  29. Ramirez, I., et al. Is dental pulp inflammation capable of causing central inflammation, behavioral, and sensory alterations? A pre-clinical study. Arch Oral Biol. 177, 106320(2025).
  30. Li, J. G., et al. Melatonin attenuates inflammation of acute pulpitis subjected to dental pulp injury. Am J Transl Res. 7 (1), 66-78 (2015).
  31. Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
  32. Kim, S., Lee, S., Jung, H. S., Kim, S. Y., Kim, E. Development of a mouse model for pulp-dentin complex regeneration research: a preliminary study. Restor Dent Endod. 44 (2), e20(2019).
  33. Mohaved, S. B., et al. Apical periodontitis-induced mechanical allodynia: A mouse model to study infection-induced chronic pain conditions. Molecular Pain. 16, 1744806919900725(2020).
  34. Chung, M. K., Lee, J., Duraes, G., Ro, J. Y. Lipopolysaccharide-induced pulpitis up-regulates TRPV1 in trigeminal ganglia. J Dent Res. 90 (9), 1103-1107 (2011).
  35. Tang, Y., Yu, C., Li, F., Wang, H., Ye, L. Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research. J Vis Exp. (200), (2023).
  36. Xiao, Z., Xu, M., Lan, L., Xu, K., Zhang, Y. R. Activation of the P2X7 receptor in the dental pulp tissue contributes to the pain in rats with acute pulpitis. Mol Pain. 18, 17448069221106844(2022).
  37. Gantner, B. N., Simmons, R. M., Canavera, S. J., Akira, S., Underhill, D. M. Collaborative induction of inflammatory responses by dectin-1 and Toll-like receptor 2. J Exp Med. 197 (9), 1107-1117 (2003).
  38. Monroe, L. L., et al. Zymosan-Induced Peritonitis: Effects on Cardiac Function, Temperature Regulation, Translocation of Bacteria, and Role of Dectin-1. Shock. 46 (6), 723-730 (2016).
  39. Olynych, T. J., Jakeman, D. L., Marshall, J. S. Fungal zymosan induces leukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependent mechanism. J Allergy Clin Immunol. 118 (4), 837-843 (2006).
  40. Rosenzweig, H. L., Clowers, J. S., Nunez, G., Rosenbaum, J. T., Davey, M. P. Dectin-1 and NOD2 mediate cathepsin activation in zymosan-induced arthritis in mice. Inflamm Res. 60 (7), 705-714 (2011).
  41. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99 (1-2), 61-69 (2002).
  42. Kawanishi, H. N., Kawashima, N., Suzuki, N., Suda, H., Takagi, M. Effects of an inducible nitric oxide synthase inhibitor on experimentally induced rat pulpitis. Eur J Oral Sci. 112 (4), 332-337 (2004).
  43. Kawashima, N., Nakano-Kawanishi, H., Suzuki, N., Takagi, M., Suda, H. Effect of NOS inhibitor on cytokine and COX2 expression in rat pulpitis. J Dent Res. 84 (8), 762-767 (2005).
  44. Li, M., et al. Histology-based profile of inflammatory mediators in experimentally induced pulpitis in a rat model: screening for possible biomarkers. Int Endod J. 54 (8), 1328-1341 (2021).
  45. Rutherford, R. B., Gu, K. Treatment of inflamed ferret dental pulps with recombinant bone morphogenetic protein-7. Eur J Oral Sci. 108 (3), 202-206 (2000).
  46. Renard, E., et al. Immune Cells and Molecular Networks in Experimentally Induced Pulpitis. J Dent Res. 95 (2), 196-205 (2015).
  47. Cleaton-Jones, P., Duggal, M., Parak, R., Williams, S., Setzer, S. Pulpitis induction in baboon primary teeth using carious dentine or Streptococcus mutans. Sadj. 59 (3), 119-122 (2004).
  48. Eba, H., et al. The anti-inflammatory effects of matrix metalloproteinase-3 on irreversible pulpitis of mature erupted teeth. PLoS One. 7 (12), e52523(2012).
  49. Fuks, A. B., Jones, P. C., Michaeli, Y., Bimstein, E. Pulp response to collagen and glutaraldehyde in pulpotomized primary teeth of baboons. Pediatr Dent. 13 (3), 142-150 (1991).
  50. Oliveira, L. A., Barbosa, S. V. The reaction of dental pulp to Escherichia coli lipopolysaccharide and Enterococcus faecalis lipoteichoic acid. Braz J Microbiol. 34 (2), 179-181 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model zapalenia miazgimyszy NMRIzapalenie miazgi z baods oni cie miazgiaplikacja zymosanuz b trzonowy szcz kibadanie stanu zapalnegoanaliza histomorfologiczna
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły