Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Cytologia oskrzelowa i sekwencjonowanie metagenomiczne w celu rozróżnienia urazów płuc związanych z leczeniem nowotworów i zakaźnych

215 wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/70725

⸱

26 maja 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Respiratory Medicine, Center for Pathogen Biology and Infectious Diseases, The First Hospital of Jilin University, 2Pulmonary and Critical Care Medicine Department, First Hospital of Jilin University, 3Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiamy tutaj protokół oceny płynu płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BALF) poprzez zintegrowane pobieranie badań pod kontrolą bronchoskopii, analizę cytologiczną oraz metagenomiczne sekwencjonowanie nowej generacji (mNGS). Ten kompleksowy workflow precyzyjnie odróżnia urazy płuc związane z leczeniem raka od infekcji płuc, umożliwiając precyzyjne i terminowe podejmowanie decyzji klinicznych.

Streszczenie

Pacjenci z urazem płuc związanymi z leczeniem nowotworów (CTLI) często wykazują niespecyficzne objawy układu oddechowego oraz zmiany radiologiczne, które ściśle przypominają zakaźne zapalenie płuc lub postęp guza, co stanowi poważne wyzwanie dla postawienia jednoznacznej diagnozy. Tradycyjne procesy diagnostyczne, głównie oceniane za pomocą biomarkerów krwi i standardowych hodowli mikroorganizmów, zazwyczaj nie są w stanie postawić jednoznacznej diagnozy i zajmują zbyt dużo czasu. Przedstawiamy tutaj kompleksowy protokół diagnostyki CTLI poprzez połączenie analizy cytologicznej płynu płuwającego oskrzelowo-pęcherzykowego (BALF) z metagenomicznym sekwencjonowaniem nowej generacji (mNGS). Proceduralny przepływ składa się z trzech głównych etapów. Najpierw wykonuje się standaryzowaną bronchoskopię w celu uzyskania wysokiej jakości próbek BALF. Po drugie, analiza cytologiczna pobranych próbek BALF daje obraz mikrośrodowiska płuc. Pozwala to na identyfikację cech zapalnych oraz badanie przesiewowe pod kątem komórek złośliwych, aby wykluczyć postęp guza. Wreszcie, mNGS jest wykorzystywany do identyfikacji lub wykluczenia aktywnych etiologii zakaźnych. Ta zaawansowana technika genomowa pozwala na szybkie, wysoce czułe i bezstronne wykrywanie patogenów, skutecznie przezwyciężając ograniczenia tradycyjnych kultur. Reprezentatywne wyniki tej metody pokazują, że takie podejście skutecznie odróżnia zapalenie płuc immunologiczne od aktywnych infekcji płuc lub postępu guza. W porównaniu z tradycyjnymi metodami diagnostycznymi, protokół ten ma tę przewagę szybkiego i precyzyjnego odróżnienia CTLI od etiologii zakaźnych i nowotworów ukrytych. Ostatecznie ten ustandaryzowany przepływ pracy wyjaśnia diagnozy kliniczne, kieruje kluczowymi decyzjami dotyczącymi leczenia i poprawia wyniki leczenia.

Wprowadzenie

Postępy w leczeniu przeciwnowotworowym, takie jak inhibitory punktów kontrolnych odporności i terapie celowane, znacząco poprawiły przeżycie pacjentów, ale także zwiększyły częstość niezakaźnych toksyczności płuc, znanych zbiorczo jako uszkodzenia płuc związane z leczeniem nowotworów (CTLI)1,2,3,4,5,6,7 . Warto zauważyć, że zapalenie płuc z inhibitorem punktów kontrolnych () ujawniło się jako śmiertelne zdarzenie niepożądane związane z układem odpornościowym, z ogólnymi wskaźnikami zachorowalności na poziomie 2–19% oraz śmiertelnością sięgającą nawet 35%8,9,10. Diagnozowanie CTLI stanowi poważne wyzwanie kliniczne, ponieważ jego niespecyficzne objawy oddechowe i przejawy radiologiczne — takie jak zmętnienie szkła mielonego szkła, konsolidacja czy nieprzezroczystość siatkówki — bardzo przypominają te z zakaźnym zapaleniem płuc lub progresją guza 11,12,13,14.

Obecnie diagnoza CTLI musi być ustalana poprzez staranne wykluczenie innych etiologii15. Tradycyjne procesy diagnostyczne w dużej mierze opierają się na biomarkerach krwi i standardowych hodowlach mikroorganizmów, które są czasochłonne i często nie dają ostatecznej diagnozy 16,17,18,19,20,21,22,23. Chociaż chirurgiczna biopsja płuc dostarcza wyraźnych dowodów histologicznych, jej inwazja sprawia, że nie nadaje się do pacjentów z ciężkim problemem nowotworowym. W związku z tym istnieje krytyczna potrzeba skutecznego, minimalnie inwazyjnego podejścia diagnostycznego. W praktyce klinicznej opisany tutaj protokół powinien być stosowany u pacjentów onkologicznych, którzy wcześniej otrzymali lub obecnie otrzymują leczenie przeciwnowotworowe (np. immunoterapię lub terapię celowaną) i mają nowe objawy układu oddechowego oraz zmiany w obrazowaniu płuc. Szczególnie zaleca się, gdy klinicznie podejrzewa się CTLI, standardowe badania nieinwazyjne nie dają jednoznacznej diagnozy, a pacjent nie toleruje inwazyjnych badań chirurgicznych.

Bronchoskopia połączona z płukaniem oskrzelowo-pęcheolowym (BAL) pełni rolę małoinwazyjnej "cieczej biopsji" dolnych dróg oddechowych24. Integrując analizę cytologiczną płynu BAL (BALF) z metagenomicznym sekwencjonowaniem nowej generacji (mNGS), to podejście znacząco poprawia istniejące procesy diagnostyczne. Po pierwsze, cytologia BALF dostarcza bezpośredniego obrazu mikrośrodowiska płucnego; może zidentyfikować charakterystyczne cechy zapalne25, takie jak limfocytoza oraz odwrócony stosunek CD4/CD8 w, jednocześnie badając pod kątem komórek złośliwych, aby wykluczyć postęp guza 26,27,28,29,30. Po drugie, mNGS pozwala na szybkie, wysoce czułe i obiektywne wykrywanie patogenów, pokonując niskie wskaźniki wykrywania i opóźnienia tradycyjnych hodowli, szczególnie dla wybrednych bakterii lub patogenów atypowych 31,32,33,34,35. Połączone stosowanie tych metod wykazało, że znacząco poprawia wykrywanie infekcji mieszanych i prowadzi precyzyjne leczenie, drastycznie obniżając śmiertelność pacjentów 4,5.

Pomimo tego potencjału klinicznego, obecnie nie istnieje ustandaryzowany protokół kompleksowego zbierania i analizy BALF w kontekście CTLI. Wprowadzamy tutaj ustandaryzowany protokół pozyskiwania i przetwarzania BALF za pomocą bronchoskopii, wyraźnie łączący ocenę cytologiczną z mNGS. Nowością metodologiczną tego przepływu pracy jest jego dwutorowa zdolność diagnostyki: wykorzystuje cytologię do mapowania mikrośrodowiska immunologicznego i wykluczania nowotworów, a także mNGS, aby jednoznacznie wykluczyć lub wykluczyć aktywne infekcje. W porównaniu z tradycyjnymi metodami diagnostycznymi, ten zintegrowany protokół oferuje wyraźną przewagę szybkiego i precyzyjnego rozróżniania CTLI od przyczyn zakaźnych oraz postępu guza ukrytego. Ostatecznie ten ustandaryzowany przepływ przyspiesza harmonogram diagnostyczny i kieruje terminowymi, ukierunkowanymi interwencjami klinicznymi (Rysunek 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół ten jest zgodny z zasadami Deklaracji Helsińskiej i został zatwierdzony przez instytucjonalną komisję rewizyjną naszego szpitala. Przed zabiegiem uzyskano świadomą zgodę wszystkich uczestników.

1. Przygotowanie przed procedurą

  1. Ocena pacjenta (w ciągu tygodnia od bronchoskopii)
    1. Uzyskaj najnowsze badania laboratoryjne, w tym pełną morfologię krwi i profil krzepnięcia, aby zapewnić bezpieczeństwo podczas inwazyjnego zabiegu (Plik uzupełniający 1).
    2. Wykonaj elektrokardiogram 12-odprowadzeniowy.
    3. Oceniaj parametry życiowe i zapewniaj stabilność hemodynamiczną.
    4. Zmierz spoczynkowe nasycenie tlenem pacjenta na powietrzu w pomieszczeniu, aby ocenić funkcję płuc.
      UWAGA: Jeśli SpO₂ jest niskie lub pacjent ma osłabienie układu oddechowego, rozważ badanie gazogramów tętnicz dla wyjściowego PaO₂/PaCO₂.
    5. Przesiewaj wszystkie przeciwwskazania.
    6. Zalec pacjentowi post przez co najmniej 6 godzin i unikanie picia wody przez 2 godziny przed zabiegiem, aby zmniejszyć ryzyko zachłysania.
    7. Wykonaj sanie jamy ustnej i nosa oraz oczyszczanie bezpośrednio przed zabiegiem, aby zminimalizować zanieczyszczenie górnych dróg oddechowych.
  2. Wyposażenie i przygotowanie personelu
    1. Przygotuj wszystkie niezbędne aparaty do bronchoskopii oraz sprzęt monitorujący. Wybierz odpowiedni rozmiar bronchoskopu w oparciu o anatomię dróg oddechowych pacjenta. Sprawdź funkcjonalność ssania bronchoskopu.
      UWAGA: Upewnij się, że sprzęt do reanimacji awaryjnej, w tym dodatkowe urządzenia do dostarczania tlenu i aparat ssący, jest natychmiast dostępny w sali zabiegowej, aby kontrolować potencjalne komplikacje dróg oddechowych. Każdy certyfikowany bronchoskopista ze standardowym przeszkoleniem może wykonać ten zabieg samodzielnie, bez specjalistycznych certyfikatów.
    2. Podgrzej bezpłodną sól fizjologiczną (0,9% NaCl) przeznaczoną do płukania do 37 °C.
    3. Nabierz 100–150 mL podgrzanej bezpłodnej soli fizjologicznej do kilku strzykawek po 20 mL, aby ułatwić szybkie instylowanie.
  3. Konfiguracja pozycji i monitorowania pacjentów
    1. Ułóż pacjenta na plecach na stole do bronchoskopii.
    2. Zainstaluj ciągły sprzęt monitorujący pacjenta przed rozpoczęciem zabiegu.
      1. Elektrokardiogram (EKG) należy zastosować bezpośrednio do klatki piersiowej pacjenta w celu ciągłego monitorowania aktywności serca.
      2. Podłącz sonda pulsoksymetru do palca pacjenta, aby nieprzerwanie monitorować saturację tlenu we krwi i puls.
      3. Przymocuj nieinwazyjny mankiet do nadramienia pacjenta, aby stale wykrywać ciśnienie żylne.
  4. Ustawienie urządzenia wspomagającego tlen i odstawienie po zabiegu
    1. Przygotuj i skonfiguruj odpowiednie urządzenie wspomagające tlen w oparciu o podstawowy stan układu oddechowego pacjenta. Wykonaj tę konfigurację przed rozpoczęciem bronchoskopii.
    2. Układ kanyli nosowej o wysokim przepływie (HFNC)
      1. Wybierz system HFNC dla pacjentów zSpO 2 ≥ 90% powietrza w pomieszczeniu i bez hiperkapnii. Podłącz kaniulę do pacjenta i ustaw początkowy przepływ gazu na ≥60 L/min z FiO2 na poziomie 1,0. Stopniowo titrujFiO2 podczas zabiegu, aby utrzymaćSpO 2 ≥ 90%.
    3. Strategia przejścia dla pacjentów z nieinwazyjną wentylacją (NIV)
      1. Zdejmij maskę NIV i przełącz pacjenta na system HFNC tuż przed założeniem bronchoskopu. Ustaw przepływ gazu HFNC na ≥60 L/min z FiO2 na poziomie 1,0. Wykonuj aktywne ssanie dróg oddechowych podczas okresu bez maski, aby usunąć wydzieliny i zoptymalizować drożność dróg oddechowych.
      2. Uważnie monitoruj pacjenta pod kątem desaturacji podczas tymczasowego przejścia z NIV do HFNC. Jeśli SpO₂ spadnie poniżej 90% i pozostaje oporny na ssanie i maksymalne ustawienia HFNC, natychmiast przerwać zabieg bronchoskopii. Natychmiast ponownie założyć maskę NIV, aby przywrócić dodatnie ciśnienie, lub przeprowadzić do inwazyjnej intubacji tchawicowej, jeśli stan oddechowy pacjenta się pogorszy.
    4. Inwazyjna wentylacja mechaniczna (IMV)
      1. Ustaw objętość pływową na 6–8 mL/kg przewidywanej masy ciała, FiO₂ do 1,0, dodatnie ciśnienie końcowe wydechowe (PEEP) na 5–8 cmH₂O, a tempo oddechu na 12–16 oddechów na minutę. Wprowadź bronchoskop bezpośrednio przez ustabilizowaną rurkę tchawicową.
    5. Utrzymuj ciągłe monitorowanie parametrów życiowych po zakończeniu płukania oskrzelowo-pęcherzykowego (BAL). Dawkowanie tlenu dodatkowego, aby utrzymaćSpO 2 w zakresie od 92% do 96% (lub 88% do 92% u pacjentów z przewlekłą hiperkapnią).
    6. Przed ograniczeniem wsparcia tlenowego należy potwierdzić, że pacjent spełnia wszystkie następujące kryteria: całkowite wyjście z sedacji, przywrócenie ochronnych odruchów dróg oddechowych, stabilność hemodynamiczna oraz brak aktywnego krwawienia lub ciężkiego skurczu oskrzeli.
    7. W przypadku odstawiania HFNC najpierw obniż stężenie, a następnie przewij przepływ. Zmniejszaj FiO₂ w krokach od 5% do 10%, aż osiągnie ≤40%. Następnie zmniejszać przepływ w przyrostach od 5% do 10%. Całkowicie odstawić HFNC, gdy pacjent utrzymuje docelowy SpO₂ przy FiO₂ ≤ 35% i przepływie ≤ 20 L/min.
    8. W przypadku odstawiania od NIV upewnij się, że hipoksemia jest poprawna, a parametry życiowe stabilne, a następnie zastosuj jedną z dwóch metod:
      1. Zmniejszać ilość IPAP o 2–3 cmH₂O przy każdej korektie, obniżać PEEP do 4–5 cmH₂O i zmniejszać FiO₂ do ≤40%.
      2. W przypadku przerywanego odstawiania należy przejść na HFNC, aby ułatwić i stopniowo wydłużać czas spontanicznego oddychania. Natychmiast przywróć pełne wsparcie NIV, jeśli pacjent wykazuje tachypneę (>30 oddechów/min), tachykardię (>140 uderzeń/min), zmęczenie mięśni oddechowych, zmieniony stan umysłowy lub SpO₂ < 90%.
    9. W przypadku odstawiania IMV wykonaj spontaniczne próby oddechowe lub test nieszczelności mankietu. Do ekstubacji należy przejść dopiero po pomyślnym przejściu badania, wykazaniu odpowiedniej siły samoistnego kaszlu i minimalnych wydzielinach dróg oddechowych.
  5. Sedacja i znieczulenie
    1. Wstrzyknąć 15 ml lidokainy o stężeniu 2% do błony śluzowej nosa i gardła, podziel na 2–5 dawek.
    2. Wprowadź 10 ml lidokainy 2% w dawkach podzielonych przez kanał roboczy bronchoskopu. Stosuj te dawki krok po kroku, przesuwając bronchoskop do dróg oddechowych, aby pokryć błonę śluzową tchawicy, sierbicę i drzewo oskrzeli.
      UWAGA: Absolutna maksymalna bezpieczna dawka lidokainy miejscowej jest niepewna. Toksyczność zwykle występuje, gdy stężenie surowicy przekracza 5 μg/mL, ale subiektywne skutki uboczne mogą pojawić się przy niższych stężeniach. Dokładnie śledź całkowitą objętość podanego środka znieczulającego.
    3. Podawaj sedację ogólnoustrojową zgodnie z preferencjami pacjenta, poziomem lęku i oczekiwaną tolerancją procedur, aby zapewnić odpowiednią anestezjologię, zmaksymalizować komfort pacjenta i zmniejszyć kaszel. Podawaj midazolam 2–2,5 mg powolnym podaniu dożylnym lub zmniejszaj dawkę do 0,5–1 mg u pacjentów słabych lub starszych36.
    4. Monitorowanie SpO₂, EKG oraz nieinwazyjnego ciśnienia krwi (NIBP) jest wdrożone na stałe37.
      UWAGA: Sedacja systemowa znacząco zwiększa ryzyko refraktornej hipoksemii, zapadania dróg oddechowych oraz nagłej intubacji tchawicy. Uważnie obserwuj pacjenta przez cały czas trwania zabiegu.

2. Procedura BAL

UWAGA: Procedura pobierania BALF wykonuje ściśle zgodnie ze standardowymi protokołami i wytycznymi praktyki klinicznej.

  1. Wybór docelowego segmentu płuca (Rysunek 2)
    1. Przed zabiegiem przejrzyj najnowsze wysokorozdzielcze tomografię klatki piersiowej (HRCT) pacjenta, aby określić dokładny rozkład anatomiczny choroby płuc.
    2. Wybierz docelowy segment płuca dla BAL na podstawie konkretnego rozkładu choroby zidentyfikowanego na skali HRCT.
    3. Skieruj bronchoskop do wykonania płukania w najbardziej dotkniętym odcinku radiologicznym lub w tym, który wykazuje najszybszy postęp choroby miejscowej lub wyraźnie asymetrycznej.
    4. Skieruj bronchoskop do płukania prawego środkowego płata lub linguli lewego płata górnego w celu choroby rozproszonej lub symetrycznej, ponieważ te miejsca anatomiczne zazwyczaj zapewniają odpowiedni powrót płynu.
  2. Preławowanie i wyrzucanie próbek
    1. Wprowadzić 20–30 ml podgrzanej soli fizjologicznej przez bronchoskop do klinowego segmentu. Czekaj 20–30 sekund.
    2. Delikatne ssanie (podciśnienie 50–100 mmHg) należy zastosować delikatne zasysanie płynu. Pierwszy aliquot należy zebrać do pułapki i wyrzucić bez wysyłania do analizy, ponieważ może zawierać śluz i zanieczyszczenia oskrzeli.
  3. Procedura płukania głównego
    1. Mocno przyłącz sterylną strzykawkę zawierającą 0,9% soli fizjologicznej do działającego kanału bronchoskopu.
    2. Wstrzyknij 20 mL soli fizjologicznej przez kanał roboczy przez 3–5 sekund. Natychmiast zatrzymaj się na 5–10 sekund po wstrzyknięciu, pozwalając cieczy na pełne rozproszenie i osiadanie w dalszych przestrzeniach pęcherzyków włosowych pod wpływem grawitacji.
    3. Delikatnie zasysaj, aby odzyskać wściekły płyn do sterylnej pułapki zbiorczej. Utrzymuj ciśnienie ssące poniżej 100 mmHg, aby uniknąć poważnego zapadania się dróg oddechowych lub uszkodzenia błony śluzowej.
    4. Powtarzaj dokładnie sekwencję instylacji, pauzy i ssania, aż całkowita objętość infuzji wynosi od 100 do 150 mL, aby upewnić się, że próbka dolnych dróg oddechowych jest odpowiednia i reprezentatywna.
      UWAGA: Stale monitoruj parametry życiowe, nasycenie tlenem i komfort pacjenta przez cały czas trwania zabiegu. Natychmiast przerwać zabieg, jeśli wystąpi silny kaszel lub desaturacja, i wznowić go dopiero po ustabilizowaniu się pacjenta.
  4. Technika odzyskiwania płynów
    1. Używaj niskiego ciśnienia ssącego (≤100 mmHg), aby uniknąć zapadania się dróg oddechowych.
    2. Stosuj technikę "pulsacyjnego ssania" zamiast ciągłego ssania: przerywanie zamykaj i zwalniaj rurkę ssącą, aby powietrze się wymieszało, mobilizując płyn i zapobiegając zapadaniu się oskrzeli na luskosko.
    3. Celuj w pobranie co najmniej 40–60 mL BALF.
      UWAGA: Przerwać płukanie, jeśli u pacjenta pojawią się powikłania (np. skurcz oskrzeli, nieznośna hipoksemia), nawet jeśli pełna objętość nie zostanie odzyskana. Utrzymuj cały czas zabiegu instylacji i aspiracji BAL poniżej 2–3 minut, aby zminimalizować ryzyko hipoksji.
  5. Opieka po podlewaniu
    1. Po zakończeniu BAL ostrożnie wyjmij bronchoskop.
    2. Wysysać wszelkie pozostałe wydzieliny z centralnych dróg oddechowych.
      UWAGA: Kontynuuj wsparcie HFNC lub NIV, jeśli jest wykorzystywane, aż pacjent będzie stabilny w rekonwalescencji. Monitoruj pacjenta pod kątem powikłań pooperacyjnych, takich jak krwawienie lub odma opłucnowa.

3. Obsługa próbek i kontrola jakości

  1. Pomiary, transport i wstępna ocena BALF
    1. Zapisz objętość płynu zwróconego w porównaniu do objętości włożonej bezpośrednio podczas zabiegu.
    2. Oblicz procent odzysku według następującego wzoru:
      Procent odzyskania = (objętość odzyskana / objętość wszczepiona) × 100%
      UWAGA: Odzysk ≥30% jest zazwyczaj uważany za dobrą próbę BALF.
    3. Natychmiast zamroż zebrany BALF. Natychmiast przetransportuj BALF do laboratorium.
      UWAGA: Ludzkie próbki BALF mogą być zakaźne. Traktuj wszystkie próbki z odpowiednimi standardowymi środkami ostrożności.
    4. Obserwuj i rejestruj makroskopowy kolor oraz mętność próbki BALF przed przetworzeniem.
      UWAGA: Przezroczysty lub jasnożółty płyn bez widocznego mętności jest typowy dla stanów niezakaźnych. Mętny lub mleczny wygląd wiąże się z białkowaną pęcherzyka płucnego (PAP)38. Ropny płyn wskazuje na potencjalną infekcję bakteryjną. Płyn z zabarwieniem krwi wskazuje na potencjalne krwawienie lub rozlane krwotok pęcherzykowy39.
  2. Ocena żywotności komórek
    1. Rozcieńcz BALF do stężenia około 1 × 106 komórek /mL przy użyciu sterylnej soli fizjologicznej.
    2. Wymieszaj rozcieńczony BALF z błękitem trypanowym w proporcji objętościowej 1:1, aby uzyskać mieszaninę reakcji o pojemności 20 μL.
      UWAGA: Trypan Blue to toksyczny związek chemiczny i podejrzewany o działanie rakotwórczy.
    3. Inkubuj mieszaninę reakcji przez 3 minuty w temperaturze pokojowej (około 25 °C).
    4. Umieść mieszankę na hemocytometrze. Zbadaj komórki pod mikroskopem świetlnym o niskiej mocy.
    5. Policz co najmniej 200 komórek, aby systematycznie określić żywotność komórek.
      UWAGA: Komórki żywotne pozostają niezabarwione, przezroczyste i morfologicznie nienaruszone, podczas gdy komórki nieżywotne pobierają niebieski barwnik. Początkowa żywotność komórek na poziomie >90%–95% jest wymagana, aby zapewnić wiarygodne wyniki cytologiczne w dalszej fazie rozwoju.
  3. Rozkład aliquotów
    1. Podziel BALF na wyznaczone rurki do różnych analiz podczas operacji płukania.
    2. Oznaczenie Tube 1 jako "odrzucone" dla pierwszego zwróconego aliquotu.
    3. Wyznacz probówkę 2 do mikrobiologii i przydziel 10–20 mL BALF do analizy patogenu (np. mNGS).
      UWAGA: Rutynowe barwienie/hodowla Grama bakteryjnego, barwienie/hodowlę grzybową, rozmazywanie kwasowolnego byłka (AFB) oraz PCR wykonuj jednocześnie w praktyce klinicznej.
    4. Wyznacz Tubę 3 do cytologii i zarezerwuj co najmniej 10 mL na całkowitą i różnicową liczbę komórek.
    5. Oznaczenie Rurki 4 jako opcjonalnej rezerwy i przechowywanie pozostałych płynów (w 4 °C dla krótkotrwałych lub -80 °C dla dłuższych) do dodatkowych testów.
      UWAGA: Jeśli testy nie mogą rozpocząć się od razu, natychmiast zamroz próbkę mNGS w temperaturze -80 °C. Próbki cytologii procesowej świeże; jeśli przewiduje się opóźnienie, należy przechowywać próbkę w lodówce w 4 °C na maksymalnie 24 godziny, aby zachować morfologię komórek.

4. Laboratorium przetwarzania BALF

  1. Całkowita liczba komórek
    1. Odwróć rurkę, aby delikatnie wymieszać BALF i ponownie zawiesować komórki.
    2. Rozcieńcz BALF odpowiednią ilością bezpłodnej soli fizjologicznej, jeśli próbka zawiera makroskopowe korki śluzowe i zanieczyszczenia.
    3. Przed filtracją dokładnie zwilż sterylną gazę medyczną sterylną solą fizjologiczną. Przefiltruj rozcieńczoną próbkę przez dwie warstwy wcześniej zwilżonej sterylnej gazy medycznej.
    4. Zbierz filtrat do sterylnej probówki zbierającej. Policz całkowitą liczbę komórek jądrowych za pomocą analizatora hematologicznego.
      UWAGA: Niskie zanieczyszczenie komórek nabłonka (<5% komórek) oraz minimalny odsetek czerwonych krwinek (<10%) wskazują na wysokiej jakości próbkę pęcherzyka płucnego.
  2. Różnicowa liczba komórek
    1. Przelej 1 mL dobrze wymieszanej próbki BALF do mikrorurki o pojemności 1,5 mL. Wiruj mikrorurkę w stężeniu 211 × g przez 5 minut, aby skoncentrować komórki.
    2. Usuń supernatant, pozostawiając dokładnie 50–100 μL płynu w mikrorurce. Dokładnie ponownie zawiesij granulki komórkowe w pozostałym supernatancie.
    3. Pipeta 10–20 μL zawiesiny komorowej na powierzchnię czystej szklanej szkiełki, blisko matowej krawędzi.
    4. Trzymaj drugi czysty szklany preparat pod kątem 30–45° do pierwszego. Przepchnij drugi preparat do przodu, stosując delikatną technikę rozmazywania klina, aby uzyskać cienkie, jednolite rozmazanie komórek.
    5. Powtórz kroki 4.2.3 do 4.2.4, aby przygotować 2–3 identyczne slajdy.
    6. Pozwól rozmazanym szkiełkom całkowicie wyschnąć na powietrzu w temperaturze pokojowej.
    7. Bejcuj szkiełki metodą Wright-Giemsa.
    8. Obserwuj zabarwione preparaty pod mikroskopem świetlnym za pomocą wysokomocowego obiektywu immersyjnego oleju (powiększenie 1 000×).
    9. Zidentyfikuj i sklasyfikuj co najmniej 400 komórek, aby określić różnicową liczbę komórek.
      UWAGA: Utrzymywać próbki BALF o wysokim klinicznym podejrzeniu nowotworu w temperaturze 4 °C i przekazywać je do centralnego laboratorium patologicznego na standaryzowaną cytowirwirację w ciągu 2 godzin od pobrania próbki.
  3. Potok mNGS
    1. Inaktywuj próbkę płynu płukającego oskrzela (BALF), inkubując ją w temperaturze 65 °C przez 30 minut.
    2. Przelej 0,5 mL inaktywowanej próbki BALF do mikrowirówki o pojemności 1,5 mL zawierającej 1 g szklanych kulek o pojemności 0,5 mm.
    3. Przymocuj rurkę mikrowirówki do poziomej platformy na mieszaczu wirowym. Mieszaj mieszankę w 2 800–3 200 obr./min przez 30 minut, aby ułatwić mechaniczne uszkodzenie ściany komórkowej mikroorganizmów i późniejsze uwolnienie DNA.
    4. Krótko wiruj rurkę, aby osadzić kulki, i ostrożnie przelej 0,3 mL supernatantu do nowej rurki mikrowirówki o pojemności 1,5 mL.
    5. Całkowite kwasy nukleinowe należy wyodrębnić z supernatantu za pomocą zestawu do ekstrakcji DNA mikroobjętościowej, ściśle zgodnie z instrukcjami producenta.
    6. Zmierz stężenie wyodrębnionego DNA za pomocą fluorometru.
    7. [PUNKT PAUZY] Przechowuj wyodrębnione DNA w temperaturze -20 °C do krótkotrwałego użytku lub -80 °C do przechowywania długoterminowego, jeśli przygotowanie biblioteki nie zostanie wykonane natychmiast.
    8. Zbuduj biblioteki metagenomiczne z wyodrębnionego DNA, korzystając z zestawu do przygotowania biblioteki o ultra-niskim poziomie wejściowym.
    9. Inspekcja bibliotek zbudowanych, aby upewnić się, że fragmenty są odpowiednie i mają odpowiednią koncentrację.
    10. Sekwencjonowanie wykwalifikowanych bibliotek na platformie sekwencjonowania o wysokiej przepustowości.
  4. Analiza danych sekwencjonowania
    1. Eliminuj niskiej jakości odczyty i sekwencje adapterów z surowych danych sekwencjonowania za pomocą oprogramowania do przetwarzania sekwencji.
    2. Odrzucenie odczytuje o długości krócej niż 35 par baz (bp), o niskiej złożoności oraz o ocenie jakości Phreda (Q) poniżej 20.
    3. Dopasuj wysokiej jakości odczyty do ludzkiego genomu referencyjnego (wersja hg38) za pomocą algorytmu Burrows-Wheeler Alignment w celu identyfikacji sekwencji ludzkiego DNA.
    4. Usuń wyrównane sekwencje ludzkich gospodarzy, aby wyizolować dane sekwencjonowania nie-gospodarza.
    5. Porównaj pozostałe odczyty sekwencjonowania nie-gospodarza z bazą referencyjną klasyfikacji, aby uzyskać informacje o mikroorganizmach na poziomie gatunku. Skonstruuj bazę danych na podstawie opublikowanych baz danych genomu mikroorganizmów, takich jak baza sekwencji referencyjnych w National Center for Biotechnology Information (NCBI). Upewnij się, że zawiera on kompleksowe dane o patogenach (np. 25 863 patogeny, w tym 12 142 bakterie, 2 680 grzybów, 10 061 wirusów, 654 pasożyty, 206 mykobakterii i 120 mykoplazmów/chlamydii).
    6. Ustalić kontrolę negatywną ('Brak szablonu', NTC) i dodatnią, przetwarzając je poprzez identyczne procedury ekstrakcji, przygotowania biblioteki i analizy bioinformatycznej.
    7. Zbadaj ściśle mapowaną liczbę odczytów (SMRN) oraz pokrycie genomowe do oceny diagnostycznej.
      UWAGA: SMRN oznacza liczbę sekwencji precyzyjnie wyrównanych z mikroorganizmem na poziomie gatunkowym.
    8. Klasyfikuj wynik mNGS bakterialny, grzybiczy, mykoplazmowy lub chlamydii jako pozytywny, jeśli mikroorganizm nie został wykryty w NTC ORAZ jego pokrycie genomowe plasuje się w pierwszej dziesiątce wśród mikroorganizmów tego samego rodzaju, LUB jeśli stosunek SMRN_sample do SMRN_NTC wynosi > 10 (gdy SMRN_NTC ≠ 0).
    9. Potwierdź, że SMRN_sample spełnia następujące minimalne progi dla pozytywnego wyniku: ≥3 dla bakterii, grzybów, mykoplazm i chlamydii; ≥100 za pasożyty; oraz ≥1 w przypadku Mycobacterium tuberculosis.
    10. Klasyfikuj wynik wirusowego mNGS jako pozytywny, jeśli wirus nie zostanie wykryty w NTC, LUB jeśli stosunek SMRN_sample do SMRN_NTC wynosi >5 (gdy SMRN_NTC ≠ 0).
    11. Potwierdź, że SMRN_sample wirusów to ≥1.
    12. Sporządź listę kandydatów na patogeny wraz z ich liczbą odczytów lub względną częstością.
    13. Rejestruj wszelkie geny oporności na antybiotyki lub czynniki zjadliwości zidentyfikowane przez pipeline bioinformatyczne.
    14. Zdefiniuj istotny trafienie, łącząc liczbę odczytów, porównanie statystyczne z grupami kontrolnymi oraz istotność kliniczną.
    15. Oceń, czy każdy zidentyfikowany patogen może wyjaśnić sytuację kliniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując powyższy ustandaryzowany protokół, klinicyści mogą powtarzalnie pozyskiwać wysokiej jakości próbki BALF i wykorzystywać zarówno analizy komórkowe, jak i genomowe, aby odróżnić CTLI od jego naśladowców. Poniżej przedstawiamy reprezentatywny wynik naszej sprawy, aby zilustrować typowe ustalenia. Przedstawiono 68-letnią kobietę z źle zróżnicowanym rakiem płuc w IV stadium (pierwotny guz prawej części opłucnej) poddającą immunoterapię pembrolizumabem, aby zilustrować podejście BALF cytologii + mNGS (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W obecnej erze terapii nowotworów urazy narządów związane z leczeniem, takie jak te wywołane przez inhibitory punktów kontrolnych odporności (ICI), pozostają poważnym problemem klinicznym, który może ograniczać postęp leczenia lub nawet zagrażać życiu 3,4. Wśród immunologicznych działań niepożądanych (irAE) wywołanych przez ICI, zapalenie płuc zyskało znaczną uwagę jako główna przyczyna śmiertelności10, odpowiadając za 79% zgonów związanyc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że nie mają ze sobą rywalizujących interesów.

Deklaracja wsparcia AI:
Autorzy deklarują wykorzystanie technologii wspomaganych przez AI podczas przygotowywania tego manuskryptu. Konkretnie, Gemini od Google był wykorzystywany wyłącznie do dopracowywania języka angielskiego, poprawiania błędów gramatycznych oraz zapewnienia, że formatowanie strukturalne jest zgodne z wytycznymi czasopisma. Narzędzie AI nie było używane do generowania, analizy ani interpretacji wyników naukowych. Wszyscy autorzy dokładnie przeanalizowali wygenerowany tekst, dokonali niezbędnych poprawek i wzięli pełną odpowiedzialność za naukową dokładność i integralność ostatecznego manuskryptu.

Podziękowania

Prace te zostały wsparte przez Projekt Poprawy Potencjału Technologii Zdrowotnej Komisji Zdrowia Prowincji Jilin (Grant nr 2023JC007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2% lidokainyHunan KelunNie maZnieczulenie miejscowe na błonę śluzową dróg oddechowych.
Koraliki szklane 0,5 mmSigmaNie maWykorzystywane do mechanicznego rozbijania ścian komórkowych u mikroorganizmów.
Bronchoskop elektroniczny BF-260OlympusNie maBronchoskop służy do pobierania płynu płukającego płuka pęcherzyka pęcherzyka.
Układ Burrows-WheelerOpen Source0.7.17(RRID:SCR_010910)Algorytm mapowania sekwencji na ludzki genom.
Instrument do terapii tlenem o wysokim przepływieBMC MedicalNie maZapewnij odpowiedni przepływ, podgrzewany i nawilżony gaz oddechowy pacjentom z oddychaniem spontanicznym.
Mieszacz wirowyNaukowy   PrzemysłNie maPrzemysł naukowy
MidazolamJiangsu EnhuaNie maŚrodek uspokajający systemowy dla komfortu pacjenta.
Platforma Nextseq 550IlluminaNie maSekwencja genowa do sekwencjonowania genomu w BALF
QIAseq Ultralow Input Library KitTiangenNie maZestaw do budowy biblioteki metagenomicznej
Qubit 4.0Thermo Fisher ScientificNie maInstrument do wykrywania zawartości kwasów nukleinowych BALF
Zestaw DNA TIANamp Micro DP316TiangenNie maZestaw do ekstrakcji DNA do ekstrakcji całkowitych kwasów nukleinowych z BALF
Trypan BlueBiosharpNie maBarwnik stosowany do oceny żywotności komórek.
  Kąpiel wodnaJoanNie maStosowany do inaktywacji próbki BALF w temperaturze 65 °C.
Bejca Wright-GiemsaYuanmuNie maStosowane do różnicowego barwienia komórek.
Analizator hematologiczny XN-9000SysmexSN-13699Analizator hematologiczny do liczenia całkowitej liczby komórek jądrowych z próbki BALF

Bibliografia

  1. Li, Z., et al. Effects and potential mechanisms of the ultra-high dose rate radiotherapy on lung injury: a review. Radiat Oncol. 20 (1), 161(2025).
  2. Kormish, J., et al. Temporal and spatial patterns of inflammation and tissue injury in patients with postoperative respiratory failure after lung resection surgery: a nested case-control study. Int J Mol Sci. 24 (12), 10051(2023).
  3. Xie, X., et al. Fatal toxic effects related to EGFR tyrosine kinase inhibitors based on 53 cohorts with 9,569 participants. J Thorac Dis. 12 (8), 4057-4069 (2020).
  4. Hazama, K., et al. Disproportionality analysis of adverse events in advanced lung cancer treated with atezolizumab plus platinum-based combination chemotherapy. J Pharm Health Care Sci. , (2025).
  5. Iwasa, E., et al. Interstitial lung disease as an adverse drug reaction in Japan: exploration of regulatory actions as a basis for high reporting. Drug Saf. 43 (11), 1121-1131 (2020).
  6. Imran, S., et al. Immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis: acute lung injury with rapid progression and organising pneumonia with less severe clinical disease. Histopathology. 81 (6), 724-731 (2022).
  7. Zou, T., et al. A real-world disproportionality analysis of the US Food and Drug Administration adverse event reporting system events for durvalumab. BMC Pharmacol Toxicol. 25 (1), 97(2024).
  8. Naidoo, J., et al. Pneumonitis in patients treated with anti-programmed death-1/programmed death ligand 1 therapy. J Clin Oncol. 35 (7), 709-717 (2017).
  9. Suresh, K., et al. Pneumonitis in non-small cell lung cancer patients receiving immune checkpoint immunotherapy: incidence and risk factors. J Thorac Oncol. 13 (12), 1930-1939 (2018).
  10. Wang, D. Y., et al. Fatal toxic effects associated with immune checkpoint inhibitors: a systematic review and meta-analysis. JAMA Oncol. 4 (12), 1721-1728 (2018).
  11. Hou, Z., et al. Pirfenidone for grade 2 and grade 3 radiation-induced lung injury: a multicentre, open-label, randomised, phase 2 trial. Lancet Oncol. 26 (12), 1552-1562 (2025).
  12. Huang, A., et al. Radiographic features and prognosis of early- and late-onset non-small cell lung cancer immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis. BMC Cancer. 21 (1), 634(2021).
  13. Shroff, G. S., et al. Drug-induced lung disease in the oncology patient: from cytotoxic agents to immunotherapy. Clin Chest Med. 45 (2), 325-337 (2024).
  14. Kuhlman, J. E. The role of chest computed tomography in the diagnosis of drug-related reactions. J Thorac Imaging. 6 (1), 52-61 (1991).
  15. Nissen, A., et al. Advances in noninvasive imaging for detecting radiation-induced lung injury (RILI). Int J Radiat Biol. , 1-13 (2025).
  16. Gosangi, B., et al. Imaging features of toxicities associated with immune checkpoint inhibitors. Eur J Radiol Open. 9, 100434(2022).
  17. Teng, P., et al. Severe community-acquired pneumonia with disseminated infection caused by highly virulent Pseudomonas aeruginosa: successful treatment of a case. J Inflamm Res. 18, 12817-12824 (2025).
  18. Wang, C. C., et al. Acute fibrinous and organizing pneumonia presents as right lung upper lobe cavitary lesion: case report and literature review. Medicine (Baltimore). 104 (39), e44915(2025).
  19. Li, Q., et al. Psittacosis chlamydia pneumonia complicated with organizing pneumonia: a case report and literature review. Front Med (Lausanne). 12, 1670456(2025).
  20. Lin, X., et al. Expert consensus on cancer treatment-related lung injury. J Thorac Dis. 17 (4), 1844-1875 (2025).
  21. Zhang, Y., Shen, W. X., Li, P., Chen, M. B., Zhou, L. N. Serum interleukin levels predict occurrence of acute radiation pneumonitis and overall survival in thoracic tumours. Clin Invest Med. 48 (1), 29-38 (2025).
  22. Loy-Caraos, G., et al. PNA-FISH-based chromosome aberration frequency and serum IL-6 as predictive biomarkers for radiation therapy-induced pneumonitis in lung cancer patients. Radiat Res. 204 (2), 127-142 (2025).
  23. Zhang, X., et al. Integrated omics characterization reveals reduced cancer indicators and elevated inflammatory factors after thermal ablation in non-small cell lung cancer patients. Respir Res. 25 (1), 309(2024).
  24. Luo, T., et al. Preclinical models of immune checkpoint inhibitors-related interstitial pneumonia for anti-PD1 tumor immunotherapy. Immunobiology. 230 (2), 152884(2025).
  25. Xiao, L., et al. Early prediction of radiation pneumonitis in patients with lung cancer treated with immunotherapy through monitoring of plasma chemokines. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 122 (5), 1238-1247 (2025).
  26. Lin, X., et al. Comprehensive analysis of the immune microenvironment in checkpoint inhibitor pneumonitis. Front Immunol. 12, 818492(2021).
  27. Suresh, K., et al. The alveolar immune cell landscape is dysregulated in checkpoint inhibitor pneumonitis. J Clin Invest. 129 (10), 4305-4315 (2019).
  28. Strippoli, S., et al. Cellular analysis of bronchoalveolar lavage fluid to narrow differential diagnosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in metastatic melanoma. J Transl Med. 18 (1), 473(2020).
  29. Johkoh, T., et al. Chest CT diagnosis and clinical management of drug-related pneumonitis in patients receiving molecular targeting agents and immune checkpoint inhibitors: a position paper from the Fleischner Society. Chest. 159 (3), 1107-1125 (2021).
  30. Davidson, K. R., Ha, D. M., Schwarz, M. I., Chan, E. D. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic procedure: a review of known cellular and molecular findings in various lung diseases. J Thorac Dis. 12 (9), 4991-5019 (2020).
  31. Ungvári, T., et al. The possible role of some laboratory parameters in predicting radiation-induced lung injury after breast cancer treatment. Orv Hetil. 166 (29), 1153-1159 (2025).
  32. Park, S. H., et al. Predictive factors for severe radiation-induced lung injury in patients with lung cancer and coexisting interstitial lung disease. Radiother Oncol. 192, 110053(2024).
  33. Lin, X., et al. Peripheral blood biomarkers for early diagnosis, severity, and prognosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in patients with lung cancer. Front Oncol. 11, 698832(2021).
  34. Arora, S., Walker, S. M., Cummings, K. W., Hammer, M. M. Pneumonia in immunocompromised patients. Radiographics. 45 (12), e250021(2025).
  35. Domagala-Kulawik, J. The relevance of bronchoalveolar lavage fluid analysis for lung cancer patients. Expert Rev Respir Med. 14 (3), 329-337 (2020).
  36. Du Rand, I. A., et al. British Thoracic Society guideline for diagnostic flexible bronchoscopy in adults: accredited by NICE. Thorax. 68, Suppl 1. i1-i44 (2013).
  37. Wahidi, M. M., et al. American College of Chest Physicians consensus statement on the use of topical anesthesia, analgesia, and sedation during flexible bronchoscopy in adult patients. Chest. 140 (5), 1342-1350 (2011).
  38. Jouneau, S., Ménard, C., Lederlin, M. Pulmonary alveolar proteinosis. Respirology. 25 (8), 816-826 (2020).
  39. Maldonado, F., Parambil, J. G., Yi, E. S., Decker, P. A., Ryu, J. H. Haemosiderin-laden macrophages in the bronchoalveolar lavage fluid of patients with diffuse alveolar damage. Eur Respir J. 33 (6), 1361-1366 (2009).
  40. Olsen, H. H., Grunewald, J., Tornling, G., Sköld, C. M., Eklund, A. Bronchoalveolar lavage results are independent of season, age, gender and collection site. PLoS One. 7 (8), e43644(2012).
  41. Meyer, K. C., et al. An official American Thoracic Society clinical practice guideline: the clinical utility of bronchoalveolar lavage cellular analysis in interstitial lung disease. Am J Respir Crit Care Med. 185 (9), 1004-1014 (2012).
  42. Whitley, R. J., Roizman, B. Herpes simplex virus infections. Lancet. 357 (9267), 1513-1518 (2001).
  43. Li, H., et al. Prediction of primary biliary cholangitis among health check-up population with anti-mitochondrial M2 antibody positive. Clin Mol Hepatol. 31 (2), 474-488 (2025).
  44. Wakabayashi, S. I., et al. Emergence of anti-mitochondrial M2 antibody in patient with angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Clin J Gastroenterol. 11 (4), 302-308 (2018).
  45. Madrid, F. F., et al. Autoantibodies in breast cancer sera are not epiphenomena and may participate in carcinogenesis. BMC Cancer. 15, 407(2015).
  46. Nisihara, R., et al. Anti-nuclear antibodies in patients with breast cancer. Clin Exp Immunol. 193 (2), 178-182 (2018).
  47. Mohammed, M. E., Abdelhafiz, K. Autoantibodies in the sera of breast cancer patients: antinuclear and anti-double stranded DNA antibodies as example. J Cancer Res Ther. 11 (2), 341-344 (2015).
  48. Khan, M. B., Kaur, A., Ali, A., Boris, A., Spitalewitz, S. Complete resolution of paraneoplastic membranous nephropathy following curative therapy of triple-negative breast cancer. Cureus. 13 (9), e18125(2021).
  49. Sun, X., et al. Immune-related adverse events associated with programmed cell death protein-1 and programmed cell death ligand 1 inhibitors for non-small cell lung cancer: a PRISMA systematic review and meta-analysis. BMC Cancer. 19 (1), 558(2019).
  50. Miao, Q., et al. Microbiological diagnostic performance of metagenomic next-generation sequencing when applied to clinical practice. Clin Infect Dis. 67, Suppl 2. S231-S240 (2018).
  51. Chen, J., et al. Metagenomic next-generation sequencing for concurrent diagnosis of infections and malignancies in patients with lung lesions: a single-center prospective study. Sci Rep. 15 (1), 33721(2025).
  52. Liang, W., et al. Diagnostic strategy of metagenomic next-generation sequencing for gram negative bacteria in respiratory infections. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 23 (1), 10(2024).
  53. Hauser, S., et al. A metagenomics method for the quantitative detection of bacterial pathogens causing hospital-associated and ventilator-associated pneumonia. Microbiol Spectr. 11 (6), e0129423(2023).
  54. Li, H., et al. Detection of pulmonary infectious pathogens from lung biopsy tissues by metagenomic next-generation sequencing. Front Cell Infect Microbiol. 8, 205(2018).
  55. Liu, H., Zhang, Y., Yang, J., Liu, Y., Chen, J. Application of mNGS in the etiological analysis of lower respiratory tract infections and the prediction of drug resistance. Microbiol Spectr. 10 (1), e0250221(2022).
  56. Dickson, R. P., Erb-Downward, J. R., Martinez, F. J., Huffnagle, G. B. The microbiome and the respiratory tract. Annu Rev Physiol. 78, 481-504 (2016).
  57. Huang, M. Q., Zheng, T. T., Wang, X. R., Xiang, F. The clinical value of metagenomic next-generation sequencing in Pneumocystis jirovecii pneumonia. Infect Drug Resist. 17, 69-80 (2024).
  58. Li, Y., et al. Optimization of decision thresholds for Mycobacterium tuberculosis can effectively improve the performance of mNGS in tuberculosis diagnosis. Front Cell Infect Microbiol. 15, 1646194(2025).
  59. Mei, J., et al. Diagnostic role of mNGS in polymicrobial periprosthetic joint infection. J Clin Med. 12 (5), (2023).
  60. Wang, J., Han, Y., Feng, J. Metagenomic next-generation sequencing for mixed pulmonary infection diagnosis. BMC Pulm Med. 19 (1), 252(2019).
  61. Qiang, P., et al. A new era in lower respiratory tract infections management: synergy between mNGS and CMTs in patients with hematological disorders. Diagn Microbiol Infect Dis. 114 (2), 117158(2026).
  62. Duan, J., et al. Metagenomic analysis identifying a polymicrobial pulmonary infection in a non-HIV immunocompromised patient: a case report. BMC Pulm Med. 25 (1), 12(2025).
  63. Qin, Z., et al. Metagenomic next-generation sequencing contributes to the diagnosis of mixed pulmonary infection: a case report. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 21 (1), 52(2022).
  64. Deng, Z., et al. BALF metagenomic next-generation sequencing analysis in hematological malignancy patients with suspected pulmonary infection: clinical significance of negative results. Front Med (Lausanne). 10, 1195629(2023).
  65. Zhang, P., et al. Metagenomic next-generation sequencing for the clinical diagnosis and prognosis of acute respiratory distress syndrome caused by severe pneumonia: a retrospective study. PeerJ. 8, e9623(2020).
  66. Chiu, C. Y., Miller, S. A. Clinical metagenomics. Nat Rev Genet. 20 (6), 341-355 (2019).
  67. Hasan, M. R., et al. Depletion of human DNA in spiked clinical specimens for improvement of sensitivity of pathogen detection by next-generation sequencing. J Clin Microbiol. 54 (4), 919-927 (2016).
  68. Miller, S., et al. Laboratory validation of a clinical metagenomic sequencing assay for pathogen detection in cerebrospinal fluid. Genome Res. 29 (5), 831-842 (2019).
  69. Zinter, M. S., et al. Pulmonary metagenomic sequencing suggests missed infections in immunocompromised children. Clin Infect Dis. 68 (11), 1847-1855 (2019).
  70. Rodino, K. G., Simner, P. J. Status check: next-generation sequencing for infectious-disease diagnostics. J Clin Invest. 134 (4), (2024).
  71. Simner, P. J., Miller, S., Carroll, K. C. Understanding the promises and hurdles of metagenomic next-generation sequencing as a diagnostic tool for infectious diseases. Clin Infect Dis. 66 (5), 778-788 (2018).
  72. Li, S., et al. One-step diagnosis of infection and lung cancer using metagenomic sequencing. Respir Res. 26 (1), 48(2025).
  73. Liu, B., et al. Onco-mNGS facilitates rapid and precise identification of the etiology of fever of unknown origin: a single-centre prospective study in North China. BMC Infect Dis. 24 (1), 1475(2024).
  74. Gu, W., et al. Detection of cryptogenic malignancies from metagenomic whole genome sequencing of body fluids. Genome Med. 13 (1), 98(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Diagnostyka uszkodzeń płucuszkodzenia płuc w przebiegu leczenia nowotworówpłukanie oskrzelkowo-pęcherzykoweanaliza cytologicznaprogresja nowotworuwykrywanie patogenówzakażenia płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.