Name: Przeszczepienie wysp trzustkowych do torebki nerkowej myszy z cukrzycą (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-10-31T23:37:26.000+00:00
Duration: 10 min 43 s
Description: Poznaj technikę przeszczepu wysp trzustkowych pod torebkę nerkową myszy z cukrzycą. Metoda minimalizuje stres komórek i zwierząt, poprawiając wyniki transplantacji w badaniach nad cukrzycą.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Centrum Cukrzycy UCSF. NIH UCSF DERC Islet Core. JDRF. LifeScan Inc. Johnson &amp; Johnson Company.

Przygotowanie wysepek do transplantacji (Tx)
<ol>
<li>Pod mikroskopem odwróconym, ręcznie wyselekcjonować wyspki z hodowli na płytce 100mm, używając pipety P200 i prostej końcówki do pipety.</li>
<li>Odliczać wyspki w grupach po 100 i przenosić do poszczególnych probówek do mikrowirówki (~500 wyspek/probówka/mysz).</li>
<li>Pozostawić wyspki do czasu ich osiadania na dnie probówek do mikrowirówki.</li>
<li>Pobrać jeden osad z wyspek za pomocą pipety P200 (ustawionej na 130ul), używając prostej cienkościennej końcówki do pipety.</li>
<li>Nałożyć silikonowy adapter do probówek na końcówkę strzykawki. Wsunąć odcinek rurki PE50 do adaptera silikonowego.</li>
<li>Zawiesić pipetę z boku dygestorium i przykleić taśmą rurkę PE50 do ścianki dygestorium powyżej poziomu wyspek w końcówce. Pozwoli to wyspkom osadzić się wyłącznie w końcówce pipety.</li>
<li>Przenieść wyspki do rurki PE50, powoli obracając pokrętło pipety i przesuwając wyspki do rurki PE50,&nbsp;dbając o to,&nbsp;aby nie wypchnąć wyspek z końca rurki.</li>
<li>Zagiąć skośny koniec rurki PE50. Utrzymując zagięcie, odłączyć adapter silikonowy z rurką od pipety i zabezpieczyć zagięcie za pomocą adaptera silikonowego.</li>
<li>Umieścić wyspki w rurce PE50 (stroną z zagiętym adapterem silikonowym skierowaną w dół) w stożkowej probówce 15 mL z uciętą pipetą 5 mL i przymocować taśmą rurkę PE50 do boku pipety 5 mL, aby zapobiec zwijaniu się rurki PE50 podczas wirowania.</li>
<li>Wirować probówki stożkowe 15 mL z rurkami PE50 z prędkością 1000 rpm, a następnie wyłączyć wirówkę. (Nigdy nie przygotowywać więcej niż 10 preparatów z wyspek jednocześnie).</li>
<li>Umieścić probówkę na lodzie.</li>
</ol>
Przygotowanie myszy do przeszczepu
<ol>
<li>Znieczulić myszy izofluranem lub ketaminą/ksylozenem (patrz protokół przygotowania).</li>
<li>Po zadziałaniu środka znieczulającego wygolić lewy bok myszy.</li>
<li>Przetrzeć skórę myszy, ruchami od środka na zewnątrz, gazikiem z jodopowidonem, a następnie przemyć gazikiem nasączonym ETOH.</li>
<li>Zlokalizować lewą nerkę (bezpośrednio po prawej stronie śledziony). Wykonać niewielkie nacięcie skóry, odsłaniając otrzewną.</li>
<li>Wykonanie niewielkiego nacięcia w otrzewnej w celu odsłonięcia nerki. Utrzymanie małego nacięcia ułatwi uniesienie i ekspozycję nerki.</li>
<li>Wywierając lekki nacisk po obu stronach nacięcia, delikatnie wypchnąć nerkę na zewnątrz ciała myszy.</li>
<li>Utrzymywać nerkę w stanie wilgotnym, aplikując sól fizjologiczną za pomocą patyczka z watką.</li>
<li>Używając igły do strzykawki o rozmiarze 23 lub 25 G, wykonać niewielkie nacięcie w prawym boku nerki, tworząc ubytek w torebce nerki; nacięcie nie powinno być zbyt głębokie ani zbyt duże.</li>
</ol>
Przeszczepianie wysepek
Uwaga: Podczas przygotowywania myszy do Tx, druga osoba powinna przygotować strzykawkę Hamiltona z napędem śrubowym do przeszczepu wysepek.
<ol>
<li>Powoli zdejmij silikonową rurkę adaptacyjną z rurki PE50, utrzymując zagięcie w rurce.</li>
<li>Włóż przeciwległy koniec rurki PE50 do silikonowej rurki adaptacyjnej, a następnie nałóż silikonową rurkę adaptacyjną na końcówkę pipety przymocowaną do szklanej strzykawki Hamiltona z napędem śrubowym. Powoli puść zagięcie w rurce PE50, upewniając się, że wyspy nie wyciekają.</li>
<li>Powoli przesuń wyspy do końcówki rurki PE50 za pomocą mechanizmu śrubowego, pozostawiając niewielki pęcherzyk powietrza przed wyspami w rurce PE50.</li>
<li>Przez nacięcie wykonane w nerce ostrożnie wsuń rurkę PE50 pod torebkę, tworząc niewielką kieszonkę. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie uszkodzić miąższu nerki ani nie przebić torebki.</li>
<li>Pomocne jest utrzymywanie wilgotności obszaru i torebki za pomocą patyczka bawełnianego nasączonego roztworem soli fizjologicznej z gentamycyną; sucha torebka łatwo ulega rozerwaniu.</li>
<li>Delikatnie przesuwaj rurkę we wszystkich kierunkach, tworząc „kieszonkę”, w której spoczną przeszczepione wyspy. Pamiętaj o ponownym naniesieniu soli fizjologicznej, aby utrzymać wilgotność obszaru.</li>
<li>Pod kierownictwem osoby, która otworzyła mysz i umieściła rurkę PE50 pod torebką nerki, druga osoba (która przygotowała mysz i strzykawkę Hamiltona do transplantacji) będzie powoli wprowadzać wyspy pod torebkę, do wnętrza „kieszonki”, za niewielkim pęcherzykiem powietrza dostarczanym przez rurkę PE50, aż wszystkie wyspy zostaną przeszczepione.</li>
<li>Powoli usuń rurkę PE50, osusz obszar suchym patyczkiem i ostrożnie wypal nacięcie przy użyciu niskiej temperatury.</li>
<li>Używając suchego patyczka bawełnianego, upewnij się, że krwawienie ustało. Po ustąpieniu krwawienia ponownie zwilż nerkę sterylną solą fizjologiczną i&nbsp;delikatnie umieść nerkę z powrotem w otrzewnej przed zamknięciem powłok myszy za pomocą szwów i zszywek skórnych.</li>
</ol>
Zamykanie/Rewitalizacja myszy
<ol>
<li>Zamknąć otrzewną szwem ciągłym, używając jedwabnych nici 5-0 z igłą C-6 19mm.</li>
<li>Za pomocą pęsety zbliżyć oba brzegi nacięcia skóry.</li>
<li>Zzić skórę, używając 2 lub 3 zszywek.</li>
<li>Oczyścić skórę myszy z krwi, używając patyczka z watką i soli fizjologicznej.</li>
<li>Natychmiast podać myszy podskórnie iniekcję z Flunixin i Buprenorphine.</li>
<li>Umieścić mysz w klatce, która&nbsp;znajduje się na macie grzewczej lub pod lampą grzewczą, aż do momentu pełnej aktywności zwierzęcia.</li>
<li>Usunąć zszywki skórne po 2 tygodniach.</li>
</ol>

<ol><li>Tang, Q., Henriksen, K. J., Bi, M., Finger, E. B., Szot, G., Ye, J., Masteller, E. L., McDevitt, H., Bonyhadi, M., Bluestone, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro-expanded+antigen-specific+regulatory+T+cells+suppress+autoimmune+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">In vitro-expanded antigen-specific regulatory T cells suppress autoimmune diabetes.</a> J Exp Med. 199, 1455-1465 (2004).</li>
<li>Rulifson, I. C., Szot, G. L., Palmer, E., Bluestone, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inability+to+induce+tolerance+through+direct+antigen+presentation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Inability to induce tolerance through direct antigen presentation.</a> Am J Transplant. 2, 510-519 (2002).</li>
<li>Lenschow, D. J., Zeng, Y., Hathcock, K. S., Zuckerman, L. A., Freeman, G., Thistlethwaite, J. R., Gray, G. S., Hodes, R. J., Bluestone, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+transplant+rejection+following+treatment+with+anti-B7-2+and+anti-B7-1+antibodies.+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Inhibition of transplant rejection following treatment with anti-B7-2 and anti-B7-1 antibodies. Transplantation.</a> Transplantation. 60, 1171-1178 (1995).</li>
<li>Lenschow, D. J., Zeng, Y., Thistlethwaite, J. R., Montag, A., Brady, W., Gibson, M. G., Linsley, P. S., Bluestone, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+survival+of+xenogeneic+pancreatic+islet+grafts+induced+by+CTLA4lg%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Long-term survival of xenogeneic pancreatic islet grafts induced by CTLA4lg.</a> Science. 257, 789-792 (1992).</li>
</ol>

Niniejszy protokół przedstawia praktyczną i wydajną opcję czystego i łatwego wprowadzania wysepek lub komórek pod torebkę nerkową u myszy z cukrzycą lub myszy zdrowych. Technika zagęszczania i pelletowania wysepek lub komórek w końcowej rurce dostarczającej (PE50), używanej do transplantacji komórek pod torebkę nerkową, oferuje prostą i skuteczną metodę przeszczepiania komórek, ograniczając jednocześnie zbędny stres dla komórek oraz myszy.

<table><tbody><tr><td>Rękawiczki chirurgiczne</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-394-95(sz)</td><td></td></tr><tr><td>Gąbki do mycia chirurgicznego</td><td>Moore Medical</td><td>42940AK</td><td></td></tr><tr><td>Pincety</td><td>Miltex Inc.</td><td>6-114 and 6-26</td><td>2 z ząbkami, 2 proste</td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne n=2</td><td>Miltex Inc.</td><td>5-290</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka Oster (ostrze nr 40)</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-305-10B</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne gaziki 4x4</td><td>Moore Medical</td><td>08252AK</td><td></td></tr><tr><td>Gaziki z jodopowidonie</td><td>Moore Medical</td><td>08486AK</td><td></td></tr><tr><td>Gaziki alkoholowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-819-2</td><td></td></tr><tr><td>Podkładka grzewcza</td><td>Moore Medical</td><td>42508AK</td><td></td></tr><tr><td>Igły 23G lub 25G</td><td></td><td></td><td>długość 1&quot;</td></tr><tr><td>Roztwór Cidex</td><td>Moore Medical</td><td>07535AK</td><td>do czyszczenia/dezynfekcji narzędzi</td></tr><tr><td>Przewody polietylenowe PE50</td><td>BD Biosciences</td><td>427411</td><td>PE50, 0.965mm O.D. x 0.58mm I.D.</td></tr><tr><td>Roztwór Cidex + 28 day soln</td><td>Moore Medical</td><td>35625AK</td><td></td></tr><tr><td>Przewody silikonowe</td><td>Spectrum Chromat.</td><td>123732</td><td>5/32&amp;#8221;OD x 1/32&amp;#8221; ID</td></tr><tr><td>Sterylizator do narzędzi</td><td>Moore Medical</td><td>39074AK</td><td></td></tr><tr><td>Proste końcówki do pipet</td><td>USA Scientific, Inc.</td><td>1111-0810</td><td>sterylne</td></tr><tr><td>Strzykawka szklana z napędem śrubowym</td><td>Hamilton Co</td><td>1001</td><td></td></tr><tr><td>Narzędzie do kauteryzacji</td><td>Roboz Surgical Instruments Co.</td><td>RS230</td><td></td></tr><tr><td>Igłotrzymacz</td><td>Moore Medical</td><td>41-067</td><td></td></tr><tr><td>Jedwab 5-0</td><td>LOOK Surgical</td><td>754B</td><td>do szwów (6-C)</td></tr><tr><td>Patyczek z bawełnianym końcem</td><td>Moore Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zszywarka autoclip 9mm</td><td>BD Biosciences</td><td>7630</td><td></td></tr><tr><td>Zszywki 9mm</td><td>BD Biosciences</td><td>7631</td><td></td></tr><tr><td>Ekstraktor zszywek 9mm</td><td>BD Biosciences</td><td>7637</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantacja wysepek trzustkowych do torebki nerki u myszy z cukrzycą

Transplantation of Pancreatic Islets Into the Kidney Capsule of Diabetic Mice

Nasz protokół został opracowany w celu czystego i łatwego wprowadzania wysepek lub komórek pod torebkę nerkową u myszy cukrzycowych lub zdrowych. Ustaliliśmy, że łatwiej jest skoncentrować wysepki lub komórki w postaci pelletu w końcowej rurce do aplikacji (PE50), używanej do transplantacji komórek pod torebkę nerkową. Technika ta zapewnia szybkość i łatwość wykonania, ograniczając jednocześnie nadmierny stres dla komórek lub myszy.

Załadunek: Osadzone, ręcznie wyselekcjonowane wysepki lub zgranulowane komórki są ostrożnie odsysane z dna probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 mL za pomocą pipety p200 i prostej końcówki o cienkich ściankach. Odcinek rurki PE50 jest mocowany do końcówki pipety za pomocą małego silikonowego adaptera. Pozostawia się komórki do osadzenia się w końcówce, a następnie przenosi je do rurki PE50 poprzez powolne operowanie pipetą. Gdy komórki znajdują się blisko końca rurki PE50, wykonuje się zagięcie, a na nim umieszcza silikonowy adapter. Rurkę PE50 przenosi się do stożkowej probówki 15 mL zawierającej uciętą pipetę 5 mL, a rurkę PE50 przykleja taśmą do boku pipety 5 mL, aby zapobiec jej zwijaniu się podczas wirowania. Próbkę wiruje się do osiągnięcia prędkości 1 000 rpm, a następnie zatrzymuje.
Transplantacja: Myszy biorców poddaje się znieczuleniu, goleniu i oczyszczeniu. Na lewym boku myszy wykonuje się niewielkie nacięcie, aby odsłonić nerkę. Nerkę, tkankę tłuszczową i tkanki sąsiednie utrzymuje się w stanie wilgotnym za pomocą tamponu z solą fizjologiczną. Dystalny koniec rurki PE50 łączy się z mikrosτρzykawką Hamiltona z napędem śrubowym, zawierającą końcówkę pipety, przy użyciu silikonowego adaptera. Po prawej stronie nerki wykonuje się niewielkie, nie zbyt duże i nie zbyt głębokie nacięcie. Ścięty koniec rurki PE50, znajdujący się najbliżej komórek, ostrożnie umieszcza się pod torebką nerki, delikatnie przesuwając rurkę w celu zrobienia miejsca i jednocześnie zwilżając obszar solą fizjologiczną; sucha torebka może łatwo ulec rozerwaniu. Poprzez powolne obracanie śruby mikrosτρzykawki pod torebkę wprowadza się mały pęcherzyk powietrza. Następnie, za pęcherzykiem powietrza, powoli podaje się wysepki. Po wprowadzeniu wysepek dba się o zachowanie homeostazy nerki, a nacięcie kauteryzuje się w niskiej temperaturze. Nerkę umieszcza się z powrotem w jamie brzusznej, a otrzewną i skórę zszywa się i zapina zszywkami. Myszy natychmiast traktuje się podskórnie Fluniksynem i Buprenorfiną, a następnie umieszcza w klatce na podgrzewaczce.

Nasz protokół został opracowany w celu czystego i łatwego wprowadzania wysepek lub komórek pod torebkę nerkową myszy. Komórki są zagęszczane w postaci pelletów w końcowej części cewki używanej do transplantacji komórek pod torebkę nerkową. Prostota tej techniki zmniejsza stres dla komórek oraz myszy.

Transplantacja wysepek trzustkowych do torebki nerki u myszy z cukrzycą

Nasz protokół został opracowany w celu czystego i łatwego wprowadzania wysepek lub komórek pod torebkę nerkową u myszy z cukrzycą lub myszy zdrowych. Stwierdziliśmy, że łatwiejsze było...

Witam, nazywam się Greg Zod. Pracuję w Centrum Cukrzycy UCSF w Laboratorium Bluestone i dzisiaj pokażę Państwu, jak przeszczepiać wyizolowane wysepki trzustkowe pod torebkę nerki u myszy z cukrzycą. Procedura ta polega na pobraniu wysepek oczyszczonych z myszy syngenicznych lub allogenicznych, a następnie ich przeszczepieniu pod torebkę nerki myszy z cukrzycą.Myszy, które mogą być naturalnie cukrzycowe, takie jak NOD, lub myszy, u których cukrzycę wywołano sztucznie poprzez wstrzyknięcie streptozotocyny. Teraz jesteśmy gotowi do ręcznego wyboru wysepek trzustkowych. Będę ręcznie wybierać wysepki i liczyć je podczas odsysania pipetą.Pozostawię wszelkie inne elementy w tkance, a patrząc na sposób, w jaki światło załamuje się w tkance, można rozpoznać, co jest eyeletem, a co nie. Następnie zliczam eyelety. Umieszczę je w probówce typu microcentrifuge i zbierzemy je do transplantacji.Kwykły mają gęstszy, niemal czerwony wygląd, natomiast tkanka ace w R jest jaśniejsza i bardziej puszysta. Ma ona również białawy odcień. Zatem podczas pobierania kwykieł, pobierzecie Państwo również trochę tkanki a w r, ale dopóki większość pobranych tkanek to kwykiełki, wszystko będzie w porządku.Można zauważyć, że znajduje się tu spory fragment tkanki R. Tutaj widoczny jest wyraźny eyelet, a nad nim kolejny. Pomiędzy nimi znajduje się nieco tkanki R, dzięki czemu można przesuwać elementy i wyodrębnić poszczególne eyelety.Zauważą Państwo, że używam końcówki do pipety o przekroju niestożkowym. Końcówka ta ma bardzo cienkie ścianki i jest prosta, co ułatwia wprowadzanie i wyjmowanie oczek z wnętrza końcówki.Należy uważać, aby nie pobrać węzła chłonnego. Są to specyficzne węzły chłonne trzustki, które zostają strawione i oczyszczone. Staram się pobrać jedynie wysepki, jeśli to możliwe, pozostawiając węzły chłonne.Po ręcznym wyselekcjonowaniu oczek, mam 500 wolnych oczek na dnie tej probówki do mikrocentryfugi. Teraz przeniosę te oczka do naszej rurki P 15 w celu transplantacji. Robię to w następujący sposób: za pomocą końcówki pipety powoli aspiruję oczka z dna probówki.Następnie, gdy oczka znajdują się już w końcówce pipety, biorę rurkę silikonową podłączoną do rurki B 50 i pozwalam im osiąść w końcówce pipety, przyklejając je taśmą do bocznej ścianki komory z laminarem. Gdy granulki osiądą w końcówce pipety, wyjmujemy pipetę i powoli przesuwamy granulkę do rurki, używając pokrętła pipety, a nie tłoka. Podczas ustawiania wartości na pipecie, przesuwam rurkę.Pozwalają one na wprowadzenie pelletów do rurki P 50. Gdy pellety przesunęły się na odległość około jednej cala od końca rurki, zagiąłem ją, aby zatrzymać pellety wewnątrz. Następnie usunąłem rurkę silikonową i przeniosłem ją do miejsca zagięcia.Następnie umieszcza się to w probówce do wirowania za pomocą przyciętej pipety 5 ml. Następnie zginam rurkę i przyklejam ją taśmą do pipety 5 ml. Teraz zestaw jest gotowy do Centrifusion.Mysz została ogolona i znieczulona; upewnimy się teraz, że nie reaguje ona na uciśnięcie palca u nogi. Następnie oczyszczę mysz za pomocą tamponów z jodopowidonem. Operację przeprowadza się aseptycznie, a końcówki wszystkich moich narzędzi są sterylne.Wykonam niewielkie nacięcie na lewym boku myszy, bezpośrednio po prawej stronie śledziony. Należy zadbać o to, aby nacięcie pozostało małe, tak aby podtrzymywało nerkę. Po wyizolowaniu nerki należy przeciąć ścianę otrzewnej bezpośrednio nad nerką, wykonując niewielkie nacięcie.Jednym ruchem podnoszę skórę w lewo i naciskam, wypychając nerkę do góry, aż wysunie się w ten sposób. Utrzymuję nerkę w stanie wilgotnym, używając niewielkiej ilości soli fizjologicznej i gentamycyny, która jest antybiotykiem. Za pomocą igły 25G wykonam niewielkie nacięcie w nerce w miejscu, w którym zostanie umieszczony dren.Nie należy wgryzać się w nerkę, a jedynie wykonać niewielkie nacięcie. Pojawi się wtedy cienka linia krwi, co będzie sygnałem, że przebito torebkę.Używając rurki P 50 przeciętej pod skosem, podważę krawędź wykonanego cięcia i powoli umieszczę rurkę pod kapsułką. Pavel utrzymuje nerkę w stanie wilgotnym podczas tej procedury, ponieważ sucha kapsułka łatwo ulega rozerwaniu. Gdy rurka P 50 znajdzie się pod kapsułką, Pavo przesunie pellet za pomocą strzykawki Hamiltona z napędem śrubowym.Tutaj widać, jak pellet powoli wsuwa się do środka. Kierujemy dostarczanie oczek na podstawie napędu śrubowego. Po dostarczeniu oczek pobieram suchy gazik, osuszam obszar, a następnie za pomocą wypalarki koagulacyjnej zamykam nacięcie w nerce.Używając nici jedwabnej 5-0, chwyciłem otrzewną i zszyłem ją. Wykonałem szew ciągły, aby zamknąć otwór u myszy. Następnie zamknęliśmy skórę za pomocą zszywek skórnych.Zanim wybudzę mysz, podaję jej podskórnie przeciwzapalne leki bpro, amine i flu nixon oraz środek przeciwbólowy. Następnie mysz zostaje umieszczona w klatce na podkładce grzewczej. W ten sposób przedstawiłem Państwu metodę transplantacji wysepek pod torebkę nerkową u myszy.Jest to doskonały model do badania tolerancji przeszczepu lub sposobów leczenia cukrzycy. W naszym laboratorium wykorzystujemy ten model konkretnie do badania wpływu tregs na transplantację komórek wysepek trzustkowych lub indukowania tolerancji za pomocą różnych cząsteczek blokujących kostymulację.

transplantation-pancreatic-islets-into-kidney-capsule-diabetic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przeszczep wysepek trzustkowych do torebki nerki myszy z cukrzycą

Przeszczepianie wyizolowanych wysepek zostało zaproponowane jako potencjalna metoda leczenia cukrzycy typu 1. W niniejszym materiale opisujemy metodę izolacji wysepek z trzustek myszy oraz ich transplantacji do przestrzeni podtorebkowej nerki.

Metoda izolacji wysepek mysich i przeszczepiania podtorebkowego do nerki

Ten film opisuje protokół szczepienia ludzkich wysp trzustkowych do przedniej komory oka myszy w celu monitorowania rewaskularyzacji ludzkich przeszczepów wysp trzustkowych in vivo. Pomaga również zrozumieć udział komórek biorcy i dawcy w promowaniu enkapsulacji i unaczynienia przeszczepu.

Szczepienie wysp trzustkowych: metoda wszczepiania wysp trzustkowych do przedniej komory oka myszy w celu obrazowania in vivo

Ten protokół demonstruje izolację mysich wysepek i zasiewanie ich na rusztowaniu zdecelularycznym. Wyspy trzustkowe wsparte na rusztowaniach przeszczepiono do poduszeczki tłuszczowej najądrza myszy z cukrzycą indukowaną streptozotocyną (STZ). Wyspy trzustkowe przetrwały w miejscu przeszczepu i odwróciły stan hiperglikemii.

Wspomagany rusztowaniem przeszczep wysp trzustkowych w poduszce tłuszczowej najądrza myszy z cukrzycą

Wśród przeszczepów narządów litych w jamie brzusznej, przeszczepy trzustki są podatne na poważne uszkodzenia przeszczepu związane z reperfuzją niedokrwienną, co ostatecznie prowadzi do wczesnej utraty przeszczepu. Protokół ten opisuje model przeszczepu trzustki u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów, idealnie nadającej się do analizy tych wczesnych, szkodliwych uszkodzeń.

Mysi model do przeszczepu trzustki przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Wprowadzono metodę przeszczepiania wysp trzustkowych u myszy. Wyizolowane wysepki miesza się z hydrożelem, a mieszaninę umieszcza się w woreczku omentalnym myszy z cukrzycą. Następnie monitorowany jest poziom glukozy we krwi i wykonywana jest analiza immunohistochemiczna.

Metoda przeszczepu wysp trzustkowych do sieci u myszy

Przeszczep wysp trzustkowych jest sposobem na osiągnięcie normoglikemii w cukrzycy typu 1. Ten artykuł koncentruje się na technice przeszczepiania drogą wewnątrzwrotną w celu utrzymania prawidłowego poziomu glukozy u myszy z cukrzycą.

Wewnątrzportalowy przeszczep wysp trzustkowych w modelu mysim

W tym protokole opisana jest metoda izolacji i przeszczepu mysich wysp trzustkowych do pachwinowej podskórnej białej tkanki tłuszczowej. Izolowane syngeniczne mysie wysepki są przeszczepiane mysiemu biorcy za pomocą hydrożelu z błony podstawnej. Monitorowany jest poziom glukozy we krwi biorców i przeprowadzana jest analiza histologiczna przeszczepów wysp trzustkowych.

Pachwinowy podskórny model przeszczepu białej tkanki tłuszczowej (ISWAT) mysich wysp trzustkowych

Celem tego protokołu jest ciągłe monitorowanie dynamiki procesu wszczepiania ludzkich wysp trzustkowych oraz komórek gospodarza i dawcy. Osiąga się to poprzez przeszczepienie ludzkich wysp trzustkowych do przedniej komory oka (ACE) NOD. (Cg)-Gt(ROSA)26Sortm4-Rag2-/-mysz, a następnie wielokrotne obrazowanie 2-fotonowe.

Podłużne obrazowanie in vivo i kwantyfikacja przeszczepu ludzkich wysp trzustkowych i komórek gospodarza w przedniej komorze oka

Tutaj prezentujemy wyrafinowane procedury chirurgiczne dotyczące skutecznego przeprowadzenia przeszczepu wysp trzustkowych wewnątrz portalu, klinicznie istotnej, ale technicznie trudnej procedury chirurgicznej u myszy.

Minimalizacja krwawienia z żyły wrotnej po infuzji podczas przeszczepu wysp trzustkowych wewnątrzwątrobowych u myszy

Oferujemy minimalnie inwazyny protokół do domięśniowej transplantacji wyspików komórek macierzystych trzustki pochodzących z ludzkich komórek macierzystych do szczurów immunodeficytarnych w celu in vivo implantacji i dalszej analizy.

Przeszczep domięśniowy ludzkich pluripotentnych komórek macierzystych pochodzenia trzustkowego do szczurów

Poznaj technikę przeszczepu wysp trzustkowych pod torebkę nerkową myszy z cukrzycą. Metoda minimalizuje stres komórek i zwierząt, poprawiając wyniki transplantacji w badaniach nad cukrzycą.

Transplantacja wysepek trzustkowych do torebki nerki u myszy z cukrzycą

Przeglądaj więcej filmów