Name: Nieplazmowe łączenie PDMS do niedrogiego wytwarzania urządzeń mikroprzepływowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-11-01T00:41:54.000+00:00
Duration: 4 min 45 s
Description: Poznaj metodę odwracalnego łączenia PDMS ze szkłem bez plazmy do mikroprzepływowych urządzeń neuronowych. Ta technika zapewnia szczelność wodną i nadaje się do hodowli komórek w laboratoriach bez drogiego sprzętu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Przygotowanie urządzeń mikroprzepływowych do hodowli komórek neuronów
1) Oczyścić szkiełka przedmiotowe Corning nr 1 o wymiarach 24 mm X 40 mm
<ul>
<li>Poddać szkiełka przedmiotowe sonikacji w kąpieli wodnej przez 30 minut</li>
<li>Opłukać szkiełka przedmiotowe 70% EtOH</li>
<li>Przemyć szkiełka trzy razy dH2O</li>
<li>Osuszyć szkiełka w komorze do hodowli tkanek przez kilka godzin, najlepiej przez noc</li>
</ul>
Uwaga: Używamy specjalnych metalowych tacek, do których wkładamy preparaty. Preparaty są rozdzielane i umieszczane w szczelinach tej metalowej podstawki. Następnie tacki te można umieścić w szklanej korytku wypełnionym wodą, wstawić do sonikatora z łaźnią wodną i sonikować przez 30 minut. Kolejne etapy płukania są przeprowadzane w tym korytku.
2) Przygotowanie urządzeń PDMS
<ul>
<li>Wytnij formę z PDMS z płytki krzemowej, wykonaj otwory w odlewie z PDMS, a następnie podziel go na cztery części</li>
<li>Oczyść urządzenia z PDMS, najpierw przedmuchując je gazem obojętnym (Argonem lub Azotem). Następnie użyj taśmy 3M Scotch Brand 471, aby usunąć pozostałe zanieczyszczenia</li>
</ul>
Uwaga: Ważne jest, aby trzymać urządzenia stroną górną do góry. Początkowo, podczas odcinania PDMS od wafla krzemowego, stroną czystą jest ta, która stykała się z waflem: znajdują się na niej kanały mikroprzepływowe. Staramy się być tak ostrożni, jak to możliwe, aby nie uszkodzić urządzenia i utrzymujemy czystą stronę skierowaną do góry aż do momentu rozpoczęcia wiązania plazmowego.
<ul>
<li>Autoklawuj urządzenia w plastikowych pojemnikach</li>
<li>Po autoklawowaniu oczyść szkiełka przedmiotowe Corning nr 1 i poddaj urządzenia obróbce plazmowej przy użyciu urządzenia do czyszczenia plazmowego marki Harrick, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li>
<li>Umieść urządzenia czystą stroną do dołu na szkiełku przedmiotowym.</li>
</ul>
Urządzenie jest teraz powiązane plazmowo z szkiełkiem przedmiotowym.
3) Powlekanie urządzeń poli-L-lizyną (PLL)
<ul>
<li>PLL dodaje się do dołka po każdej stronie urządzenia i pozwala mu przepłynąć do kolejnego dołka</li>
</ul>
=&gt; 150 µl PLL do dużych dołków oraz 30 µl PLL do mniejszych dołków. Ilość nie musi być dokładna, o ile dołki są pełne.
Uwaga: Przyglądając się urządzeniu, zauważysz 4 dołki: każde dwa są ze sobą połączone. Należy umieścić PLL w jednym dołku w taki sposób, aby przepłynął on przez urządzenie do kolejnego dołka.
<ul>
<li>Pozostaw PLL w urządzeniu na około 10 minut, a następnie dodaj więcej PLL do studni, aby je całkowicie wypełnić</li>
<li>Umieść urządzenia zawierające PLL w inkubatorze w temperaturze 37°C na minimum 4 godziny (preferowane jest pozostawienie ich na noc)</li>
<li>Po zakończeniu obróbki usuń nadmiar PLL za pomocą próżni, uważając jednak, aby nie odessać całej cieczy z urządzenia</li>
</ul>
Uwaga: Należy unikać wprowadzania pęcherzyków powietrza do kanałów lub komory. Należy jedynie odessać nadmiar PLL z dołków.
<ul>
<li>Dodać autoklawowaną wodę destylowaną dH2O do każdego dołka po obu stronach urządzenia i pozwolić jej przepłynąć do drugiego dołka dzięki działaniu kapilarnemu</li>
</ul>
Rysunek 1 przedstawia schemat urządzenia mikrofluidycznego. Zwróć uwagę, w jaki sposób połączona jest strona niebieska (strona somy) oraz strona czerwona (strona aksonalna). Kiedy mówimy o naniesieniu PLL, wody lub pożywki do jednej studni po każdej stronie urządzenia, mamy na myśli na przykład: nanieś 150 ul autoklawowanej dH2O do jednej niebieskiej studni, a następnie nanieś 150 µl autoklawowanej dH20 do jednej czerwonej studni. Woda (lub PLL, pożywka lub komórki) przepłynie przez urządzenie do drugiej odpowiadającej jej studni.
<img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Schemat równowagi statycznej, z zaznaczonymi stronami soma i aksonu, 450 um, do badań z zakresu neuronauki." width="362" height="216" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1">
  Rysunek 1

Uwaga: Proszę zwrócić uwagę, że od tej pory, mówiąc „umieść medium, komórki, wodę lub PLL w górnych studzienkach”, odnoszę się do powyższego schematu, na którym soma znajduje się po lewej stronie, a aksony rosną w prawo.
<ul>
<li>Odssać wodę (pamiętając ponownie, aby nie usuwać całkowicie całego płynu z urządzenia), a następnie dodać kolejne 150 µl autoklawowanej dH2O do każdego z połączonych otworów i pozwolić jej przepłynąć do odpowiadającego otworu.</li>
<li>Umieścić urządzenie zawierające dH2O w inkubatorze w temperaturze 37°C na 1 godzinę, a następnie ponownie powtórzyć etap płukania. Urządzenia należy przepłukać dH2O łącznie trzy razy, z zachowaniem jednej godziny dla każdego cyklu.</li>
</ul>
Uwaga: Ze względu na możliwość absorpcji boranu z PLL do PDMS, niektórzy członkowie laboratorium Jeona zalecają inkubację urządzeń przez noc w autoklawowanej dH2O po kilku wstępnych szybkich płukaniach. Zapewni to wymycie całego wolnego boranu z PDMS przed załadowaniem komórek. Jeśli ten krok zostanie pominięty, z czasem może dojść do uwalniania boranu do medium, co może prowadzić do cytotoksyczności.
<ul>
<li>Do górnych studzienek dodać pożywkę Neural Basal Media (NBM) z niezbędnymi czynnikami (glutamax, B27, PenStrep)</li>
</ul>
Uwaga: Urządzenia można inkubować przez noc i zasiać z komórkami następnego dnia lub inkubować przez minimum 3 godziny w NMB + czynnikach przed wysianiem komórek.
Przygotowanie neuronów do wprowadzenia do urządzeń
Używamy kory płodowej szczura w 18. dniu rozwoju, którą kupujemy od firmy Brain Bits lub która jest dla nas przygotowywana na miejscu na kampusie. Preferujemy korzystanie ze świeżych tkanek.
<ol>
<li>Przygotować korę mózgu płodu (2 fragmenty tkanki) przechowywaną w Hibernate E</li>
<li>Wziąć 3 długie szklane pipety i wypalić ich końce nad lampą alkoholową, tworząc sukcesywnie mniejsze otwory</li>
<li>Przenieść tkanki z Hibernate E za pomocą szklanej pipety do sterylnej probówki 15 ml zawierającej 2 ml NMB + Factors.</li>
<li>TryTURACJA: Używając gruszki i szklanej pipety, przeprowadzić korę w górę i w dół około 5 do 10 razy. Następnie użyć kolejnej, mniejszej pipety do wielokrotnego pobierania i uwalniania tkanki. Na koniec powtórzyć czynność z najmniejszą pipetą. Należy upewnić się, że nie pozostały widoczne grudki. Uwaga: Niedawno laboratorium Jeon rozpoczęło porównywanie komórek z tkanek przechowywanych w Hibernate E z komórkami przygotowanymi z tkanek wstępnie traktowanych 0,125% Trypsyną w 50% buforze do sekcji wolnym od Ca++ i Mg++. Wyniki wskazują, że tkanki przygotowane przy użyciu trypsyny dają więcej żywych komórek niż tkanki umieszczone początkowo w Hibernate E. Jeśli tkanka NIE zostanie użyta natychmiast, należy ją przechowywać w Hibernate E. W przypadku natychmiastowego użycia tkanki w celu zwiększenia żywotności komórek, należy traktować tkankę Trypsyną przed tryturacją mechaniczną w następujący sposób: 1) rozcieńczyć 1 ml 0,25% Trypsyny (Gibco, Invitrogen) z 1 ml buforu do sekcji wolnego od Ca++ i Mg++ (końcowe stężenie Trypsyny = 0,125%) w probówce 15 ml (utrzymując w temperaturze lodowej); 2) umieścić tkankę w buforze i niezwłocznie inkubować w 37°C przez 8 minut; 3) dodać 10 ml DMEM/10% FBS, aby zatrzymać reakcję trypsyny i kontynuować protokół poniżej. </li>
<li>Odwirować komórki przy 1100 rpm przez 1 minutę</li>
<li>Ostrożnie odessać medium znad osadu komórkowego</li>
<li>Dodać 1 ml NMB + factors do osadu i resuspender go poprzez pipetowanie w górę i w dół</li>
<li>Przesprowadzić resuspenderowane komórki grawitacyjnie przez filtr w celu usunięcia skupisk (BD Falcon cell strainer 40 um nylon)</li>
<li>Policzyć i wysiać komórki: 
<ul>
<li>Do probówki do mikrowirówki dodać 60 µl NMB + factors, 20 µl zawiesiny komórkowej oraz 20 µl błękitu trypanu, a następnie wymieszać</li>
<li>Nanieść około 10 µl tego roztworu do komory licznikowej (hemocytometru) i policzyć żywe komórki (niezafarbowane na niebiesko)</li>
<li>Dostosować stężenie do 2,5 - 4,5 x106 cells/ml Uwaga: Zazwyczaj otrzymujemy stężenie około 2,5 - 4,5 x 106 cells/ml, w zależności od objętości, w której resuspenderowano komórki (normalnie 1 ml NBM + B27/Glutamax/PenStrep na korę). Jeśli tkanka była przygotowana z trypsyną, wydajność prawdopodobnie będzie wyższa.</li>
</ul>
</li>
</ol>
Przygotowanie urządzeń na szalkach
<ol>
<li>Załaduj komórki (neurony pierwotne) do jednej studni urządzenia</li>
<li>Rozmieść 5 µl na małe urządzenie i 20 µl na duże urządzenie Uwaga: Można załadować 10 µl komórek do górnej części urządzenia i 10 µl do dolnej części (połowa całkowitej objętości) lub bezpośrednio całe 20 µl komórek do górnej studni somatycznej (5 µl do górnej studni somatycznej w przypadku małych urządzeń). </li>
<li>Inkubuj przez 10 minut w inkubatorze w temperaturze 37°C, aby komórki mogły zacząć przywierać</li>
<li>Dodaj około 150/30 µl NMB + czynniki do każdej studni, zależnie od rozmiaru urządzenia Uwaga: Objętości mogą się różnić w zależności od grubości PDMS. Istotne jest jedynie, aby studnie były pełne.</li>
</ol>
Materiały uzupełniające dotyczące stosowania urządzeń bez wiązania plazmowego
Bez traktowania plazmą, Christina Tu, technik, która co tydzień z powodzeniem wykonuje tę procedurę bez użycia plazmy, zaleca natychmiastowe naniesienie komórek.
Pamiętaj, aby usunąć medium z obu studzienek po stronie soma (pozostawienie medium po stronie aksonu nie będzie miało znaczenia). To właśnie przepływ cieczy umożliwia komórkom przedostanie się do głównego kanału. Jeśli w studzienkach znajduje się medium, przepływ cieczy nie wystąpi.

<ol><li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li>
<li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury%2C+regeneration+and+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

W niniejszej pracy zademonstrowaliśmy, jak używać mikrofluidycznego urządzenia do neuronów bez konieczności stosowania oczyszczacza plazmowego. Metodę tę określamy mianem łączenia bezplazmowego.

<table><tbody><tr><td>PDMS</td><td>Odczynnik</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>Sylgard 184 z utwardzaczem; prosimy skontaktować się z firmą Dow Corning w celu znalezienia najbliższego dystrybutora</td></tr><tr><td>Szkiełko podstawowe Corning No. 1</td><td>Szkiełko podstawowe</td><td>Corning</td><td>Corning No. X2935 244</td><td>Dostępne za pośrednictwem Fisher Scientific, numer katalogowy Fisher 12-531D</td></tr><tr><td>B27</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>B27 jest zastrzeżonym suplementem dostępnym w firmie Invitrogen w ramach linii odczynników do hodowli komórkowych Gibco.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Odczynnik</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Glutamax jest dostępny w firmie Invitrogen w ramach linii odczynników do hodowli komórkowych Gibco.</td></tr><tr><td>Szalka Petri 60 mm</td><td>Narzędzie</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-757-13A</td><td>Sterylne polistyrenowe szalki Petri 60 mm są używane do umieszczenia urządzenia przytwierdzonego do szkła.</td></tr><tr><td>Poly-L-Lizyna</td><td>Odczynnik</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-1274</td><td></td></tr><tr><td>Probówka BD Falcon 50 ml</td><td>Narzędzie</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352098</td><td>Dostępna za pośrednictwem Fisher Scientific, numer katalogowy 14-959-49A</td></tr><tr><td>Probówka BD Falcon 15 ml</td><td>Narzędzie</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352097</td><td>Dostępna za pośrednictwem Fisher Scientific, numer katalogowy 14-959-70C</td></tr></tbody></table>

Łączenie pdms bez użycia plazmy w celu taniego wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

W niniejszym filmie demonstrujemy, jak korzystać z mikrofluidycznego urządzenia do hodowli neuronów bez zastosowania wiązania plazmowego. W niektórych przypadkach pożądane może być odwracalne połączenie urządzeń z szkiełkiem podstawowym Corning nr 1. Może to wynikać na przykład z braku dostępu do urządzenia do czyszczenia plazmą. W innych sytuacjach może być konieczne usunięcie urządzenia ze szkła po hodowli neuronów w celu przeprowadzenia niektórych typów mikroskopii lub immunobarwienia, choć usuwanie urządzenia do immunobarwienia nie jest niezbędne, ponieważ neurony można barwić bezpośrednio w urządzeniu. Niektórzy badacze nadal jednak preferują usuwanie urządzenia. W takim przypadku możliwe jest to dzięki odwracalnemu połączeniu urządzenia ze szkiełkiem podstawowym. Wiązanie bez użycia plazmy wiąże się z pewnymi wadami, ponieważ tworzone uszczelnienie jest mniej szczelne. W niektórych przypadkach aksony mogą przerastać pod rowkami, zamiast przez nie. Ponadto, ze względu na hydrofobowość szkła i PDMS, ciecze nie wnikają łatwo do urządzenia, co sprawia, że czasami konieczne jest wtłaczanie pożywki i innych odczynników do wnętrza układu. Ciecze wnikną do urządzenia dzięki działaniu kapilarnemu, jednak proces ten trwa znacznie dłużej w porównaniu z urządzeniami poddanymi wiązaniu plazmowemu. Urządzenie do czyszczenia plazmą wytwarza tymczasowe ładunki hydrofilowe na szkle i urządzeniu, co po połączeniu ułatwia przepływ cieczy przez układ w ciągu kilku sekund. W przypadku urządzeń połączonych bez użycia plazmy przepływ cieczy trwa kilka minut. Należy również zaznaczyć, że urządzenia przeznaczone do wiązania bez plazmy muszą zostać wcześniej wysterylizowane, podczas gdy urządzenia traktowane plazmą nie wymagają sterylizacji przed użyciem, ponieważ proces plazmowy je sterylizuje.

W tym filmie demonstrujemy, jak używać mikrofluidycznego urządzenia do neuronów bez konieczności wiązania plazmowego.

Łączenie PDMS bez użycia plazmy w celu taniego wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych

W niniejszym filmie demonstrujemy sposób użytkowania mikrofluidycznego urządzenia neuronowego bez zastosowania wiązania plazmowego. W niektórych przypadkach pożądane może być odwracalne wiązanie...

Laboratoria rutynowo przeprowadzające fotolitografię i litografię miękką zazwyczaj dysponują urządzeniem zwanym czyszczarką plazmową. Czyszczarka plazmowa posiada cewkę elektryczną, która wytwarza częściowo zjonizowany gaz składający się z elektronów, jonów, atomów obojętnych i cząsteczek. Plazma tworzy reaktywne grupy na powierzchni szkła i urządzenia, które po zetknięciu ze sobą tworzą trwałe wiązanie.Plazma sprawia również, że powierzchnia urządzenia staje się hydrofilowa, co ułatwia dodawanie cieczy. W niektórych przypadkach trwałe, nieodwracalne wiązanie nie jest jednak pożądane. Ponadto wiele laboratoriów nie ma dostępu do urządzenia do czyszczenia plazmowego.Aby rozwiązać ten problem, dzisiaj zademonstrujemy odwracalne łączenie urządzenia neuronowego ze szkłem kryształem bez użycia plazmy; siły elektrostatyczne między PDMS a szkłem tworzą wiązanie, które jest wodoszczelne i odpowiednie do hodowli komórkowej. Chciałbym przedstawić Kianę Lee, która przeprowadzi dzisiejsze demonstracje.Szkiełka nakrywkowe Corning nr 1 o wymiarach 24 mm na 40 mm są czyszczone w myjce ultradźwiękowej. Szkiełka umieszcza się w stojaku ze stali nierdzewnej, który następnie wkłada się do szklanego naczynia wypełnionego wodą dejonizowaną. Naczynie szklane jest następnie umieszczane w myjce ultradźwiękowej.Następnie szkiełka przedmiotowe poddaje się sonikacji przez 30 minut. Po sonikacji wodę dejonizowaną wylewa się z szklanego pojemnika. Do pojemnika ze szkiełkami przedmiotowymi wlewa się 70% etanol, a następnie przenosi go do standardowej komory z laminarnym przepływem powietrza w celu zachowania sterylności.Po wypłukaniu 70% etanolem, stojak ze stali nierdzewnej zostaje wyjęty ze szklanego pojemnika, a szklane preparaty pozostawia się do całkowitego wyschnięcia przez kilka godzin lub przez noc. Następnie, w komorze z laminarnym przepływem powietrza, szklane preparaty pokrywa się PLL, zanurzając je w pojemniku wypełnionym roztworem PLL. Szklane preparaty pozostawia się w roztworze PLL na minimum trzy godziny lub przez noc.Po powleczeniu PLL, roztwór PLL zostaje usunięty z naczynia, a szkiełka przedmiotowe są dokładnie płukane wodą dejonizowaną. Po kilkukrotnym wypłukaniu szkiełek powleczonych PLL wodą, naczynie zostaje ponownie napełnione wodą, w której szkiełka przedmiotowe moczy się przez kilka godzin. Po kilkugodzinnym moczeniu w wodzie dejonizowanej, woda zostaje odessana z naczynia.Laminatki szklane należy szybko wypłukać, a następnie wyjąć z naczynia, umieścić w stojaku ze stali nierdzewnej i pozostawić do wyschnięcia na noc. Urządzenia Neuron należy przenieść do komory z laminarnym przepływem powietrza i dokładnie wypłukać 70% etanolem w celu ich sterylizacji. Następnie należy odessać nadmiar etanolu z urządzenia. Urządzenia pozostawia się do wyschnięcia w komorze z laminarnym przepływem powietrza przez noc do następnego dnia.To sterylne urządzenie do hodowli neuronów należy po prostu umieścić na czystym, sterylnym szkle potraktowanym PLL. PDMS tworzy zaszkleniem odwracalną wiąź, która jest szczelna dla cieczy. Urządzenie przytwierdza się do szkła za pomocą delikatnego nacisku, a następnie bezzwłocznie dodaje do niego pożywkę.Zbyt długie oczekiwanie z dodaniem pożywki lub komórek do urządzenia po jego montażu może utrudnić wprowadzanie cieczy do wnętrza. Należy zauważyć, że ciecz nie wnika do urządzeń niepoddanych obróbce plazmowej tak szybko, jak do urządzeń traktowanych plazmą. Urządzenia poddane działaniu plazmy są początkowo hydrofilowe bezpośrednio po zabiegu, co sprawia, że ciecze swobodnie wpływają do ich wnętrza, podczas gdy przepływ przez urządzenia niespojone plazmowo jest znacznie wolniejszy.W niektórych przypadkach konieczne może być użycie pipety w celu wtłoczenia cieczy do urządzenia. W tym filmie pokazaliśmy, jak połączyć urządzenie neuronowe ze szkłem kryształem bez użycia plazmy. Jest to wydajna i niedroga metoda odwracalnego łączenia BLO, PDMS z powierzchniami szklanymi.Mamy nadzieję, że ten materiał wideo okazał się informatywny i pomocny. To wszystko z laboratorium Johna. Dziękujemy za oglądanie.

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Nieplazmowe łączenie PDMS dla niedrogiego wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych

W tym filmie prezentujemy technikę soft lithography z wykorzystaniem polidimetylosiloksanu (PDMS), której używamy do wykonania urządzenia mikroprzepływowego do hodowli neuronów.

Wytwarzanie urządzenia mikroprzepływowego do kompartymentacji somy i aksonów neuronów

Wytwarzanie urządzeń z PDMS oraz modyfikacja powierzchni

Urządzenia mikrofluidyczne mogą być wykorzystywane do wizualizacji złożonych procesów naturalnych w czasie rzeczywistym i w odpowiednich skalach fizycznych. Opracowaliśmy proste urządzenie mikrofluidyczne, które naśladuje kluczowe cechy naturalnych ośrodków porowatych, służące do badania wzrostu i transportu bakterii w podłożu gruntowym.

Okno na mikroświat: Proste systemy mikrofluidyczne do badania transportu drobnoustrojów w ośrodkach porowatych

W tym artykule opisujemy różne techniki dla platform szybkiego prototypowania mikroprzepływów. Proponowane techniki opierają się na epoksydach wrażliwych na promieniowanie ultrafioletowe (UV) i utwardzanych temperaturowo, rurkach na bazie polidimetylosiloksanu (PDMS), łączeniu drutem i anizotropowych foliach adhezyjnych. Przedstawione procedury montażu zostały opracowane zarówno dla urządzeń jednorazowego użytku, jak i systemów mikroprzepływowych wielokrotnego użytku.

Wysokowydajne, mikroprzepływowe, szybkie i tanie metody prototypowania

Proponujemy prostą technikę samoorganizacji koloidalnych nanocząstek krzemionki w celu stworzenia nanofluidycznego połączenia między dwoma mikrokanałami w polidimetylosiloksanie (PDMS). Korzystając z tej techniki, nanoporowatą membranę perełkową o wielkości porów do ~45 nm wbudowano w mikrokanał i zastosowano do elektrokinetycznego wstępnego zagęszczenia próbek DNA.

Tworzenie połączeń nanofluidycznych poniżej 50 nm w chipie mikroprzepływowym PDMS poprzez proces samoorganizacji cząstek koloidalnych

Solvent bonding to prosta i wszechstronna metoda wytwarzania termoplastycznych urządzeń mikroprzepływowych o wysokiej jakości wiązaniach. Opisujemy protokół uzyskiwania silnych, optycznie czystych wiązań w urządzeniach mikroprzepływowych PMMA i COP, które zachowują szczegóły mikrofunkcji, poprzez rozsądne połączenie ciśnienia, temperatury, odpowiedniego rozpuszczalnika i geometrii urządzenia.

Klejenie rozpuszczalnikowe do produkcji urządzeń mikroprzepływowych z PMMA i COP

Ten protokół opisuje wytwarzanie urządzeń mikroprzepływowych z MY133-V2000 w celu wyeliminowania artefaktów, które często powstają w mikrokanałach z powodu niezgodności współczynników załamania światła między strukturami mikrokanalików a roztworem wodnym. Protokół ten wykorzystuje akrylowy uchwyt do ściskania zamkniętego urządzenia, poprawiając przyczepność zarówno chemicznie, jak i mechanicznie.

Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

Tutaj prezentujemy protokół do projektowania i produkcji niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych przy minimalnym nakładzie finansowym i czasowym. Celem jest ułatwienie przyjęcia technologii mikroprzepływowych w biomedycznych laboratoriach badawczych i placówkach edukacyjnych.

Szybka produkcja niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych do zastosowań badawczych i edukacyjnych

Ten protokół opisuje techniki mikrofabrykacji wymagane do zbudowania urządzenia do elektroporacji mikroprzepływowej typu lab-on-a-chip. Konfiguracja eksperymentalna wykonuje kontrolowane transfekcje na poziomie pojedynczej komórki w ciągłym przepływie i może być rozszerzona do wyższych przepustowości dzięki kontroli populacyjnej. Przedstawiono analizę pokazującą możliwość elektrycznego monitorowania stopnia przepuszczalności błony komórkowej w czasie rzeczywistym.

Wytwarzanie i działanie systemu mikroelektroporacji o ciągłym przepływie z detekcją przepuszczalności

Ten protokół szczegółowo opisuje projekt i wykonanie urządzenia mikroprzepływowego odpowiedniego do badania mechaniki polimerów mikrotubul. Synteza technik mikrowytwarzania, zautomatyzowanej kontroli przepływu i modelowania obliczeniowego umożliwia stworzenie elastycznego systemu idealnie nadającego się do sondowania cytoszkieletu komórkowego in vitro.

Opracowanie opartego na mikrofluidyce podejścia do badania mechaniki polimerów mikrotubul

Ten protokół opisuje trzy proste metody uszczelniania do produkcji hybrydowego urządzenia mikrofluidalnego, które integruje komponenty poliwęglanów i krzemowe. Poprzez zastosowanie strategii wiązania rozpuszczalnikami, kompresji termicznej i kompresji mechanicznej, umożliwiamy niezawodne, niskotemperaturowe techniki uszczelniania, które unikają specjalistycznego sprzętu dla hybrydowych urządzeń mikrofluidalnych.

Metody budowy hybrydowych mikrofluidycznych urządzeń poliwęglanowych-krzemianowych

Poznaj metodę odwracalnego łączenia PDMS ze szkłem bez plazmy do mikroprzepływowych urządzeń neuronowych. Ta technika zapewnia szczelność wodną i nadaje się do hodowli komórek w laboratoriach bez drogiego sprzętu.

Łączenie PDMS bez użycia plazmy w celu taniego wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych

Przeglądaj więcej filmów