Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej

305 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/69786

⸱

27 lutego 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Operative Dentistry, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 2Dow Institute of Advanced Biological and Animal Research, Dow University of Health Sciences, 3Department of Pathology, Dow International Medical College, Dow University of Health Sciences, 4Department of Oral Pathology, Dow Dental College, Dow University of Health Sciences, 5Qatar University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół tworzenia modelu pulpitis u myszy NMRI (Naval Medical Research Institute). Dodatkowo opisane są kroki dotyczące wykonania klipsa do wycofania szczęki oraz przygotowania preparatów do histologii ze szczęki zwierzęcia. Stosując standardowy protokół, można uniknąć różnic w metodologii i wynikach.

Streszczenie

Myszy Naval Medical Research Institute (NMRI) nie były wcześniej zgłaszane jako osoby tworzące model zapalenia miazgi zębów. W tym protokole przedstawiamy model zwierzęcy wykorzystujący myszy NMRI oraz przedstawiamy szczegółowe procedury histologiczne dla modelu pulpitis, aby zapewnić powtarzalność. Uwzględniliśmy 70 myszy NMRI losowo podzielonych na dwie grupy: Grupa A (n=35), w której pulpitis był wywołany wyłącznie przez ekspozycję na miąższę, oraz Grupa B (n=35), która otrzymała ekspozycję na miąższę, a następnie zastosowano Zymosan. Po odsłonięciu miazgi prawego trzonowca szczęki zwierzęta były ofiarowane w określonych odstępach czasowych (0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 godziny). Szczęka szczękowa została pobrana do histologii i ilościowej analizy histomorfologicznej. W analizie histologicznej zaobserwowano stopniowy wzrost stanu zapalnego zależny od czasu, w obu grupach. Oba modele zwierzęce umożliwiały badanie stanu zapalnego do 72 godzin. Technika przedstawiona w tym artykule jest powtarzalna i pomoże ujednolicić badania histologiczne zapalenia miozly.

Wprowadzenie

Do badania pulpitis 1,2,3,4 wykorzystano różne modele zwierzęce. Wśród nich modele myszy oparte na C57BL/6 i BALB/c są wyłącznie opisane w badaniach pulpitis 5,6,7,8. Obie są inbredne i mają surowe wymagania hodowlane 7,9. Myszy NMRI stosowane w obecnym protokole to linia wyhodowana, oferująca wiele przewag nad liniami inbrednymi. Ma niskie koszty montażu i konserwacji. Wysoka rozrodczość, lepsza odporność i niska śmiertelność skutkują wcześniejszą i większą rotacją kolonii10. Dlatego jest to logistycznie i finansowo bardziej wykonalne11. Co więcej, nasze wyniki wskazują, że profil choroby zapalenia miazgi wywołany w tym modelu jest podobny do wcześniej zgłaszanych modeli na myszach inbrednych 5,6,8. Ponadto myszy NMRI mogą wytrzymać ekspozycję miążzu na działanie Zymosana nawet do 72 godzin, rozwijając obserwowalny profil chorobowy. Jest to realna alternatywa dla innych rodów sobnych do badania pulpitis12.

Zymosan jest ekstraktem ze ściany komórkowej Saccharomyces cerevisiae i składa się głównie z chityny, mannanów, mannoproteinów oraz ß-glukanów13. Zymosan i Candida albicans mają podobną strukturę ściany komórkowej i są wykrywane przez wrodzoną odporność gospodarza za pomocą lektyny typu C, receptora rozpoznawającego patogeny, Dectin-1,14. Dectin-1 jest głównie wyrażany przez komórki dendrytyczne i makrofagi. Wykrywa ß-glukany w patogenach grzybowych i wykorzystuje szlak Syk/CARD9 do tworzenia mediatorów zapalnych15. Dlatego Zymosan jest realną alternatywą do badania wpływu narażenia C. albicans na chorobę miazgi zamiast stosować organizm16. Potwierdzają to nasze wcześniej opublikowane wyniki, które pokazują wczesne wykrycie transkryptów Dectin-1 w miazgi wystawionej na Zymosan. Podobnie zaobserwowano makrofagi Dectin-1 ekspresyjne CD68+ve12.

Techniki histologiczne opisane w poprzednich publikacjach często są niewystarczające, by początkujący badacze mogli je z pewnością odtworzyć. W konsekwencji dochodzi do intensywnych prób i błędów, prowadzących do niepotrzebnych utrat zwierząt podczas optymalizacji procedur histologicznych. Obecny protokół standaryzuje technikę przygotowania preparatów i został z powodzeniem zastosowany również u szczurów17. Tutaj szczegółowo opisano wszystkie kluczowe etapy modelu pulpitis, w tym powtarzalną metodę cofania szczęki, wywołanie pulpitisu przez ekspozycję na miazgę, indukcję zapalenia miazgi za pomocą Zymosana oraz późniejszą analizę histologiczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Niniejsze badanie na zwierzętach zostało zaprojektowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Instytucjonalna Komisja Przeglądowa ds. Badań i Etyki Zwierząt Dow University of Health Sciences zatwierdziła to badanie (pismo nr AR.IRB-06/DUHS/Approval/2016/05). W protokole uwzględniono łącznie 70 myszy NMRI. Zwierzęta pozyskano z Central Animal House Facility of Dow Institute for Advanced Biological and Animal Research. Wielkość próby w tym protokole oparto na poprzednim badaniu8.

1. Zwierzęta

UWAGA: Zwierzęta wybrane do badania ważyły 26-30 g i były utrzymywane w standardowych klatkach w następujących warunkach: temperatura ±21 °C, wilgotność względna ±55% oraz 12-godzinny cykl światła/ciemności, z nielimitowanym dostępem do filtrowanej wody i standardowej karmy (dieta chow). Regularnie monitorowano występowanie wszelkich oznak agresji, dyskomfortu lub podrażnienia. W przypadku wystąpienia bólu lub dyskomfortu stosowano diklofenak sodowy (200 µL podskórnie, 167-192 mg/kg w zależności od masy ciała zwierzęcia wynoszącej 26–30 g). Przed rozpoczęciem jakichkolwiek eksperymentów zwierzęta poddano dwutygodniowej aklimatyzacji. Po dziesięć zwierząt utrzymywano w odpowiednio oznakowanych klatkach. W celu identyfikacji zwierzęcia na jego ogonie umieszczono marker.

  1. Podziel zwierzęta (n=70) losowo na dwie grupy: grupę A (n=35) i grupę B (n=35).
  2. W grupie A wywołaj zapalenie miazgi poprzez samą ekspozycję miazgi (patrz kroki od 4.1.1 do 4.1.9).
  3. W przypadku zwierząt z grupy B nanieś roztwór Zymosan na odsłoniętą miazgę (patrz kroki od 4.2.1 do 4.2.3).

2. Roztwór zymosanu

  1. Przygotować roztwór zymosanu zgodnie z wcześniej opisaną metodą, przedstawioną poniżej18.
  2. Użyć soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS), aby przygotować roztwór o stężeniu 1 mg/mL z 1 mL zymosanu.
  3. Autoklawować roztwór w temperaturze 121 °C przez 15 min.
  4. Pozostawić roztwór do ostygnięcia w temperaturze pokojowej przez 1 h.
  5. Wirować roztwór w temperaturze 4 °C przy 300 x g przez 10 min.
  6. Odlać nadosad i trzykrotnie przemyć osad poprzez ponowne wirowanie z użyciem lodowatego, sterylnego PBS.
  7. Przechowywać roztwór w temperaturze 4 °C do czasu użycia.
    UWAGA: Roztwór należy zużyć w ciągu 30 dni, po czym można go zutylizować.

3. Klips do retrakcji żuchwy

  1. Do wykonania klipsa do retrakcji żuchwy należy użyć ortodontycznego drutu ze stali nierdzewnej o średnicy 0,7 mm.
  2. Należy odciąć drut o długości 100 mm i uformować w jego środkowej części pętlę o średnicy 5 mm.
  3. Oba ramiona drutu należy zagiąć pod kątem prostym, bez ostrych załamań, w odległości 5 mm od pętli, wykonując zgięcie o całkowitej długości 15 mm.
  4. W odległości 25 mm od zgięcia należy wykonać wcięcie i wygiąć pozostały koniec na zewnątrz. Jako pomoc posłuży Rysunek 1A.

4. Model zwierzęcy

  1. Grupa A (n = 35)
    1. Zanieść zwierzęta poprzez doszpryniowy wtrysk 0,1 mL/20 g koktajlu Ketamina-Ksylazyna (87,5 mg/kg Ketaminy + 12,5 mg/kg Ksylazyny).
    2. Wszystkie procedury przeprowadzać przy użyciu stereomikroskopu z 10-krotnym powiększeniem i pochylonym długim ramieniem (Rysunek 1B). Ustawić pochylone ramię w taki sposób, aby uzyskać bezpośredni widok na odsłonięte zęby szczękowe zwierzęcia (Rysunek 1C).
    3. Ścisnąć zacisk i umieścić jego wyciętą część między siekaczami górnymi a dolnymi po obu stronach zacisku.
    4. Po zwolnieniu zacisku zabezpieczyć jego końce za pomocą taśmy klejącej (Rysunek 1C).
    5. Używając pęsety stomatologicznej, rozszerzyć policzki zwierzęcia ręką niedominującą (Rysunek 1D,E).
      UWAGA: Należy unikać nadmiernego nacisku. Uraz spowodowany pęsetą może doprowadzić do śmiertelnego krwawienia i śmierci zwierzęcia.
    6. Pod 10-krotnym powiększeniem, używając okrągłego wiertła węglikowego #1/4 z wolnoobrotową końcówką typu E w elektrycznym mikrosilniku, wywiercić w centrum prawego pierwszego trzonowca górnego otwór o głębokości połowy jego wysokości, aby utworzyć jamę klasy 1. W tym momencie może być widoczny cień miazgi (Rysunek 1D,E).
    7. Wiertłem pracować delikatnie, z niską prędkością, wykonując ruchy zamiatające. Do kontroli prędkości obrotowej (RPM) używać silnika elektrycznego.
    8. Użyć endodontycznej igły K typu nr 15, aby odsłonić miazgę (Rysunek 2B).
      UWAGA: Operowanie ręcznym instrumentem endodontycznym #15 musi być niezwykle delikatne, w przeciwnym razie dojdzie do perforacji w obrębie furkacji, co okaże się widoczne dopiero po przygotowaniu preparatów histologicznych. Średnica okrągłego wiertła węglikowego #1/4 wynosi 0,25 mm, a igły typu #15K 0,15 mm. Zatem rozmiar odsłonięcia miazgi będzie wynosił 0,15 mm (Rysunek 2C).
    9. Pozostawić odsłoniętą miazgę otwartą w celu indukowania zapalenia miazgi.
  2. Grupa B (n = 35)
    1. Powtórzyć wszystkie kroki opisane w punkcie 4.1, z dodaniem następujących czynności.
    2. Używając mikropipety (0,2-2 µL), nanieść 0,2 µL wcześniej przygotowanego roztworu Zymosanu na odsłoniętą miazgę.
      UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność podczas dozowania roztworu Zymosanu. Przypadkowe przedostanie się roztworu do jamy ustnej może spowodować śmierć zwierzęcia. Dlatego ząb należy owinąć gazą, aby nadmiar roztworu Zymosanu został przez nią wchłonięty (Rysunek 2D).
    3. Pozostawić miazgę po zabiegu otwartą w celu indukowania zapalenia miazgi za pomocą roztworu Zymosanu.

5. Przygotowanie próbek

  1. Uśmierć pięć zwierząt z każdej grupy w 0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 h poprzez inhalację dwutlenku węgla19.
  2. Użyj komory do eutanazji o pojemności 7,25 L .
  3. Nie napełniaj wstępnie komory CO2.
  4. Umieść zwierzęta bezpośrednio w komorze.
  5. Podawaj 100% CO2 z szybkością napełniania od 30 do 70% objętości komory na minutę.
  6. Utrzymuj przepływ CO2 na poziomie 5 L/min.
  7. Podgrzej CO2 i pozostaw do wymieszania z powietrzem znajdującym się w komorze.
  8. Obserwuj zwierzęta pod kątem oznak utraty przytomności w ciągu 23 minut.
  9. Monitoruj zwierzęta aż do ustania oddychania i poszarzenia oczu.
  10. Utrzymuj przepływ CO2 przez co najmniej jedną minutę po ustaniu oddychania.
  11. Potwierdź śmierć zwierząt przed wyjęciem ich z komory. Upewnij się, że oddychanie ustało, a oczy są blade.
  12. Oddziel głowy zwierząt niezwłocznie po eutanazji.
  13. Jako kontrolę wykorzystaj nieleczony pierwszy trzon górny z lewej strony zwierzęcia uśmierconego w 0 h.
  14. Do przechowywania szczęk przez 2 dni użyj 10% buforowanej formaliny w odpowiednio oznakowanych stożkowych probówkach o pojemności 15 mL.

6. Histologia

  1. Odwapniać utrwalone żuchwy w 10% kwasie mrówkowym przez 3 dni.
    UWAGA: Po trzecim dniu sprawdzić, czy żuchwa daje się przeciąć skalpelem. Jeśli nadal nie jest wystarczająco miękka, ponownie zanurzyć ją w 10% kwasie mrówkowym i sprawdzać codziennie, aż będzie można ją przeciąć skalpelem.
  2. Przeciąć żuchwę ostrzem nr 22. Wykonać cięcie równolegle do płaszczyzny okluzyjnej, wzdłuż płaszczyzny strzałkowej, prowadząc ostrze bezpośrednio po stronie podniebiennej guzków podniebiennych zębów trzonowych szczęki górnej (Rysunek 3A).
  3. Zaznaczyć powierzchnię okluzyjną wszystkich zębów tuszem chińskim.
    UWAGA: Zaznaczenie to pomoże zidentyfikować powierzchnię okluzyjną podczas sekcjonowania (Rysunek 3B).
  4. Zatopić przeciętą żuchwę w parafinie w stalowej kasecie do zatapiania, kładąc ją płasko na dnie formy, tak aby powierzchnia cięcia była skierowana w stronę dna.
    UWAGA: Zatopienie w ten sposób gwarantuje, że powierzchnia cięcia zostanie najpierw wprowadzona do mikrotomu, orientacja próbki będzie prawidłowa, a przekroje strzałkowe zostaną wykonane zgodnie z Rysunkiem 3E.
  5. Wyjąć kasetę z zatopioną żuchwą z formy i umieścić ją w mikrotomie.
  6. Wyciąć przekroje strzałkowe o grubości 3 µm i umieścić je na czystym, naładowanym szkiełku mikroskopowym (Rysunek 3C).
  7. Obserwować niebarwione preparaty pod mikroskopem świetlnym.
    UWAGA: Kontynuować obserwację wyciętych przekrojów, aż na powierzchni okluzyjnej pojawi się jama zęba. Jeśli przekroje zostały prawidłowo wykonane wzdłuż płaszczyzny strzałkowej wzdłuż osi długiej pierwszego trzonowca szczęki górnej, widoczna będzie cała przestrzeń miazgi z jednym lub dwoma korzeniami oraz komorą miazgi (Rysunek 3E). Od tego momentu teoretycznie można wykonać 50 szkiełek z jednego przekroju, ponieważ wielkość ekspozycji wynosi 0.15 mm. (3 µm = 0.003 mm, 0.003 x 50 = 0.15)
  8. Wykonać standardowe etapy barwienia hematoksyliną i eozyną dla wybranych szkiełek, na których widoczny jest jeden lub dwa korzenie wraz z całą komorą miazgi.
  9. Obserwować zbarwione preparaty pod mikroskopem świetlnym.
  10. Wybrać pięć najlepszych szkiełek dla każdego odstępu czasu, które pozwolą na obserwację maksymalnej przestrzeni miazgi.

7. Analiza statystyczna

  1. Przeprowadzić analizę statystyczną przy użyciu standardowego oprogramowania statystycznego.
    UWAGA: W przypadku ilościowej analizy histomorfologicznej preparaty obserwowane w każdym odstępie czasu oceniano zgodnie z wcześniej opublikowanym kryterium (Tabela 1)8. Do porównania wyników z różnych odstępów czasu zastosowano test H Kruskala-Wallisa z korektą Bonferroniego przy p=0,0018. Do porównania grup A i B zastosowano test U Manna-Whitneya przy p ≤ 0,05. Wszystkie porównania wykonano przy użyciu standardowego oprogramowania statystycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym protokole przedstawiamy szczegółową procedurę krok po kroku dla dwóch modeli zwierzęcych stanu zapalnego miazgi zębowej u myszy NMRI, wraz z odpowiadającymi im metodami histologicznymi. Użycie odpowiedniego sprzętu jest niezbędne dla powodzenia protokołu. W tym względzie najważniejszym elementem wyposażenia jest stereomikroskop z 10-krotnym powiększeniem, nachyleniem i długim ramieniem. Przygotowanie ubytku klasy 1 wykonano za pomocą elektrycznego mikromotora przy prędkości wynoszącej około jednej trzeciej p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecny protokół po raz pierwszy w opisanej literaturze przedstawia opracowanie modelu urazu zębowego typu 3 (nieodwracalne zapalenie miążzki) u myszy NMRI. Opisuje również analizę histologiczną zapalenia miąższy wywołanego Zymosanem oraz zapewnia powtarzalną metodę przygotowania szkiełek histologicznych ze szczęk zwierzęcych.

Zgodnie z tym protokołem opracowano model urazu zębowego typu 3 u myszy NMRI. Wcześniejsze badania prowadzono na szczurach, królikach i psach...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Podziękowania

Badanie było samofinansowane. Autorzy dziękują panu Muhammadowi Adeelowi z Wydziału Histologii Dow University of Health Sciences w zakresie histologii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Forma bazowaLaboratoria Histo-liniowe, WłochyR4166C2:D23Do osadzenia próbki w parafinie
Nabój węglika #1/4Środkowy Zachód, Wichita Falls, Teksas389101
Mikroskop złożony Motic BA310Motic Inc. Co. Ltd, Hongkonghttps://moticmicroscopes.com/products/ba310e
Diklofenak sodu 25 mg/mLIndus Pharma (DYCLO)https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/200&mikro; L podskórnie
Rękodzieło typu E typu wolnego biegu Rose201-M4Bycie Foshan, Chinyhttps://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html
Osadzanie kaset Laboratoria Histo-liniowe, WłochyR4004
Komora EutanazjiConductScience, Illinois, USACS-EUTH2APojemność 7,25 litra, dla myszy i szczurów [do 500g]
Rurki Falcon 15 mlGniazdo188271
Formalina  Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone158127buffered 
Kwas mrówkowy  BDH Laboratory Supplies Poole, Anglia  2842810%
Homogenizator Omni Mixer Homogenizer, Omni International, Georgia USAhttps://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th
India InkSigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone198285
K typ numer 15 plik endodontycznyMani, Japoniahttps://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html
Koktajl ketaminowo-ksylazynowyBrookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.87,5 mg/kg ketaminy + 12,5 mg/kg ksylazyny
Microtome HM 315 RMicrom, Niemcy901100
Maraton mikromotorowy IIIBT-Marathon, Saeyang Microtech Co., Ltd. Koreahttps://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111Używaj przy 1/3 maksymalnej prędkości
Mikropipeta 0,2-2 &; L Gilson, Francjahttps://www.gilson.com/default/
pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal
-ejector.html?srsltid=AfmBOoobE
0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI
0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS		0,2-2 & mikro; L 
Fosforanem buforowana sól fizjologiczna Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany ZjednoczoneP4417
Pakiet statystyczny dla nauk społecznychIBM, Armonk, Nowy JorkSPSS dla Maca w wersji 23.0   
Stereomikroskop BMK-3 LEDMeiji techno, Japoniahttps://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/
Chirurgiczne ostrze nr 22Feather Surgical Blade, Feather Safety Razor Co Ltd., Osaka, JaponiaFB. 12
Zymosan ASigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany ZjednoczoneNr katalogu Z42501 mg/mL z 1 mL Zymosan

Bibliografia

  1. Haddad, M., Lefranc, G., Aftimos, G. Local application of IGF1 on dental pulp mechanically exposed; in vivo study on rabbit. Bull Group Int Rech Sci Stomatol Odontol. 45 (1), 12-17 (2003).
  2. Huang, J., et al. Dynamic Regulation of Delta-Opioid Receptor in Rat Trigeminal Ganglion Neurons by Lipopolysaccharide-induced Acute Pulpitis. J Endod. 41 (12), 2014-2020 (2015).
  3. Shahravan, A., Ghoddusi, J., Eslami, B., Rategar, A. F. A histopathological study of the pulp of dogs' teeth after induction of experimental pulp inflammation for different periods of time. J Microsc. 237 (2), 119-121 (2010).
  4. Siddiqui, Y. D., et al. Resolvin D2 Induces Resolution of Periapical Inflammation and Promotes Healing of Periapical Lesions in Rat Periapical Periodontitis. Front Immunol. 10, 307(2019).
  5. Mutoh, N., Tani-Ishii, N., Tsukinoki, K., Chieda, K., Watanabe, K. Expression of toll-like receptor 2 and 4 in dental pulp. J Endod. 33 (10), 1183-1186 (2007).
  6. Mutoh, N., Watabe, H., Chieda, K., Tani-Ishii, N. Expression of Toll-like receptor 2 and 4 in inflamed pulp in severe combined immunodeficiency mice. J Endod. 35 (7), 975-980 (2009).
  7. Sasaki, H., et al. Endodontic Infection-induced Inflammation Resembling Osteomyelitis of the Jaws in Toll-like Receptor 2/Interleukin 10 Double-knockout Mice. J Endod. 45 (2), 181-188 (2019).
  8. He, Y., et al. Pulpal Tissue Inflammatory Reactions after Experimental Pulpal Exposure in Mice. J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).
  9. Patidar, A., et al. Barley beta-Glucan and Zymosan induce Dectin-1 and Toll-like receptor 2 co-localization and anti-leishmanial immune response in Leishmania donovani-infected BALB/c mice. Scand J Immunol. 92 (6), e12952(2020).
  10. Tuttle, A. H., Philip, V. M., Chesler, E. J., Mogil, J. S. Comparing phenotypic variation between inbred and outbred mice. Nat Methods. 15 (12), 994-996 (2018).
  11. Zhang, W., et al. Genome-Wide Association Mapping of Quantitative Traits in Outbred Mice. G3 Genes|Genomes|Genetics. 2 (2), 167-174 (2012).
  12. Hasan, A., et al. Expression of Toll-like receptor 2, Dectin-1, and Osteopontin in murine model of pulpitis. Clini Oral Investig. 27 (3), 1177-1192 (2023).
  13. Rogers, N. C., et al. Syk-dependent cytokine induction by Dectin-1 reveals a novel pattern recognition pathway for C-type lectins. Immun. 22 (4), 507-517 (2005).
  14. Ruiz-Herrera, J., Elorza, M. V., Valentin, E., Sentandreu, R. Molecular organization of the cell wall of Candida albicans and its relation to pathogenicity. FEMS Yeast Res. 6 (1), 14-29 (2006).
  15. Takeuchi, O., Akira, S. Pattern recognition receptors and inflammation. Cell. 140 (6), 805-820 (2010).
  16. Peters, B. M., Noverr, M. C. Candida albicans-Staphylococcus aureus Polymicrobial Peritonitis Modulates Host Innate Immunity. Infect Immun. 81 (6), 2178-2189 (2013).
  17. Niazi, F. H., et al. Dentin-Pulp Complex Response in Molars of Rats after Occlusal and Cervical Restorations with Conventional Glass Ionomer Cement and Nano-Hydroxyapatite Silica Glass Ionomer Cement. Appl Sci. 13 (5), 3156(2023).
  18. Erdo, F., Torok, K., Aranyi, P., Szekely, J. I. A new assay for antiphlogistic activity: zymosan-induced mouse ear inflammation. Agents Actions. 39 (3-4), 137-142 (1993).
  19. Underwood, W., Raymond, A. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , 2020 edition, (2020).
  20. Bernardino, ÍdM., Farias, ÍdL., Cardoso, A., Xavier, A., Cavalcanti, A. Use of Animal models in Experimental Research in Dentistry in Brazil. Pesqui Bras Odontopediatria Clin Integr. 14 (1), 17-21 (2014).
  21. Alzarea, B. Selection of Animal Models in Dentistry: State of Art Review Article. J Anim Vet Adv. 13 (18), 1080-1085 (2014).
  22. Hasan, A., et al. A novel experimental model to investigate fungal involvement shows expression of Dectin-1 in periapical lesion pathogenesis. J Oral Rehab. 50 (10), 1043-1057 (2023).
  23. Song, M., et al. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J Vis Exp. (119), e54973(2017).
  24. Balto, K., White, R., Mueller, R., Stashenko, P. A mouse model of inflammatory root resorption induced by pulpal infection. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 93 (4), 461-468 (2002).
  25. De Rossi, A., Rocha, L. B., Rossi, M. A. Interleukin-10, Intercellular adhesion molecule-1, and chemokine receptor 5, but not interleukin-4, attenuate the development of periapical lesions. J Endod. 34 (1), 31-38 (2008).
  26. da Silva, R. A., Ferreira, P. D., De Rossi, A., Nelson-Filho, P., Silva, L. A. Toll-like receptor 2 knockout mice showed increased periapical lesion size and osteoclast number. J Endod. 38 (6), 803-813 (2012).
  27. Kawashima, N., Stashenko, P. Expression of bone-resorptive and regulatory cytokines in murine periapical inflammation. Arch Oral Biol. 44 (1), 55-66 (1999).
  28. Balto, K., Müller, R., Carrington, D. C., Dobeck, J., Stashenko, P. Quantification of periapical bone destruction in mice by micro-computed tomography. J Dent Res. 79 (1), 35-40 (2000).
  29. Ramirez, I., et al. Is dental pulp inflammation capable of causing central inflammation, behavioral, and sensory alterations? A pre-clinical study. Arch Oral Biol. 177, 106320(2025).
  30. Li, J. G., et al. Melatonin attenuates inflammation of acute pulpitis subjected to dental pulp injury. Am J Transl Res. 7 (1), 66-78 (2015).
  31. Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice. Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).
  32. Kim, S., Lee, S., Jung, H. S., Kim, S. Y., Kim, E. Development of a mouse model for pulp-dentin complex regeneration research: a preliminary study. Restor Dent Endod. 44 (2), e20(2019).
  33. Mohaved, S. B., et al. Apical periodontitis-induced mechanical allodynia: A mouse model to study infection-induced chronic pain conditions. Molecular Pain. 16, 1744806919900725(2020).
  34. Chung, M. K., Lee, J., Duraes, G., Ro, J. Y. Lipopolysaccharide-induced pulpitis up-regulates TRPV1 in trigeminal ganglia. J Dent Res. 90 (9), 1103-1107 (2011).
  35. Tang, Y., Yu, C., Li, F., Wang, H., Ye, L. Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research. J Vis Exp. (200), (2023).
  36. Xiao, Z., Xu, M., Lan, L., Xu, K., Zhang, Y. R. Activation of the P2X7 receptor in the dental pulp tissue contributes to the pain in rats with acute pulpitis. Mol Pain. 18, 17448069221106844(2022).
  37. Gantner, B. N., Simmons, R. M., Canavera, S. J., Akira, S., Underhill, D. M. Collaborative induction of inflammatory responses by dectin-1 and Toll-like receptor 2. J Exp Med. 197 (9), 1107-1117 (2003).
  38. Monroe, L. L., et al. Zymosan-Induced Peritonitis: Effects on Cardiac Function, Temperature Regulation, Translocation of Bacteria, and Role of Dectin-1. Shock. 46 (6), 723-730 (2016).
  39. Olynych, T. J., Jakeman, D. L., Marshall, J. S. Fungal zymosan induces leukotriene production by human mast cells through a dectin-1-dependent mechanism. J Allergy Clin Immunol. 118 (4), 837-843 (2006).
  40. Rosenzweig, H. L., Clowers, J. S., Nunez, G., Rosenbaum, J. T., Davey, M. P. Dectin-1 and NOD2 mediate cathepsin activation in zymosan-induced arthritis in mice. Inflamm Res. 60 (7), 705-714 (2011).
  41. Chattipakorn, S. C., Sigurdsson, A., Light, A. R., Narhi, M., Maixner, W. Trigeminal c-Fos expression and behavioral responses to pulpal inflammation in ferrets. Pain. 99 (1-2), 61-69 (2002).
  42. Kawanishi, H. N., Kawashima, N., Suzuki, N., Suda, H., Takagi, M. Effects of an inducible nitric oxide synthase inhibitor on experimentally induced rat pulpitis. Eur J Oral Sci. 112 (4), 332-337 (2004).
  43. Kawashima, N., Nakano-Kawanishi, H., Suzuki, N., Takagi, M., Suda, H. Effect of NOS inhibitor on cytokine and COX2 expression in rat pulpitis. J Dent Res. 84 (8), 762-767 (2005).
  44. Li, M., et al. Histology-based profile of inflammatory mediators in experimentally induced pulpitis in a rat model: screening for possible biomarkers. Int Endod J. 54 (8), 1328-1341 (2021).
  45. Rutherford, R. B., Gu, K. Treatment of inflamed ferret dental pulps with recombinant bone morphogenetic protein-7. Eur J Oral Sci. 108 (3), 202-206 (2000).
  46. Renard, E., et al. Immune Cells and Molecular Networks in Experimentally Induced Pulpitis. J Dent Res. 95 (2), 196-205 (2015).
  47. Cleaton-Jones, P., Duggal, M., Parak, R., Williams, S., Setzer, S. Pulpitis induction in baboon primary teeth using carious dentine or Streptococcus mutans. Sadj. 59 (3), 119-122 (2004).
  48. Eba, H., et al. The anti-inflammatory effects of matrix metalloproteinase-3 on irreversible pulpitis of mature erupted teeth. PLoS One. 7 (12), e52523(2012).
  49. Fuks, A. B., Jones, P. C., Michaeli, Y., Bimstein, E. Pulp response to collagen and glutaraldehyde in pulpotomized primary teeth of baboons. Pediatr Dent. 13 (3), 142-150 (1991).
  50. Oliveira, L. A., Barbosa, S. V. The reaction of dental pulp to Escherichia coli lipopolysaccharide and Enterococcus faecalis lipoteichoic acid. Braz J Microbiol. 34 (2), 179-181 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model zapalenia miazgimyszy NMRIzapalenie miazgi zębaodsłonięcie miazgiaplikacja zymosanuząb trzonowy szczękibadanie stanu zapalnegoanaliza histomorfologiczna

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.