Name: Prosta metoda intubacji płuc myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Naucz się prostej metody intubacji płuc myszy wykorzystującej źródło światła światłowodowego do bezpośredniej wizualizacji tchawicy. Technika umożliwia wentylację mechaniczną lub instalację cieczy z możliwością późniejszego odzyskania zwierzęcia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Obsługiwane przez NIH HL-10342.

1. Przygotowanie do zabiegu
Najpierw należy zdobyć i przygotować następujące elementy:
<ol>
	<li>Kaniula. Do intubacji myszy o wadze 20-35 g używamy cewnika dożylnego o długości 1 lub 1,5 cala i rozmiarze 20 (BD Insylte, Sparks, MD lub Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Dla każdej myszy można użyć nowego sterylnego cewnika, ale cewniki mogą być również ponownie użyte po sterylizacji poprzez namoczenie w 70% etanolu przez noc. Chociaż ani gardło, ani tchawica myszy nie są sterylne, należy przestrzegać odpowiednich procedur czystości, w tym stosowania sterylnych rękawiczek i narzędzi.</li>
	<li>światłowodowy. Używamy optycznego o długości ≈70 cm 0,5 mm firmy Edmund Optics, ale długość nie jest krytyczna. Ważne jest, aby upewnić się, że krawędź włókna jest wygładzona, ponieważ po przycięciu na długość brzytwą krawędź pozostaje stosunkowo ostra, a przebicie ściany tchawicy nie wymaga dużego wysiłku. Jednak bardzo łatwo jest wygładzić tę krawędź, przytrzymując włókno około 2 cm od końca, a następnie wykonując małe kółka przez kilka sekund, tak aby krawędzie końcówki dotykały kawałka papieru ściernego o ziarnistości 1,000 (patrz demonstracja na filmie i rysunek 1 Macdonalda i wsp. 10). Drugi koniec jest wkładany przez gumowy korek. Najłatwiej to osiągnąć, najpierw przepychając igłę o rozmiarze 18 przez korek, wprowadzając światłowód przez otwór igły, a następnie wycofując igłę. Gumowy korek jest podłączony do halogenowego źródła światła o mocy 150 W (np. NCL-150, Volpi USA lub dowolnego innego źródła światła, nawet o mocy mniejszej niż 150 watów). Ważne jest, aby upewnić się, że używasz korka wykonanego z gumy silikonowej (lub innego materiału odpornego na ciepło), ponieważ zwykła guma lub korek mogą się palić, gdy znajdują się tak blisko gorącego źródła światła.</li>
</ol>
2. Przeprowadzanie intubacji
<ol>
	<li>Zobacz rysunki 1 i 2. Przełóż światłowodowy przez krótki kawałek rurki z gumy silikonowej (≈0.8 mm ID x 4 mm OD, Cole-Palmer, EW-96410-13). Zawiąż tę gumową rurkę dość mocno, jednocześnie umożliwiając regulację światłowodowego. Włożenie silikonowej rurki ciasno w końcówkę Luer kaniuli ustala położenie światłowodowego wewnątrz kaniuli. Wyreguluj położenie światłowodowego tak, aby przechodził przez kaniulę ≈4 mm przed końcówką kaniuli.</li>
	<li>Umieść znieczuloną mysz na pionowym wsporniku, zawieszonym na górnych siekaczach (ryc. 3). Większość badaczy uważa, że najlepszą wizualizację ma brzuszna strona myszy skierowana do siebie. Bardzo delikatnie wyciągnij język i przytrzymaj kciukiem i palcem wskazującym. Środkowy palec umieszcza się między szyją a plastikową podpórką. Trakcja na języku palcem wskazującym i kciukiem służy do otwierania ust, a do prostowania drogi intubacji kąt głowy jest regulowany za pomocą środkowego palca za szyją pokazanego na rysunku 3.</li>
	<li>Używając światłowodowego jako źródła światła i wprowadzacza, przepchnij go przez wizualizowane struny głosowe. Jeśli sznurki nie są widoczne, delikatnie pociągnij mocniej za język, używając środkowego palca jako podparcia. Po włożeniu należy przesunąć kaniulę o ≈5 mm dalej. Następnie, bardzo uważając, aby nie przesunąć kaniuli, wycofaj światłowodowy. Połóż mysz i zabezpiecz kaniulę kawałkiem taśmy i podeprzyj piastę kaniuli na kawałku plasteliny (plasteliny), jak pokazano na rysunku 4.</li>
	<li>Procedury w kroku 3 nie można łatwo nauczyć ani nawet zademonstrować, ponieważ jest to operacja wykonywana samodzielnie. Jednak dzięki subtelnym korektom przyczepności na języku i podparciu za głową, prawie wszyscy, którzy tego próbują, szybko znajdują właściwy sposób na ustawienie myszy, aby uwidocznić struny głosowe.</li>
</ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma do ujawnienia żadnego konfliktu interesów.

Opisana tutaj procedura ma kilka zalet. Po pierwsze, aparat jest prosty i stosunkowo niedrogi. Wykonanie aparatury nie wymaga żadnych specjalnych narzędzi ani kosztownego sprzętu. Użycie cewnika wprowadza, że jest to również źródło światła, co oznacza, że nigdy nie traci się z oczu otworu tchawicy, gdy wprowadzający zbliża się do otworu tchawicy. Zastosowanie wprowadzacza 0,5 mm służy również zminimalizowaniu urazu, który może wystąpić przy początkowym wprowadzeniu większej kaniuli. Zwracamy uwagę, że podobna sonda optyc...

W 1999 roku Brown i in. opublikowali artykuł opisujący metodę intubacji płuca myszy 1. Taka technika ma znaczną przydatność w powtarzaniu czynności płuc lub płukaniu oskrzelowo-pęcherzykowym u poszczególnych myszy w badaniach podłużnych 2. Od czasu tego oryginalnego artykułu pojawiło się kilka innych artykułów, które opisywały różne podejścia do intubacji myszy 3-9. Chociaż wszystkie te metody mogą być z powodzeniem stosowane, zwykle wymagają znacznego szkolenia lub kosztów. Jednym z głównych problemów związanych z taką intubacją jest to, że gdy kaniula intubacyjna zbliża się do tchawicy w oczekiwaniu na wprowadzenie, sama kaniula blokuje światło, a tym samym wizualizację miejsca, w którym musi się udać. W ten sposób wkładka staje się ślepa w najbardziej krytycznym momencie. W tym artykule pokazujemy, jak w prosty i niedrogi sposób wyeliminować ten problem z wizualizacją, zapewniając w ten sposób udaną intubację przy stosunkowo niewielkim przeszkoleniu lub doświadczeniu.

<table><tbody><tr><td>Kaniula intubacyjna </td><td>BD Insylte, Sparks, MD lub Jelco Optiva, Carlsbad, CA</td><td></td><td>Cewnik dożylny (IV) o długości 1 cala i średnicy 20 </td></tr><tr><td>światłowodowy </td><td>Edmund Optics, Barrington, NJ</td><td>#NT02-542</td><td>Około 2 stopy długości światłowodu 0,5 mm (włókno z tworzywa sztucznego klasy komunikacyjnej). Krawędź końca włókna, który jest wkładany do tchawicy, powinna być delikatnie zaokrąglona, trzymając włókno &#8776; 2 cm od końca, a następnie zataczając małe kółka, przeciągając końcówkę przez kilka sekund po papierze szmerowym o ziarnistości 1,000. </td></tr><tr><td>Źródło światła </td><td>Volpi</td><td>NCL-150</td><td>Chociaż używamy halogenowego źródła światła o mocy 150 W, można zastosować każde równoważne źródło światła, nawet o znacznie niższej mocy. </td></tr><tr><td>Rura </td><td></td><td></td> aluminiowa <td>Jeden cal OD, ze ścianką 1/16 cala. Może być konieczna zmiana, aby pasowała do dowolnego używanego źródła światła. </td></tr><tr><td>Gumowy korek</td><td></td><td></td><td>Gumowy korek #4 pasuje do rurki 1 cala.</td></tr><tr><td>Mała rurka z gumy silikonowej</td><td>Cole-Palmer</td><td>EW-96410-13</td><td>A &#8776; Kawałek rurki z gumy silikonowej o długości 1,5 cm (średnica wewnętrzna 0,8, średnica zewnętrzna 4 mm)</td></tr><tr><td>Kątowy stojak</td><td></td><td></td><td>podporowy Nasz jest zbudowany z pleksi, ale można użyć dowolnego materiału, do którego można przymocować gwint lub drut, aby utrzymać mysz pod prawie pionowym kątem.</td></tr></tbody></table>

prosta metoda intubacji płuc myszy

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Prosta procedura intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc miałaby kilka zalet w badaniach podłużnych z ograniczoną liczbą lub drogimi zwierzętami. Jednym z powodów, dla których nie robi się tego bardziej rutynowo, jest to, że jest to stosunkowo trudne, mimo że istnieje kilka opublikowanych badań, które opisują sposoby osiągnięcia tego. W tym artykule przedstawiamy procedurę, która eliminuje jedną z głównych przeszkód związanych z tą intubacją, jaką jest wizualizacja tchawicy przez cały czas intubacji. Podejście wykorzystuje światłowodowe źródło światła o średnicy 0,5 mm, które służy jako wprowadzacz do kierowania kaniuli intubacyjnej do tchawicy myszy. Pokazujemy, że możliwe jest zastosowanie tej procedury do pomiaru mechaniki płuc u poszczególnych myszy w czasie co najmniej kilku tygodni. Technikę tę można opracować przy stosunkowo niewielkich kosztach i wiedzy specjalistycznej, a także można ją rutynowo wykonać przy stosunkowo niewielkim szkoleniu. Powinno to umożliwić każdemu laboratorium rutynowe przeprowadzanie tej intubacji, umożliwiając w ten sposób badania podłużne na pojedynczych myszach, minimalizując w ten sposób liczbę potrzebnych myszy i zwiększając moc statystyczną poprzez wykorzystanie każdej myszy jako osobnej kontroli.

W ramach oceny metody wykorzystaliśmy cztery 20-tygodniowe samce myszy BALB/c o średniej masie ciała (± SEM) 27,7 ± 0,40 g. Badania prowadzono przez pięć kolejnych tygodni, mierząc opór płuc za pomocą systemu opisanego wcześniej 11. Każda mysz została poddana znieczuleniu ketaminą (100 μg/g BW) i ksylazyną (15 μg /g BW) w roztworze soli fizjologicznej poprzez wstrzyknięcie domięśniowe (IP). Następnie wykonano intubację zgodnie z powyższym opisem. W przypadku wątpliwości, czy kaniula znajduje się w tchawicy, a ...

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie. Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Ogólnym celem tej procedury jest intubacja myszy w celu umożliwienia wentylacji mechanicznej lub podawania substancji płynnych. Jest to realizowane poprzez wstępny montaż kaniuli i źródła światła. Drugim krokiem jest zawieszenie myszy w pozycji pionowej za górne siekacze.Po ułożeniu głowy i ciała w sposób umożliwiający prostą drogę intubacji, należy wprowadzić wprowadnik światłowodowy oraz kaniulę przez struny głosowe. Następnie światłowód zostaje usunięty, a mysz z umieszczoną kaniulą zostaje ułożona w pozycji grzbietnej w celu wentylacji lub instalacji. Dzisiaj zaprezentujemy prostą procedurę intubacji płuc myszy.Wizualizacja jest istotna, ponieważ precyzyjne ustawienie myszy jest często krytycznym etapem podczas wprowadzania kaniuli, dlatego wymaga to pewnej wprawy. Każdy powinien być w stanie powtarzać tę czynność w stosunkowo krótkim czasie; procedurę prezentuje dzisiaj dr Sandy Doss, młodszy pracownik naukowy z katedry medycyny pulmonologicznej w szkole medycznej. Pierwszym krokiem jest przygotowanie.Przygotuj kaniulę dla myszy dorosłych, wykorzystując cewnik do infuzji dożylnej (IV) o rozmiarze 20G i długości od 1 do 1,5 cala. Następnie przygotuj kabel światłowodowy, odcinając odcinek światłowodu o długości 0,5 mm i wygładzając jego krawędź. Po odcięciu przytrzymaj światłowód za koniec i wykonuj niewielkie obroty, tak aby końcówki dotykały papieru ściernego o ziarnistości 1000.Drugi koniec wprowadza się do gumowego stopra silikonowego o rozmiarze dopasowanym do otworu źródła światła. Najpierw należy przepchnąć igłę o rozmiarze 18 G. Następnie wprowadza się światłowód przez światło igły i wyjmuje igłę.Następnie korek gumowy podłącza się do halogenowego źródła światła o mocy 150 W. W dalszej kolejności należy przełożyć kabel światłowodowy przez krótki odcinek rurki z gumy silikonowej. Rurkę należy przymocować w taki sposób, aby nadal możliwa była regulacja położenia kabla światłowodowego.Po umieszczeniu na miejscu, ściśle wsuń rurkę silikonową do końca kanuli z prowadnicą. Dostosuj położenie światłowodu tak, aby przechodził przez kanulę i wystawał około czterech milimetrów przed jej końcówkę. Po przygotowaniu wszystkich elementów umieść znieczuloną mysz na wsporniku pionowym, ostrożnie zawieszając zwierzę za górnymi siekaczami.Po unieruchomieniu, bardzo delikatnie wyciągnij język i przytrzymaj go kciukiem oraz palcem wskazującym. Umieść palec środkowy pomiędzy szyją a plastikowym wspornikiem, wywierając trakcję języka palcem wskazującym. Palce i kciuk służą do otwarcia jamy ustnej i wyprostowania drogi intubacji.Kąt ustawienia głowy reguluje się środkowym palcem umieszczonym za karkiem, jak pokazano tutaj. Następnie należy zwizualizować struny głosowe. Jeśli struny nie są widoczne, należy delikatnie i mocniej pociągnąć język, wykorzystując środkowy palec jako podparcie.Po wizualizacji należy wykorzystać kabel światłowodowy jako źródło światła oraz prowadnicę i wprowadzić go przez struny głosowe. Wskaźnikiem potwierdzającym, że kaniula znajduje się w tchawicy, może być łapanie powietrza przez mysz w momencie pierwszego wprowadzenia kaniuli. Po wprowadzeniu należy przesunąć kaniulę o około pięć milimetrów dalej, a następnie, uważając, aby nie poruszyć kaniuli, wycofać kabel światłowodowy, położyć mysz i przymocować kaniulę kawałkiem taśmy, opierając jej nasadkę na kawałku plasteliny.Małe lusterko stomatologiczne przechowywane w zamrażarce może posłużyć do potwierdzenia, że kaniula znajduje się w tchawicy, a nie w przełyku. Należy umieścić lusterko przed przyłączem (hubem) cewnika. Jeśli cewnik jest w prawidłowej pozycji, wydychane powietrze spowoduje powstanie kondensacji na powierzchni lusterka.Jeśli procedura intubacji jest przeprowadzana wyłącznie w celu podania substancji do płuc drogą aerozolową, można ją wykonać, gdy mysz leży na plecach. Jednak w tej pozycji podawanie substancji w formie ciekłej odbywa się efektywniej, gdy mysz jest nadal zawieszona w pozycji pionowej, po czym następuje natychmiastowe usunięcie kaniuli w celu pomiaru funkcji płuc. Następnie zintubowana mysz pod wpływem znieczulenia zostaje podłączona do respiratora, jak pokazano tutaj.Ustawienia respiratora należy skonfigurować przed rozpoczęciem intubacji, aby uniknąć opóźnień w wentylacji. Przedstawiono zapis ciśnienia i objętości wentylacji dla intubowanej myszy. Oceniono zdolność tej metody do uzyskiwania powtarzalnych pomiarów oporu dróg oddechowych w okresie pięciu tygodni.Dane na tym wykresie pokazują, że powtarzane pomiary nie wywierają żadnego wpływu, ponieważ opór bazowy pozostaje stosunkowo stały. U każdej z czterech badanych myszy w odstępach tygodniowych ocenialiśmy szczelność połączenia między tchawicą a kaniulą intubacyjną, wstrzykując porcje powietrza do płuc po uśmierceniu zwierzęcia. Choć po stresie i powrocie do stanu relaksacji może występować bardzo powolny wyciek, przecieki ciśnienia wydają się minimalne.Podczas wykonywania tej procedury należy zachować szczególną ostrożność przy zdejmowaniu myszy ze statywu wspierającego, ponieważ istnieje duże ryzyko przypadkowego wysunięcia kaniuli.

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Prosty sposób intubacji płuc mysich

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Ten film opisuje prostą i niezawodną metodę wprowadzania płynu do tchawicy w celu wkroplenia płuc, utrwalenia i pomiaru objętości płuc.

Wkraplanie i utrwalanie płuc: wprowadzanie płynu do tchawicy i mocowanie płuc w celu zmierzenia ustalonej objętości płuc

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Intubacja-intubacja dotchawicza (IMIT) jest doskonałą, nieinwazyjną metodą badania chorób układu oddechowego, jak również metodą wkraplania odczynników terapeutycznych bezpośrednio do płuc. Jest to szybka i wysoce powtarzalna metoda, która nadaje się do badań przedklinicznych.

Wkraplanie dotchawicze za pośrednictwem intubacji (IMIT): nieinwazyjny, specyficzny dla płuc system dostarczania

Celem tego artykułu jest opisanie prostych metod, które znacznie pomogą w konfiguracji i analizie płuc myszy z rakiem płuc lub innymi patologiami. Przedstawiamy 3 protokoły do prostego i niezawodnego przeprowadzania wkraplania płuc, stabilizacji i pomiarów objętości płuc.

Metody wkraplania i utrwalania przydatne w badaniach nad rakiem płuc myszy

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Dotchawicze (IT) podawanie eksperymentalnych środków myszom często powoduje asymetryczne dostarczanie do dystalnych płuc. W tym raporcie opisujemy bezpośrednie podejście dooskrzelowe (IB) do kanniulacji każdego płuca u żywych myszy bez operacji. To podejście może być stosowane do selektywnego podawania środków do jednego płuca lub może być dostosowane do poprawy symetrycznego dostarczania środka do obu płuc.

Bezpośrednie podanie dooskrzelowe w celu poprawy selektywnego odkładania się czynnika w płucach myszy

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Ten protokół pokazuje, jak optymalne ustawienie myszy i transoralne wprowadzenie otoskopu opartego na kamerze umożliwia wizualizację głośni, szybką intubację przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i stałe dostarczanie płynu do płuc.

Ulepszona metodologia dostarczania płynu do płuc myszy: intubacja przy użyciu otoskopu konsumenckiego

Naucz się prostej metody intubacji płuc myszy wykorzystującej źródło światła światłowodowego do bezpośredniej wizualizacji tchawicy. Technika umożliwia wentylację mechaniczną lub instalację cieczy z możliwością późniejszego odzyskania zwierzęcia.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Przeglądaj więcej filmów