Name: Metoda ELIME (Enzyme Linked Immuno Magnetic Electrochemical) do wykrywania mikotoksyn (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-10-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 11 s
Description: Poznaj metodę ELIME do wykrywania trichotecenów w próbkach żywności. Ta technika łączy immunochemiczne podejście konkurencyjne z elektrochemiczną detekcją enzymatyczną, zapewniając wysoką czułość i specyficzność analizy mikotoksyn.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Nancy Downer oraz wszystkim członkom laboratorium Chemii Analitycznej Uniwersytetu „Tor Vergata” w Rzymie za współpracę i wsparcie logistyczne. Praca ta była finansowana ze środków projektu UE „BioCop”.

1) Blokowanie powlekanych kulek magnetycznych:
W celu zablokowania powlekanych kulek magnetycznych należy postąpić w następujący sposób:
<ol>
 <li>Przygotować zestaw probówek Eppendorfa o pojemności 2 ml;</li>
 <li>Zhomogenizować (poprzez wstrząsanie, nie wirowanie w vorteksie) powlekane kulki magnetyczne (przygotowanie powlekanych kulek magnetycznych opisano w aneksie), używając rotacyjnego mieszadła do próbek;</li>
 <li>Bezpośrednio po homogenizacji odpipetować 10 μl powlekanych kulek magnetycznych do każdej z osobnych probówek Eppendorfa;</li>
 <li>Do każdej probówki Eppendorfa z zestawu dodać 1 ml roztworu blokującego z odtłuszczonego mleka;</li>
 <li>Inkubować kulki magnetyczne przez 30 min w temperaturze pokojowej na rotacyjnym mieszadle do próbek;</li>
 <li>Usunąć roztwór blokujący: w tym celu umieścić probówkę w koncentratorze cząstek magnetycznych z włączonym magnesem na 2 min (kulki magnetyczne powinny przywrzeć do bocznej ścianki probówki); ostrożnie odpipetować nadsącz, nie naruszając kulek;</li>
 <li>Do każdej probówki dodać 1 ml buforu PBS + NaN3 + BSA jako roztwór do przechowywania;</li>
 <li>Przechowywać powlekane i zablokowane kulki magnetyczne w temperaturze 4°C (należy pamiętać, że powlekane kulki magnetyczne są stabilne przez co najmniej 2 miesiące w 4°C);</li>
</ol>
2) Łańcuch immunologiczny na kulkach magnetycznych do konstrukcji krzywej kalibracyjnej i analizy próbek
Postępuj zgodnie z poniższymi instrukcjami, aby przygotować kuleczki magnetyczne do pomiaru:
<ol>
 <li>Pobrać jedną probówkę Eppendorf (2 ml) z roztworem powlekającym i blokującym dla każdego ekstraktu z próbki przeznaczonego do analizy;</li>
 <li>Pobrać dodatkową probówkę Eppendorf dla każdego roboczego roztworu kalibracyjnego;</li>
 <li>Przed użyciem homogenizować kuleczki magnetyczne przez 2 min za pomocą rotacyjnego mieszadła do próbek;</li>
 <li>Usunąć ciecz konserwującą, używając koncentratora cząstek magnetycznych;</li>
 <li>Przemyć kuleczki magnetyczne trzykrotnie roztworem piorącym PBS/BSA. Usunąć ciecz piorącą;</li>
 <li>Etap konkurencji: Do każdej probówki zawierającej przemyte kuleczki magnetyczne dodać 200μl przygotowanego ekstraktu z próbki; użyć jednej probówki z kuleczkami magnetycznymi dla każdej próbki. Powtórzyć tę samą procedurę dla każdego roztworu standardu. Do każdej probówki z kuleczkami magnetycznymi dodać 200 μl roztworu przeciwciał monoklonalnych. Inkubować kuleczki magnetyczne przez pół godziny na rotacyjnym mieszadle do próbek w temperaturze pokojowej;</li>
 <li>Usunąć z probówek Eppendorf roztwór użyty na etapie konkurencji;</li>
 <li>Etap znakowania: Do każdej probówki Eppendorf z kuleczkami magnetycznymi dodać 400μl znakowanych przeciwciał wtórnych. Inkubować kuleczki magnetyczne przez pół godziny na rotacyjnym mieszadle do próbek w temperaturze pokojowej;</li>
 <li>Usunąć roztwór znakujący z probówek Eppendorf;</li>
 <li>Przemyć kuleczki magnetyczne trzykrotnie roztworem piorącym PBS/TWEEN® 20. Usunąć ciecz;</li>
 <li>Każdą porcję kuleczek magnetycznych resuspendować w 100μl buforu DEA. Kuleczki magnetyczne są teraz gotowe do etapu pomiaru elektrochemicznego;</li>
</ol>
3) Montaż urządzenia PalmSens z opcjami multipleksora (Mux)
Uwaga: produkt enzymatycznej hydrolizy substratu zanieczyszcza powierzchnię elektrody; z tego powodu do każdego pomiaru niezbędna jest nowa elektroda.
<ol>
 <li>Podłącz laptop z komputerem PC do urządzenia PalmSens za pomocą kabla szeregowego; </li>
 <li>Podłącz wtyczkę 9-DIN multipleksera CH8 do urządzenia PalmSens.</li>
 <li>Podłącz kabel szeregowy styku elektrycznego ośkanałowego multipleksera do multipleksera CH8;</li>
 <li>Umieść pasek z elektrodami na bloku ośmiu magnesów. Należy zadbać o to, aby każdy magnes znajdował się pod każdą z elektrod roboczych (należy pamiętać, że zastosowanie pojedynczego magnesu dla każdej elektrody jest niezbędne, w przeciwnym razie cząsteczki magnetyczne nie zostaną skoncentrowane w obszarze elektrody roboczej);</li>
 <li>Wepnij pasek z elektrodami do styku elektrycznego ośkanałowego multipleksera;</li>
</ol>
Do pomiaru DPV należy wprowadzić następujące parametry w odpowiednie pola: 
 E begin: 0 (V); E end: 0,6 (V); E step: 0,016 (V); E pulse: 0,0339 (V); E conditioning: 0 (V); E deposition: 0 (V); Szybkość skanowania: 0,1 (V/s); T pulse: 0,06 (s); T conditioning: 0 (s); T deposition: 0 (s); T equilibration: 8 (s).
4) Reakcja enzymatyczna i pomiar elektrochemiczny
<ol>
 <li>Zhomogenizuj każdą probówkę Eppendorf zawierającą kuleczki magnetyczne przygotowane do etapu pomiaru elektrochemicznego, delikatnie nimi potrząsając, aby uzyskać dobrze zdyspergowaną zawiesinę kuleczek magnetycznych;</li>
 <li>Bezpośrednio po homogenizacji pipetuj z każdej probówki Eppendorf alikwot 20 μl dyspersji kuleczek magnetycznych na powierzchnię odpowiadającej im elektrody roboczej. Dla każdej elektrody jednego paska należy użyć 20 μl kuleczek magnetycznych pobranych z różnych probówek Eppendorf (np. dla ośmiu elektrod użyj ośmiu różnych probówek Eppendorf);</li>
 <li>Dodaj 80 μl roztworu substratu enzymatycznego na pierwszą elektrodę. Uruchom odliczanie 2 min. Po 14 s dodaj 80 μl roztworu substratu enzymatycznego na drugą elektrodę. Po kolejnych 14 s dodaj 80 μl roztworu substratu enzymatycznego na trzecią elektrodę. Postępuj w tych samych odstępach czasu (14 sekund) aż do ostatniej elektrody (oznacza to: nakładaj każdy alikwot substratu w odstępach 14 s). Odstęp czasu 14 s jest obliczony jako czas potrzebny potencjostatowi na wykonanie pomiaru; należy zauważyć, że roztwór 80 μl na każdym sensorze powinien pokrywać elektrodę roboczą, odniesienia i przeciwelektrodę. Co więcej, roztwory dla każdego sensora nie powinny stykać się z roztworami sąsiednich elektrod.</li>
 <li>Po upływie 2 min od pierwszej aplikacji roztworu substratu enzymatycznego rozpoczęcie pomiaru elektrochemicznego;</li>
 <li>Użyj oprogramowania PalmSens Lite, aby uzyskać wartości pików prądu (μA) dla każdego roztworu.</li>
</ol>
5) Obliczenia
Utwórz krzywą kalibracyjną przy użyciu równania logistycznego czterech parametrów i oblicz stężenie całkowitej ilości toksyny HT-2/T-2 w nanogramach na mililitr dla każdej probówki Eppendorf zawierającej nieznaną próbkę.
Dane eksperymentalne, przedstawiające wysokość piku (μA) w funkcji stężenia kalibratorów (ng/ml), muszą zostać dopasowane przy użyciu nieliniowego równania logistycznego czterech parametrów (4-PL) zgodnie z wykresem (1) (przy użyciu programu Sigma Plot 8.0 lub Kaleidagraph). Nieliniowy model 4-PL jest zazwyczaj stosowany do opisu testów wiązania ligandów (LBA) 6.
<img src="/files/ftp_upload/1588/1588eq1.jpg" alt="Równanie wzrostu logistycznego, $ y = \frac{a}{1+\left(\frac{x}{x_{0}}\right)^{b}} + y_{0} $, wzór matematyczny." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 1">(1) 
 a, b, x0, y0 to parametry logistyczne wyznaczone przez program dopasowania krzywych Sigma Plot. 
 Należy użyć rozwiniętego wzoru, aby obliczyć całkowitą zawartość toksyny HT-2/T-2 w rozcieńczonym roztworze ekstraktu z próbki 
 <img src="/files/ftp_upload/1588/1588eq2.jpg" alt="Wzór matematyczny dla równowagi statycznej; przekształcenie logarytmiczne; schemat koncepcji fizycznej." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Equation 2">(2) 
 x to stężenie masowe całkowitej ilości toksyn HT-2/T-2 w rozcieńczonym roztworze ekstraktu, obliczone z czteroparametrowego równania logistycznego w nanogramach na mililitr (ng/ml) 
 y to wartość prądu w μA uzyskana dla nieznanej próbki
 Dodatek
 6) Powlekane kulki magnetyczne
 W celu przygotowania powlekanych kulek magnetycznych należy postępować zgodnie z poniższymi instrukcjami:
 Procedura płukania
<ol>
 <li>Ujednolicić zawiesinę aktywowanych tosylanem kulek Dynabeads® M-280 (roztwór stokowy 2 x 109 beads/ml) poprzez wstrząsanie i mieszanie w wortexie (maksymalna prędkość) przez 1 min (unikając pienienia) (należy pamiętać, że stężenie kulek magnetycznych musi być zawsze takie samo, aby zapewnić powtarzalność pomiaru);</li>
 <li>Niezwłocznie przenieść pipetą 1 ml powyższych ujednoliconych kulek do probówki Eppendorfa o pojemności 2 ml;</li>
 <li>Umieścić probówkę w koncentratorze cząstek magnetycznych z włączonym magnesem na 2 min (do momentu, aż kulki magnetyczne przykleją się do bocznej ścianki probówki);</li>
 <li>Ostrożnie odpipetować nadsącz, nie naruszając osadu kulek;</li>
 <li>Wyjąć probówkę Eppendorfa z koncentratora cząstek magnetycznych i resuspender kulki w 1 ml 0.1 M buforu boranowego pH 9.5. Mieszać delikatnie przez 2 min w rotacyjnym mieszalniku do próbek;</li>
<li>Odpipetować nadsącz;</li>
<li>Przenieść pipetą 1 ml roztworu buforu boranowego do probówki Eppendorfa. Kulki magnetyczne są teraz gotowe do etapu powlekania;</li>
</ol>
Procedura powlekania
<ol start="8">
<li>Do 1 ml kuleczek magnetycznych dodać 600 ml roztworu zapasowego HT-2 sprzężonego z KLH (hemocyjaniną z małża Keyhole Limpet) (końcowe stężenie HT-2-KLH wynoszące 375 mg/ml); inkubować kuleczki magnetyczne i roztwór HT-2-KLH przez 20h w 37°C* przy powolnym obrocie kątowym na mieszalniku rotacyjnym;</li>
<li>Po inkubacji umieścić probówkę w koncentratorze cząstek magnetycznych i odpipetować nadsącz; 
 Przemyć powlekane kuleczki dwukrotnie 1 ml roztworu buforowego PBS/BSA. Po każdym przemyciu usunąć roztwór PBS/BSA. Wszystkie etapy przemywania przeprowadzano, umieszczając kuleczki magnetyczne i PBS/BSA na mieszalniku rotacyjnym przez 5 min;</li>
<li>Przemyć kuleczki magnetyczne raz, używając 1 ml roztworu buforowego TRIS/BSA. Usunąć roztwór TRIS/BSA. Ten etap przeprowadzać, umieszczając kuleczki magnetyczne i bufor TRIS/BSA na mieszalniku rotacyjnym przez 4 h w 37°C*;</li>
<li>Przemyć kuleczki magnetyczne raz, używając 1ml świeżego (przechowywanego w lodówce w 4°C) roztworu buforowego PBS/BSA. Usunąć roztwór PBS/BSA. Ten etap przeprowadzać, umieszczając kuleczki magnetyczne i bufor PBS/BSA na mieszalniku rotacyjnym przez 5min w temperaturze pokojowej;</li>
<li>Po etapie przemywania usunąć cały płyn do przemywania i dodać 1 ml buforu PBS + NaN3 + BSA jako płyn do przechowywania;</li>
<li>Przechowywać powlekane kuleczki magnetyczne w 4°C (należy pamiętać, że powlekane kuleczki magnetyczne są stabilne przez co najmniej 2 miesiące w 4°C);</li>
</ol>
*W tym celu mieszadło umieszcza się w inkubatorze wyposażonym w otwór umożliwiający wprowadzenie kabla zasilającego. Alternatywnie mieszadło można umieścić w pomieszczeniu z termostatem w temperaturze 37°C.
7) Przygotowanie i ekstrakcja próbek
25 g drobno zmielonej próbki (jedzenia dla niemowląt lub płatków śniadaniowych) odważone są do kielicha blendera i ekstrahowane 100 ml roztworu acetonitrylu/wody (86/14) przez 3 min w blenderze wysokoobrotowym. Po wirowaniu przy 4000 rpm (3000 g) przez 5 min pobrano 8 ml supernatantu i oczyszczono go za pomocą kolumny Mycosep, a następnie 4 ml oczyszczonego ekstraktu wysuszono w strumieniu azotu. Wysuszone próbki można przechowywać w temperaturze -30 °C do kilku miesięcy.
8) Rekonstytucja próbki
Płatki śniadaniowe
Zrekonstytuuj wysuszony ekstrakt z płatków śniadaniowych (produktu zbożowego przeznaczonego do spożycia przez dorosłych), dodając 40 ml PBS pH 7.4. W ten sposób próbka o stężeniu toksyny równym domniemanemu limitowi prawnemu (200 ng/g) wygeneruje w etapie pomiaru sygnał mieszczący się w środku zakresu roboczego.
Jedzenie dla niemowląt
Zrekonstytuuj wysuszony ekstrakt z jedzenia dla niemowląt (produkt zbożowy przeznaczony do spożycia przez niemowlęta), dodając 4 ml PBS. W ten sposób próbka o stężeniu toksyn równym przypuszczalnemu limitowi prawnemu (20-25 ng/g) wygeneruje w kroku pomiarowym sygnał wypadający w środku zakresu roboczego.

<ol><li>Koch, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State+of+the+art+of+trichothecenes+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol.+Letters%22%5BJournal%5D)">State of the art of trichothecenes analysis.</a> Toxicol. Letters. 153, 109-112 (2004).</li>
<li>Krska, R., Baumgartner, S., Josephs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((State+of+the+art+in+the+analysis+of+type-A+and-B+trichothecene+mycotoxins+in+cereals%5BTitle%5D)+AND+%22Fresenius+J.+Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">State of the art in the analysis of type-A and-B trichothecene mycotoxins in cereals.</a> Fresenius J. Anal. Chem. 371, 285-299 (2001).</li>
<li>Morozova, T. Y., Morozov, V. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+differentiation+in+recognition+of+cross-reactive+antigens+by+magnetic+beads%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Force differentiation in recognition of cross-reactive antigens by magnetic beads.</a> Anal. Biochem. , 263-271 (2008).</li>
<li>FAO Food and Nutrition Paper 74. JOINT FAO/WHO EXPERT COMMITTEE ON FOOD ADDITIVES Fifty-sixth meeting. 2001 Feb 6-15, Geneva, , Food & Agricultural Organization of the United Nations. 115 (2001).</li>
<li>Piermarini, S., Volpe, G., Ricci, F., Micheli, L., Moscone, D., Palleschi, G., Fuhrer, M., Krska, R., Baumgartner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Screening+Electrochemical+Methods+for+Aflatoxin+B1+and+Type-A+Trichothecenes%3A+a+preliminary+study%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Lett%22%5BJournal%5D)">Rapid Screening Electrochemical Methods for Aflatoxin B1 and Type-A Trichothecenes: a preliminary study.</a> Anal. Lett. 40, 1333-1346 (2007).</li>
<li>Findlay, J. W. A., Dillard, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Appropriate+calibration+curve+fitting+in+ligand+binding+assays%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+J%22%5BJournal%5D)">Appropriate calibration curve fitting in ligand binding assays.</a> AAPS J. 9 (2), E260-E267 (2007).</li>
<li>Ricci, F., Volpe, G., Micheli, l, Palleschi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+novel+developments+and+applications+of+immunosensors+in+food+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chim.+Acta%22%5BJournal%5D)">A review on novel developments and applications of immunosensors in food analysis.</a> Anal. Chim. Acta. 605 (2), 111-129 (2007).</li>
</ol>

Wykorzystanie przeciwciał jako biomolekularnych sond rozpoznających znalazło szerokie zastosowanie w technologiach sensorycznych; immunochemiczne metodologie detekcji, takie jak ELISAs i MEIAs, są obecnie jednymi z najczęściej używanych i stosowanych platform w wielu laboratoriach7.
Choć podejścia te charakteryzują się wyjątkową czułością i swoistością, głównym celem wielu grup badawczych w ostatnich latach była poprawa i optymalizacja ich wydajności.
W...

<table><tbody><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Wodorofosforan potasu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Wodorofosforan sodu dwuwodny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3264</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3014</td><td></td></tr><tr><td>MgCl₂&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; bezwodny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>DEA (99,5%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31589</td><td></td></tr><tr><td>HCl 37%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320331</td><td></td></tr><tr><td>H&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;BO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B6768</td><td></td></tr><tr><td>Tris[hydroksymetylo]-aminometan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>252859</td><td></td></tr><tr><td>BSA (albumina surowicy wołowej)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4503</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881</td><td></td></tr><tr><td>TWEEN 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9416</td><td></td></tr><tr><td>NaN&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Aldrich</td><td>71290</td><td></td></tr><tr><td>Sól disodowa 1-naftylofosforanu</td><td>Fluka</td><td>N7255</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór blokujący z mleka odtłuszczonego – odtłuszczone mleko w proszku</td><td>Bio-Rad</td><td>170-6404</td><td></td></tr><tr><td>HT-2 sprzężony z KLH (hemocyjaniną z małża Keyhole Limpet), roztwór macierzysty (1 mg/ml w PBS):</td><td>Biopure</td><td>004050</td><td>Koniugat HT-2-KLH otrzymano metodą CDI, w której wolne grupy OH w pozycjach 3 i 4 toksyny HT-2 zostały aktywowane za pomocą N,N&amp;#39;-karbonyldiimidazol (CDI), a aktywowaną toksynę HT-2 pozostawiono do reakcji z grupami aminowymi białka (KLH) w celu wytworzenia stabilnego wiązania karbaminianowego.</td></tr><tr><td>Przeciwciało wtórne znakowane: przeciwciało przeciwko mysiej IgG (H+L) pochodzące z konia, koniugowane z fosfatazą alkaliczną, stężenie 1 mg/ml.</td><td>Vector Laboratories</td><td>AP-2000</td><td></td></tr><tr><td>Toksyna HT-2</td><td>Biopure</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kuleczki magnetyczne: Dynabeads&amp;#174;</td><td>Invitrogen</td><td>M-280 aktywowane tosylanem</td><td>Stężenie 2 x 10&lt;sup&gt;9&lt;/sup&gt; kulek/ml. &lt;br/&gt;</td></tr><tr><td>Bufor fosforanowy w soli fizjologicznej (PBS), pH 7,4</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,20 g chlorku potasu, 0,20 g wodoru fosforanu potasu, 1,16 g wodoru fosforanu sodu oraz 8,00 g chlorku sodu w 900 ml wody</td></tr><tr><td>Bufor dietanoloaminowy, DEA, 0,97 M + 1 mM MgCl2&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; + 0,15 M KCl, pH 9,8</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,0476 g MgCl2&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; bezwodny oraz 7,359 g KCl w ok. 300 ml wody. Po rozpuszczeniu dodać 51 ml DEA (99,5%). Dostosować pH do wartości 9,8 za pomocą HCl (6 M). Dopełnić wodą do objętości 500 ml.</td></tr><tr><td>Bufor boratowy, 0,1 M, pH 9,5</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 3,09 g H&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;BO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; w ok. 300 ml wody destylowanej; dostosować pH do 9,5 za pomocą NaOH i/lub HCl (6 M lub niższych stężeń). Dopełnić do 500 ml wodą destylowaną.</td></tr><tr><td>bufor TRIS, 0,2 M, pH 8,5</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 3,85 g Tris[hydroksymetylo]-aminometanu w 100 ml wody. Dostosować pH do wartości 8,5 za pomocą NaOH i/lub HCl (6 M lub stężeń niższych). Dopełnić wodą do objętości 200 ml.</td></tr><tr><td>bufor TRIS + roztwór BSA (0,1%), pH 8,4</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,050 g BSA w 50 ml buforu TRIS o pH 8,4. Roztwór ten należy przygotować na świeżo w dniu użycia.</td></tr><tr><td>bufor PBS + TWEEN&amp;#174; 0.05%</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,250 g TWEEN 20 w 500 ml wcześniej przygotowanego buforu PBS o pH 7,4</td></tr><tr><td>bufor PBS + roztwór BSA 0,1%</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,050 g BSA w 50 ml buforu PBS o pH 7,3. Roztwór ten należy przygotować bezpośrednio przed użyciem w dniu badania.</td></tr><tr><td>bufor PBS + BSA 0,1% + NaN3&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 0.02%</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,050 g BSA oraz 0,010 g NaN₃&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; w 50 ml buforu PBS, pH 7,3. Roztwór do przechowywania</td></tr><tr><td>Substrat enzymatyczny</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 0,010 g soli sodowej 1-naftylofosforanu w 100 ml buforu DEA o pH 9,8. Kolbę należy szczelnie owinąć folią aluminiową. Roztwór ten musi zostać przygotowany na świeżo w dniu użycia.</td></tr><tr><td>Roztwór blokujący z odtłuszczonego mleka</td><td></td><td></td><td>Do 200 ml buforu PBS o pH 7,3 dodać 0,20 g odtłuszczonego mleka w proszku do blokowania (Blotting Grade Blocker Non-Fat Dry Milk; Bio-Rad, Hercules, CA, USA). Roztwór ten należy przygotować na świeżo w dniu użycia.</td></tr><tr><td>Roztwór zapasowy HT-2</td><td></td><td></td><td>Rozpuścić 10 mg toksyny trichotecenowej HT-2 z fiolki w 10 ml acetonitrylu, aby otrzymać roztwór o stężeniu 1 mg/ml. Podzielić ten roztwór na jednorazowe alikwoty po 30 µl i przechowywać je w temperaturze poniżej -30°C. &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Roboczy roztwór wzorcowy HT-2</td><td></td><td></td><td>Odpipetować 20 μl roztworu stokowego toksyny HT-2 do kalibrowanej kolby miarowej o pojemności 2 ml i rozcieńczyć acetonitrylem, aby otrzymać roztwór roboczy HT-2 o stężeniu 10 &amp;mu;g/ml toksyny trichotecenowej. Roztwór ten należy przygotować świeżo w dniu użycia.</td></tr><tr><td>Robocze roztwory kalibracyjne HT-2</td><td></td><td></td><td>Rozcieńczyć roboczy roztwór wzorca HT-2 (10 &amp;mu;(g/ml) w celu przygotowania roboczego roztworu kalibracyjnego o stężeniu 100 ng/ml. Rozcieńczyć roboczy roztwór kalibracyjny HT-2 (100 ng/ml), aby przygotować robocze roztwory kalibracyjne o następujących stężeniach: 0 (próba ślepa), 0,5, 1, 2, 4, 10 ng/ml. Roztwory te należy przygotować na świeżo w dniu użycia.</td></tr><tr><td>HT-2 sprzężony z KLH</td><td></td><td></td><td>Podziel roztwór gęsty HT-2 sprzężonego z KLH (hemocyjaniną z małża Keyhole Limpet) (1 mg/ml w PBS) na jednorazowe alikwoty po 350 $\mu$l &amp;mu;1. Przechowywać alikwoty w temperaturze -30°C &amp;deg;C.</td></tr><tr><td>Specyficzne przeciwciało monoklonalne</td><td></td><td></td><td>Rozcieńczyć roztwór treściwy przeciwciała monoklonalnego (stężenie 1,383 mg/ml) w buforze PBS w stosunku 1:350 (v:v) do wykorzystania w etapie konkurencji. Roztwór ten należy przygotować bezpośrednio przed użyciem. 10 μl roztworu treściwego przeciwciał w PBS, co daje objętość końcową 3,5 ml, jest wystarczające do analizy 17 standardów i/lub próbek.</td></tr><tr><td>Wtórne przeciwciało znakowane</td><td></td><td></td><td>Przeciwciało przeciwko mysim IgG (H+L) sprzężone z fosfatazą alkaliczną rozcieńcza się 1:100 (v:v) w PBS do wykorzystania w etapie konkurencji. 100 &amp;mu;roztwór zapasowy przeciwciał w PBS do uzyskania końcowej objętości 10 ml jest wystarczający do analizy 25 wzorców i/lub próbek. Roztwór ten musi być przygotowany bezpośrednio przed użyciem.</td></tr><tr><td>Koncentrator cząstek magnetycznych: MPC&amp;#174;-S</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>urządzenie PalmSens</td><td>PalmSens</td><td></td><td>Dostarczone wraz z urządzeniem PalmSens Lite, kabel szeregowy łączący laptop z komputerem osobistym oraz oprogramowanie z opcjami Mux</td></tr><tr><td>Multiplexer PalmSens CH8</td><td>PalmSens</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ośmiokanałowy styk elektryczny multipleksera (Mux)</td><td></td><td></td><td>wykonany ręcznie</td></tr><tr><td>Pasek z ośmioma elektrodami sitodrukowanymi (SPE)</td><td></td><td></td><td>wykonany ręcznie</td></tr><tr><td>Specjalnie zaprojektowany uchwyt do pasków z elektrodami</td><td></td><td></td><td>wykonane ręcznie. Zawiera 8 magnesów neodymowych, z których każdy jest umieszczony pod powierzchnią każdej elektrody roboczej SPE</td></tr><tr><td>Kalisrowane pipety mikrolitrowe</td><td>Gilson, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mieszadło magnetyczne i mieszadełka magnetyczne.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zlewki szklane (100, 50, 20 ml).</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kolby miarowe (2 ml).</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>probówki Eppendorf o pojemności 0,2 i 2 ml.</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probówki Falcon o pojemności 5 ml i 15 ml.</td><td>Falcon BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mieszadło wierzchołkowe (vortex)</td><td></td><td></td><td>Nie należy używać mieszadła wibracyjnego (vortexa) do resuspensji kulek magnetycznych powlekanych HT2-KLH lub połączonych z łańcuchem immunologicznym, aby uniknąć denaturacji części białkowych.</td></tr><tr><td>Piec laboratoryjny lub pomieszczenie termostatowane</td><td></td><td></td><td>Wybierz inkubator umożliwiający utrzymanie temperatury 37°C&amp;#177;3 &amp;deg;C.</td></tr></tbody></table>

metoda elime (enzyme linked immuno magnetic electrochemical) do wykrywania mikotoksyn

ELIME (Enzyme Linked Immuno Magnetic Electrochemical) Method for Mycotoxin Detection

Testy immunoenzymatyczne stanowią trafną alternatywę dla droższych i bardziej czasochłonnych ilościowych metod HPLC lub GC1, 2 w badaniach przesiewowych wykrywających niebezpieczne mikotoksyny w produktach spożywczych. W niniejszym protokole przedstawiamy sposób wykonania i analizy elektrochemicznego konkurencyjnego immunomagnetycznego testu enzymatycznego, opartego na wykorzystaniu kulek magnetycznych jako stałego nośnika dla łańcucha immunochemicznego3 oraz elektrod sitodrukowanych jako platformy sensorycznej.
Nasza metoda ma na celu oznaczenie całkowitej ilości toksyn HT-2 i T-2, które są mikotoksynami z rodziny trichotecenów i stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia ludzi4. Zastosowanie klonu przeciwciała o 100% reaktywności krzyżowej wobec HT-2 i T-2 umożliwia jednoczesne wykrycie obu toksyn z podobną czułością5.
Pierwszym etapem naszego testu jest etap powlekania, podczas którego unieruchamiamy toksynę w postaci koniugatu HT2-KLH na powierzchni kulek magnetycznych. Po etapie blokowania, niezbędnym do uniknięcia nieswoistych absorpcji, dodanie przeciwciała monoklonalnego umożliwia konkurencję między unieruchomionym HT-2 a wolnym HT-2 lub T-2 obecnym w próbce lub rozpuszczonym w roztworze standardowym.
Na zakończenie etapu konkurencji ilość przeciwciała monoklonalnego związanego z unieruchomionym HT-2 będzie odwrotnie proporcjonalna do ilości toksyny w roztworze próbki.
Do wykazania wiązania pomiędzy przeciwciałem specyficznym a unieruchomionym HT-2 wykorzystuje się przeciwciało wtórne znakowane fosfatazą alkaliczną (AP). Końcowy etap pomiaru polega na naniesieniu alikwoty zawiesiny kulek magnetycznych, odpowiadającej konkretnemu roztworowi próbki lub wzorca, na powierzchnię sitodrukowanej elektrody roboczej; kulki magnetyczne są unieruchamiane i zagęszczane za pomocą magnesu umieszczonego precyzyjnie pod elektrodą sitodrukowaną. Po dwuminutowej inkubacji kulek magnetycznych z substratem dla AP, produkt enzymatyczny jest wykrywany metodą woltamperometrii impulsowej różnicowej (DPV) przy użyciu przenośnego urządzenia (PalmSens), które umożliwia również automatyczne zainicjowanie ośmiu pomiarów w odstępach kilku sekund.

Przedstawiono protokół wykrywania trichotecenów (mykotoksyn stanowiących zagrożenie dla zdrowia ludzi) z wykorzystaniem nowo opracowanej metody przesiewowej, opartej na konkurencyjnej metodzie immunochemicznej oraz końcowej detekcji elektrochemicznej.

Metoda ELIME (Enzyme Linked Immuno Magnetic Electrochemical) do wykrywania mikotoksyn

Testy immunoanalityczne stanowią trafną alternatywę dla droższych i bardziej czasochłonnych ilościowych metod HPLC lub GC1, 2 w badaniach przesiewowych służących do wykrywania niebezpiecznych ...

Witam, nazywam się Francesco Lichi. Jestem badaczem postdoc w laboratorium bioanalitycznym profesora Palkiego na Uniwersytecie Rzymu Tova Gata. Dzisiaj, wraz z moimi współpracownikami, zaprezentuję Państwu przygotowanie elektrochemicznego czujnika do detekcji mikotoksyny TCO w próbkach żywności.Wśród różnych metod stosowanych w testach immunologicznych komórek, jedna z najpopularniejszych jest metoda enzymatycznego testu immunologicznego. Przeciwciało lub antygen jest znakowane enzymem. Niedawno wykazano, że zastosowanie metod elektrochemicznych do detekcji aktywności enzymatycznej niesie ze sobą szczególne zalety w określonych zastosowaniach.Elektrochemia jest w rzeczywistości mniej podatna na zakłócenia, nadaje się do miniaturyzacji i do masowych analiz przy niskich kosztach. W tym kontekście zastosowanie elektrod sitodrukowych ma ogromne znaczenie dla zapewnienia niskich kosztów i prostoty procedury. Ponadto zastosowanie podłoży magnetycznych można połączyć z elektrodami sitodrukowymi w celu uzyskania najwyższej czułości metody.Dzisiaj pokażemy, jak przygotować czujnik elektrochemiczny oparty na wykorzystaniu elektrod sitodrukowanych i nanocząsteczek magnetycznych do wykrywania mikotoksyn T2 i HT2 w próbkach żywności. Mikotoksyny trichotecenowe są powszechnie występujące w zbożach, z tego powodu stanowią poważne zagrożenie dla bezpieczeństwa żywności i pasz opartych na zbożach. Najważniejszymi toksynami z grupy A są toksyny T2 i HT2.Jak zobaczymy, metodę tę mogą z łatwością przeprowadzić osoby bez specjalistycznego przeszkolenia, a wymagana aparatura jest tania i przenośna. Jest to jeden z głównych celów zintegrowanego projektu bio finansowanego przez wspólnotę europejską, w ramach którego przeprowadzono niniejsze prace. Przejdźmy teraz do omówienia zasady działania tej metody oraz materiałów, których będziemy używać.Zacznijmy zatem. Jako nośnik dla immunologicznej reakcji łańcuchowej zostaną wykorzystane kulki magnetyczne. Jako element detekcyjny zostanie użyta paskowa elektroda sitodrukowa składająca się z ośmiu elektrod.Każdy czujnik składa się z grafitowej elektrody roboczej, elektrody przeciwnej oraz srebrnej elektrody odniesienia. Czujniki te mogą być obsługiwane sekwencyjnie i indywidualnie w bardzo krótkim czasie za pomocą przenośnego urządzenia elektrochemicznego marki palmSense. Zasada metody jest prosta i opiera się na konkurencyjnej reakcji immunologicznej.Skoniugowana toksyna zostaje unieruchomiona na kuleczkach magnetycznych, które następnie poddaje się blokowaniu, aby zapobiec niespecyficznej adsorpcji. Sam pomiar rozpoczyna się od etapu konkurencji. W tej fazie pokryte kuleczki pozostawia się do reakcji z określoną ilością przeciwciała monoklonalnego; toksyna zawarta w próbce oraz ta unieruchomiona na kuleczkach magnetycznych konkurują ze sobą o miejsca wiązania przeciwciał.Ilość przeciwciał związanych z zakodowanymi kulkami będzie odwrotnie proporcjonalna do ilości toksyny w próbce. Po etapie konkurencji następuje etap znakowania. W tym przypadku kulki magnetyczne pozostawia się do reakcji z przeciwciałem wtórnym sprzężonym z enzymem znakującym.Przeciwciało wtórne zwiąże się z przeciwciałem monoklonalnym, zapewniając wydajne znakowanie. Po etapie znakowania następuje etap pomiaru. W tym przypadku kulki magnetyczne są koncentrowane na powierzchni elektrody za pomocą platformy magnetycznej, po czym dodajemy substrat enzymatyczny p-nitrofenylofosforan (pNPP) i mierzymy ilość powstałego p-nitrofenolu (pNP).Wygenerowana krzywa wiązania wykaże wysokie wartości prądu przy niskich stężeniach toksyny oraz niskie sygnały przy wysokiej zawartości toksyny. Stężenie toksyny zostanie wyznaczone przy użyciu krzywej kalibracyjnej sporządzonej w standardowych roztworach buforowych. Aby przygotować właściwy test, przygotowujemy statyw z czystymi probówkami fendor o grubości dwóch mil – osobną dla każdego roztworu standardowego krzywej kalibracyjnej, a także dla próbek.Następnie do każdej probówki pipetuje się 10 µL zawiesiny kulek. Roztwór ten zawiera kulki magnetyczne uprzednio pokryte toksyną sprzężoną. Przed przystąpieniem do analizy należy jednak usunąć płyn do przechowywania, ponieważ azotek sodu stosowany jako konserwant wpłynąłby na aktywność enzymatyczną znacznika.W tym celu dodaje się bufor P-B-S-B-S-A. Probówki są wstrząsane, następnie ponownie wstawia się magnes i odpipetowuje bufor piorący. Pierwszy właściwy etap analizy nazywany jest etapem blokowania.Podczas tego etapu do każdej z probówek dodaje się 1 ml roztworu blokującego. Następnie są one umieszczane w rotacyjnym mieszadle do próbek i inkubowane przez pół godziny w odpowiedniej temperaturze. Następnie usuwa się roztwór blokujący, aby przejść do kolejnego kluczowego etapu, czyli etapu konkurencji, podczas którego do każdej probówki dodaje się roztwory specyficznego przeciwciała monoklonalnego oraz toksyny.W tym celu wstrzykuje się 200 µL przeciwciała monoklonalnego w zoptymalizowanym stężeniu. Następnie do każdej probówki dodaje się 200 µL każdego roztworu wzorcowego lub próbki. Odczynniki inkubuje się przez 30 minut.Aby zoptymalizować kontakt między odczynnikami unieruchomionymi na powierzchni cząstek magnetycznych a cząsteczkami w roztworze w celu rozpoczęcia tego procesu, probówki ponownie umieszcza się w rotacyjnym mieszalniku do próbek, aby przejść do etapu znakowania. Konieczne jest usunięcie roztworu z poprzedniego etapu. Następnie do każdej probówki dodaje się 400 µL znakowanego przeciwciała wtórnego, a następnie przenosi się je z powrotem do rotacyjnego mieszalnika do próbek i inkubuje przez 30 minut.Następnie, po usunięciu cieczy znakującej, przeprowadzono procedury płukania przy użyciu różnych buforów, aby uniknąć zakłóceń spowodowanych przez niezwiązane odczynniki enzymatyczne. Na koniec, w celu przygotowania do właściwych pomiarów, kuleczki magnetyczne zawieszono ponownie w 100 µL buforu DEA, który jest odpowiedni do optymalizacji aktywności enzymatycznej znacznika. Pomiar jest wykonywany za pomocą tego przenośnego potencjostatu, który widnieje jako podłączony do ośmioelektrodowego paska poniżej.Zastosowano specjalny uchwyt, w którym osiem silnych magnesów jest przymocowanych dokładnie pod powierzchnią każdej elektrody roboczej. Magnes służy do zagęszczania kulek na powierzchni elektrody roboczej. Z każdego EOR pipetujemy 20 µL aliquoty reaktywnej dyspersji magnetycznych kulek i nanosimy ją na powierzchnię odpowiadającej jej elektrody roboczej.Aby przeprowadzić właściwy pomiar, należy dodać substrat enzymatyczny, przy czym kolejność kroków musi być ściśle kontrolowana. Do powierzchni pierwszej elektrody dodajemy ad mikrolitrów roztworu substratu enzymatycznego. Następnie uruchamiamy dwuminutowe odliczanie.Po 14 sekundach dodajemy roztwór substratu na drugą elektrodę. Po kolejnych 14 sekundach dodajemy roztwór substratu na trzecią elektrodę. Postępujemy w ten sam sposób, zachowując ten sam odstęp czasu, aż do ostatniej elektrody.W rzeczywistości odstęp 14 sekund jest obliczany jako czas wymagany do przeprowadzenia pomiaru przez potencjostat. Po dwuminutowym odliczaniu od pierwszego dodania roztworu substratu enzymatycznego, uruchamiany jest protokół pomiaru elektrochemicznego. Właściwy pomiar powstałego produktu jest wykonywany przy użyciu różnicowej telemetrii potencjałowej.Na ekranie zaczynają pojawiać się krzywe dla kolejnych elektrod, ponieważ jest to test konkurencyjny. Natężenie prądu uzyskanego sygnału będzie odwrotnie proporcjonalne do stężenia toksyny, która znajdowała się w probówce w etapie konkurencji. Sygnał prądowy roztworów wzorcowych zostanie przedstawiony w formie krzywej sigmoidalnej, a zawartość toksyny w próbkach o nieznanym stężeniu zostanie wyznaczona poprzez ekstrapolację wartości stężenia z zarejestrowanego sygnału.Mam nadzieję, że ta prezentacja była przejrzysta i pomogła zrozumieć zalety elektrochemicznych immunosensorów. Dziękuję za uwagę i życzę powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.

elime-enzyme-linked-immuno-magnetic-electrochemical-method-for

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Metoda ELIME (Enzyme Linked Immuno Magnetic Electrochemical) do wykrywania mykotoksyn

System biosensingu z modulacją magnetyczną jest wykorzystywany do szybkiego, czułego i prostego wykrywania analiz biologicznych, takich jak cząsteczki DNA i białka.

Szybka homogeniczna detekcja w testach biologicznych z wykorzystaniem systemu biosensingu z modulacją magnetyczną

Identyfikacja mikrobiologicznych celów odporności adaptacyjnej w chorobach idiopatycznych może zostać przeprowadzona przy użyciu testu ELISpot (enzyme-linked immunospot assay).

Test immunospot z enzymatycznym sprzężeniem (ELISPOT): Ilościowe oznaczenie komórkowych odpowiedzi immunologicznych Th-1 przeciwko antygenom mikrobiologicznym

Ten film demonstruje wykrywanie chemicznie sprzężonych kompleksów przeciwciało-antygen za pomocą testu immunoenzymatycznego typu sandwich, czyli ELISA. Przechwycone przeciwciało wiąże się ze specyficznym epitopem antygenu koniugatu przeciwciało-antygen, który można później uwidocznić za pomocą przeciwciała drugorzędowego sprzężonego z enzymem.

Test immunoenzymatyczny w celu weryfikacji chemicznie sprzężonych koniugatów przeciwciało-antygen

Pomiar biomarkerów w złożonych próbkach biologicznych coraz częściej pomaga w podejmowaniu decyzji klinicznych. Opisujemy wysoce czułą metodę jednoczesnego pomiaru białka C wiążącego miozynę sercową, kinazy kreatynowej MB i troponiny sercowej I w próbkach surowicy od osób z zawałem mięśnia sercowego i zdrowych osób z grupy kontrolnej.

Czuła i specyficzna metoda ilościowa do oznaczania białka C wiążącego miozynę sercową w surowicy za pomocą elektrochemiluminescencyjnego testu immunologicznego

Protokół obejmujący zintegrowane zagęszczenie, wzbogacenie i kolorymetryczne wykrywanie patogenów przenoszonych przez żywność w dużych ilościach wody rolniczej jest tutaj przedstawiony.  Woda jest filtrowana przez zmodyfikowane waciki Moore'a (MMS), wzbogacone o selektywne lub nieselektywne media, a detekcja odbywa się za pomocą papierowych urządzeń analitycznych (μPAD) osadzonych w bakteryjno-orientacyjnych podłożach kolorymetrycznych.

Kolorymetryczne wykrywanie Escherichia coli, Salmonella spp. i Listeria monocytogenes na papierze w dużych ilościach wody rolniczej

Ten protokół opisuje rozwój dwóch przeciwciał monoklonalnych klasy IgG (mAb) silnie reaktywnych na mioglobinę u waleni. Te mAb są nakładane na koloidalny złoty immunochromatograficzny pasek testowy oparty na formacie kanapkowym w celu odróżnienia Mb waleni od fok i innych zwierząt.

Opracowanie immunochromatograficznego paska testowego na bazie złota koloidalnego do wykrywania mioglobiny waleni

Obecność toksyn cyjanobakteryjnych w zbiornikach słodkiej wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi jest głównym problemem dla organów zarządzających gospodarką wodną. Aby ocenić ryzyko zanieczyszczenia wody, w artykule opisano protokół wykrywania w terenie szczepów sinic w próbkach ciekłych i stałych przy użyciu chipa mikromacierzy przeciwciał.

Eksperymentalny protokół wykrywania sinic w próbkach ciekłych i stałych za pomocą chipa mikromacierzy przeciwciał

Cyfrowy mikrofluidyk oparty na elektrozwilżaniu to technika, która wykorzystuje sterowaną napięciem zmianę pozornego kąta zwilżania kropli o objętości mikrolitra, aby ułatwić jej manipulację. Połączenie tego z funkcjonalizowanymi kulkami magnetycznymi umożliwia integrację wielu operacji laboratoryjnych w celu przygotowania próbki i identyfikacji patogenów za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA).

Cyfrowa platforma mikroprzepływowa oparta na elektrozwilżaniu do zautomatyzowanego testu immunoenzymatycznego

Test immunologiczny elektrochemiluminescencji (ECLIA) to nowatorskie podejście do ilościowego wykrywania endogennych i egzogennie stosowanych wariantów białka MeCP2, które daje wysoce ilościowe, dokładne i powtarzalne pomiary z niskim błędem wewnątrz- i międzytestowym w szerokim zakresie roboczym. W tym miejscu opisano protokół dla MeCP2-ECLIA w formacie 96-dołkowym.

Test oparty na elektrochemiluminescencji dla wariantów białka MeCP2

W zakażeniu Mycoplasma pneumoniae, testy serologiczne mogą dać dobre wyniki, ale z niską swoistością ze względu na immunologiczną reakcję krzyżową. Opisany w tym artykule wewnętrzny test ELISA do wychwytywania antygenu gwarantuje wysoką swoistość gatunkową i okazał się wiarygodnym testem przesiewowym do dokładnej diagnozy M. pneumoniae.

Test immunoenzymatyczny wychwytujący antygen do specyficznego wykrywania Mycoplasma pneumoniae

Ten protokół przedstawia zweryfikowaną metodę chromatografii cieczowej, mobilności jonów i spektrometrii mas o wysokiej rozdzielczości, do określania obecności alkaloidów sporyszu w żywności, zgodnie z niedawno wydanym rozporządzeniem Komisji (UE) 2023/915.

Wykrywanie regulowanych alkaloidów sporyszu w matrycach spożywczych za pomocą chromatografii cieczowej - spektrometria ruchliwości jonów uwięzionych w elektronice - spektrometria mas czasu przelotu

Poznaj metodę ELIME do wykrywania trichotecenów w próbkach żywności. Ta technika łączy immunochemiczne podejście konkurencyjne z elektrochemiczną detekcją enzymatyczną, zapewniając wysoką czułość i specyficzność analizy mikotoksyn.

Metoda ELIME (Enzyme Linked Immuno Magnetic Electrochemical) do wykrywania mikotoksyn

Przeglądaj więcej filmów