Name: Pomiar tempa przemiany materii u Drosophila za pomocą respirometrii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 31 s
Description: Poznaj metodę pomiaru tempa przemiany materii u Drosophila melanogaster za pomocą respirometrii. Technika ta pozwala porównywać wskaźniki metaboliczne między grupami eksperymentalnymi i kontrolnymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Chcielibyśmy podziękować Towarzystwu Maxa-Plancka za finansowanie naszych badań.

1. Przygotowanie respirometrów
<ol>
	<li>Odciąć końcówkę pipety 1 000 μl żyletką, aby umożliwić włożenie kapilarnej mikropipety 50 μl, starając się uzyskać jak najbardziej proste cięcie końcówki pipety.</li>
	<li>Włożyć kawałek pianki do pipety i docisnąć go wewnątrz końcówki pipety.</li>
	<li>Dodać niewielką ilość absorbenta CO2 i zabezpieczyć go drugim kawałkiem pianki.</li>
	<li>Nałożyć klej w miejscu, w którym mikropipeta jest wkładana do końcówki pipety.</li>
	<li>Pozostawić respirometr na noc, aby klej mógł wyschnąć. 
	Schemat respirometru przedstawiono na Rysunku 1A.</li>
</ol>
2. Przygotowanie komory pomiarowej
<ol>
	<li>Przygotować roztwór do komory, mieszając wodę z eozyną w proporcji, która zapewni widoczne zabarwienie.</li>
	<li>Wlać roztwór eozyny z wodą do komory.</li>
	<li>Oznaczyć jedną z boków komory za pomocą skali centymetrowej.</li>
</ol>
3. Umieszczanie much w respirometrach
<ol>
	<li>Oznakuj poszczególne respirometry za pomocą markera.</li>
	<li>Zanurz muchy w anestetyku metodą alternatywną do CO2 i umieść 3-5 much wybranego genotypu w każdym respirometrze.</li>
	<li>Szczelnie zamknij górną część respirometrów za pomocą plasteliny.</li>
	<li>Pozostaw muchy na około 15 min, aby doszły do siebie po anestezji.</li>
	<li>Przygotuj jeden respirometr bez much, który będzie służył jako kontrola atmosferyczna.</li>
</ol>
4. Przeprowadzenie eksperymentu
<ol>
	<li>Zawieś respirometry w komorze, mocując na górze komory uchwyt do probówek Eppendorf o pojemności 1,5 ml, otwarty od góry i od dołu.</li>
	<li>Wsuń respirometry końcówkami mikropipet skierowanymi w dół do wnętrza komory, tak aby końcówki zanurzyły się w kolorowym roztworze.</li>
	<li>Nałóż wazelinę między pokrywę a komorę, aby zapewnić lepszą izolację od wahań temperatury i ciśnienia.</li>
	<li>Zamknij pokrywę i odczekaj 15 min, aż system osiągnie stan równowagi.</li>
	<li>Wykonaj zdjęcie komory, upewniając się, że poziom cieczy w każdej mikropipecie oraz skala są widoczne (patrz przykład przedstawiony na Ryc. 1B).</li>
	<li>Po 1-2 h wykonaj kolejne zdjęcie.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu wyjmij muchy z respirometrów i zważ je, jeśli jest to wymagane, lub przenieś je z powrotem do fiolki w razie potrzeby dalszych analiz.</li>
</ol>
5. Analiza wyników
<ol>
	<li>Otwórz pozyskane obrazy w programie ImageJ11.</li>
	<li>Ustaw skalowanie pikseli w programie, korzystając ze skali znajdującej się na każdym zdjęciu.</li>
	<li>Zmierz odległość (Δd), jaką przebyła ciecz od wyznaczonego punktu odniesienia na obrazach wykonanych na początku (d1) i na końcu eksperymentu (d2). Schematyczny przykład przedstawiono na Rysunku 1C.</li>
	<li>Oblicz ilość wytworzonego CO2 (µl/hr/fly) za pomocą wzoru:</li>
</ol>
<img alt="Równanie analizy objętościowej; wzór z pi, operacją delta oraz zmiennymi R, d, c, n, h." fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51681/51681eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1">
R= promień probówki mikropipety w centymetrach 
Δd= odległość, o jaką ciecz przesunęła się w górę mikropipety w próbkach testowych, mierzona w centymetrach 
Δc= odległość, o jaką ciecz przesunęła się w górę mikropipety w próbce kontrolnej ujemnej (bez much) 
n = liczba użytych much 
h= godziny

<ol><li>Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+%26%2334%3Brate+of+living%26%2334%3B+model%3A+further+evidence+that+longevity+and+metabolic+rate+are+not+inversely+correlated+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Testing the &#34;rate of living&#34; model: further evidence that longevity and metabolic rate are not inversely correlated in Drosophila melanogaster.</a> J Appl Physiol. 97, 1915-1922 (2004).</li>
<li>Ross, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-specific+decrease+in+aerobic+efficiency+associated+with+increase+in+oxygen+free+radical+production+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Age-specific decrease in aerobic efficiency associated with increase in oxygen free radical production in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Insect Physiology. 46, 1477-1480 (2000).</li>
<li>van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selected+contribution%3A+long-lived+Drosophila+melanogaster.+lines+exhibit+normal+metabolic+rates%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selected contribution: long-lived Drosophila melanogaster. lines exhibit normal metabolic rates.</a> J Appl Physiol. 95, 2605-2613 (2003).</li>
<li>Hulbert, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+rate+is+not+reduced+by+dietary-restriction+or+by+lowered+insulin%2FIGF-1+signalling+and+is+not+correlated+with+individual+lifespan+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Gerontology%22%5BJournal%5D)">Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster.</a> Experimental Gerontology. 39, 1137-1143 (2004).</li>
<li>Ueno, T., Tomita, J., Kume, S., Kume, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+modulates+metabolic+rate+and+temperature+sensitivity+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Dopamine modulates metabolic rate and temperature sensitivity in Drosophila melanogaster.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li>
<li>Takeuchi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+temperature+preferences+and+energy+homeostasis+in+dystroglycan+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Changes in temperature preferences and energy homeostasis in dystroglycan mutants.</a> Science. 323, 1740-1743 (2009).</li>
<li>Kucherenko, M. M., Marrone, A. K., Rishko, V. M., Magliarelli Hde, F., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+and+muscular+dystrophy%3A+a+genetic+screen+for+dystroglycan+and+dystrophin+interactors+in+Drosophila.+identifies+cellular+stress+response+components%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Stress and muscular dystrophy: a genetic screen for dystroglycan and dystrophin interactors in Drosophila. identifies cellular stress response components.</a> Developmental Biology. 352, 228-242 (2011).</li>
<li>Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Wiek, R., Gopfert, M. C., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermic+seizures+and+aberrant+cellular+homeostasis+in+Drosophila+dystrophic.+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Hyperthermic seizures and aberrant cellular homeostasis in Drosophila dystrophic. muscles.</a> Scientific Reports. 1, 47 (2011).</li>
<li>Khazaeli, A. A., Van Voorhies, W., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longevity+and+metabolism+in+Drosophila+melanogaster%3A+genetic+correlations+between+life+span+and+age-specific+metabolic+rate+in+populations+artificially+selected+for+long+life%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Longevity and metabolism in Drosophila melanogaster: genetic correlations between life span and age-specific metabolic rate in populations artificially selected for long life.</a> Genetics. 169, 231-242 (2005).</li>
<li>Elia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+equivalents+of+CO2+and+their+importance+in+assessing+energy+expenditure+when+using+tracer+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Energy equivalents of CO2 and their importance in assessing energy expenditure when using tracer techniques.</a> The American Journal of Physiology. 260, (1991).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9, 676-682 (2012).</li>
<li>Bharucha, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epicurean+fly%3A+using+Drosophila+melanogaster.+to+study+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster. to study metabolism.</a> Pediatric Research. 65, 132-137 (2009).</li>
<li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+flies+and+men%3A+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, 38 (2013).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

W tym protokole opisujemy niedrogą i niezawodną metodę pomiaru produkcji CO2 u much. Odkryliśmy, że ten eksperyment jest łatwy, szybki do przeprowadzenia i generuje powtarzalne dane, które są zgodne z innymi badaniami 1,6,9. Przedstawiony tutaj protokół można łatwo zmodyfikować, aby dopasować go do budżetu każdego laboratorium i dostępnych materiałów. Konstrukcja każdego respirometru z osobna może być dostosowana, o ile komora pozostaje szczelna. Jednak dł...

Biochemiczny cykl Kreba generuje ATP poprzez utlenianie octanu pochodzącego z węglowodanów, tłuszczów i białek wytwarzających CO2. U Drosophila wejścieO2 jest bezpośrednio skorelowane z wyjściem CO2 i odzwierciedla poziom metabolizmu1. Tak więc pomiar emisji CO2 został z powodzeniem wykorzystany w badaniach związanych ze starzeniem się i metabolizmem2-5. W tym przypadku nasze laboratorium zmodyfikowało wcześniej zaprojektowane układy eksperymentalne, umożliwiając pomiar produkcji CO2 w maksymalnie osiemnastu próbkach bez konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu. Inni i my wcześniej używaliśmy tej metody, aby pokazać różnice w tempie metabolizmu u muszek, które mają niedobór białka związanego z dystrofią mięśniową, Dystroglikanu (Dg)6-8.
O2 używane do metabolizmu oksydacyjnego jest przekształcane w CO2, który jest wydalany jako odpad oddechowy. Opisano konstrukcję ręcznie wykonanych respirometrów, która pozwala na określenie dawki zużytegoO2. Muchy umieszcza się w szczelnie zamkniętym pojemniku z substancją, która pochłania wydalany CO2 , skutecznie eliminując go z fazy gazowej. Zmiana objętości gazu (obniżone ciśnienie) jest mierzona przez przemieszczenie płynu w szklanej kapilarze przymocowanej do zamkniętego respirometru.
Główną przewagą tej techniki nad innymi jest koszt. Wcześniejsze badania mierzyły wytwarzanie CO2 przez Drosophila przy użyciu analizatorów gazów i zaawansowanych technicznie systemów respirometrycznych1,9. Pomimo bardziej złożonego sprzętu, czułość opisanej tutaj metody jest zbliżona do podanych wartości (tabela 1). Ponadto kilka innych grup wykorzystało warianty tej techniki do określenia względnego tempa metabolizmu u Drosophila4-6. Dlatego test ten może być wykorzystany do wygenerowania wiarygodnych, powtarzalnych danych istotnych dla metabolizmu Drosophila bez zakupu specjalistycznego sprzętu, który można ustawić w dowolnym laboratorium i można go wykorzystać do celów edukacyjnych.
Ogólnie rzecz biorąc, akceptowane techniki określania metabolizmu organizmu to pomiar wyprodukowanego CO2, zużytego O2 lub obutych 3,4,9. Chociaż można założyć, że jeden równoważnik O2 generuje jeden ekwiwalent CO2 , dokładny stosunek wytworzonego CO2 zależy od zastosowanego substratu metabolicznego10. Tak więc, aby dokładnie określić tempo przemiany materii w jednostkach energii, konieczne jest zmierzenie zarówno zużytegoO2, jak i wyprodukowanegoCO2. Z tego powodu opisana tutaj metoda jest szczególnie istotna dla porównywania różnic w produkcji CO2 między zwierzętami, a nie wartości bezwzględnej. Nasza technika integruje produkcję CO2 u wielu zwierząt w okresie czasu (1-2 godziny), a zatem zwraca średnią z aktywności zwierząt. Jeżeli istnieją powody, aby sądzić, że zwierzęta doświadczalne są mniej aktywne niż zwierzęta kontrolne, pomiar może odzwierciedlać różne poziomy aktywności, a niekoniecznie metabolizm.

<table><tbody><tr><td>BlauBrand IntraMark 50 & l mikropipety</td><td>VWR</td><td>612-1413</td><td></td></tr><tr><td>Soda Wapno</td><td>Wako</td><td>CDN6847</td><td></td></tr><tr><td>Eozyna&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>031M4359</td><td>Można użyć dowolnego barwnika, który może spowodować widoczne zabarwienie cieczy</td></tr><tr><td>Komora rozwijająca do chromatorgafii cienkowarstwowej (TLC)</td><td>VWR</td><td>21432-761</td><td>Dowolna przezroczysta szklana komora, którą można zamknąć pokrywką</td></tr><tr><td>Znieczulacz, zestaw Lull-A-Fly</td><td>Flinn</td><td>FB1438</td><td></td></tr><tr><td>Power Gel Glue</td><td>Pritt</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml końcówki do pipet</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pianka</td><td>: Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>szpachlówka</td><td>Dowolny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>skalpel</td>, <td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pęseta</td><td>, Dowolna</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

pomiar tempa przemiany materii u drosophila za pomocą respirometrii

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Zaburzenia metaboliczne są częstym problemem wpływającym na ludzkie zdrowie. Dlatego zrozumienie mechanizmów regulujących metabolizm jest kluczowym zadaniem naukowym. Wiele genów wywołujących choroby u ludzi ma homolog muchy, co czyni Drosophila dobrym modelem do badania szlaków sygnałowych zaangażowanych w rozwój różnych zaburzeń. Ponadto podatność Drosophila upraszcza genetyczne badania przesiewowe, aby pomóc w identyfikacji nowych celów terapeutycznych, które mogą regulować metabolizm. Aby wykonać takie badanie, konieczna jest prosta i szybka metoda identyfikacji zmian w stanie metabolicznym much. Ogólnie rzecz biorąc, produkcja dwutlenku węgla jest dobrym wskaźnikiem utleniania substratu i wydatku energetycznego, dostarczającym informacji o stanie metabolicznym. W tym protokole wprowadzamy prostą metodę pomiaru wydzielania CO2 przez muchy. Technika ta może potencjalnie pomóc w identyfikacji zaburzeń genetycznych wpływających na tempo metabolizmu.

Aby wykazać czułość metody, zmierzono produkcję CO2 u samców much typu dzikiego (Oregon R) w temperaturach 18, 25 i 29 °C oraz u much z mutacją Dg. Muchy hodowano w temperaturze 25 °C, a następnie przeniesiono do temperatury eksperymentalnej na 5 dni przed pomiarem. Zgodnie z oczekiwaniami dla tego gatunku ektotermicznego, ilość produkowanego CO2 wzrastała wraz z temperaturą (Rycina 2). Wykazaliśmy wcześniej, że dieta bezcukrowa obniża tempo metabolizmu zarówno u...

Zaburzenia metaboliczne należą do najczęstszych chorób u ludzi. Genetycznie podatny organizm modelowy D. melanogaster może być wykorzystany do identyfikacji nowych genów regulujących metabolizm. W artykule opisano stosunkowo prostą metodę, która pozwala na badanie tempa przemiany materii u much poprzez pomiar ich produkcji CO2 .

Pomiar tempa przemiany materii u Drosophila za pomocą respirometrii

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial ...

Celem tej procedury jest określenie względnych szybkości metabolizmu much poprzez pomiar ilości produkowanego przez nie dwutlenku węgla. Jest to realizowane poprzez umieszczenie much w specjalnie przygotowanych barometrach oddechowych. Następnie barometry oddechowe zawierające muchy są wprowadzane do komory chromatograficznej, w której stykają się z kolorowym roztworem wodnym.Z czasem ciecz przemieszcza się do respirometru na skutek spadku ciśnienia spowodowanego usuwaniem wydzielonego dwutlenku węgla z otoczenia gazowego przed i po pomiarze. Zdjęcia eksperymentu służą do obliczenia ilości wytworzonego dwutlenku węgla na podstawie wymiarów kapilary respirometru. Ostatecznie dane uzyskane w tym badaniu pozwolą na porównanie względnych szybkości metabolizmu między muchami z grupy eksperymentalnej a kontrolnej.Aby rozpocząć, odetnij końcówkę pipety 1000 µL za pomocą żyletki tak prosto, jak to możliwe, a następnie włóż mikro pipetę w odciętą końcówkę pipety 1000 µL. Następnie umieść w pipecie kawałek pianki i dociśnij go. Po tym dodaj niewielką ilość soda lime i zabezpiecz ją drugim kawałkiem pianki.Nanieś klej w miejscu, w którym mikropipeta jest włożona w końcówkę pipety, i pozostaw

measurement-of-metabolic-rate-in-drosophila-using-respirometry

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pomiar szybkości metabolizmu w Drosophila z wykorzystaniem respirometrii

Ten artykuł opisuje metodę pomiaru utleniania paliwa u Drosophila melanogaster, w której muchom podawane są śladowe ilości specyficznych, znakowanych radioaktywnie substratów metabolicznych. Wydychany znakowany radioizotopowo CO2 powstający w wyniku utleniania paliwa jest zbierany i mierzony.

Pomiar produkcji dwutlenku węgla z substratów znakowanych radioaktywnie u Drosophila melanogaster

W tym artykule opisana jest metoda pomiaru zużycia tlenu za pomocą respirometrii o wysokiej rozdzielczości w permeabilizowanych piersiach Drosophila. Technika ta wymaga minimalnej ilości tkanki w porównaniu z klasyczną techniką izolacji mitochondriów, a uzyskane wyniki są bardziej istotne fizjologicznie.

Pomiar mitochondrialnego zużycia tlenu w przepuszczalnych włóknach Drosophila przy użyciu minimalnych ilości tkanki

Przedstawiamy protokół pomiaru zużycia tlenu i pozakomórkowego zakwaszenia w mózgach larw i dorosłych Drosophila melanogaster. Analizator metaboliczny jest używany z dostosowanym i zoptymalizowanym protokołem. Ograniczenia mikrotkanek są kluczowym elementem tego protokołu i zostały zaprojektowane i stworzone specjalnie do ich wykorzystania w tej analizie.

Analiza metaboliczna larwalnych i dorosłych mózgów Drosophila melanogaster

Kulometryczna respirometria jest idealna do pomiaru tempa metabolizmu małych organizmów. Po dostosowaniu do Drosophila melanogaster w niniejszym badaniu, zmierzone spożycieO2 mieściło się w zakresie zgłoszonym dla dzikiego typu D. melanogaster w poprzednich badaniach. Konsumpcja O2 na muchę przez mutanty CASK, które są mniejsze i mniej aktywne, była znacznie niższa niż w przypadku typu dzikiego.

Pomiar zużyciaO2 u Drosophila melanogaster za pomocą mikrorespirometrii kulometrycznej

Tutaj prezentujemy protokół respirometrii o wysokiej rozdzielczości do analizy bioenergetyki u zmutowanych muszek owocowych PINK1B9-null. W metodzie wykorzystuje się protokół SUIT (Substrate-Uncouplingr-Inhibitor-Titration).

Analiza funkcji mitochondriów u Drosophila melanogaster PINK1B9-Null mutant przy użyciu respirometrii o wysokiej rozdzielczości

W niniejszym artykule wideo opisujemy nową metodę umożliwiającą tworzenie gradientów substancji zapachowych o stabilnych i kontrolowalnych geometriach. Krótko ilustrujemy, w jaki sposób gradienty te mogą być wykorzystane do wykrywania wad węchu (całkowitej i częściowej anosmii) oraz do badania bardziej subtelnych cech zachowań chemotaktycznych.

Wysokorozdzielczy pomiar zachowań sterowanych węchem u larw Drosophila

Drosophila melanogaster to potężny organizm modelowy do badania molekularnych podstaw regulacji długowieczności. W tym protokole omówione zostaną kroki związane z generowaniem powtarzalnego, populacyjnego pomiaru długowieczności, a także potencjalne pułapki i sposoby ich unikania.

Pomiar długości życia Drosophila melanogaster

Pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny funkcji nerek. Tutaj opisujemy metodę wysokoprzepustową, która umożliwia określenie GFR u przytomnych myszy za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia bolusa, oznaczenie izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-inuliny w osoczu i obliczenie GFR za pomocą dwufazowego modelu rozpadu wykładniczego.

Wysokoprzepustowa metoda pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej u świadomych myszy

Tutaj opisujemy metodę szybkiego i dokładnego pomiaru wydajności lotu u Drosophila, umożliwiając wysokoprzepustowe badania przesiewowe.

Ulepszona metoda dokładnego i szybkiego pomiaru charakterystyki lotu u Drosophila

Ten raport opisuje metodę pomiaru aktywności larw Drosophila za pomocą TriKinetics Drosophila Activity Monitor. Urządzenie wykorzystuje wiązki podczerwieni do wykrywania ruchów do 16 pojedynczych zwierząt. Dane mogą być analizowane w celu przedstawienia parametrów ruchu, w tym szybkości i pozycji zwierząt w komorach testowych.

Pomiar aktywności larw w monitorze aktywności Drosophila

Poznaj metodę pomiaru tempa przemiany materii u Drosophila melanogaster za pomocą respirometrii. Technika ta pozwala porównywać wskaźniki metaboliczne między grupami eksperymentalnymi i kontrolnymi.

Pomiar tempa przemiany materii u Drosophila za pomocą respirometrii

Przeglądaj więcej filmów