Name: Opracowanie nowych metod ilościowego określania zagęszczenia ryb za pomocą podwodnych narzędzi stereo-wideo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 32 s
Description: Poznaj nową metodę ilościowego określania zagęszczenia ryb w głębokich skalistych siedliskach za pomocą obrotowych systemów stereo-wideo. Technika ta umożliwia dokładne szacowanie liczebności gatunków bez ich ekstrakcji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez The Nature Conservancy i prywatnych darczyńców, Resources Legacy Fund Foundation, Gordon and Betty Moore Foundation, Environmental Defense Fund, California Sea Grant Program, NMFS National Cooperative Research Program, oraz NOAA Saltonstall-Kennedy Grant #13-SWR-008. Marine Applied Research and Exploration (Dirk Rosen, Rick Botman, Andy Lauerman i David Jefferies) opracowało, zbudowało i utrzymywało narzędzie wideo Lander. Dziękujemy Jimowi Sagerowi i oprogramowaniu SeaGIS™ za wsparcie techniczne. Kapitan i rybak komercyjny Tim Maricich oraz załoga na pokładzie F/V Donna Kathleen zapewniali wsparcie w rozmieszczeniu lądownika w latach 2012-2015. Dziękujemy wszystkim, którzy wzięli udział w zbieraniu lub analizie danych wideo (Anne Tagini, Donna Kline, porucznik Amber Payne, Bryon Downey, Marisa Ponte, Rebecca Miller, Matt Merrifield, Walter Heady, Steve Rienecke, EJ Dick i John Field).

UWAGA: Zrzuty ekranu z krokami obsługi oprogramowania zostały dołączone jako Pliki uzupełniające. Należy pamiętać, że opisane poniżej kroki są specyficzne dla wybranego oprogramowania (patrz Tabela materiałów). Ogólne podejście można zastosować do dowolnej platformy oprogramowania do stereomikroskopii.
1. Przygotowanie materiału wideo z kamery stereoskopowej do analizy
UWAGA: Zaleca się przeprowadzanie kalibracji przy użyciu kostki kalibracyjnej. Kostka kalibracyjna to trójwymiarowa aluminiowa rama z precyzyjnie rozmieszczonymi odblaskowymi punktami na powierzchni. Stosowana wraz z oprogramowaniem kalibracyjnym, kostka kalibracyjna zapewnia większą precyzję i dokładność niż metody oparte na szachownicy9.
<ol>
	<li>Kalibruj kamery landera za pomocą oprogramowania do kalibracji stereoskopowej (Rycina 1 i Rycina 2; patrz Tabela materiałów w celu rekomendacji oprogramowania). 
	UWAGA: Kalibrację można zweryfikować przed użyciem w terenie poprzez pomiar obiektów o znanych rozmiarach w różnych odległościach (patrz Wideo uzupełniające 1). Średni błąd pomiaru dla celu o długości 50 cm w odległości 3 m (lub mniejszej) nie powinien przekraczać 2% znanej długości celu. Należy również pamiętać, że dana kalibracja będzie ważna tylko wtedy, gdy pozycje kamer względem siebie nie ulegną zmianie. Niezwykle ważne jest zachowanie ostrożności i unikanie niezamierzonego poruszenia kamerami aż do czasu przeprowadzenia wszystkich pomiarów.</li>
	<li>Zbierz dane terenowe przy użyciu skalibrowanego landera (Rycina 1, Film uzupełniający 2).</li>
	<li>Po zakończeniu badań terenowych należy utworzyć nowy folder projektu zawierający zarówno pliki wideo, jak i pliki kalibracyjne. 
	UWAGA: W każdym folderze projektu muszą znajdować się co najmniej pięć plików: pliki kalibracyjne „.Cam” dla lewego i prawego kanału, pliki wideo dla lewego i prawego kanału (wyłącznie w formacie .MP4 lub .AVI) oraz lista gatunków (w formacie .txt).</li>
	<li>W oprogramowaniu do pomiarów stereoskopowych rozpocznij nowy projekt pomiarowy, a następnie załaduj odpowiednie pliki wideo i pliki kalibracyjne. 
	UWAGA: Zrzuty ekranu wszystkich kroków w oprogramowaniu są dostępne wśród Pliki uzupełniające.
	<ol>
		<li>Przejdź do sekcji „Pomiar” &gt; Nowy plik pomiarowy</li>
		<li>Ustaw katalog obrazów, przechodząc do folderu „Picture” &gt; Wybierz „Set picture directory”, a następnie wskaż folder zawierający wszystkie pliki projektu.</li>
		<li>Wczytaj plik „.Cam” lewej kamery, przechodząc do sekcji „Stereo”. &gt; Kamery &gt; Lewy &gt; „Załaduj plik kamery” i wybór odpowiedniego pliku.</li>
		<li>Powtórz krok 1.4.3, aby wczytać plik „.Cam” prawej kamery 
		UWAGA: Pliki te zawierają pomiary kalibracyjne dla każdej kamery (np., rozmiar piksela, współczynnik proporcji, dystorsja radialna, dystorsja decentrowania, itp.) i zostanie wykorzystany do pomiaru ryb oraz obliczenia odległości od kamery (t. j., odległość Z).</li>
		<li>Zdefiniuj sekwencję filmów dla lewego pliku wideo, przechodząc do sekcji „Obraz” (Picture) &gt; „zdefiniuj sekwencję filmu” i wybranie pliku wideo z kamery lewej.</li>
		<li>Wczytaj lewy plik wideo do oprogramowania pomiarowego, wybierając opcję „Picture”. &gt; wczytaj obraz 
		UWAGA: Przed wczytaniem plików wideo należy upewnić się, że pole „Lock” jest odznaczone. Pozwala to na jednoczesne wczytanie obu filmów.</li>
		<li>Zdefiniuj sekwencję klatek i wczytaj plik wideo dla odpowiedniego obrazu za pomocą menu „Stereo” &gt; obraz &gt; „zdefiniuj sekwencję filmu” i „Stereo” &gt; obraz &gt; załaduj obraz</li>
		<li>Załaduj listę gatunków, przechodząc do sekcji „Measurement” &gt; Atrybuty &gt; Edytuj/wczytaj plik gatunków.</li>
		<li>Wprowadź informacje o identyfikatorze ankiety w sekcji „Pola informacyjne” &gt; Zmień wartość pola i zapisz plik, aby utworzyć projekt .EMObs.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zsynchronizuj filmy, używając błysku światła, klaśnięcia, znacznika czasu UTC (Coordinated Universal Time) lub dowolnego innego konkretnego zdarzenia czasowego występującego w obu nagraniach.
	<ol>
		<li>W przypadku korzystania ze znacznika czasu UTC, należy przesuwać klatki do przodu w lewym filmie, aż znacznik czasu wskaże początek nowej sekundy. W przeciwnym razie należy przesuwać klatki do przodu, aż do momentu wystąpienia błysku światła lub klaśnięcia.</li>
		<li>Przesuwaj obraz w prawym filmie klatka po klatce do przodu, aż znacznik czasu będzie dokładnie odpowiadał czasowi w lewym filmie. W przeciwnym razie przesuwaj obraz klatka po klatce do przodu, aż moment błysku światła lub klaśnięcia będzie dokładnie odpowiadał lewemu filmowi. 
		UWAGA: Ważne jest, aby nagrania wideo były zsynchronizowane do tej samej klatki. Synchronizację wideo należy okresowo sprawdzać za pomocą znacznika czasu, aby uniknąć rozsynchronizowania klatek kamer podczas analizy. W celu sprawdzenia, czy nagrania z lewej i prawej strony są zsynchronizowane do tej samej klatki, na początku i na końcu filmu można zastosować nagranie klaśnięcia dłońmi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kliknij przycisk „Zablokuj”, aby zapewnić wspólne odtwarzanie filmów i zachować ich synchronizację.</li>
</ol>
2. Generowanie liczb punktów i obliczanie MaxN
UWAGA: Każda ryba jest początkowo oznaczana punktem 2D do najniższej możliwej rozdzielczości taksonomicznej. Ryby o niepewnej identyfikacji powinny zostać oznaczone do późniejszego przeglądu.
<ol>
	<li>Wstrzymaj się z liczeniem ryb do czasu zakończenia pełnego obrotu kamery, aby upewnić się, że wykorzystano pełne 360 stopni. Należy również poczekać, aż opadnie osad (zazwyczaj &lt;1 - 2 min po kontakcie z dnem).
	<ol>
		<li>Gdy tylko Lander rozpocznie pierwszy obrót, kliknij prawym przyciskiem myszy, aby zdefiniować nowy okres próbkowania: 'Period definitions' &gt; 'Add new start period'. Wpisz nazwę pierwszego okresu jako „01” i kliknij „OK”.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W miarę obrotu Landera zacznij zaznaczać każdą rybę pojawiającą się w kadrze za pomocą punktu 2D, korzystając wyłącznie z lewej kamery.
	<ol>
		<li>Aby dodać punkt 2D, kliknij prawym przyciskiem myszy, wybierz 'Add point' i wskaż odpowiednią nazwę gatunku. Oznacz rybę na najniższym możliwym poziomie taksonomicznym, wybierając 'spp.' dla gatunków nieznanych, a następnie kliknij „OK”.</li>
		<li>Kontynuuj zaznaczanie każdej nowej ryby zgodnie z krokiem 2.2.1 aż do zakończenia obrotu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz procedury protokołu 2.1 - 2.2 dla każdego kolejnego obrotu Landera – upewniając się, że na początku każdego obrotu kamery zdefiniowano nowy okres. 
	UWAGA: Do ustalenia, że średnio osiem obrotów było wystarczających do określenia liczebności ryb w niniejszym badaniu, wykorzystano krzywe akumulacji gatunków. Badacze powinni rozważyć przeprowadzenie wstępnych testów z dodatkowymi obrotami kamery, przy dłuższym czasie ekspozycji, aby określić optymalną liczbę obrotów kamery dla konkretnego ekosystemu.</li>
	<li>Oblicz liczebność osobników dla poszczególnych gatunków zaobserwowanych podczas jednego obrotu kamery.
	<ol>
		<li>Po zliczeniu wszystkich obrotów wyeksportuj punkty 2D, przechodząc do 'Measurement' &gt; 'Measurement summaries' &gt; 'Point measurements', i zapisz punkty 2D w pliku .txt.</li>
		<li>Otwórz zapisany plik z punktami 2D.txt w arkuszu kalkulacyjnym i utwórz tabelę przestawną (PivotTable) zestawiającą gatunki i numery obrotów w celu podsumowania liczebności (Tabela 1), przechodząc do 'Insert' &gt; 'PivotTable'. W polu 'Row Label' wybierz „Genus and Species”, a w polu 'Column Label' wybierz „Period”.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyznacz wartość MaxN dla każdego gatunku, wybierając obrót kamery, w którym odnotowano największą liczbę osobników tego gatunku (Tabela 1).</li>
	<li>W przypadku ryb zidentyfikowanych jedynie do poziomu rodzaju, wybierz MaxN na poziomie rodzaju na podstawie obrotu, w którym zidentyfikowano największą liczbę osobników należących do tego konkretnego rodzaju na poziomie gatunku. 
	UWAGA: Krok ten pomaga uniknąć wielokrotnego liczenia pojedynczych ryb, które można było przypisać jedynie do wyższych grup taksonomicznych (np. tylko do rodzaju lub rodziny). Na przykład w Tabeli 1 „obrót 1” zawierał 10 niezidentyfikowanych Sebastes spp. oraz 3 przedstawicieli rodzaju Sebastes zidentyfikowanych do gatunku, podczas gdy „obrót 3” zawierał tylko dwa niezidentyfikowane Sebastes spp. i 43 przedstawicieli rodzaju Sebastes zidentyfikowanych do gatunku. W związku z tym do obliczenia MaxN dla nieznanych Sebastes spp. wykorzystano by „obrót 3”. W ten sposób przyjęto konserwatywne założenie, że 8 niezidentyfikowanych Sebastes spp. z „obrotu 1” zostało zidentyfikowanych w „obrocie 8”.</li>
	<li>Jeśli kilka obrotów ma taką samą liczbę MaxN dla danego gatunku, wybierz pierwszy obrót z MaxN do pomiarów punktów 3D.</li>
	<li>Dla każdego gatunku wykonaj pomiary 3D ryb w obrocie, w którym wystąpiło MaxN.
	<ol>
		<li>Wykorzystaj zapisane punkty 2D zebrane w krokach 2.1 - 2.3, aby zlokalizować dokładnie te same ryby do pomiaru 3D.</li>
		<li>Zastosuj powiększenie co najmniej 4-krotne, aby lepiej zidentyfikować czubek ryja ryby oraz krawędzie płetw ogonowych (Rysunek 3). 
		UWAGA: Może być konieczne przesunięcie kadru do przodu lub do tyłu, aby znaleźć najlepszą orientację ryby do pomiaru 3D. Za „najlepszą” orientację uznaje się taką, w której zarówno ryj, jak i krawędzie płetw ogonowych są widoczne w obu kamerach.</li>
		<li>Kliknij ręcznie na czubku ryja, a następnie na krawędzi ogona w lewej kamerze, a potem powtórz wybór w tej samej kolejności w prawym wideo.</li>
		<li>Wybierz poprawną identyfikację gatunkową z list rozwijanych, tak jak zrobiono to w punkcie 2.2.1.</li>
		<li>Jeśli pomiar długości 3D nie jest możliwy, na przykład gdy głowa i ogon ryby nie są widoczne w obu kamerach, zaznacz zamiast tego punkt 3D, klikając lewym przyciskiem myszy w tej samej pozycji ryby w obu filmach (lewym i prawym). Wypełnij pola informacyjne jak wcześniej i wpisz w komentarzu „Exclude from length measurement”. 
		UWAGA: MaxN może wystąpić w różnych obrotach kamer dla różnych gatunków; jednak dla każdego konkretnego gatunku pomiary powinny odbywać się tylko w jednym obrocie (Tabela 1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu pomiarów 3D dla wszystkich ryb wyeksportuj dane do pliku .txt w celu dalszej analizy.
	<ol>
		<li>Przejdź do 'Measurement' &gt; 'Measurement summaries' &gt; '3D Point and length measurements' i zapisz plik .txt do eksportu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Procedura wyznaczania odległości Z dla 95% dla obszarów badawczych specyficznych dla gatunków
UWAGA: Dystans Z 95% jest szacunkiem średniej odległości, z której gatunek mógłby zostać wiarygodnie zidentyfikowany w danym badaniu, z wyłączeniem przypadków wyjątkowych warunków przejrzystości wody lub oświetlenia. Obliczenie to uwzględnia średnie warunki oceanograficzne dla danego badania i będzie wymagało ponownego przeliczenia dla każdego nowego badania.
<ol>
	<li>Zastosuj prosty bootstrapping, aby ustalić, czy wielkość próby jest wystarczająca do określenia dystansu wiarygodnej detekcji dla każdego gatunku.
	<ol>
		<li>Dla każdej klasy wielkości próbek (np., przedziały wielkości próby co 5 ryb), wykonaj 10 losowań z powtórzeniami dla wybranej wielkości próby z populacji próby, oblicz średnią kwantylu 95% odległości dla tych 10 losowań i wykreśl otrzymaną krzywą asymptotyczną. Patrz w dostarczonym kodzie w Pliki uzupełniające 1 &amp; 2.</li>
		<li>Należy zweryfikować, czy pobrano odpowiednią liczbę próbek, porównując rzeczywistą wielkość próby z asymptotą odległości Z dla poziomu ufności 95% wraz ze wzrostem wielkości próby.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oblicz wartość odległości Z dla poziomu 95% jako kwantyl 95% zmierzonej dla danego gatunku odległości od kamery we wszystkich badaniach.</li>
	<li>Oblicz efektywną powierzchnię monitoringu dla każdego gatunku, wykorzystując wartość Z dla poziomu ufności 95%. 
	UWAGA: W przypadku obrotowego lądownika (Landera) wartość Z dla 95% reprezentuje promień zewnętrzny przebadanego pasa, podczas gdy promień wewnętrzny jest określony przez fizyczną konfigurację narzędzia oraz to, jak blisko podstawy kamery są w stanie prowadzić obserwację. W miarę obrotu lądownika powstaje obszar badań w kształcie „pączka” (donuta) (Rysunek 4).
	<ol>
		<li>Obliczyć zbadany obszar według wzoru: 
		<img alt="Obliczanie pól powierzchni na podstawie średnic kół przy użyciu wzoru: A_Total = π(95% odległości Z)² - π(Z minimum)²." src="/files/ftp_upload/56635/56635eq1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 1"> 
		UWAGA: Na przykład w przypadku stosunkowo dużego gatunku, takiego jak rybak żółtooki (Sebastes ruberrimus) wykazywał 95% odległości Z wynoszącą 3,3 m oraz efektywny obszar pomiarowy o wielkości 30,9 m2 na wdrożenie lądownika: 34,3 m2 (zewnętrzny okrąg) – 3,4 m2 (okrąg wewnętrzny) = 30,9 m2 (całkowity obszar badania).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykorzystując obliczony obszar badawczy (krok 3.3.1), należy przeliczyć liczbę osobników poszczególnych gatunków (MaxN) na szacunkową gęstość dla każdego badania wizualnego, stosując następujące równanie: 
	<img alt="Równanie gęstości dla analizy populacji ryb; wzór, D = N ryb/m² = MaxN(N ryb)/AreaTotal(m²)." src="/files/ftp_upload/56635/56635eq2v3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 2"> 
	UWAGA: Podobną procedurę można by zastosować do obliczenia gęstości objętościowej zamiast gęstości powierzchniowej; proces ten nie został jednak tutaj opisany.</li>
</ol>
<img alt="Wykres obfitości gatunków; analiza danych statystycznych; wielokrotne rotacje; zaznaczenia na czerwono." src="/files/ftp_upload/56635/56635table1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Tabela 1"> 
Tabela 1: Przykładowa tabela podsumowująca MaxN. Wybór wartości MaxN dla każdego gatunku został zaznaczony czerwonym kolorem i pogrubieniem. Należy zauważyć, że konserwatywna wartość MaxN dla niezidentyfikowanych Sebastes wyznaczono przez rotację z największą Sebastes zidentyfikowano na poziomie gatunku (rotacja 3). Ponadto, choć w badaniu zastosowano osiem rotacji kamery, wyświetlono tylko cztery rotacje w Tabela 1 dla uproszczenia. Proces wyboru MaxN jest identyczny niezależnie od liczby rotacji.
<img alt="Platforma poboru prób oceanograficznych do gromadzenia danych morskich; konfiguracja cylindrycznego zestawu instrumentów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1Wideo stereoskopowe lądownika. Kluczowe elementy sprzętowe są ponumerowane (1) 30 m przewodu pępowinowego, (2) dwa cyfrowe rejestratory wideo (DVR) z wyjmowanymi kartami pamięci 32 GB wewnątrz wodoodpornej butelki, (3) dwie diody LED emitujące 3 0 lumenów przy temperaturze barwowej 5 0 K oraz (4) dwie kamery o rozdzielczości 620 linii telewizyjnych (TVL). <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Doświadczenie z równowagi statycznej, ΣFx=0, ΣFy=0, schemat sztywnej konstrukcji ramowej z ponumerowanymi punktami." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rycina 2Kostka kalibracyjna (50 mm x 50 mm x 300 mm). Przykład kalibracji z użyciem „kostki kalibracyjnej” przedstawiony w dwóch różnych orientacjach: (A) prawa strona sześcianu jest wypchnięta w stronę kamer, a (B) Ścianka sześcianu jest równoległa do płaszczyzny kamer. Czerwone kropki oznaczają punkty odniesienia wykorzystywane w tej konkretnej metodzie kalibracji, które muszą być zawsze identyfikowane w kolejności numerycznej. <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Proces pomiaru ryb z wykorzystaniem analizy obrazu 3D. Wyświetlone dane dotyczące długości, kierunku i współrzędnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3pomiar 3D umieszczony na Sebastes miniatusW każdej klatce obrazu z kamer zidentyfikowano czubek ryjca oraz koniec ogona, aby umożliwić pomiar stereoskopowy. <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Metoda obliczania zagęszczenia ryb; schemat z konfiguracją obrotowej kamery do obserwacji gatunków morskich." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4Obszar zbadany za pomocą narzędzia Lander. Efektywny obszar zbadany przez narzędzie Lander był ograniczony przez minimalną odległość Z oraz odległość Z dla 95% dla każdego gatunku. Należy zauważyć, że obszar ten utworzył objętość badania w kształcie „pączka” wokół urządzenia Lander. <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56635/56635fig4large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>

<ol><li>Love, M. S., Yoklavich, M. M., Thorsteinson, L. K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLove%2C+MS+%22The+Rockfishes+of+the+Northeast+Pacific%22">The Rockfishes of the Northeast Pacific</a>. , University of California Press. Berkley. (2002).</li>
<li>Laidig, T. E., Watters, D. L., Yoklavich, M. M. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0272771409002455">Demersal fish and habitat associations from visual surveys on the central California shelf.</a> Estuar. Coast. Shelf Sci. 83 (4), 629-637 (2009).</li>
<li>Anderson, T. J., Yoklavich, M. M. <a target="_blank" href="http://www.biomedsearch.com/article/Multiscale-habitat-associations-deepwater-demersal/166185935.html">Multiscale habitat associations of deepwater demersal fishes off central California.</a> Fish. Bull. 105 (2), 168-179 (2007).</li>
<li>Yoklavich, M. M., Cailliet, G. M., Sullivan, D. E., Lea, R. N., Love, M. S. <a target="_blank" href="https://www.sciencebase.gov/catalog/item/5054144fe4b097cd4fcfcee7">Habitat associations deep-water rockfishes a submarine canyon an example of a natural refuge.</a> Fish. Bull. 98 (3), 625-641 (2000).</li>
<li><a target="_blank" href="NULL">Status of the Pacific Coast Groundfish Fishery, Stock Assessment and Fishery Evaluation</a>. , Pacific Fishery Management Council. Portland, OR. (2016).</li>
<li>Cappo, M., Harvey, E., Malcolm, H., Speare, P. Potential of video techniques to monitor diversity, abundance and size of fish in studies of marine protected areas. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCappo%2C+M+%22Aquatic+protected+areas-+What+works+best+and+how+do+we+know%22">Aquatic protected areas- What works best and how do we know</a>. Beumer, J. P., Grant, A., Smith, D. C. , Proc. World Congr. on Aquat Protected Areas. Australian Soc. for Fish Bio. North Beach, Western Australia. 455-464 (2003).</li>
<li>McLean, D. L., Green, M., Harvey, E. S., Williams, A., Daley, R., Graham, K. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0967063714002283">Comparison of baited longlines and baited underwater cameras for assessing the composition of continental slope deepwater fish assemblages off southeast Australia.</a> Deep-Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers. 98, 10-20 (2015).</li>
<li>Parker, D., Winker, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0165783616300558">Insights from baited video sampling of temperate reef fishes: How biased are angling surveys.</a> Fish. Res. 179, 191-201 (2016).</li>
<li>Boutros, N., Shortis, M. R., Harvey, E. S. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/lom3.10020/abstract">A comparison of calibration methods and system configurations of underwater stereo-video systems for applications in marine ecology.</a> Limnol. Oceanogr. Methodss. 13 (5), 224-236 (2015).</li>
<li>Harvey, E. S., Cappo, M., Butler, J. J., Hall, N., Kendrick, G. A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/233531396_Bait_attraction_affects_the_performance_of_remote_underwater_video_stations_in_assessment_of_demersal_fish_community_structure">Bait attraction affects the performance of remote underwater video stations in assessment of demersal fish community structure.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 350, 245-254 (2007).</li>
<li>Watson, J. L., Huntington, B. E. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0022098116301162">Assessing the performance of a cost-effective video lander for estimating relative abundance and diversity of nearshore fish assemblages.</a> J. Exp. Mar. Bio. Ecol. 483, 104-111 (2016).</li>
<li>Easton, R. R., Heppell, S. S., Hannah, R. W. <a target="_blank" href="http://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/19425120.2015.1007184">Quantification of Habitat and Community Relationships among Nearshore Temperate Fishes Through Analysis of Drop Camera Video.</a> Mar. Coast. Fish. 7 (1), 87-102 (2015).</li>
<li>Hannah, R. W., Blume, M. T. O. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0022098112002493">Tests of an experimental unbaited video lander as a marine fish survey tool for high-relief deepwater rocky reefs.</a> J. Exp. Mar. Bio. Ecol. 430, 1-9 (2012).</li>
<li>Starr, R. M., Gleason, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+Abundant+Fish+Stocks+while+Avoiding+Overfished+Species%3A+Video+and+Fishing+Surveys+to+Inform+Management+after+Long-Term+Fishery+Closures%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Targeting Abundant Fish Stocks while Avoiding Overfished Species: Video and Fishing Surveys to Inform Management after Long-Term Fishery Closures.</a> Plos One. 11 (12), 0168645(2016).</li>
<li>Love, M. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLove%2C+MS+%22Certainly+more+than+you+want+to+know+about+the+fishes+of+the+Pacific+Coast%3A+a+postmodern+experience%22">Certainly more than you want to know about the fishes of the Pacific Coast: a postmodern experience</a>. , Really Big Press. Santa Barbara, CA. (2011).</li>
<li>Campbell, M. D., Pollack, A. G., Gledhill, C. T., Switzer, T. S., DeVries, D. A. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0165783615001526">Comparison of relative abundance indices calculated from two methods of generating video count data.</a> Fish. Res. 170, 125-133 (2015).</li>
<li>Cappo, M., Speare, P., De'ath, G. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0022098103005136">Comparison of baited remote underwater video stations (BRUVS) and prawn (shrimp) trawls for assessments of fish biodiversity in inter-reefal areas of the Great Barrier Reef Marine Park.</a> J. Exp. Mar. Bio. Ecol. 302 (2), 123-152 (2004).</li>
<li>Schobernd, Z. H., Bacheler, N. M., Conn, P. B., Trenkel, V. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/cjfas-2013-0086#.WYnUMojyvIU">Examining the utility of alternative video monitoring metrics for indexing reef fish abundance.</a> Can. Jour. Fish. Aquat. Sci. 71 (3), 464-471 (2014).</li>
<li>Hansen, M. J., Schorfhaar, R. G., Selgeby, J. H. <a target="_blank" href="https://pubs.er.usgs.gov/publication/1000977">Gill-Net Saturation by Lake Trout in Michigan Waters of Lake Superior.</a> North Am. J. Fish. Manag. 18 (4), 847-853 (1998).</li>
<li>Dauk, P. C., Schwarz, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catch+estimation+in+the+presence+of+declining+catch+rate+due+to+gear+saturation%5BTitle%5D)+AND+%22Biometrics%22%5BJournal%5D)">Catch estimation in the presence of declining catch rate due to gear saturation.</a> Biometrics. 57 (1), 287-293 (2001).</li>
<li>Hilborn, R., Walters, C. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHilborn%2C+R+%22Quantitative+Fisheries+Stock+Assessment+Choice%2C+Dynamics+and+uncertainty%22">Quantitative Fisheries Stock Assessment Choice, Dynamics and uncertainty</a>. , Springer. Dordrecht. (1992).</li>
<li>Erisman, B. E., Allen, L. G., Claisse, J. T., Pondella, D. J., Miller, E. F., Murray, J. H. <a target="_blank" href="http://www.nrcresearchpress.com/doi/abs/10.1139/f2011-090#.WYnU4ojyvIU">The illusion of plenty: hyperstability masks collapses in two recreational fisheries that target fish spawning aggregations.</a> Can. Jour. Fish. Aquat. Sci. 68, 1705-1716 (2011).</li>
<li>Buckland, S. T., Anderson, D. R., Burnham, K. P., Laake, J. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBuckland%2C+ST+%22Distance+Sampling%3A+Estimating+abundance+of+biological+populations%22">Distance Sampling: Estimating abundance of biological populations</a>. , Chapman and Hill. London. (1993).</li>
<li>Ronconi, R. A., Burger, A. E. <a target="_blank" href="http://www.int-res.com/abstracts/ab/v4/n3/p297-309/">Estimating seabird densities from vessel transects: Distance sampling and implications for strip transects.</a> Aquat. Bio. 4 (3), 297-309 (2008).</li>
<li>Caselle, J. E., Rassweiler, A., Hamilton, S. L., Warner, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected+areas+Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Publ.+Gr%22%5BJournal%5D)">Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected areas Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected.</a> Nat. Publ. Gr. , 1-14 (2015).</li>
<li>Starr, R. M., Wendt, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variation+in+Responses+of+Fishes+across+Multiple+Reserves+within+a+Network+of+Marine+Protected+Areas+in+Temperate+Waters%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">Variation in Responses of Fishes across Multiple Reserves within a Network of Marine Protected Areas in Temperate Waters.</a> Plos One. 10 (3), 0118502(2015).</li>
<li>Lester, S., Halpern, B., et al. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/242700981_Biological_Effects_Within_No-Take_Marine_Reserves_A_Global_Synthesis">Biological effects within no-take marine reserves: a global synthesis.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 384, 33-46 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Tradycyjna metryka MaxN opiera się na idei liczenia gwarantowanej minimalnej liczby osób obecnych podczas ankiety. Jeśli pewna liczba ryb jest jednocześnie widoczna w jednej klatce wideo, nie może być ich mniej, ale ponieważ ryby są mobilne i niejednorodnie rozmieszczone, prawdopodobieństwo zobaczenia wszystkich osobników jednocześnie w jednej klatce wideo jest niskie. Jest zatem prawdopodobne, że tradycyjny MaxN zaniża rzeczywistą liczebność ryb16,17. Ponadto wy...

Wzdłuż amerykańskiego wybrzeża Pacyfiku, wiele gatunków ważnych dla komercyjnego i rekreacyjnego połowu ryb dennych (np. kompleks ryb skalnych (Sebastes spp.) i Lingcod (Ophiodon elongatus)) są silnie związane z siedliskami o twardym dnie1,2,3,4,5. Stereofoniczne kamery zrzutowe są atrakcyjnym narzędziem nieekstrakcyjnym do stosowania w skalistych siedliskach ze względu na względną łatwość i prostotę obsługi. Na półkuli południowej, w ekosystemach płytkiej wody, na półkuli południowej, opracowano i wdrożono różnorodne systemy kamer stereo-wideo6,7,8,9,10, a ostatnio kamery zrzutowe wideo zyskały na popularności jako narzędzie do zarządzania środowiskami głębokich skalistych raf wzdłuż wybrzeża Pacyfiku11,12,13. Staraliśmy się zmodyfikować te istniejące konstrukcje kamer stereoskopowych poprzez użycie systemu kamer stereo (zwanego dalej "Lander") w celu bardziej efektywnego scharakteryzowania populacji ryb na dnie morskim o wysokiej rzeźbie wzdłuż środkowego wybrzeża Pacyfiku (patrz Tabela Materiałów). Zastosowany lądownik różnił się od istniejących systemów wideo, ponieważ kamery były zamontowane na centralnej obrotowej belce, co pozwalało na pełne pokrycie 360° dna morskiego w miejscu zrzutu14. Lądownik wykonywał jeden pełny obrót na minutę, co pozwoliło nam szybko scharakteryzować liczebność i skład społeczności na danym obszarze oraz osiągnąć ten sam poziom mocy statystycznej przy mniejszej liczbie rozmieszczenia lądownika. (Zobacz Starr (2016)14, aby uzyskać więcej szczegółów na temat konfiguracji lądownika). Wstępne testy w systemie badawczym sugerowały, że osiem obrotów kamer w naszych badaniach wystarczyło do scharakteryzowania liczebności i bogactwa gatunków. Ustalenia tego dokonano na podstawie obserwacji malejących zwrotów w obfitości gatunków i zagęszczeniu ryb przy dłuższych spadkach. Zalecamy, aby w każdym nowym systemie przeprowadzono badanie pilotażowe obejmujące dłuższe czasy namaczania w celu określenia optymalnego czasu wygrzewania dla danego ekosystemu/badanego gatunku.
Korzystając z sparowanych kamer stereo, zarówno całkowity obszar badania, jak i bezwzględne zagęszczenie ryb mogą być obliczane dla każdego badania wideo; jednak użycie kamer obrotowych wymagało modyfikacji tradycyjnych wskaźników liczenia ryb. Stacjonarne systemy wideo najczęściej używają "MaxN" jako konserwatywnej liczby ryb na wdrożeniu6,10. Tradycyjny MaxN opisuje maksymalną liczbę ryb danego gatunku obserwowanych razem w jednej klatce wideo, aby uniknąć podwójnego liczenia ryby, która opuściła kadr i wróciła do niego. MaxN jest zatem oszacowaniem minimalnej liczby ryb, o których wiadomo, że są obecne, i może zaniżać rzeczywistą obfitość ryb6,10. Metryka MaxN została przedefiniowana tak, aby reprezentowała największą liczbę ryb widzianych w każdym pełnym obrocie kamer.
Drugą modyfikacją poprzednich metod stereo było uwzględnienie faktu, że gatunki o różnych rozmiarach, kolorach i kształtach mają różne maksymalne odległości niezawodnej identyfikacji. Na przykład duże gatunki, takie jak O. elongatus, mają wyraźny wydłużony kształt i można je niezawodnie zidentyfikować ze znacznie większych odległości w porównaniu z małymi i tajemniczymi gatunkami, takimi jak skalniak kwadratowy (Sebastes hopkinsi). Te różne maksymalne zakresy wykrywalności zmieniają efektywny obszar pobierany przez lądownik dla każdego gatunku. Ponieważ kamery stereoskopowe pozwalają nam umieścić każdą rybę w przestrzeni trójwymiarowej z dużą dokładnością, można określić odległość od kamer, w której każda ryba została zmierzona (tj. "odległość Z", nazwana tak od "osi z", która jest prostopadła do linii prostej narysowanej między kamerami). Dla każdego gatunku odległość, w której zaobserwowano 95% wszystkich osobników (zwana dalej "odległością 95% Z") została uznana za promień badanego obszaru i została wykorzystana do obliczenia całkowitego obszaru objętego badaniem. Oprócz cech charakterystycznych dla danego gatunku, na identyfikowalność będą miały wpływ warunki środowiskowe, takie jak zmętnienie wody. Ponieważ czynniki te mogą różnić się w czasie i przestrzeni, ważne jest, aby używać statystyki 95% Z tylko w ujęciu zagregowanym. Chociaż będzie bardzo dokładny w przypadku dużych prób, każde pojedyncze badanie może różnić się badanym obszarem.
Protokół opisany poniżej zawiera wskazówki, jak tworzyć i używać tych wskaźników. Chociaż skupiono się na scharakteryzowaniu głębokowodnych skalistych siedlisk wzdłuż wybrzeża Pacyfiku, metodologia opisana dla zmodyfikowanego zliczania MaxN jest łatwo stosowana do każdego systemu obrotowych kamer zrzutowych. Liczba obrotów kamery potrzebna do scharakteryzowania populacji ryb będzie zależała od dynamiki lokalnego ekosystemu, ale konceptualizacja zmodyfikowanego MaxN pozostanie taka sama. Podobnie, podczas gdy użyliśmy oprogramowania fotogrametrycznego 3D do analizy stereo wideo, opisane tutaj techniki można łatwo zastosować na różnych platformach oprogramowania, o ile możliwa jest dokładna lokalizacja ryb w przestrzeni trójwymiarowej. Ponadto podejście polegające na zastosowaniu wartości odległości 95% Z może być brane pod uwagę w przyszłych badaniach z użyciem kamer stereoskopowych, aby uwzględnić specyficzne dla gatunku zakresy wykrywalności i dokładniej obliczyć liczebność ryb.

<table><tbody><tr><td>kostka kalibracyjna</td><td>SeaGIS</td><td>http://www.seagis.com.au/hardware.html</td><td>1000x1000x500 mm to preferowane wymiary. Dostępne są inne metody kalibracji.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do kalibracji CAL</td> Oprogramowanie do pomiaru stereo <td>SeaGIS</td><td>http://www.seagis.com.au/bundle.html</td><td></td></tr><tr><td>EventMeasure</td> Oprogramowanie statystyczne <td>SeaGIS</td><td>http://www.seagis.com.au/event.html</td><td></td></tr><tr><td>R</td><td>Core Team 2017 (v. 3.4.0)</td><td></td><td>Kod startowy można znaleźć: https://github.com/rfields2017/JoVE-Bootstrap-Function</td></tr><tr><td>Arkusz kalkulacyjny</td><td>Microsoft Excel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2&nbsp; wodoodporne kamery</td><td>Deep Sea Power i Light</td><td></td><td>Preferowana jakość HD</td></tr><tr><td>2 wodoodporne światła o głębokości</td><td>Deep Sea Power and Light: 3000 lumenów LED z temperaturą barwową</td><td></td><td></td>5000k</tr><tr><td>Rejestrator DVR</td><td>Stack LTD DVR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>standard PC</td><td></td><td></td> Windows <td>10 preferowany system operacyjny</td></tr><tr><td>obrotowa platforma</td> <td>lądownikaMorskie Badania Stosowane i Inżynieria (MARE)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

opracowanie nowych metod ilościowego określania zagęszczenia ryb za pomocą podwodnych narzędzi stereo-wideo

Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

Wykorzystanie systemów kamer wideo w badaniach ekologicznych ryb nadal zyskuje na popularności jako opłacalna, nieekstrakcyjna metoda pomiaru długości ryb i szacowania obfitości ryb. Opracowaliśmy i wdrożyliśmy narzędzie do obrotowej kamery stereo-wideo, które obejmuje pełne próbkowanie 360 stopni, co maksymalizuje wysiłek związany z próbkowaniem w porównaniu ze stacjonarnymi narzędziami kamery. Różnorodne badania szczegółowo opisały zdolność statycznych systemów kamer stereoskopowych do uzyskiwania bardzo dokładnych i precyzyjnych pomiarów ryb; Skoncentrowano się na opracowaniu podejść metodologicznych do ilościowego określania zagęszczenia ryb za pomocą systemów kamer obrotowych. Pierwszym podejściem było opracowanie modyfikacji metryki MaxN, która zazwyczaj jest konserwatywnym zliczaniem minimalnej liczby ryb zaobserwowanych podczas danego badania kamerą. Na nowo definiujemy MaxN jako maksymalną liczbę ryb obserwowanych w dowolnym obrocie systemu kamer. Gdy podejmowane są środki ostrożności w celu uniknięcia podwójnego liczenia, ta metoda dla MaxN może dokładniej odzwierciedlać rzeczywistą obfitość niż ta uzyskana z kamery stałopozycyjnej. Po drugie, ponieważ stereowideo pozwala na mapowanie ryb w przestrzeni trójwymiarowej, dla każdej ryby można uzyskać dokładne oszacowania odległości od kamery. Wykorzystując 95% percentyl obserwowanej odległości od kamery do ustalenia badanych obszarów specyficznych dla danego gatunku, uwzględniamy różnice w wykrywalności między gatunkami, unikając jednocześnie rozcieńczania szacunków gęstości poprzez użycie maksymalnej odległości, w jakiej zaobserwowano gatunek. Uwzględnienie tego zakresu wykrywalności ma kluczowe znaczenie dla dokładnego oszacowania liczebności ryb. Metodologia ta ułatwi integrację rotacyjnych narzędzi stereo-wideo zarówno w kontekście nauk stosowanych, jak i zarządzania.

W latach 2013–2014 przeprowadziliśmy 816 badań z wykorzystaniem obrotowego lądownika stereo-wideo (Rycina 1) wzdłuż centralnego wybrzeża Kalifornii i zebraliśmy dane dotyczące MaxN oraz odległości Z 95% (Rycina 4) dla ponad 20 gatunków. Zaobserwowano wyraźne wzorce w efektywnym zasięgu wykrywalności gatunków, co prawdopodobnie wynika z interakcji między rozmiarem, kształtem i ubarwieniem gatunków (Rycina 5</s...

Opisujemy nową metodę liczenia ryb oraz szacowania względnej obfitości (MaxN) i gęstości ryb za pomocą obrotowych systemów kamer stereo-video. Pokazujemy również, jak wykorzystać odległość od kamery (odległość Z) do oszacowania wykrywalności specyficznej dla gatunku.

Opracowanie nowych metod ilościowego określania zagęszczenia ryb za pomocą podwodnych narzędzi stereo-wideo

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

Ogólnym celem tej techniki analizy wideo jest dokładniejsze oszacowanie zagęszczenia, średniej długości i składu gatunkowego ryb w głębokich siedliskach skalistych. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie zarządzania rybołówstwem, takie jak liczebność i rozkład wielkości gatunków zamieszkujących głębokowodne rafy skaliste. Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia dokładniejsze oszacowanie zagęszczenia bez wydobywania ryb ze środowiska.Przed przystąpieniem do tej procedury należy zebrać dane terenowe zgodnie z opisem w protokole tekstowym. W stereofotogrametrii znajomość dokładnego względnego położenia kamer jest ważna dla dokładnych pomiarów. Właściwa kalibracja jest ważnym krokiem w tym procesie.Po zakończeniu badania terenowego utwórz nowy folder projektu zawierający zarówno pliki wideo, jak i pliki kalibracyjne. W oprogramowaniu do pomiaru stereo przejdź do Pomiar, Nowy plik pomiaru. Ustaw katalog obrazów, przechodząc do pozycji Obraz.Ustaw katalog obrazów, a następnie wybierz folder zawierający wszystkie pliki projektu. Przejdź do Stereo, Kamery, Po lewej, a następnie Załaduj plik kamery, aby wybrać i załadować odpowiedni plik lewej kamery. Powtórz ten proces, wybierając opcję W prawo, aby załadować odpowiedni plik z kamery.Następnie przejdź do Obraz, Zdefiniuj sekwencję filmu. Wybierz plik wideo z lewej kamery, aby zdefiniować sekwencję filmów dla lewego filmu. Kliknij Obraz, Załaduj obraz, aby załadować lewy plik wideo do oprogramowania pomiarowego.Następnie kliknij Stereo, Obraz, Zdefiniuj sekwencję filmową, aby zdefiniować sekwencję filmu dla odpowiedniego filmu. Załaduj plik wideo, wybierając Stereo, Zdjęcie, a następnie załaduj wideo. Przejdź do Pomiar, Atrybuty, Edytuj plik załaduj gatunek, aby załadować listę gatunków.Kliknij opcje Miara, Pola informacji, Edytuj wartości pól, aby otworzyć tabelę wartości pól informacyjnych. Wprowadź informacje o identyfikatorze ankiety i zapisz plik, aby utworzyć projekt obserwacji miary zdarzenia. Jeśli używasz znacznika czasu UTC, przesuń klatkę do przodu w lewym filmie, aż znacznik czasu rozpocznie nową sekundę lub gdy nastąpi lekki błysk lub klaskanie w dłonie.Klatka kroku prawego filmu do przodu do przodu, aż sygnatura czasowa, lampka błyskowa lub klaskanie w dłoń dokładnie pasuje do lewego filmu. Następnie kliknij przycisk Zablokuj, aby upewnić się, że filmy są odtwarzane razem i zachowują synchronizację. Jak tylko lądownik rozpocznie swój pierwszy obrót, kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Definicje okresów, Dodaj nowy okres początkowy, aby zdefiniować nowy okres próbkowania.Wprowadź zero jeden jako nazwę pierwszego okresu i kliknij przycisk OK. Podczas obracania lądownika oznacz każdą rybę, która znajdzie się w kadrze, punktem 2D, klikając prawym przyciskiem myszy, wybierz Dodaj punkt i wybierz właściwą nazwę gatunku. Oznacz etykietą najniższy możliwy poziom taksonomiczny, a następnie kliknij przycisk OK. Kontynuuj oznaczanie każdej nowej ryby, aż do zakończenia rotacji. Bardzo ważne jest, aby zidentyfikować i policzyć każdą rybę, aby uzyskać dokładne oszacowanie MaxN.Powtórz ten proces dla dodatkowego obrotu lądownika, upewniając się, że na początku każdego z nich zostanie zdefiniowany nowy okres. Po wyliczeniu wszystkich obrotów przejdź do Pomiar, Podsumowania pomiarów, Pomiary punktowe i zapisz punkty 2D jako plik TXT. Otwórz ten plik jako arkusz kalkulacyjny.Przejdź do opcji Wstaw, Tabela przestawna, aby utworzyć tabelę przestawną. Wybieranie opcji Rodzaj i Gatunek dla etykiety wiersza i Okres dla etykiety kolumny. Wybierz obrót kamery, który ma największą liczbę osobników dla danego gatunku, aby wybrać MaxN dla tego gatunku.W przypadku ryb zidentyfikowanych tylko do rodzaju należy wybrać MaxN na poziomie rodzaju na podstawie rotacji, w której zidentyfikowano największą liczbę osobników dla gatunku w tym konkretnym rodzaju. Następnie użyj zapisanych punktów 2D, aby nawigować do dokładnie tej samej ryby do pomiaru 3D. Powiększ obraz co najmniej cztery razy, aby lepiej zidentyfikować czubek pyska ryby i krawędzie płetw ogonowych.Ręcznie kliknij na czubek pyska, a następnie krawędź ogona w lewej kamerze. Powtórz wybór w tej samej kolejności w prawym filmie. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy, wybierz Dodaj długość i wybierz prawidłowe oznaczenie gatunku.Jeśli pomiar długości 3D nie jest możliwy, kliknij lewym przyciskiem myszy w tej samej pozycji na rybie w obu filmach, aby zaznaczyć punkt 3D. Wypełnij pola informacyjne, pozostawiając komentarz Wyklucz z pomiaru długości. Po wykonaniu pomiarów 3D dla wszystkich ryb przejdź do Pomiaru, Podsumowań pomiarów oraz Pomiary punktów i długości 3D.Zapisz dane jako plik TXT, aby wyeksportować je do dalszej analizy. Następnie ustal, czy uzyskano odpowiednie próbki, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. W tym badaniu podwodne narzędzia stereo wideo są wykorzystywane do ilościowego określania gęstości ryb.Istnieją wyraźne wzorce w wykrywalnym zakresie obserwowanych gatunków, co prawdopodobnie wynika z interakcji wielkości, kształtu i ubarwienia każdego gatunku. Obliczenia odległości 95%Z są następnie wykonywane w szczególności dla dwóch gatunków. W przypadku Sebastes wilsoni i Ophiodon elongatus odległość 95%Z wynosi 2,65 metra dla Sebastes wilsoni i 3,96 metra dla Ophiodon elongatus, co przekłada się na efektywne obszary pomiarowe wynoszące odpowiednio 18,6 metra kwadratowego i 46 metrów kwadratowych.Prosta analiza bootstrap potwierdza, że uzyskuje się wystarczającą wielkość próby, ponieważ oszacowanie odległości 95%Z dla obu próbek stabilizuje się, gdy próbkowanych jest ponad 50 ankiet. Maksymalna liczba N na badanie jest następnie przeliczana na gęstości. W przypadku obu gatunków zagęszczenie jest znacznie większe w siedliskach o wysokiej i średniej rzeźbie w porównaniu z siedliskami o niskiej rzeźbie.Oszacowania gęstości dla pseudostacjonarnego lądownika są ustandaryzowane przy użyciu zredukowanych obszarów pokrycia. Średnie gęstości uzyskane przez kamerę obrotową są o 18% większe niż te uzyskane przy użyciu kamer stacjonarnych. Ponadto współczynnik zmienności jest 1,8 raza większy w przypadku korzystania z kamer stacjonarnych.Po opanowaniu technika ta może być używana do liczenia i mierzenia ryb w zaledwie kilka minut, jeśli jest prawidłowo wykonana. Wykonując tę procedurę, należy pamiętać, że wartości 95%Z są specyficzne dla narzędzia i ankiety. A konkretne wartości nie powinny być używane uniwersalnie.Zgodnie z tą procedurą można przeprowadzić różne statystyki wielowymiarowe lub porządkowe, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące składu gatunkowego w różnych typach siedlisk. Implikacje tej techniki rozciągają się w kierunku lepszego zrozumienia ekologii gatunków głębokowodnych skalistych raf, ponieważ obecne mechanizmy badawcze zapewniają jedynie słabe zrozumienie długości i liczebności ryb. Uważa się, że technika ta może zapewnić wgląd w głębokowodne siedliska morskie, ale może być również przydatna w innych systemach, takich jak rafy koralowe i lasy wodorostów.Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które dopiero zaczynają korzystać z tej metody, będą miały trudności, ponieważ wymaga ona zrozumienia geometrii systemów kamer stereo. Wizualna demonstracja tej techniki jest pomocna, ponieważ obliczanie MaxN pochodzi z różnych danych, a zatem wymaga wielu kroków w oprogramowaniu.

development-new-methods-for-quantifying-fish-density-using-underwater

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Opisano użycie automatycznego systemu wideo 3D, który może śledzić pojedyncze osoby i grupy danio pręgowanych. Jako przykład zastosowania badamy wpływ antagonisty receptora NMDA MK-801 na ławice danio pręgowanego.

Wykorzystanie zautomatyzowanego systemu śledzenia 3D do rejestrowania osobników i ławic dorosłych ryb pręgowanego

Opisujemy zestaw technik do badania spontanicznego zachowania swobodnie pływających ryb o słabo elektrycznym okresie czasu, poprzez synchroniczny pomiar czasu wyładowania elektrycznego zwierzęcia, pozycji ciała i postawy zarówno dokładnie, jak i niezawodnie w specjalnie zaprojektowanym zbiorniku akwariowym wewnątrz sensorycznej komory izolacyjnej.

Długoterminowe śledzenie behawioralne swobodnie pływających ryb o słabym natężeniu elektryczności

Mierzenie wpływu zanieczyszczeń środowiska na zachowanie ryb jest często subiektywne i trudne, szczególnie gdy mamy do czynienia z subletalnymi punktami końcowymi. Opisujemy metody, w tym technologię wideo, do ilościowego określania zachowania pływackiego jesiotra białego (Acipenser transmontanus) we wczesnym stadium życia podczas i po 96-godzinnej ostrej ekspozycji na różne stężenia miedzi.

Kwantyfikacja zachowań ryb podczas pływania w odpowiedzi na ostre narażenie na wodną zawartość miedzi przy użyciu wspomaganego komputerowo wideo i cyfrowej analizy obrazu

Pomiary oparte na obrazach są coraz bardziej praktyczną, nieinwazyjną metodą pobierania próbek środowiska morskiego. Przedstawiamy protokół z badania za pomocą kamery zrzutowej, które szacuje liczebność i rozmieszczenie przegrzebka morskiego (Placopecten magellanicus). Omówiliśmy, w jaki sposób protokół ten można uogólnić w celu zastosowania do innych makrobezkręgowców bentosowych.

Metody badań obrazowych makrobezkręgowców bentosowych i ich siedlisk na przykładzie badania przegrzebka atlantyckiego za pomocą kamery opadowej

Tutaj prezentujemy metody wysokoprzepustowego badania szeregu zachowań meksykańskich ryb jaskiniowych i istotnego barwienia systemu mechanosensorycznego. Metody te wykorzystują wolne oprogramowanie i niestandardowe skrypty, zapewniając praktyczną i opłacalną metodę badania zachowań.

Śledzenie behawioralne i obrazowanie neuromastu meksykańskich ryb jaskiniowych

Udostępniamy szczegółowy protokół do przeprowadzania podwodnych badań fotogrametrycznych struktury na podstawie ruchu w celu wygenerowania modeli 3D i ortomozaik.

Podstawa terenowa do monitorowania ekosystemów bentosowych za pomocą fotogrametrii struktury z ruchu

Prezentowany tutaj jest protokół do zbierania i przetwarzania danych z podwodnej fotogrametrii, w tym znacznie uproszczony i w pełni zautomatyzowany potok przetwarzania obrazów, którego wynikiem są dane wyjściowe z odniesieniami geograficznymi i dostosowane do szeregów czasowych, gotowe do ekologicznej ekstrakcji, analizy i zastosowania danych.

Reefshape: system do efektywnego gromadzenia i automatycznego przetwarzania danych z podwodnej fotogrametrii szeregów czasowych do monitorowania siedlisk bentosowych

Ten protokół obejmuje czteroetapową metodologię badań obrazowania dużych obszarów, używaną do wyodrębniania wskaźników złożoności strukturalnej, składu społeczności i demografii populacji dla społeczności raf koralowych. Jakość zebranych zobrazowań i zintegrowany dostęp do zobrazowań źródłowych są traktowane priorytetowo na każdym etapie protokołu.

Pomiar struktury, składu i zmian środowiska podwodnego za pomocą obrazowania wielkopowierzchniowego

Celem badania jest opracowanie technologii do pomiaru tętna bez znieczulenia u ruszających się rybek zebrafish. Nasze podejście łączy obrazowanie w podczerwieni krótkofalowej z opartym na maszynowym uczeniu śledzeniem tętna. Jest to technika nieinwazyjna, bez oznaczeń i przyjazna dla użytkownika, która nadaje się do szerokiej gamy badań na modelu rybki zebrafish.

Bezanestezjologiczne pomiary tętna u swobodnie poruszających się danio pręgowanego

Badania sieci badawczych optycznych oferują nieinwazyjną metodę pobierania próbek populacji ryb dennych i zapewniają dane w bardziej szczegółowej skali niż tradycyjne badania sieci badawczych. Ten artykuł przedstawia ogólną procedurę przeprowadzania optycznego badania sieci badawczych ryb dennych w Nowej Anglii.

Badania optycznemiędzypływkami ryb dna morskiego: Badanie wideo z użyciem ciągników po zachodniej części Zatoki Maine z dotyczącym dorsza atlantyckiego (Gadus morhua)

Zadania preferencji społecznych wielokomorowych zostały dostosowane od szczurów do rybek zebra, ułatwiając badania nad zachowaniami społecznymi w organizmach modelowych. Ten protokół waliduje niskobudżetowe zadanie trójkomorowe z otwartym zbiornikiem przy użyciu kamer internetowych i oprogramowania open-source w celu zmierzenia preferencji społecznych rybek zebra, czyniąc je dostępnymi dla badań i nauczania na poziomie licencjackim.

Niedroga alternatywa do badania preferencji społecznych u Danio pręgowanego (Danio rerio) przy użyciu zadania wolnego pływania w trzykomorowym otwartym zbiorniku

Poznaj nową metodę ilościowego określania zagęszczenia ryb w głębokich skalistych siedliskach za pomocą obrotowych systemów stereo-wideo. Technika ta umożliwia dokładne szacowanie liczebności gatunków bez ich ekstrakcji.

Opracowanie nowych metod ilościowego określania zagęszczenia ryb za pomocą podwodnych narzędzi stereo-wideo

Przeglądaj więcej filmów