Name: Test zawieszenia ogona (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-28T21:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Poznaj test zawieszenia ogona do oceny skuteczności leków przeciwdepresyjnych u myszy. Ta metoda pozwala badać zachowania związane z ucieczką i poziomem niepokoju w behawioralnej neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Niniejsze badanie zostało sfinansowane z grantów NIHM R01 MH091816 oraz R21 MH084043 przyznanych TDG.

1. Materiały
1. Pudełko do zawieszeń
Test zawieszenia za ogon (TST) polega na zawieszeniu myszy nad ziemią za pomocą ogona. W najprostszym wydaniu procedura wymaga jedynie pręta do zawieszenia lub krawędzi półki oraz taśmy. Eksperymentator powinien jednak rozważyć zastosowanie tła zapewniającego optymalny kontrast. Ponadto zaleca się podjęcie kroków zapobiegających obserwowaniu przez myszy innych testowanych zwierząt. W naszym laboratorium stosujemy specjalnie wykonane skrzynki do zawieszania za ogon (Four-Hour Day, Baltimore MD), wykonane z tworzywa sztucznego o wymiarach (55 wysokość X 60 szerokość X 11,5 cm głębokość). Aby zapobiec obserwowaniu lub interakcjom między zwierzętami, każda mysz jest zawieszona we własnej trójściennej prostokątnej komorze (55 wysokość X 15 szerokość X 11,5 cm głębokość). Mysz jest zawieszona na środku tej komory, a jej szerokość i głębokość są dostatecznie duże, aby zwierzę nie mogło dotykać ścian. W tej konfiguracji przybliżona odległość między nosem myszy a dnem aparatury wynosi 20-25 cm. Aparatura posiada cztery takie identyczne komory, co pozwala na jednoczesne testowanie czterech myszy. Aluminiowy pręt do zawieszania (1 cm wysokości X 1 cm szerokości x 60 cm długości), służący do mocowania ogonów poszczególnych myszy, znajduje się na górze skrzynki. Wymiary stosowane w naszym laboratorium należy traktować jako ogólny punkt odniesienia. Na przykład rozmiar poszczególnych komór skrzynki do zawieszania za ogon może zostać zwiększony w przypadku użycia dużej linii myszy outbred (np. CD-1).
Na dnie każdego przedziału umieszczamy wyjmowaną aluminiową tackę, która służy do zbierania odchodów lub moczu zwierząt. W przypadku zwierząt albinosów stosujemy ciemnoszary pojemnik, natomiast dla myszy o innych kolorach okrywy włosowej używamy pojemnika w kolorze kremowym. Taki układ zapewnia lepszy kontrast, a w konsekwencji bardziej wiarygodną ocenę behawioralną podczas testu.
2. Taśma
Taśma powinna przylegać stabilnie zarówno do ogona myszy, jak i do pręta zawieszenia, oraz być wystarczająco wytrzymała, aby utrzymać ciężar badanej myszy (np. TimeMed Labeling Systems, Inc, Burr Ridge IL, szerokość 1.9 cm). Taśma nie powinna być jednak nadmiernie lepka, ponieważ pod koniec sesji zostanie usunięta z ogona. Odcinamy fragmenty taśmy o długości 17 cm i zaznaczamy punkt 2 cm od jednego z końców. Ten 2 cm odcinek służy do przymocowania taśmy do ogona, natomiast pozostałe 15 cm służy do zawieszenia myszy.
3. Odliczanie czasu



4. Urządzenie do rejestracji wideo
Wymagana jest kamera wideo oraz statyw (lub inna struktura wsporcza). Ponieważ test ten zazwyczaj obejmuje badanie wielu zwierząt w tym samym czasie, ocena na żywo będzie trudna i nie jest zalecana. Kamera wideo powinna nagrywać w rozdzielczości wystarczająco wysokiej, aby uzyskać obraz wysokiej jakości, który zostanie później wykorzystany do oceny behawioralnej. Przed rozpoczęciem testu zawsze upewnij się, że w kamerze znajduje się wystarczająca ilość pamięci do nagrywania. Używamy kamery wideo, która nagrywa cyfrowo bez użycia nośników fizycznych (np. kaset wideo), co umożliwia łatwy transfer nagrań.
5. Generator białego szumu
Generator szumu powinien maskować przerywane dźwięki otoczenia. Stosowanie generatora szumu jest szczególnie zalecane w środowiskach laboratoryjnych, w których mogą wystąpić nagłe, głośne dźwięki, które mogłyby potencjalnie spłoszyć myszy. W naszym pomieszczeniu eksperymentalnym poziom hałasu otoczenia (bez włączonego generatora białego szumu) wynosi około 60 dB. Całkowity poziom dźwięku przy włączonym generatorze białego szumu w miejscu przeprowadzania TST wynosi 70-72 dB. Należy jednak zauważyć, że wartości te podano wyłącznie w celach przykładowych, a każde laboratorium powinno dobrać odpowiednie poziomy hałasu w zależności od swojego specyficznego środowiska i okoliczności.
6. Materiały do czyszczenia
Pojemnik z zawiesiną należy dokładnie przecierać po każdej sesji roztworem sterylizującym (np. MB-10, Quip Laboratories Inc., Wilmington, DE, lub podobnym).
7. Stopery do wspinania (opcjonalnie: zależnie od użytego szczepu)
Myszy niektórych szczepów, takich jak C57BL/6, mogą wspinać się po własnych ogonach podczas testu1. Aby zapobiec takim zachowaniom2,3, wokół ogonów myszy umieszcza się przezroczyste puste cylindry (długość 4 cm, średnica zewnętrzna 1,6 cm, średnica wewnętrzna 1,3 cm, masa 1,5 g) o długości czterech cm (wykonane przez FourHourDay Inc, Baltimore MD) z rurek poliwęglanowych (#8585K41, McMaster-Carr, Santa Fe Springs, CA). Urządzenia te można wykonać w każdym laboratorium przy użyciu powszechnie dostępnych narzędzi i materiałów.
2. Procedury behawioralne
Ogólny schemat eksperymentalny powinien odzwierciedlać odpowiednią przeciwwagę między zmiennymi specyficznymi dla danego badania. Na przykład w naszych eksperymentach staramy się równomiernie reprezentować każdą grupę w każdej sesji TST (tzn. jeśli istnieją cztery grupy badawcze, każda z nich powinna być reprezentowana w każdej sesji). Ponadto pozycje myszy są rotowane w taki sposób, aby myszy z każdej grupy badawczej były umieszczane w innej pozycji w każdej sesji.
<ol>
 <li>Ustaw kamerę w odpowiedniej pozycji. Kamera powinna znajdować się jak najbliżej, aby uzyskać jak najwyższą rozdzielczość obrazu zwierząt.</li>
 <li>Fragmenty taśmy, które będą wykorzystywane podczas sesji, należy wyciąć, oznaczyć i przygotować do badania.</li>
 <li>Przed wprowadzeniem myszy do pomieszczenia badawczego uruchom generator białego szumu, jeśli jest on stosowany. Poziom białego szumu powinien być jedynie wystarczający do zamaskowania hałasów zewnętrznych. Należy unikać zbyt wysokiej głośności i upewnić się, że dla wszystkich zwierząt stosowany jest ten sam poziom białego szumu.</li>
 <li>Wprowadź zwierzęta do pomieszczenia badawczego. Jeśli pomieszczenie, w którym przebywają zwierzęta, oraz pomieszczenie badawcze sąsiadują ze sobą i panują w nich podobne warunki otoczenia, okres aklimatyzacji może nie być konieczny. W przeciwnym razie umieść zwierzęta w pomieszczeniu badawczym na okres aklimatyzacji (zazwyczaj co najmniej jedną godzinę). Pamiętaj, że inne zwierzęta umieszczone w tym samym pomieszczeniu mogą wyczuwać sygnały węchowe i ultradźwiękowe.</li>
 <li>W przypadku użycia szczepu znanego z wspinania się po własnych ogonach, takiego jak C57BL6/J, przed naklejeniem taśmy należy założyć Climbstoppery wokół ogonów.</li>
 <li>Przyklej taśmę do ogonów myszy. Użyj oznaczonego końca taśmy i upewnij się, że taśma przylega do ogona oraz do samej siebie. Taśmę należy nakleić na sam koniec ogona, pozostawiając 2-3 mm ogona poza taśmą.</li>
 <li>Po przyklejeniu każdego kawałka taśmy do ogona myszy, przyczep środkową część taśmy do wewnętrznych ścianek klatki. Pomoże to zapobiec plątaniu się kawałków taśmy. Należy pamiętać, że takie ograniczenie przestrzeni może powodować stres, dlatego ważne jest, aby proces naklejania taśmy na każde zwierzę zakończyć jak najszybciej.</li>
 <li>Po naklejeniu wszystkich taśm rozpocznij nagrywanie i zidentyfikuj sesję przed zawieszeniem myszy.</li>
 <li>Zawieś zwierzęta, umieszczając wolny koniec taśmy na pręcie lub półce zawieszającej, w kolejności zrównoważonej między grupami badawczymi. Zawieś myszy w sposób, który nie zasłania widoku z kamery, ponieważ cała sesja TST będzie oceniana, a zasłonięcie kamery uniemożliwi analizę zachowań w tym czasie. Sprawdź, czy wszystkie końce taśm zwisają równolegle do pręta lub półki zawieszającej, z podobną długością luzu dla każdej myszy.</li>
 <li>Po zakończeniu sesji (która zazwyczaj trwa sześć minut) zwróć zwierzęta do ich klatek domowych i ostrożnie usuń taśmę z każdego ogona, delikatnie ją odrywając. Nie szarp taśmy z ogona, ponieważ może to spowodować ból u myszy.</li>
<li>Po powrocie myszy do pomieszczenia dla kolonii usuń grudki kału i mocz z tacek zbierających, a następnie przetrzyj aparat roztworem sterilizującym.</li>
</ol>
3. Analiza zachowania
<ol>
 <li>Zazwyczaj test TST trwa od początku do końca sześć minut. W przeciwieństwie do innej powszechnie stosowanej procedury oceny skuteczności leków przeciwdepresyjnych, testu wymuszonego pływania, ocenia się całą sesję. Wynika to z ogólnego spostrzeżenia, że myszy wykazują tendencję do przejawiania unieruchomienia wcześniej w TST.</li>
 <li>W naszym laboratorium przesyłamy pliki wideo bezpośrednio z kamery na komputer PC, na którym przeprowadzana jest analiza.</li>
 <li>Podczas analizy behawioralnej mierzy się czas, jaki każda mysz spędza w stanie aktywności ruchowej. Choć możliwe jest bezpośrednie mierzenie czasu unieruchomienia, stwierdziliśmy, że łatwiej jest wykrywać i mierzyć ruchy aktywne niż brak takich ruchów.</li>
 <li>Najważniejszym aspektem analizy behawioralnej TST jest spójna identyfikacja ruchów rejestrowanych jako rzeczywista mobilność. Myszy, szczególnie na początku sesji, wykazują zachowania ewidentnie związane z próbą ucieczki. Obejmują one próby dotarcia do ścian aparatury i pręta zawieszenia, silne potrząsanie ciałem oraz ruchy kończyn przypominające bieg. Ruchy te jednoznacznie stanowią przejaw mobilności. Następnie zachowania te ustępują i stają się subtelniejsze. W naszym laboratorium niewielkie ruchy ograniczone do przednich łap, bez udziału tylnych łap, nie są liczone jako mobilność. Ponadto oscylacje i ruchy wahadłowe wynikające z pędu uzyskanego podczas wcześniejszych epizodów mobilności również nie są liczone jako mobilność.</li>
 <li>W naszym laboratorium do pomiarów czasu używamy oprogramowania ze stoperem ekranowym (Xnote Stopwatch, dnSoft Research Group). Na ekranie używa się dwóch oddzielnych stoperów. Pierwszy stoper odlicza czas od 360 sekund i powiadamia obserwatora o zakończeniu okresu analizy behawioralnej. Drugi stoper — kontrolowany przez obserwatora — mierzy czas spędzony w stanie mobilności. Niektóre oprogramowania stoperów mają możliwość przypisania klawiszy do funkcji startu i stopu, dzięki czemu stoperem można sterować za pomocą klawiatury na ekranie. Zamiast zwykłej klawiatury używamy urządzenia wejściowego powszechnie znanego jako „gamepad” do sterowania stoperami.</li>
 <li>Jeśli testowanych jest więcej niż jedna mysz i są one widoczne na ekranie, warto zasłonić pozostałe zwierzęta, aby ich ruchy nie rozpraszały obserwatora. Można to osiągnąć, używając innego okna programu lub fizycznie zasłaniając pozostałe myszy na ekranie papierem.</li>
 <li>Może wystąpić błąd systematyczny, jeśli całkowity czas mobilności upływający dla danej myszy jest widoczny przed zakończeniem sesji analizy. W przypadku użycia stopera ekranowego sugerujemy zasłonić wszystkie cyfry stopera poza milisekundami. Dzięki zasłonięciu stopera obserwator wie jedynie, czy stoper jest włączony czy wyłączony w danym momencie, ale nie zna całkowitego upływu czasu, a zatem nie może ulec żadnemu błęgowi systematycznemu. Stosując to podejście, obserwator, będąc zaślepionym co do przydziału zwierząt do grup, nie będzie miał ogólnego pojęcia o poziomie mobilności każdego zwierzęcia.</li>
 <li>Przed rozpoczęciem zbierania danych od zwierząt testowych należy przeprowadzić test niezawodności międzyobserwatorami dla każdego nowego obserwatora. W naszym laboratorium każdy nowy obserwator najpierw obserwuje doświadczonego obserwatora podczas oceniania. Po tym, jak nowi obserwatorzy nabiorą wystarczającej pewności w odróżnianiu mobilności od unieruchomienia, dokonują ocen w czasie rzeczywistym, podczas gdy doświadczony obserwator nadzoruje proces i wskazuje ewentualne błędy. Po pomyślnym zakończeniu tej fazy nowi obserwatorzy analizują konkretny zestaw filmów z TST, który przechowujemy w naszym laboratorium do celów szkoleniowych. Dopiero po uzyskaniu wysokiego poziomu korelacji międzyobserwatorskiej z doświadczonym obserwatorem badacz analizuje filmy z TST z rzeczywistych eksperymentów. Archiwizujemy dane z tych analiz szkoleniowych, aby stanowiły wewnętrzny standard dla laboratorium. Zaobserwowaliśmy różnice między szczepami w sposobie ekspresji zachowań mobilności (i unieruchomienia) oraz średni czas unieruchomienia między płciami. Gdy w laboratorium testowany jest nowy szczep, płeć lub genetycznie zmodyfikowany model mysi, konieczne jest ponowne przeprowadzenie tego typu analizy niezawodności.</li>
</ol>
4. Reprezentatywne wyniki
Wykorzystaliśmy TST do oceny odpowiedzi przeciwdepresyjnych na leczenie litem u różnych szczepów myszy (Rysunek 1)3. Szczegóły eksperymentalne tego badania zostały opublikowane w pracy Can et al., 20113.
<img src="/files/ftp_upload/3769/3769fig1.jpg" alt="Analiza czasu unieruchomienia, wykres słupkowy; grupa kontrolna vs lit w pięciu szczepach myszy, porównanie statystyczne." data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Czas unieruchomienia w teście zawieszenia za ogon po przewlekłym podawaniu litu u pięciu inbredowych szczepów myszy. Myszy były utrzymywane w grupach, po cztery osobniki w klatce. Myszy w grupie leczonej litem otrzymywały karmę z dodatkiem 4 g/kg LiCl przez trzy tygodnie. Zwierzęta kontrolne otrzymywały identyczną karmę bez chlorku litu. **:p&lt;0.01, ***:p&lt;0.001 oznaczają istotność statystyczną w nieparzystym teście t. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. n: 10-12 zwierząt na grupę dla każdego szczepu (rysunek powielony z 3).
W tym przykładzie istotny efekt terapeutyczny przewlekłego podawania litu z pokarmem zaobserwowano jedynie u szczepów C57BL/6J i DBA/2J. W pozostałych trzech szczepach nie odnotowano statystycznie istotnego skrócenia czasu unieruchomienia. Dane te wskazują, że odpowiedź o charakterze przeciwdepresyjnym na przewlekłe leczenie litem jest zależna od szczepu, co obserwowano również w przypadku innych leków przeciwdepresyjnych4-8.

<ol><li>Mayorga, A. J., Lucki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limitations+on+the+use+of+the+C57BL%2F6+mouse+in+the+tail+suspension+test%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Limitations on the use of the C57BL/6 mouse in the tail suspension test.</a> Psychopharmacology (Berl). 155, 110-112 (2001).</li>
<li>Dao, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mood+Disorder+Susceptibility+Gene+CACNA1C+Modifies+Mood-Related+Behaviors+in+Mice+and+Interacts+with+Sex+to+Influence+Behavior+in+Mice+and+Diagnosis+in+Humans%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Mood Disorder Susceptibility Gene CACNA1C Modifies Mood-Related Behaviors in Mice and Interacts with Sex to Influence Behavior in Mice and Diagnosis in Humans.</a> Biological Psychiatry. 68, 801-810 (2010).</li>
<li>Can, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antidepressant-like+responses+to+lithium+in+genetically+diverse+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%2C+Brain+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Antidepressant-like responses to lithium in genetically diverse mouse strains.</a> Genes, Brain and Behavior. 10, 434-443 (2011).</li>
<li>Bai, F., Li, X., Clay, M., Lindstrom, T., Skolnick, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-+and+interstrain+differences+in+models+of+%22behavioral+despair%22%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol.+Biochem.+Behav%22%5BJournal%5D)">Intra- and interstrain differences in models of "behavioral despair".</a> Pharmacol. Biochem. Behav. 70, 187-192 (2001).</li>
<li>Cervo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genotype-dependent+activity+of+tryptophan+hydroxylase-2+determines+the+response+to+citalopram+in+a+mouse+model+of+depression%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Genotype-dependent activity of tryptophan hydroxylase-2 determines the response to citalopram in a mouse model of depression.</a> J. Neurosci. 25, 8165-8172 (2005).</li>
<li>David, D. J., Renard, C. E., Jolliet, P., Hascoet, M., Bourin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antidepressant-like+effects+in+various+mice+strains+in+the+forced+swimming+test%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Antidepressant-like effects in various mice strains in the forced swimming test.</a> Psychopharmacology (Berl). 166, 373-382 (2003).</li>
<li>Dulawa, S. C., Holick, K. A., Gundersen, B., Hen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+chronic+fluoxetine+in+animal+models+of+anxiety+and+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropsychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Effects of chronic fluoxetine in animal models of anxiety and depression.</a> Neuropsychopharmacology. 29, 1321-1330 (2004).</li>
<li>Lucki, I., Dalvi, A., Mayorga, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+to+the+effects+of+pharmacologically+selective+antidepressants+in+different+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Sensitivity to the effects of pharmacologically selective antidepressants in different strains of mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 155, 315-322 (2001).</li>
<li>Steru, L., Chermat, R., Thierry, B., Simon, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tail+suspension+test%3A+a+new+method+for+screening+antidepressants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">The tail suspension test: a new method for screening antidepressants in mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 85, 367-370 (1985).</li>
<li>Can, A., Dao, D. T., Arad, M., Terrillion, C. E., Piantadosi, S. C., Gould, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mouse+Forced+Swim+Test%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">The Mouse Forced Swim Test.</a> J. Vis. Exp. 58, 3791-3638 (2012).</li>
<li>Porsolt, R. D., Bertin, A., Jalfre, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+despair+in+mice%3A+a+primary+screening+test+for+antidepressants%5BTitle%5D)+AND+%22Arch.+Int.+Pharmacodyn.+Ther%22%5BJournal%5D)">Behavioral despair in mice: a primary screening test for antidepressants.</a> Arch. Int. Pharmacodyn. Ther. 229, 327-336 (1977).</li>
<li>Porsolt, R. D., Anton, G., Blavet, N., Jalfre, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioural+despair+in+rats%3A+a+new+model+sensitive+to+antidepressant+treatments%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Behavioural despair in rats: a new model sensitive to antidepressant treatments.</a> Eur. J. Pharmacol. 47, 379-391 (1978).</li>
<li>Crowley, J. J., Blendy, J. A., Lucki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-dependent+antidepressant-like+effects+of+citalopram+in+the+mouse+tail+suspension+test%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Strain-dependent antidepressant-like effects of citalopram in the mouse tail suspension test.</a> Psychopharmacology (Berl). 183, 257-264 (2005).</li>
<li>Karolewicz, B., Paul, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Group+housing+of+mice+increases+immobility+and+antidepressant+sensitivity+in+the+forced+swim+and+tail+suspension+tests%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Group housing of mice increases immobility and antidepressant sensitivity in the forced swim and tail suspension tests.</a> European Journal of Pharmacology. 415, 197-201 (2001).</li>
<li>Lad, H. V., Liu, L., Paya-Cano, J. L., Fernandes, C., Schalkwyk, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+traits+for+the+tail+suspension+test%3A+automation%2C+optimization%2C+and+BXD+RI+mapping%5BTitle%5D)+AND+%22Mammalian.+Genome%22%5BJournal%5D)">Quantitative traits for the tail suspension test: automation, optimization, and BXD RI mapping.</a> Mammalian. Genome. 18, 482-491 (2007).</li>
<li>Liu, X., Gershenfeld, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+differences+in+the+tail-suspension+test+and+its+relationship+to+imipramine+response+among+11+inbred+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Genetic differences in the tail-suspension test and its relationship to imipramine response among 11 inbred strains of mice.</a> Biol. Psychiatry. 49, 575-581 (2001).</li>
<li>Ripoll, N., David, D. J., Dailly, E., Hascoet, M., Bourin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antidepressant-like+effects+in+various+mice+strains+in+the+tail+suspension+test.%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res.%22%5BJournal%5D)">Antidepressant-like effects in various mice strains in the tail suspension test.</a> Behav. Brain. Res.. 143, 193-200 (2003).</li>
<li>Mineur, Y. S., Belzung, C., Crusio, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+unpredictable+chronic+mild+stress+on+anxiety+and+depression-like+behavior+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain.+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of unpredictable chronic mild stress on anxiety and depression-like behavior in mice.</a> Behav. Brain. Res. 175, 43-50 (2006).</li>
<li>Thierry, B., Stéru, L., Simon, P., Porsolt, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tail+suspension+test%3A+Ethical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">The tail suspension test: Ethical considerations.</a> Psychopharmacology. 90, 284-285 (1986).</li>
<li>Cryan, J. F., Mombereau, C., Vassout, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tail+suspension+test+as+a+model+for+assessing+antidepressant+activity%3A+review+of+pharmacological+and+genetic+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Biobehav.+Rev%22%5BJournal%5D)">The tail suspension test as a model for assessing antidepressant activity: review of pharmacological and genetic studies in mice.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 29, 571-625 (2005).</li>
<li>O'Leary, O. F., Cryan, J. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aO%27Leary%2C+OF+%22Mood+and+Anxiety+Related+Phenotypes+in+Mice%22">Mood and Anxiety Related Phenotypes in Mice</a>. Gould, T. D. 42, Humana Press. 119-137 (2009).</li>
<li>Detke, M. J., Johnson, J., Lucki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+and+Chronic+Antidepressant+Drug+Treatment+in+the+Rat+Forced+Swimming+Test+Model+of+Depression%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Psychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Acute and Chronic Antidepressant Drug Treatment in the Rat Forced Swimming Test Model of Depression.</a> Experimental and Clinical Psychopharmacology. 5, 107-112 (1997).</li>
<li>Rupniak, N. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+depression%3A+challenges+from+a+drug+development+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Animal models of depression: challenges from a drug development perspective.</a> Behavioural Pharmacology. 14, 385-390 (2003).</li>
<li>Strekalova, T., Steinbusch, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStrekalova%2C+T+%22Mood+and+Anxiety+related+phenotypes+in+mice%3A+Characterization+using+behavioral+tests%22">Mood and Anxiety related phenotypes in mice: Characterization using behavioral tests</a>. 42, 153-176 (2009).</li>
<li>Bartolomucci, A., Fuchs, E., Koolhaas, J. M., Ohl, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBartolomucci%2C+A+%22Mood+and+Anxiety+related+phenotypes+in+mice%3A+Characterization+using+behavioral+tests%22">Mood and Anxiety related phenotypes in mice: Characterization using behavioral tests</a>. 42, 261-275 (2009).</li>
<li>Samuels, B. A., Hen, R. Mood and Anxiety related phenotypes in mice: Characterization using behavioral tests. 63, 107-121 (2011).</li>
<li>Juszczak, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+usage+of+video+analysis+system+for+detection+of+immobility+in+the+tail+suspension+test+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+Biochemistry+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">The usage of video analysis system for detection of immobility in the tail suspension test in mice.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 85, 332-338 (2006).</li>
<li>Crowley, J. J., Jones, O. 'L. eary, F, O., Lucki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+tests+for+measuring+the+effects+of+antidepressants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+Biochemistry+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Automated tests for measuring the effects of antidepressants in mice.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 78, 269-274 (2004).</li>
<li>Gould, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+AMPA+receptors+in+the+antidepressant-like+effects+of+lithium+in+the+mouse+tail+suspension+test+and+forced+swim+test%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Involvement of AMPA receptors in the antidepressant-like effects of lithium in the mouse tail suspension test and forced swim test.</a> Neuropharmacology. 54, 577-587 (2008).</li>
<li>Gould, T. D., Dao, D. T., Kovacsics, C. E. Mood and Anxiety related phenotypes in mice: Characterization using behavioral tests. Gould, T. D. 42, Humana Press. (2009).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktów interesów.

Opracowanie testu TST przez Steru et al.9 było inspirowane wcześniej opracowanym testem wymuszonego pływania10-12. Podobnie jak w teście wymuszonego pływania, w TST myszy są umieszczane w sytuacji bez wyjścia, ale umiarkowanie stresującej. Brak zachowań związanych z próbą ucieczki uznaje się za unieruchomienie. Podobnie jak test wymuszonego pływania, TST jest testem najlepiej zwalidowanym do oceny skuteczności leków przeciwdepresyjnych, ale stosuje się go również do oceny efektów manipulacj...

<table><tbody><tr><td>Taśma</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stoper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kamera wideo</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Generator białego szumu (opcjonalnie)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Climbstoppers (opcjonalnie; w zależności od użytego szczepu)</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

test zawieszenia ogona

The Tail Suspension Test

Test zawieszenia za ogon jest behawioralnym testem mysim, użytecznym w przesiewaniu potencjalnych leków przeciwdepresyjnych oraz ocenie innych manipulacji, które mają wpływać na zachowania związane z depresją. Myszy są zawieszane za ogony za pomocą taśmy, w pozycji uniemożliwiającej ucieczkę lub chwycenie się pobliskich powierzchni. Podczas tego testu, który trwa zazwyczaj sześć minut, kwantyfikowane są wynikające z tego zachowania ukierunkowane na ucieczkę. Test zawieszenia za ogon jest cennym narzędziem w odkrywaniu leków, służącym do wysokoprzepustowego przesiewania potencjalnych związków przeciwdepresyjnych. W niniejszej pracy opisujemy szczegóły niezbędne do przeprowadzenia tego testu, kładąc dodatkowy nacisk na potencjalne problemy, które mogą wystąpić, oraz sposób ich unikania. Proponujemy również rozwiązanie problemu wspinania się po ogonie – częstej trudności, która czyni ten test bezużytecznym u niektórych szczepów myszy, takich jak powszechnie stosowany C57BL/6. Konkretnie, zapobiegamy zachowaniom wspinania się po ogonie poprzez przekładanie ogonów myszy przez mały plastikowy cylinder przed zawieszeniem. Na koniec szczegółowo opisujemy, jak ręcznie oceniać zachowania przejawiane w tym teście.

Test zawieszenia za ogon jest walidowaną procedurą eksperymentalną służącą do oceny skuteczności przeciwdepresyjnej leków u myszy. Myszy są zawieszane za ogony na sześć minut, a następnie ocenia się zachowania związane z próbą ucieczki. Opisujemy procedury stosowane podczas przeprowadzania testu zawieszenia za ogon.

Test zawieszenia ogona

Test zawieszenia za ogon jest testem behawioralnym u myszy, przydatnym w przesiewaniu potencjalnych leków przeciwdepresyjnych oraz ocenie innych manipulacji, które...

Test zawieszenia za ogon jest powszechnie stosowanym testem behawioralnym wykorzystywanym do przewidywania skuteczności przeciwdepresyjnej różnych manipulacji eksperymentalnych. Film ten prezentuje procedury tego testu. Test zawieszenia za ogon został zwalidowany dla myszy i nie jest zalecany dla większych gryzoni.W teście zawieszenia za ogon myszy są zawieszane za ogony. Mysz pozostaje w zawieszeniu przez sześć minut. W tym czasie rejestrowane są zachowania osobnika.Po zakończeniu sześciominutowego okresu testowego taśmę usuwa się z ogona obiektu badanego. Po przeprowadzeniu testu nagrania wideo są przesyłane do komputera lub monitora wideo. Do analizy obserwator mierzy czas, jaki mysz spędza na zmaganiach podczas całej sześciominutowej sesji.Związki o właściwościach przeciwdepresyjnych zwiększają czas, jaki myszy spędzają na próbach uwolnienia się. Odzwierciedlają to krótsze okresy znieruchomienia. Na przykład donosiliśmy, że lit, lek stabilizujący nastrój, który jest klinicznie przydatny jako pomocniczy lek przeciwdepresyjny, zmniejszył czas znieruchomienia w teście zawieszenia za ogon.Witajcie, nazywam się Sean i pracuję w laboratorium dr. Todd Goulda w Katedrze Psychiatrii na Uniwersytecie Medycznym w Maryland w Baltimore. Cześć, jestem Chantel z tego samego laboratorium. W tym filmie pokażemy Państwu, jak przeprowadzić i ocenić test zawieszenia za ogon.Test zawieszenia za ogon jest stosowany do oceny potencjalnej skuteczności leków przeciwdepresyjnych. Przejdźmy zatem do laboratorium, aby pokazać, jak przeprowadzić ten eksperyment. Choć nie jest to wymagane, używamy specjalnie zaprojektowanej skrzynki do zawieszenia za ogon.Do tego testu wykorzystujemy pudełko do zawieszenia ogona podzielone na cztery przedziały, z których każdy jest przeznaczony dla jednej myszy. Przegrody uniemożliwiają myszom wzajemną obserwację podczas testu.Można jednak wykorzystać półkę lub inną konstrukcję do zawieszenia myszy. Wymiary pudełka do testu zawieszenia za ogon są dobrane tak, aby zapobiec możliwości sięgania przez myszy i chwytania się krawędzi. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy wyciąć odpowiednią liczbę fragmentów taśmy i zaznaczyć odcinek, który będzie służył do przyklejenia do ogona.W naszym laboratorium będziemy używać 17 centymetrowych fragmentów taśmy. Należy zaznaczyć dwa centymetry od końca tego fragmentu taśmy, które posłużą do przymocowania go do ogona. Ogon umieszczamy na środku tej dwucentymetrowej części.Ustaw pudełko do testu zawieszenia za ogon oraz kamerę wideo. Przed wprowadzeniem zwierząt pudełko należy dokładnie wyczyścić roztworem sterylizującym w celu neutralizacji zapachów pozostawionych przez poprzednie osobniki. W naszym laboratorium używamy dwóch różnych pudełek do zawieszenia za ogon, identycznych pod każdym względem z wyjątkiem koloru.W przypadku myszy albinosów ciemnoszary pojemnik zapewnia dobry kontrast dla nagrań wideo. Dla szczepów myszy o ciemniejszym ubarwieniu odpowiedni będzie biały pojemnik. Włącz generator szumów białych.Powinno to maskować wszelkie przerywane dźwięki. Przenieść myszy do pomieszczenia zabiegowego w celu aklimatyzacji. Warunki w pomieszczeniu powinny być stałe, wolne od hałasów, zmian poziomu oświetlenia i innych możliwych zakłóceń.Okres ten trwa zazwyczaj co najmniej godzinę. Po zakończeniu okresu aklimatyzacji można przystąpić do testu, aby zapobiec wspinaniu się niektórych szczepów myszy po własnych ogonach. Podczas testu zawieszenia ogona stosujemy plastikowe cylindry, które umieszczamy nad ogonami.Walce te spoczywają u podstawy ogona podczas testu. W naszym laboratorium stosujemy plastikowe walce o długości 4 cm i średnicy 1 cm, o masie 1,5 g. Jeśli w celu zapobiegania wspinaniu się używane są plastikowe walce, należy je umieścić na ogonach przed nałożeniem taśmy.Naklejamy taśmę na sam koniec ogona, pozostawiając dwa do trzech milimetrów ogona poza obszarem zaklejenia. Taśmę mocujemy do ogonów myszy w ich klatkach domowych. Należy użyć zaznaczonego końca taśmy i upewnić się, że przylega ona do ogona oraz do samej siebie.Po naklejeniu taśmy należy przymocować każdą mysz do ścianek klatki, aby zapobiec splątaniu się taśm przymocowanych do różnych zwierząt. Proces ten należy przeprowadzić szybko, w przeciwnym razie myszy zostaną poddane niepotrzebnemu stresowi.Nagrywanie należy rozpocząć przed zawieszeniem zwierząt. Zawieś zwierzęta, umieszczając wolny koniec taśmy na pręcie zawieszenia w kolejności zrównoważonej między grupami badawczymi i w sposób, który nie zasłania widoku kamery. Ponieważ myszy są zawieszane jedna po drugiej, każde zwierzę ma nieco inny czas rozpoczęcia testu.Należy upewnić się, że ocena każdego myszy rozpoczyna się dokładnie w momencie rozpoczęcia okresu zawieszenia. Ważne jest, aby nie zasłaniać widoku kamery. Ponieważ cała sesja zawieszenia ogona będzie oceniana, zasłonięcie widoku kamery mogłoby doprowadzić do utraty danych.Należy upewnić się, że wszystkie końce taśm są prostopadłe do poprzeczki zawieszenia i mają taką samą długość luzu. Dla każdego osobnika należy uruchomić stoper. Test zawieszenia za ogon trwa sześć minut.Po upływie sześciominutowego okresu testowego należy zdjąć taśmę z końca każdego ogona i przenieść myszy z powrotem do ich klatki domowej. Na koniec testu należy zarejestrować wideo informacje o osobnikach. Po powrocie myszy do pomieszczenia dla kolonii, pudełko testowe należy dokładnie wyczyścić i przemyć roztworem sterylizującym.Po zakończeniu testowania omówimy punktację zachowań. Jedyną zmienną zazwyczaj ocenianą podczas punktacji testu zawieszenia za ogon jest czas, w którym zwierzęta pozostają w bezruchu. Aby uzyskać czas immobility, zmierzymy czas, w którym myszy są mobilne, a następnie odejmiemy go od sześciominutowego czasu trwania testu. Będziemy punktować pełne sześć minut testu.W pierwszej kolejności zakrywamy myszy, które nie są aktualnie oceniane, aby obserwator mógł skupić się tylko na jednym zwierzęciu w czasie przeznaczonym dla każdej myszy. Mobilność jest mierzona za pomocą stoperów wyświetlanych na ekranie, sterowanych za pomocą kontrolera gier. Tutaj, jak widać, znajdują się dwa oddzielne stopery ekranowe, które są sterowane jednocześnie.Pierwszy stoper odlicza czas od 360 sekund, wskazując obserwatorowi czas trwania testu. Drugi stoper mierzy czas, w którym badane osobniki pozostają mobilne. Jak można zauważyć, drugi stoper jest przesłonięty przez pierwszy, a obserwatorowi widoczne są jedynie jego części milisekundowe.W ten sposób obserwator będzie mógł sprawdzić, czy stoper odlicza czas, ale nie zobaczy całkowitego czasu mobilności aż do zakończenia oceny. Robimy to, aby zapobiec wpływowi błędu obserwatora na wyniki. Myszy, szczególnie na początku sesji, wykazują zachowania związane z próbą ucieczki.Zachowania te obejmują próby dotarcia do ścian aparatury oraz pręta zawieszenia, silne wstrząsy ciała i ruchy kończyn przypominające bieg. Ruchy te jednoznacznie stanowią przejaw mobilności. Jednak w miarę trwania testu ruchy stają się bardziej subtelne.W naszym laboratorium nie uznajemy za mobilność niewielkich ruchów ograniczonych do przednich kończyn, którym nie towarzyszy żaden ruch tylnych kończyn. Ponadto za mobilność nie uznaje się wahadłowych wychyleń wynikających z pędu uzyskanego podczas poprzednich epizodów mobilności. Przyjrzyjmy się teraz punktacji podczas rzeczywistej sesji testu zawieszenia za ogon.Zazwyczaj raportuje się czas unieruchomienia, a nie czas mobilności. Czas unieruchomienia można obliczyć, odejmując całkowity czas mobilności od 360 sekund czasu trwania testu. Punktacja. Test zawieszenia za ogon wymaga przeszkolenia i praktyki.Ważne jest ustanowienie wewnętrznego standardu laboratoryjnego oraz przeszkolenie nowych obserwatorów, aż osiągną oni wysoki poziom wiarygodności. W niniejszej pracy wyjaśniamy, jak przeprowadzić i ocenić test zawieszenia za ogon. Powodzenia w przyszłych eksperymentach.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Test zawieszenia tylnego

Opracowaliśmy model naprzemiennego odciążenia kończyn tylnych u myszy. Główną zaletą naszej metody odciążania kończyn tylnych z wykorzystaniem pierścienia ogonowego w stosunku do konwencjonalnej techniki trakcji ogona Morey-Holton jest prosta i bezpośrednia procedura, która minimalizuje stres u zwierzęcia.

Alternatywna metoda dla tradycyjnego modelu odciążenia kończyn tylnych według NASA u myszy

Opisujemy dwie metody testowania czucia dotykowego w ostrych lub przewlekłych okresach po urazie rdzenia kręgowego u szczurów. Te zwalidowane procedury pozwalają wykryć rozwój i utrzymywanie się doznań typu allodynii.

Ostre i przewlekłe badanie czucia dotykowego po uszkodzeniu rdzenia kręgowego u szczurów

Osoby z chromaniem przestankowym wykazują słabą równowagę w porównaniu do zdrowych osób z grupy kontrolnej. Komputerowa posturografia dynamiczna jest obiektywną metodą pomiaru reakcji posturalnych danej osoby na zaburzenia równowagi. Zapewnia to obiektywne odzwierciedlenie zdolności osoby do reagowania na sytuacje, w których bodźce sensoryczne ulegają zmianie i pojawiają się nieoczekiwane perturbacje.

Komputerowa posturografia dynamiczna do oceny kontroli postawy u pacjentów z przerywanym kladykacją

Prezentowany jest zwięzły zestaw testów motorycznych noworodków na myszach. Za pomocą tych testów można wykazać deficyty motoryczne noworodków w różnych zaburzeniach motorycznych noworodków. Dysponując ustandaryzowanym zestawem testów, można porównywać wyniki różnych badań, co pozwala na lepsze i dokładniejsze raportowanie między grupami.

Zestaw testów motorycznych w mysim modelu mózgowego porażenia dziecięcego u noworodków

Tutaj opisujemy procedury chirurgiczne mające na celu uzyskanie niezawodnej bocznej hemisekcji rdzenia kręgowego (HX) na 9 poziomie klatki piersiowej u dorosłych szczurów oraz oceny neurobehawioralne przeznaczone do wykrywania asymetrycznych deficytów po takim jednostronnym urazie.

Hemisekcja boczna rdzenia kręgowego i asymetryczna ocena zachowania u dorosłych szczurów

Upośledzenie odruchów posturalnych, określane jako niestabilność postawy, jest trudne do oszacowania. Oceny kliniczne, takie jak test ciągnięcia, mają problemy z niezawodnością i skalowaniem. W tym miejscu przedstawiamy oprzyrządowaną wersję testu ciągnięcia, aby obiektywnie scharakteryzować reakcje posturalne.

Oprzyrządowany test ciągnięcia do charakteryzowania reakcji postawowych

Hemisekcja kręgosłupa piersiowego u szczurów jest cennym i powtarzalnym modelem jednostronnego uszkodzenia rdzenia kręgowego do badania neuronalnych mechanizmów regeneracji lokomotorycznej i skuteczności leczenia. Ten artykuł zawiera szczegółowy przewodnik krok po kroku, jak wykonać zabieg hemisekcji i ocenić sprawność lokomotoryczną na arenie na otwartym boisku.

Operacja hemisesekcji rdzenia kręgowego klatki piersiowej i ocena lokomotoryczna w otwartym polu u szczura

Aby opracować nowatorskie interwencje terapeutyczne w celu zapobiegania i leczenia bólu pleców, potrzebne są modele zwierzęce, które zbadają mechanizmy i skuteczność tych terapii z perspektywy translacyjnej. Niniejszy protokół opisuje test BMS, znormalizowaną metodę oceny wrażliwości mechanicznej pleców u szczura.

Ocena wrażliwości mechanicznej pleców u szczura do mechanistycznego badania przewlekłego bólu pleców

Wypadanie narządów miednicy dotyka miliony kobiet na całym świecie, a mimo to niektóre powszechne interwencje chirurgiczne mają wskaźnik niepowodzeń sięgający nawet 40%. Brak standardowych modeli zwierzęcych do badania tego schorzenia hamuje postęp. Proponujemy następujący protokół jako model do zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego i prób rozciągania in vivo.

Opracowanie szczurzego modelu zawieszenia więzadła maciczno-krzyżowego

Ten manuskrypt przedstawia zestaw wysoce powtarzalnych testów behawioralnych do walidacji mysiego modelu zespołu Angelmana.

Charakterystyka behawioralna mysiego modelu zespołu Angelmana

Poznaj test zawieszenia ogona do oceny skuteczności leków przeciwdepresyjnych u myszy. Ta metoda pozwala badać zachowania związane z ucieczką i poziomem niepokoju w behawioralnej neurobiologii.

Test zawieszenia ogona

Przeglądaj więcej filmów