Name: Wytwarzanie potworniaka w torebce jądra (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 24 s
Description: Poznaj metodę wytwarzania potworniaka w torebce jądra myszy immunokompromitowanej do oceny pluripotencji ludzkich komórek macierzystych. Technika ta pozwala zweryfikować zdolność różnicowania się komórek we wszystkie trzy warstwy zarodkowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsza praca została sfinansowana z grantów CIRM nr TR-1250, RT1-01108 oraz CL1-00502.

Uwaga: Wszystkie procedury z udziałem zwierząt muszą zostać zatwierdzone przez IACUC lub równoważną jednostkę.
Wszystkie urządzenia chirurgiczne muszą zostać wysterylizowane przed operacją. Należy stosować sterylne rękawiczki, obłożenia i gazę.
1. Przygotowanie przed operacją
<ol>
	<li>Należy pozyskać 6-tygodniowe samce myszy Mus Musculus CbySmn.CB17-Prkdc SCID/J lub inną szczep myszy z niedoborem odporności.</li>
	<li>Wszystkie narzędzia chirurgiczne, rękawice i gazę należy wysterylizować.</li>
	<li>hPSC przeznaczone do wstrzyknięcia należy zdysocjować przy użyciu accutase.</li>
	<li>Należy policzyć komórki i zawiesić 1 000 000 komórek w 20-30 μL matrigelu rozcieńczonego 1:1 w DMEM/F-12. Komórki należy przechowywać w lodzie do momentu użycia.</li>
	<li>Należy pamiętać, że często przydatne jest przeprowadzenie próbnego eksperymentu z wstrzyknięciem błękitu trypanu. Pomoże to zidentyfikować potencjalne problemy przed zmarnowaniem komórek.</li>
	<li>W wiwariuszach myszy należy znieczulić zgodnie z procedurami przyjętymi w danej instytucji. W naszych eksperymentach wykorzystano aparat do znieczulania z izofluranem. Myszy umieszczano początkowo w komorze indukcyjnej z tlenem 1 L/min i 3-4% izofluranem. Po znieczuleniu stosowano maskę nosową z tlenem 1 L/min i 2-3% izofluranem.</li>
	<li>Brzuch należy ogolić trymermem, a przednią ścianę brzucha myszy oczyścić, zaczynając od środka i poruszając się zgodnie z ruchem wskazówek zegara na zewnątrz. Najpierw należy użyć roztworu povidonu-jodu, a następnie przemyć 70% etanolem. Czynność powtórzyć 3 razy, za każdym razem zmieniając tampony. Zwierzę należy przenieść na matę grzewczą, aby utrzymać jego ciepłotę wewnątrz dygestorium do hodowli tkanek lub kaptura sekcyjnego.</li>
	<li>Za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych należy wykonać 1 cm podłużne nacięcie skóry i otrzewnej tuż poniżej poziomu stawu biodrowego.</li>
	<li>Trzymając otrzewną pęsetą, należy sięgnąć w kierunku prawego biodra drugą sterylną pęsetą i wyciągnąć białą tkankę tłuszczową wraz z przytwierdzonymi jądrami.</li>
	<li>Jądra należy położyć na sterylnej gazie.</li>
	<li>Strzykawkę tuberkulinową lub Hamiltona (1 cc) należy napełnić hPSC przeznaczonymi do wstrzyknięcia. Wskazane jest uwzględnienie kontrolnej linii hPSC, o której wiadomo, że jest pluripotencjalna, np. WA09 (znanej również jako H9). W ten sposób uzyskuje się kontrolę pozytywną, która pozwala określić, czy wstrzyknięcie lub operacja zostały wykonane prawidłowo.</li>
	<li>hPSC (20-30 μL) należy powoli wstrzyknąć do centrum torebki jądra, z dala od dużych naczyń krwionośnych, przerywając podawanie, jeśli torebka jądra zacznie pęcznieć.</li>
	<li>Igłę należy wyciągać powoli, aby uniknąć refluksu komórek.</li>
	<li>Za pomocą pęsety należy przenieść jądra i tkankę tłuszczową z powrotem na ich pierwotne miejsce w jamie brzusznej.</li>
	<li>Otrzewną należy zamknąć 2 lub 3 szwami wchłanialnymi, a skórę za pomocą klipsów chirurgicznych.</li>
	<li>Myszy należy utrzymywać w cieple do czasu wybudzenia i podawać środek przeciwbólowy (zgodnie z wytycznymi danego wiwariuszu) po operacji dwa razy dziennie przez 1-2 dni. 
	Należy zauważyć, że ani środek znieczulający, ani przeciwbólowy nie zakłócają rozwoju guza.</li>
	<li>Należy monitorować wzrost guza u zwierzęcia przez 6-12 tygodni. Bardzo rzadko guzy mogą osiągnąć rozmiar 5 mm przed upływem 6 tygodni od wstrzyknięcia, dlatego monitorowanie zwierząt jest istotne. W takim przypadku zwierzęta należy poddać eutanazji, a guzy przetworzyć i przeanalizować w rutynowy sposób.</li>
	<li>Gdy guz stanie się wyczuwalny w dotyku i osiągnie rozmiar około 5 mm, mysz należy znieczulić i uśmiercić zgodnie z przyjętymi protokołami postępowania ze zwierzętami.</li>
	<li>Należy usunąć guz i odpowiednio udokumentować: wykonać zdjęcie, zmierzyć rozmiar i zważyć.</li>
	<li>Guz należy pociąć na małe kawałki i utrwalić w 4% roztworze paraformaldehydu. Próbki należy przechowywać w 4% paraformaldehydzie do czasu przekazania ich patologowi w celu wykonania skrawków, barwienia i analizy.</li>
</ol>
2. Reprezentatywne wyniki:
Jeśli protokół zostanie wykonany zgodnie z opisem, a wstrzyknięta linia komórkowa jest pluripotentna, w ciągu maksymalnie 12 tygodni powinien uformować się wyczuwalny, wyraźnie widoczny guz. W przypadku uznanych linii hPSC, takich jak WA09, guzy pojawiają się zazwyczaj w ciągu 6 tygodni. W przypadku linii iPSC nie jest niezwykłe, aby guzy pojawiły się w ciągu 8–10 tygodni. Bardzo ważne jest, aby w ramach kontroli pozytywnej wstrzyknąć myszom linię o potwierdzonej pluripotentności, co pozwoli upewnić się, że procedura została przeprowadzona prawidłowo. Guzy są zazwyczaj bardzo heterogenne i posiadają wiele przylegających torbieli (Rycina 1). Analiza próbek guza wykonana przez patologa powinna wykazać tkanki zróżnicowane z wszystkich trzech listków zarodkowych (Rycina 2).
<img alt="Biopsja guza myszy; analiza wzrostu guza; wynik eksperymentu naukowego." src="/files/ftp_upload/3177/3177fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Typowy potworniak pochodzący z hPSC w torebce jądra.
Zgodnie z opisanym protokołem, jeden milion komórek WA09 wstrzyknięto do torebki jądra myszy z niedoborem odporności. Po sześciu tygodniach zaobserwowano potworniaka. A) Potworniak wyjęty z myszy. B) Zbliżenie potworniaka. Zwróć uwagę na heterogenność i struktury torbielowate.
<img alt="Schemat zarodkowych listew: porównanie struktury tkanek ektodermy, mezodermy i endodermy." src="/files/ftp_upload/3177/3177fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Przekroje teratoma barwione hematoksyliną i eozyną wykazują obecność tkanek z każdej z listew zarodkowych. 
Po utrwaleniu teratoma poddano sekcjonowaniu oraz barwieniu hematoksyliną i eozyną. Analiza przeprowadzona przez patologa wykazała obecność komórek pochodzących z każdej z 3 listew zarodkowych.

<ol><li>Bradley, A., Evans, M., Kaufman, M. H., Robertson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+germ-line+chimaeras+from+embryo-derived+teratocarcinoma+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Formation of germ-line chimaeras from embryo-derived teratocarcinoma cell lines.</a> Nature. 309, 255-255 (1984).</li>
<li>Evans, M. J., Kaufman, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+in+culture+of+pluripotential+cells+from+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos.</a> Nature. 292, 154(1981).</li>
<li>Martin, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+a+pluripotent+cell+line+from+early+mouse+embryos+cultured+in+medium+conditioned+by+teratocarcinoma+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcinoma stem cells.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 78, 7634-7634 (1981).</li>
<li>Downing, G. J., Battey, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+assessment+of+the+first+20+years+of+research+using+mouse+embryonic+stem+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Technical assessment of the first 20 years of research using mouse embryonic stem cell lines.</a> Stem Cells. 22, 1168-1168 (2004).</li>
<li>Thomson, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cell+lines+derived+from+human+blastocysts%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts.</a> Science. 282, 1145-1145 (1998).</li>
<li>Reubinoff, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cell+lines+from+human+blastocysts%3A+somatic+differentiation+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro.</a> Nat Biotechnol. 18, (2000).</li>
<li>Muller, F. J., Goldmann, J., Loser, P., Loring, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+call+to+standardize+teratoma+assays+used+to+define+human+pluripotent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">A call to standardize teratoma assays used to define human pluripotent cell lines.</a> Cell Stem Cell. 6, 412-412 (2010).</li>
<li>Brivanlou, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells.+Setting+standards+for+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Stem cells. Setting standards for human embryonic stem cells.</a> Science. 300, 913-913 (2003).</li>
<li>Lensch, M. W., Schlaeger, T. M., Zon, L. I., Daley, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Teratoma+formation+assays+with+human+embryonic+stem+cells%3A+a+rationale+for+one+type+of+human-animal+chimera%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Teratoma formation assays with human embryonic stem cells: a rationale for one type of human-animal chimera.</a> Cell Stem Cell. 1, 253-25 (2007).</li>
<li>Gertow, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organized+development+from+human+embryonic+stem+cells+after+injection+into+immunodeficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Stem.+Cells.+Dev%22%5BJournal%5D)">Organized development from human embryonic stem cells after injection into immunodeficient mice.</a> Stem. Cells. Dev. 13, 421-421 (2004).</li>
<li>Gertow, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+human+embryonic+stem+cell-derived+teratomas+for+the+assessment+of+pluripotency%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Stem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Isolation of human embryonic stem cell-derived teratomas for the assessment of pluripotency.</a> Curr Protoc Stem Cell Biol. Chapter 1, Unit1B 4-Unit1B 4 (2007).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Metoda przedstawiona w niniejszym opracowaniu stanowi wysoce niezawodny i prosty sposób generowania potworniaków z hPSC w torebce jądra. Istnieje kilka krytycznych parametrów w tej technice. W szczególności istotne jest wstrzyknięcie linii komórkowych hPSC, o których wiadomo, że są pluripotencjalne, w celu zapewnienia kontroli. Innymi ważnymi parametrami są odstępy czasowe między wstrzyknięciem a obserwacją guza. W przypadku linii komórkowych takich jak WA09 potworniaki powinny być widoczne w ciągu 6-8 tygodni. W przypadku nowych linii iPSC stwierdzamy, że często wymagane jest 10 tygodni. Kolejną kwestią jest liczba wstrzykniętych komórek. Wstrzykujemy jeden milion komórek, jednak test można z łatwością przeprowadzić przy użyciu mniejszej liczby komórek. Ponadto ważne jest medium do wstrzykiwania. Stwierdzono, że najlepsze wyniki uzyskuje się, gdy komórki są wstrzykiwane w mieszaninie matrigelu i DMEM/F-12 w stosunku 1:1, w przeciwieństwie do PBS lub DMEM/F-12.

<table><tbody><tr><td>Accutase</td><td>Invitrogen</td><td>A1110501</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F-12</td><td>Invitrogen</td><td>113300-032</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>BD Biosciences</td><td>354277</td><td></td></tr></tbody></table>

generowanie potworniaków w torebce jądra

Teratoma Generation in the Testis Capsule

Pluripotencjalne komórki macierzyste (PSCs) charakteryzują się unikalną zdolnością do różnicowania się w komórki wszystkich trzech listków zarodkowych. Dzięki temu stanowią potencjalnie cenne narzędzie w leczeniu wielu różnych schorzeń. Wraz z pojawieniem się indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSCs) oraz kontynuacją badań nad ludzkimi embrionalnymi komórkami macierzystymi (hESCs), pojawiła się potrzeba opracowania testów pozwalających wykazać pluripotencję konkretnej linii komórkowej. Przenoszenie w linii zarodkowej było złotym standardem demonstrowania pluripotencji linii mysich embrionalnych komórek macierzystych (mESC)1,2,3. Wykorzystując ten test, badacze mogą wykazać, że linia mESC jest w stanie wytworzyć wszystkie typy komórek w embrionie, w tym komórki zarodkowe4. Po utworzeniu ludzkich linii ESC5,6 wybór odpowiedniego testu do potwierdzenia pluripotencji tych komórek stał się nieoczywisty, ponieważ w przypadku ludzkich ESC nie można przeprowadzić testu przenoszenia w linii zarodkowej. Jako zamiennik, w celu wykazania pluripotencji ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSCs), stosuje się obecnie test teratoma7,8,9. Choć test ten został ostatnio poddany krytyce i aktywnie poszukiwane są nowe technologie, obecnie pozostaje on złotym standardem7. W tym badaniu analizowane komórki wstrzykuje się myszy z niedoborem odporności. Jeśli komórki są pluripotencjalne, z czasem rozwinie się teratoma, a w przekrojach guza będą widoczne tkanki pochodzące z trzech listków zarodkowych10. W teście teratoma hPSCs mogą być wstrzykiwane w różne obszary organizmu myszy. Do najczęstszych miejsc wstrzykiwania należą torebka jądra, torebka nerki, wątroba lub noga (podskórnie lub domięśniowo)11. W niniejszej pracy opisujemy sprawdzony protokół generowania teratom z hPSCs z wykorzystaniem torebki jądra jako miejsca wzrostu guza.

Ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste (hPSCs) mają potencjał do leczenia wielu różnych chorób. Użyteczność tych komórek wynika z faktu, że mogą one różnicować się w każdy typ komórek w organizmie. W niniejszym materiale opisujemy test teratomiowy, który służy do wykazania pluripotencji hPSCs.

Generowanie potworniaków w torebce jądra

Pluripotencjalne komórki macierzyste (PSC) posiadają unikalną cechę, która pozwala im różnicować się w komórki wszystkich trzech listków zarodkowych. Sprawia to, że są one...

Ogólnym celem tej procedury jest ocena pluripotencji poprzez generowanie potworniaków w torebce jądra myszy z niedoborem odporności z wykorzystaniem ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (H PSCs). Należy rozpocząć od pobrania hodowli domniemanych H PSCs, których pluripotencja ma zostać zbadana. Następnie należy przeprowadzić zabieg chirurgiczny w celu odsłonięcia jąder myszy i wstrzyknąć komórki do torebki jądra.Umieść jądra z powrotem w ich pierwotnym miejscu i chirurgicznie zamknij nacięcie u myszy. Po sześciu do 12 tygodniach zbadaj powstały guz metodą histologiczną w celu stwierdzenia obecności komórek z każdej z warstw zarodkowych. Ostatecznie wyniki mogą wykazać, że linia HPSC jest prawdziwie pluripotencjalna, poprzez wykazanie, że może ona różnicować się w komórki wszystkich trzech warstw zarodkowych u myszy z niedoborem odporności. Choć w ostatnim czasie opisano nowe metody demonstrowania pluripotencjalności ludzkich komórek macierzystych, test teratoma pozostaje złotym standardem w tej dziedzinie, a procedurę tę zaprezentuje tron, starszy technik w moim laboratorium Culture.Ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste należy poddać konfluencji, a następnie dysocjować hPSC za pomocą Accutase. Należy policzyć komórki, aby przygotować zawiesinę zawierającą 1 milion hPSC na jedną iniekcję. Najpierw należy zgolić brzuch znieczulonych, sześciotygodniowych samców myszy szczepu immunokompromitowanego za pomocą trymmera. Przednią ścianę brzucha myszy należy oczyścić roztworem jodyny, zaczynając od centrum brzucha i poruszając się zgodnie z ruchem wskazówek zegara na zewnątrz.Następnie przemyj ogoloną okolicę 70% ethanol. Powtórz ten proces trzy razy, za każdym razem zmieniając gaziki. Aby przeprowadzić zabieg chirurgiczny, przenieś zwierzę na podkładkę grzewczą wewnątrz sterylnego dygestorium, używając sterylnych nożyczek chirurgicznych.Wykonaj jednocentymetrowe cięcie podłużne przez skórę i otrzewną tuż poniżej poziomu stawu biodrowego, trzymając otrzewną pęsetą. Sięgnij w stronę prawego biodra drugą parą sterylnych pęset i wyciągnij białą tkankę tłuszczową wraz z przytwierdzonymi jądrami. Następnie napełnij strzykawkę tuberkulinową o pojemności 1 CC hpsc przeznaczonymi do wstrzyknięcia. Powoli wstrzyknij 20 do 30 µL H PSCs do centrum torebki jądra, z dala od głównych naczyń krwionośnych.Powoli wyjmij igłę za pomocą pęsety, aby zapobiec cofaniu się komórek. Przenieś jądra i tkankę tłuszczową z powrotem na ich pierwotne miejsce w jamie brzusznej. Zamknij otrzewną za pomocą dwóch lub trzech szwów wchłanialnych, a skórę zamknij za pomocą automatycznych klipsów.Po operacji podawać leki przeciwbólowe dwa razy dziennie w razie potrzeby. Monitorować zwierzę pod kątem wyczuwalnego wzrostu guza w okresie od sześciu do 12 tygodni. Gdy guz osiągnie rozmiar około pięciu milimetrów, usunąć go z uśpionej myszy w celu dokumentacji.Wykonaj zdjęcie guza i zmierz jego rozmiar oraz wagę. Następnie przetnij guz na małe fragmenty i utrwal w 4% roztworze paraldehydu do badania histopatologicznego. Zazwyczaj teratoma jest obserwowana po sześciu do 12 tygodniach.W niniejszym przykładzie 1 milion ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych WA 09 wstrzyknięto do torebki jądra myszy z niedoborem odporności. Szczegółowe badanie potworniaka ujawnia heterogeniczność oraz liczne przylegające torbiele. Jest to wynik zgodny z oczekiwaniami.Analizy histopatologiczne wskazują na obecność komórek z każdej z trzech warstw zarodkowych. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest, aby uwzględnić linię komórkową kontroli pozytywnej o znanej wysokiej potencji, co pozwoli upewnić się, że test został wykonany prawidłowo. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś mieć jasne wyobrażenie o tym, jak określić, czy ludzka linia komórek macierzystych jest pluripotencjalna.

teratoma-generation-in-the-testis-capsule

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Teratoma pokolenie w torebce jądra

Kierowana różnicowanie hESC w konkretne komórki wzbudziło duże zainteresowanie w medycynie regeneracyjnej. Przedstawiamy zwięzły, szczegółowy protokół służący do określania losów wybranych hESC in vivo, który stanowi cenne narzędzie do charakteryzacji reagentów specyficznych dla tkanek w terapiach komórkowych.

Mapowanie losów ludzkich embrionalnych komórek macierzystych poprzez tworzenie potworniaków

Opisano protokoły transplantacji komórek linii płciowej oraz ksenoprzeszczepów tkanki jądra. Transplantacja komórek linii płciowej prowadzi do spermatogenezy pochodzącej od dawcy w jądrach biorcy i stanowi funkcjonalny test rekonstytucji służący do identyfikacji komórek macierzystych spermatogoniów (SSCs). Ksenoprzeszczepy tkanki jądra odtwarzają rozwój jądra oraz spermatogenezę różnych gatunków dawców u myszy biorców.

Transplantacja komórek linii zarodkowej i ksenoprzeszczepy tkanki jądra u myszy

W tym filmie pokazujemy wszczepianie przeszczepów tkanek raka prostaty pochodzących od człowieka do torebki nerkowej myszy biorcy z obniżoną odpornością. Technika ta może być wykorzystana do oceny progresji guza i opracowania nowych strategii terapeutycznych.

Ksenograf guza torebki nerkowej: technika generowania eksperymentalnego modelu zwierzęcego do oceny kancerogenezy prostaty

Ten film demonstruje procedurę izolacji komórek Sertoliego z kanalików nasiennych myszy, składnika jąder. Trawienie enzymatyczne i wielokrotne płukanie sprzyjają uwalnianiu komórek Sertoliego do roztworu, który może być dalej hodowany w celu proliferacji i wzrostu.

Izolacja immunologicznych regulatorowych komórek Sertoliego z mysich kanalików nasiennych

Aby odkryć najwcześniejsze mechanizmy molekularne leżące u podstaw inicjacji raka prostaty, desperacko potrzebne są nowatorskie i innowacyjne systemy i podejścia do modelowania ludzi.  Potencjał mezenchymy zatok układu moczowo-płciowego przed gruczołem krokowym (UGSM) do indukowania pluripotencjalnych populacji komórek macierzystych do tworzenia ludzkiego nabłonka prostaty jest potężnym narzędziem eksperymentalnym w badaniach nad prostatą.

Tworzenie ludzkiego nabłonka gruczołu krokowego za pomocą rekombinacji tkankowej mezenchymy zatok moczowo-płciowych gryzoni i ludzkich komórek macierzystych

Ten protokół opisuje sekcję i hodowlę nienaruszonych jąder i torbieli linii zarodkowej poczwarek Drosophila melanogaster. Metoda ta pozwala na mikroskopową obserwację spermatogenezy ex vivo. Ponadto opisano test farmakologiczny wpływu inhibitorów na określone etapy rozwoju komórek rozrodczych w jądrach poczwarki.

Ex vivo Posiew jądra poczwarki Drosophila i pojedyncze torbiele linii zarodkowej samca: rozwarstwienie, obrazowanie i leczenie farmakologiczne

Podstawowe komórki Sertoliego są niezbędne do badania przywilejów immunologicznych jąder, transdukcji sygnału podczas stanu zapalnego lub infekcji oraz wykorzystania ich właściwości immunoprotekcyjnych. Tutaj opisujemy oparty na enzymach protokół izolacji wysoce oczyszczonych pierwotnych komórek Sertoliego i komórek okołokanalikowych z jąder szczurów.

Izolacja komórek Sertoliego i komórek okołokanalikowych z jąder szczura

Tutaj prezentujemy protokół powtarzalnego generowania organoidów jąder świń z architekturą tkanek specyficzną dla jąder przy użyciu dostępnego na rynku systemu hodowli mikrostudzienek.

Generowanie organoidów jąder świń o architekturze specyficznej dla jąder przy użyciu hodowli mikrostudzienek

Tutaj opisane są cztery metody generowania organoidów jąder z pierwotnych komórek jąder myszy noworodków, tj. macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) oraz środowiska hodowli 2D i 3D wolne od ECM. Techniki te mają wiele zastosowań badawczych i są szczególnie przydatne do badania rozwoju jąder i fizjologii in vitro.

Pozakomórkowe i pozakomórkowe wolne od macierzy komórkowej wytwarzanie mysich organoidów jąder

Ten artykuł opisuje krok po kroku procedurę tworzenia modelu niedokrwienia/nawrócenia krążenia jądra w celu wytworzenia możliwego do powtórzenia modelu skrętu jądra w badaniach nad patologicznymi mechanizmami uszkodzenia niedokrwienia-nawrócenia krążenia w jądrze.

Zabezpieczenie skręconego jądra: szczurczy model uszkodzenia wywołanego niedokrwieniem-reperfuzją jądra

Poznaj metodę wytwarzania potworniaka w torebce jądra myszy immunokompromitowanej do oceny pluripotencji ludzkich komórek macierzystych. Technika ta pozwala zweryfikować zdolność różnicowania się komórek we wszystkie trzy warstwy zarodkowe.

Generowanie potworniaków w torebce jądra

Przeglądaj więcej filmów