Name: Przygotowanie neuronów korowych szczura E18 do podziału na przedziały w urządzeniu mikroprzepływowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-10-01T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min
Description: Poznaj metodę przygotowania neuronów korowych szczura E18 do izolacji i ładowania do mikroprzepływowego urządzenia neuronowego. Technika ta umożliwia separację ciał komórkowych od aksonów w badaniach neurobiologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Przygotowanie neuronów korowych płodowych szczurów z 18. dnia embrionalnego (E18) do kompartymentalizacji
Przed rozpoczęciem pracy należy podgrzać wszystkie niezbędne pożywki i odczynniki do 37°C.
Ważne jest również, aby&nbsp;sterylizować wszystkie przedmioty używane do przygotowania komórek (np. gumowe gruszki, statywy na probówki, butelki z pożywką itp.) oraz wszystko to, co&nbsp;umieszcza się&nbsp;w komorze z laminarnym przepływem powietrza,&nbsp;przecierając je 70% etanolem.
<ol>
<li>Umieścić dwa fragmenty kory płodowej szczura w stadium E18 (jeden mózg, wcześniej wypreparowany) w probówce 15 ml zawierającej 1 ml schłodzonego do temperatury 4°C buforu do dyssekcji wolnego od wapnia i magnezu.</li>
<li>Dodać 1 ml 0,25% Trypsyny-EDTA do kory w buforze do dyssekcji, tak aby końcowa objętość wyniosła 2 ml, a końcowe stężenie trypsyny 0,125%.</li>
<li>Umieścić probówkę 15 ml w kąpieli wodnej o temperaturze 37°C na 8 minut.</li>
<li>W tym czasie, w komorze z laminarnym przepływem powietrza w celu zachowania sterylności, wypalić końce 3 szklanych pipet Pasteura, tworząc sukcesywnie mniejsze otwory.</li>
<li>Po 8-minutowej inkubacji kory dodać do niej 10 ml DMEM zawierającego 10% FBS, aby zatrzymać reakcję trypsyny.</li>
<li>Wirować probówkę 15 ml zawierającą korę i DMEM/10% FBS przy 2500 rpm przez 2 minuty.</li>
<li>W komorze z laminarnym przepływem powietrza usunąć nadCiecz znad kory za pomocą szklanej pipety Pasteura z podłączonym odsysaczem próżniowym. Należy uważać, aby nie naruszyć ani nie przemieścić osadu.</li>
<li>Dodać 1 ml NMB do osadu z kory i delikatnie pipetować w górę i w dół. Bardzo ważne jest unikanie tworzenia pęcherzyków powietrza podczas pipetowania, ponieważ mogą one uszkodzić komórki poprzez &nbsp;utlenianie.</li>
<li>Użyć wypalonej pipety Pasteura z najszerszym otworem do tryturacji kory, mocując na końcu sterylną gruszkę gumową i pipetując w górę i w dół 5 razy, ponownie uważając, aby nie wprowadzić pęcherzyków powietrza. Kontynuować ten proces &nbsp;z pozostałymi 2 szklanymi pipetami, z których każda ma mniejszą średnicę otworu.</li>
<li>Po tryturacji ponownie odwirować &nbsp;komórki przy 2500 rpm przez 2 minuty.</li>
<li>Po wirowaniu ponownie usunąć nadciecz i resuspendować osad komórkowy w 2 ml NBM.</li>
<li>Przefiltrować resuspendowany roztwór komórkowy przez sitko komórkowe o oczkach 45 um.</li>
<li>Przebarwić komórki błękitem trypanowym, policzyć je i załadować do urządzeń. Zazwyczaj ładujemy 20 ul komórek na urządzenie.</li>
</ol>
Uwaga: końcowe stężenie komórek wynosi zazwyczaj od 2,5 million cells/ml do 8 million cells/ml
Nakładanie komórek
Po policzeniu komórek należy wprowadzić je do urządzenia:
<ol>
<li>Przenieś wcześniej przygotowane urządzenia zawierające NBM do komory bezpieczeństwa biologicznego, aby zachować sterylność.</li>
<li>Usuń nadmiar pożywki z dołków za pomocą ssania próżniowego. Należy jednak uważać, aby nie usunąć całej pożywki – &nbsp;w głównym kanale musi pozostać pewna ilość pożywki.</li>
<li>Nanieś 20 µl komórek do górnego lewego zbiornika urządzenia (w razie potrzeby sprawdź schemat). Komórki wpłyną do urządzenia i przywierną do powierzchni potraktowanej PLL.</li>
<li>Po załadowaniu umieść urządzenia z komórkami z powrotem w inkubatorze na 10 minut, aby umożliwić komórkom przytwierdzenie się.</li>
<li>Po 10 minutach napełnij zbiorniki pożywką i umieść urządzenia z powrotem w inkubatorze.</li>
</ol>

<ol><li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1, 2128-2136 (2006).</li>
<li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury%2C+regeneration+and+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2, 599-605 (2005).</li>
</ol>

Gęstość komórek można różnicować w zależności od zastosowania. Jednak wysiewanie pierwotnych neuronów przy zbyt niskiej gęstości zazwyczaj prowadzi do śmierci komórek. W zależności od inkubatora i poziomu wilgotności, pożywkę w urządzeniach może być konieczne wymieniać co 2 do 3 dni. Podczas wymiany pożywki, po usunięciu jej z rezerwuarów, ważne jest, aby nigdy nie usuwać pożywki z kanałów głównych. Ponadto dobrą praktyką jest wprowadzenie świeżej pożywki do górnych studni i dopuszczenie do przepływu części świeżej pożywki przez urządzenie do kanałów głównych przed całkowitym napełnieniem wszystkich rezerwuarów.

<table><tbody><tr><td>NBM</td><td>pożywka</td><td>Invitrogen</td><td>21103-049</td><td>Pożywka Neural Basal Media jest pozyskiwana od firmy Invitrogen z linii odczynników do hodowli komórkowych Gibco.</td></tr><tr><td>embriony szczura E18</td><td>Zwierzę</td><td></td><td></td><td>Pozyskiwane z ciężarnych szczurów Sprague Dawley. Ciężarna szczurica jest uśmiercana, a płody szczurze E18 są preparowane w celu uzyskania kory mózgu płodów szczurzych E18.</td></tr><tr><td>bufor do preparowania CMFM HBSS</td><td>bufor</td><td></td><td></td><td>lodowaty bufor do preparowania na bazie HBSS, wolny od wapnia i magnezu.</td></tr><tr><td>probówka 15 ml</td><td>Narzędzie</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352097</td><td>Dostępna w katalogu Fisher Scientific, numer 14-959-70C</td></tr><tr><td>0.25% Trypsyna-EDTA</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>kąpiel wodna 37&amp;#730;C</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pipety Pasteura</td><td></td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>szklane</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>pożywka</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>surowica, stosowana w stężeniu 10% w DMEM</td></tr><tr><td>wirówka</td><td></td><td></td><td></td><td>ustawiona na 2500 rpm</td></tr><tr><td>Błękit Trypanu</td><td></td><td>Invitrogen</td><td></td><td>do zliczania żywych/martwych komórek</td></tr><tr><td>sito do komórek BD Falcon 40 um</td><td>Narzędzie</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon cat# 352340</td><td>Dostępne przez Fisher Scientific. Katalog Fisher# 08-771-1</td></tr><tr><td>B27</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>B27 jest zastrzeżonym suplementem dostępnym od firmy Invitrogen z linii odczynników do hodowli komórkowych Gibco.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Glutamax jest dostępny od firmy Invitrogen z linii odczynników do hodowli komórkowych Gibco.</td></tr></tbody></table>

przygotowanie neuronów korowych szczura z 18. dnia embrionalnego (e18) do kompartymentacji w urządzeniu mikroprzepływowym

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

W tym filmie demonstrujemy przygotowanie neuronów korowych szczura z zarodkowego 18. dnia (E18). Neurony korowe szczura E18 pozyskuje się z wcześniej wypreparowanej i przygotowanej kory płodu szczura E18. Po wypreparowaniu kora E18 jest natychmiast dysocjowana do pojedynczych neuronów. Możliwe jest przechowywanie kory E18 w buforze Hibernate E zawierającym B27 w temperaturze 4°C do tygodnia przed przeprowadzeniem dysocjacji. Powiąże się to jednak ze spadkiem żywotności komórek. Zazwyczaj korzystamy ze świeżej kory E18. Jest ona transportowana do laboratorium w lodowatym buforze do dysekcji wolnym od wapnia i magnezu (CMFM). Po dostarczeniu do kory dodaje się trypsynę do stężenia końcowego 0,125%. Następnie korę inkubuje się w temperaturze 37°C przez 8 minut. Aby zatrzymać reakcję, do kory dodaje się DMEM zawierający 10% FBS. Następnie korę wiruje się przy 2500 rpm przez 2 minuty. Nadpływ zostaje usunięty, a do kory dodaje się 2 ml pożywki Neural Basal Media (NBM) zawierającej 2% B27 (obj/obj) i 0,25% Glutamax (obj/obj), po czym materiał jest resuspendowany poprzez pipetowanie w górę i w dół. Następnie korę tryturuje się za pomocą wcześniej wypalanych szklanych pipet o sukcesywnie mniejszej średnicy otworu. Po tryturacji korę ponownie wiruje się przy 2500 rpm przez 2 minuty. Nadpływ zostaje usunięty, a osad z kory resuspendowany w 2 ml NBM zawierającej B27 i Glutamax. Zawiesinę komórkową przepuszcza się następnie przez nylonowy sitko komórkowe o rozmiarze oczek 40 um. Następnie wykonuje się zliczenie komórek. Neurony są teraz gotowe do wprowadzenia do mikrofluidycznego urządzenia neuronowego.

W tym filmie demonstrujemy przygotowanie neuronów korowych szczura z 18. dnia embrionalnego (E18).

Przygotowanie neuronów korowych szczura z 18. dnia embrionalnego (E18) do kompartymentacji w urządzeniu mikroprzepływowym

W tym filmie demonstrujemy przygotowanie neuronów korowych szczura z 18. dnia embrionalnego (E18). Neurony korowe szczura E18 uzyskuje się z kory płodowej szczura E18, która została wcześniej...

Witajcie w laboratorium dr. Newly’ego Johna. W poprzednim filmie zademonstrowaliśmy proces wytwarzania urządzenia neuronowego – platformy, która umożliwia badaczowi oddzielenie ciał neuronów od czystej frakcji aksonalnej. Do produkcji tych urządzeń wykorzystuje się technikę miękkiej litografii, która polega na odlewaniu i utwardzaniu PDMS na waflu krzemowym zawierającym projekt urządzenia, wykonany wcześniej metodą fotolitografii.W tym filmie zaprezentujemy przygotowanie korowych neuronów szczurzych E18 z linii spro dolly oraz sposób ładowania neuronów do urządzenia neuronowego. Przedstawiam Państwu Kianę Lee, która przeprowadzi dzisiejsze demonstracje.Przed rozpoczęciem procedury ważne jest, aby wszystkie niezbędne pożywki i odczynniki zostały ogrzane do 37 °C w kąpieli wodnej. Można zobaczyć pożywkę Neurobasal, 0,25% trypsynę oraz DMEM zawierający 10% FBS. Należy upewnić się, że wszystkie elementy umieszczane w komorze laminarnej w celu pasażowania komórek są wysterylizowane i przetarte 70% etanolem.W pierwszej kolejności komorę do hodowli tkanek przeciera się 70% ethanol. Następnie plastikowe statywy służące do trzymania probówek spryskuje się ethanolem. W kolejnym kroku gumową piłeczkę używaną w procesie rozprzestrzeniania próbki (tri striation) czyści się ethanolem.Ważne jest, aby wykonać ten krok odpowiednio wcześnie, aby zapewnić wystarczający czas na wyschnięcie. Następnie niezbędne odczynniki przeciera się etanolem i przenosi do komory z wyciągiem. Dwa fragmenty kory płodowej szczura w stadium E 18, pochodzące z jednego wcześniej wypreparowanego mózgu, umieszcza się w probówce o pojemności 15 ml zawierającej 1 ml lodowatego buforu do dyssekcji, wolnego od wapnia i magnezu. Do kory w buforze dodaje się 1 ml 0,25% trypsyny z EDTA, co zwiększa objętość końcową do 2 ml, a końcowe stężenie trypsyny do 0,125%. Probówkę 15 ml z korą po dodaniu trypsyny umieszcza się następnie w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C na osiem minut, podczas których kora płodowa inkubuje się w trypsynie w temperaturze 37 °C.Trzy pipety Paste poddaje się wypalaniu. Końcówkę szklanej pipety umieszcza się w bezpośrednim kontakcie z płomieniem, w pobliżu jego niebieskiej części, i powoli obraca, aż sam otwór przybierze pomarańczowy kolor. W momencie, gdy stał się pomarańczowy.Ważne jest, aby stale obracać szklaną pipetę, aby zapobiec jej zapadnięciu się. Należy zauważyć, że otwory szklanych pipet są sukcesywnie mniejsze. Ważne jest również, aby nie czynić otworów zbyt małymi, ponieważ może to spowodować lizę komórek po inkubacji kory przez osiem minut w temperaturze 37°C z trypsyną. Do kory dodaje się 10 ml DMEM zawierającego 10% FBS, aby pomóc zatrzymać reakcję trypsyny.Probówkę o pojemności 15 ml zawierającą korę i DMEM 10%FBS wiruje się przy 2 500 RPM przez dwie minuty. W komorze z laminarnym przepływem powietrza używa się ssania próżniowego przymocowanego do pipety szklanej, aby usunąć nadsącz z kory. Należy przy tym uważać, aby nie naruszyć ani nie przemieścić osadu.Do osadu z kory dodaje się 1 ml pożywki bazowej dla neuronów zawierającej B 27 i glutaminian, a następnie delikatnie miesza za pomocą pipety. Bardzo ważne jest, aby podczas pipetowania nie tworzyć pęcherzyków powietrza, ponieważ mogą one uszkodzić komórki w wyniku utleniania. Następnie, przy użyciu wypalanej ogniem pipety tylnej o najszerszym otworze, dokonuje się tritykacji kory, mocując sterylną gumową gruszkę do końca pipety i pipetując ciecz w górę i w dół około pięciu razy.Należy uważać, aby nie wprowadzić żadnych pęcherzyków powietrza. Dobrze. Proces kontynuowano z pozostałymi dwiema pipetami szklanymi, z których każda miała mniejszą średnicę otworu. Jak wspomniano wcześniej, podczas procesu rozwarstwiania (striacji) ważne jest upewnienie się, że nie wprowadzono żadnych pęcherzyków powietrza.Należy również zauważyć, że nie widać już żadnych widocznych fragmentów. Ważne jest kontynuowanie procesu trituracji aż do momentu, gdy w materiale nie będą już widoczne żadne fragmenty kory. Po trituracji komórki ponownie wiruje się przy 2 500 RPM przez dwie minuty.Jest to przybliżony rozmiar osadu, jakiego można się spodziewać po dwóch fragmentach kory. Po wirowaniu nadłożu ponownie usuwa się z osadu komórkowego. Po usunięciu nadłożu do kory dodaje się 1 ml pożywki neurobasal zawierającej B 27 i glutaminian, aby ponownie zawiesić tkankę kory.Osad komórkowy ponownie pipetuje się ostrożnie w górę i w dół, aby uniknąć powstania pęcherzyków powietrza oraz zapewnić równomierne rozproszenie i rozbicie osadu. Do zawiesiny komórkowej dodaje się kolejny 1 ml pożywki neurobasal, tak aby objętość końcowa wyniosła 2 ml. Następnie resuspenderowany roztwór komórek filtruje się przez sitko komórkowe 40 µm marki BD Biosciences, aby zliczyć komórki i ocenić ich żywotność.Do sterylnej probówki do wirówki mikrocentryfugi przelewa się 60 µL świeżej pożywki bazowej dla neuronów. Następnie do 60 µL pożywki bazowej dodaje się 20 µL komórek, a na koniec do komórek w pożywce bazowej dodaje się 20 µL błękitu trypanowego. Błękit trypanowy zabarwi komórki martwe po przeprowadzeniu procesu barwienia.Nanosimy pipetą 20 µL na komorę counting chamber (hemo-cytometr) i obserwujemy je pod mikroskopem. Żywe komórki są przezroczyste, natomiast komórki z uszkodzonymi błonami wybarwiają się na niebiesko dzięki zastosowaniu błękitu trypanu. Typowo otrzymujemy około 2,5 miliona komórek oraz 8 milionów komórek z kory.Zazwyczaj pobieramy dwa fragmenty kory z jednego mózgu, a komórki resuspendujemy w objętości końcowej 2 ml. W związku z tym końcowe stężenie komórek wynosi zazwyczaj od 2,5 miliona komórek/ml do 8 milionów komórek/ml. Standardowo nanosimy około 20 µl zawiesiny komórek na urządzenie.Zapewnia to zakres od 50 000 do 160 000 komórek na urządzenie. Gęstość komórek można zmieniać w zależności od zastosowania. Jednakże wysiewanie pierwotnych neuronów przy zbyt niskiej gęstości zazwyczaj prowadzi do śmierci komórek. Wcześniej przygotowane urządzenia zawierające podstawowe medium dla neuronów są przenoszone do komory z laminarnym przepływem powietrza w celu zachowania sterylności.Nadmiar pożywki z dołków usuwa się za pomocą ssaka próżniowego. Należy jednak uważać, aby nie usunąć całej pożywki. W kanale głównym musi pozostać pewna ilość pożywki; należy aspirować pożywkę wyłącznie z rezerwuarów.Do górnego lewego zbiornika urządzenia nanosi się jedynie 20 µL komórek. Komórki wpływają do urządzenia i przywierają do powierzchni potraktowanej PLL. Tutaj widać komórki przepływające przez kanał główny, a następnie można zauważyć niektóre z nich, które faktycznie przywarły do szkła.Po załadowaniu urządzenia zawierające komórki są umieszczane z powrotem w inkubatorze na około 10 minut, aby umożliwić komórkom adhezję. Po 10 minutach w inkubatorze urządzenia są ponownie przenoszone do komory z laminarnym przepływem powietrza, zbiorniczki są napełniane pożywką, a następnie urządzenia są umieszczane z powrotem w inkubatorze. Należy zwrócić uwagę na ważne kwestie: w zależności od typu inkubatora i wymaganego poziomu wilgotności, pożywkę w urządzeniach może być konieczne wymieniać co dwa lub trzy dni.Zasadą dobrej praktyki jest umieszczenie świeżego medium w górnych studzienkach i dopuszczenie do przepływu części świeżego medium przez urządzenie do głównych kanałów przed całkowitym napełnieniem wszystkich zbiorników. Neurony są tutaj wizualizowane za pomocą barwnika wapniowego, który jest barwnikiem przenikającym przez błony komórkowe i barwi żywe komórki. Tutaj można zobaczyć przedział S0 lub stronę komórkową urządzenia, która zawiera ciała komórek, aksony i dendryty.Podczas przesuwania widoku nad urządzeniem można zauważyć mikrowżobienia, przez które rosną aksony, aby dotrzeć na drugą stronę urządzenia – stronę aksonalną, która zawiera czystą frakcję aksonów. W celach demonstracyjnych te komórki znakowane fluorescencyjnie zostaną wykorzystane do zilustrowania procedury aksonotomii.Jedną z właściwości urządzenia neuronowego jest to, że pozwala ono badaczowi na przeprowadzenie aksonotomii, czyli odcięcia aksonów od czystej frakcji aksonalnej urządzenia, w celu prowadzenia badań takich jak analiza regeneracji aksonów. Keano zademonstruje teraz sposób wykonania aksonotomii w urządzeniu neuronowym; aksonotomia jest przeprowadzana za pomocą próżni.Sterylną pipetę szklaną umieszcza się w dolnym otworze studni po stronie aksonalnej, a następnie odsysa pożywkę za pomocą próżni. Całą pożywkę całkowicie usuwa się ze strony aksonalnej urządzenia, w tym z kanału głównego. Aby powtórzyć ten proces po usunięciu pożywki, do kanału głównego wtłacza się 150 µL pożywki, przykładając końcówkę pipety do otworu kanału głównego i zdecydowanie naciskając pipetę.Następnie do otworu głównego kanału oraz górnego otworu po stronie aksonalnej urządzenia przyłożone zostaje podciśnienie. Próżnię wykorzystuje się ponownie do usunięcia całego medium ze strony aksonalnej, w tym z głównego kanału. Ponownie 150 µL medium jest wtłaczane do głównego kanału poprzez umieszczenie końcówki pipety w otworze głównego kanału i mocne naciśnięcie pipety.Na tym etapie badacz może obejrzeć urządzenie pod mikroskopem, aby sprawdzić efektywność przecięcia aksonów. Jeśli aksony nie zostały przecięte w wystarczającym stopniu, proces można powtórzyć w razie potrzeby. W tym filmie pokazaliśmy, jak przygotować neurony korowe płodu szczura w 18. dniu rozwoju (E 18) i załadować je do urządzenia neuronowego.Główną zaletą tych urządzeń jest możliwość oddzielenia i przedzielenia hodowli ciał komórek neuronów po jednej stronie urządzenia od czystej frakcji aksonalnej po drugiej stronie urządzenia. Mamy nadzieję, że ten film był dla Państwa informacyjny i pomocny. To wszystko z Laboratorium Johna.Dziękujemy za oglądanie.

preparing-e18-cortical-rat-neurons-for-compartmentalization

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przygotowanie kortykalnych neuronów szczurów E18 do kompartmentalizacji w urządzeniu mikrofluidycznym

W tym filmie prezentujemy technikę soft lithography z wykorzystaniem polidimetylosiloksanu (PDMS), której używamy do wykonania urządzenia mikroprzepływowego do hodowli neuronów.

Wytwarzanie urządzenia mikroprzepływowego do kompartymentacji somy i aksonów neuronów

Opracowaliśmy nowatorską wielokomorową platformę mikrosystemową do kokultury neuronów, przeznaczoną do badań nad oddziaływaniami aksonów i gleju w OUN in vitro. Platforma ta umożliwia prowadzenie do sześciu niezależnych eksperymentów równolegle i została wykonana przy użyciu nowo opracowanej hybrydowej metody fabrykacji makro/mikro.

Wielokomorowa mikrofluidyczna platforma do kokultury neuronów i gleju ośrodkowego układu nerwowego

Ten film demonstruje wykorzystanie wstępnie zmontowanego plastikowego chipa mikroprzepływowego do podzielonej na przedziały hodowli pierwotnych neuronów hipokampa szczura. Neurony są umieszczane w jednym z przedziałów mikroprzepływowych, gdzie przyczepiają się i rosną, przedłużając swoje aksony przez mikrorowki chipa do sąsiedniego przedziału. Wąskie mikrorowki zapobiegają przedostawaniu się ciał komórek neuronalnych, umożliwiając w ten sposób fizyczną separację między przedziałami somatycznymi...

Podzielona na przedziały pierwotna hodowla neuronów mysich przy użyciu plastikowych chipów mikroprzepływowych

Film pokazuje różnicowanie nerwowych komórek macierzystych (NSC) za pomocą urządzenia mikroprzepływowego składającego się z przedziału somatycznego i aksonalnego oddzielonych barierą mikrorowkową. NSC są wprowadzane do kompartmentu somatycznego i mogą przylegać. NSC różnicują się w neurony wewnątrz przedziału somatycznego i rozciągają aksony przez barierę mikrorowkową do przedziału aksonalnego.

Różnicowanie nerwowych komórek macierzystych do neuronów za pomocą przedziałowego urządzenia mikroprzepływowego

Źródło: Struzyna, L. A. et al., Anatomicznie inspirowane trójwymiarowe sieci neuronowe mikrotkankowe do rekonstrukcji, modulacji i modelowania układu nerwowego. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje rozwój sieci neuronowych opartych na inżynierii mikrotkankowej przy użyciu mikrokolumny hydrożelowej z rdzeniem macierzy zewnątrzkomórkowej. Zasiane agregaty neuronalne przylegają, rozszerzają projekcje i tworzą ustrukturyzowane sieci neuronowe, przyczyniając się do postępu w rozwoju neurologicznym i...

Opracowanie sieci neuronowej opartej na inżynierii mikrotkankowej przy użyciu mikrokolumny na bazie hydrożelu

Opisane są protokoły dla układu mikroprzepływowego pojedynczego neuronu i maskowania wody dla wbudowanego w układ plazmowy wzór powłok biomateriałowych. Wysoce powiązane ze sobą kokultury można przygotować przy użyciu minimalnego wkładu komórek.

Przygotowanie kokultur neuronalnych z precyzją pojedynczej komórki

W tej pracy nowatorski model eksperymentalny, w którym hodowle neuronów 3D są sprzężone z płaskimi matrycami mikroelektrod (MEAs), presented. 3D sieci są budowane przez umieszczanie neuronów w rusztowaniu wykonanym ze szklanych mikrokulek, na których neurony rosną i tworzą połączone ze sobą struktury 3D.

Łączenie kultur neuronalnych 3D z matrycami mikroelektrod: innowacyjny model eksperymentalny in vitro

Ten protokół opisuje użycie plastikowych chipów do hodowli i podziału pierwotnych neuronów mysich. Chipy te są wstępnie zmontowane, przyjazne dla użytkownika i kompatybilne z obrazowaniem w wysokiej rozdzielczości, na żywo i fluorescencyjnym. Protokół ten opisuje, w jaki sposób umieścić neurony hipokampa szczura w tych chipach i przeprowadzić izolację płynów, aksotomię i barwienie immunologiczne.

Wykorzystanie wstępnie zmontowanych plastikowych chipów mikroprzepływowych do podziału pierwotnych neuronów mysich

Ten protokół demonstruje użycie podzielonych na przedziały mikroprzepływowych chipów, formowanych wtryskowo w cyklicznym kopolimerze olefin, do hodowanych neuronów zróżnicowanych od ludzkich komórek macierzystych. Chipy te są wstępnie zmontowane i łatwiejsze w użyciu niż tradycyjne urządzenia z poli(dimetylosiloksanu) z przedziałami. Opisano tutaj wiele powszechnych paradygmatów eksperymentalnych, w tym znakowanie wirusów, izolację płynów, aksotomię i barwienie immunologiczne.

Podział neuronów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych na wstępnie zmontowane plastikowe chipy mikroprzepływowe

Obecny protokół opisuje zasiewanie i barwienie mitochondriów neuronalnych w komorach mikroprzepływowych. Gradient ciśnienia płynu w tych komorach pozwala na selektywne traktowanie mitochondriów w aksonach w celu analizy ich właściwości w odpowiedzi na wyzwania farmakologiczne bez wpływu na przedział ciała komórki.

Selektywna depolaryzacja mitochondriów aksonalnych wspomagana mikrofluidyką

Protokół ten opisuje system mikroprzepływowy modelujący dynamikę metaboliczną neuronów po uszkodzeniu aksonalnym, umożliwiając obrazowanie, analizę multiomiczną i mechanistyczne badania wewnętrznej przebudowy metabolicznej.

Chip mikroprzepływowy do budowy modeli uszkodzeń aksonalnych i umożliwiający analizę multiomiczną

Poznaj metodę przygotowania neuronów korowych szczura E18 do izolacji i ładowania do mikroprzepływowego urządzenia neuronowego. Technika ta umożliwia separację ciał komórkowych od aksonów w badaniach neurobiologicznych.

Przygotowanie neuronów korowych szczura z 18. dnia embrionalnego (E18) do kompartymentacji w urządzeniu mikroprzepływowym

Przeglądaj więcej filmów