Name: Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Poznaj transdermalną metodę pomiaru szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy przy użyciu monitora tGFR i FITC-sinistriny. Ta technika umożliwia precyzyjną ocenę czynności nerek u świadomych zwierząt bez konieczności stosowania znieczulenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była wspierana przez Vanderbilt Center for Kidney Disease (VCKD) i była częściowo finansowana przez następujące granty: DOD PR161028 i R01DK112688 (Mark de Caestecker)
Dziękujemy za wsparcie dla LS, PM i BW ze strony finansowanej przez MRC, EPSRC i BBSRC brytyjskiej platformy medycyny regeneracyjnej "Safety and Effectiveness, focussing on Imaging Technologies Hub" (MR/K026739/1).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z lokalnymi wytycznymi w Wielkiej Brytanii i USA. Eksperymenty przeprowadzone na Uniwersytecie w Liverpoolu zostały przeprowadzone na podstawie licencji udzielonej na mocy brytyjskiej ustawy o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 r. i zostały zatwierdzone przez komisję etyczną Uniwersytetu w Liverpoolu. Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzone w Vanderbilt University Medical Center zostały zatwierdzone przez Vanderbilt Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Przygotowanie FITC-sinistrin
<ol>
	<li>Przygotować 40 mg/ml FITC-sinistrin w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). 
	UWAGA: Podwielokrotności mogą być przechowywane w temperaturze -20 °C przez kilka miesięcy bez zauważalnego spadku jakości; Należy jednak unikać wielokrotnych cykli zamrażania i rozmrażania. FITC-sinistrin jest wrażliwy na światło - należy chronić rurkę przed światłem.</li>
	<li>Oblicz objętość FITC-sinistrin wymaganą dla każdej myszy:
	<ol>
		<li>Zważ każdą mysz w każdym dniu pomiaru.</li>
		<li>Zalecana dawka wynosi 0,15 mg FITC-sinistrin na gram masy ciała.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Przygotuj osobne klatki dla myszy podczas wykonywania pomiarów GFR. Zapewnij chłonne ręczniki papierowe i kilka granulek jedzenia.</li>
</ol>
3. Usuwanie włosów z myszy (1-2 dni przed pomiarem GFR)
<ol>
	<li>Znieczulij mysz 3% izofluranem, a gdy mysz zaśnie, utrzymuj znieczulenie 1,5-2% izofluranem, w zależności od częstości oddechów myszy. Połóż mysz na poduszce grzewczej.</li>
	<li>Użyj golarki elektrycznej, poruszającej się w kierunku przeciwnym do kierunku futra, aby usunąć większość futra z jednej strony grzbietu myszy. Gol się od czubka tylnych nóg do szyi i w poprzek żeber.</li>
	<li>Nałóż cienką warstwę kremu do depilacji na ogolony obszar za pomocą wacika (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Przesuń wacik w kierunku przeciwnym do kierunku sierści, aby upewnić się, że krem jest nakładany jak najbliżej skóry.</li>
	<li>Krem usuń po 1-3 minutach, zmywając go wacikami i ciepłą wodą. Nie wykonuj pomiaru, jeśli po pomiarze skóra wydaje się bardzo zaczerwieniona i podrażniona, i nie powtarzaj depilacji w ciągu 72 godzin, aby uniknąć uszkodzenia skóry.</li>
</ol>
4. Przygotowanie transdermalnego monitora GFR
<ol>
	<li>Użyj jednego z dwóch dostępnych rozmiarów poprawek. Pierwszy ma wymiary 2,5 x 3cm2 i może być używany bezpośrednio do pomiarów u myszy. Pozostałe plastry mają wymiary 6 x 3cm2 i są przeznaczone do stosowania u szczurów lub większych zwierząt, ale można je przyciąć do mniejszego rozmiaru do stosowania u myszy.</li>
	<li>Odklej spód z jednej strony plastra i przyklej urządzenie GFR po stronie kleju, umieszczając diody LED dokładnie nad przezroczystym okienkiem.</li>
	<li>Odetnij nadmiar plastra samoprzylepnego, aby dopasować go do rozmiaru baterii i przyklej jedną stronę plastra do baterii.</li>
</ol>
5. Podłączanie transdermalnego monitora GFR
<ol>
	<li>Znieczulij mysz izofluranem zgodnie z opisem w kroku 3.1 i połóż mysz na poduszce grzewczej. Myszy należy znieczulać tylko w celu umieszczenia przezskórnego monitora GFR i wstrzyknięcia FITC-sinistrin; pozwalają na powrót do zdrowia po znieczuleniu w celu pomiaru rozpadu FITC.</li>
	<li>Oczyść wstępnie ogoloną skórę 70% etanolem. Umieść około 12 cm hipoalergicznej jedwabnej taśmy pod myszą (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B; szerokość taśmy należy zmniejszyć do 1,5–2 cm, aby nie była zbyt szeroka dla myszy).</li>
	<li>Umieść taśmę tak, aby tylko około 2 cm znajdowały się po prawej stronie myszy, a reszta po lewej stronie. Złóż jedną krawędź prawej strony taśmy, aby ułatwić umieszczanie i zdejmowanie po pomiarze. Instrukcje od lewej do prawej strony kroków 5.3 i 5.6 dotyczą umieszczenia urządzenia po prawej stronie zwierzęcia i w razie potrzeby można je zamienić na umieszczenie urządzenia po lewej stronie zwierzęcia.</li>
	<li>Podłącz baterię do urządzenia, zdejmij podkład z baterii i bezpiecznie umieść go na urządzeniu. Urządzenie jest gotowe do użycia, a akwizycja danych rozpoczyna się, gdy diody elektroluminescencyjne (LED) zaczną migać.</li>
	<li>Usuń podkład z urządzenia i umieść na ogolonej skórze. Ustaw urządzenie tak, aby okno eksponujące diody LED znajdowało się nad żebrami – nie umieszczaj go zbyt blisko kręgosłupa lub kończyn (Rysunek 1C).</li>
	<li>Zabezpiecz urządzenie białą taśmą. Najpierw zabezpiecz prawą stronę (Rysunek 1D), owijając ją szczelnie wokół wszystkich krawędzi urządzenia, a następnie owiń lewą stronę wokół myszy i urządzenia (Rysunek 1E). Idealnie, lewa strona taśmy zakrywa tylko urządzenie, a prawa strona kończy się pod brzuchem myszy.</li>
	<li>Przymocuj taśmę, dociskając ją wzdłuż obwodu ciała myszy. Taśma musi być mocno przymocowana, ale nie mocno. Jeśli jest zbyt luźny, urządzenie będzie się zbytnio poruszać i powodować artefakty ruchowe. Nie powinna być jednak na tyle ciasna, aby krępowała oddychanie lub ruchy lub wywierała zbyt duży nacisk na skórę.</li>
	<li>Pozostaw urządzenie nietknięte przez 3 minuty przed wstrzyknięciem FITC-sinistrin, aby umożliwić wykonanie stałego odczytu tła. W tym czasie ogrzej ogon za pomocą poduszki grzewczej lub rękawicy wypełnionej ciepłą wodą, aby przygotować się do wstrzyknięcia żyły ogonowej (jeśli korzystasz z tej trasy).</li>
</ol>
6. Wstrzyknięcie FITC-sinistrin
<ol>
	<li>Przygotować strzykawkę insulinową z obliczoną ilością FITC-sinistriny wymaganą do wstrzyknięcia (można ją zaokrąglić do najbliższych 10 μl).</li>
	<li>Podać FITC-sinistrynę przez żylę ogonową lub wstrzyknięcie zaoczodołowe. FITC-sinistrin należy podawać w jednym płynnym, ale szybkim bolusie, aby uniknąć wielu pików na krzywej klirensu. Lepiej jest podać tylko częściową dawkę, niż podejmować wielokrotne próby podania FITC-sinistrin.</li>
</ol>
7. Pomiar GFR
<ol>
	<li>Umieść mysz w klatce na własną rękę, aby doszła do siebie po znieczuleniu izofluranem i na czas trwania pomiaru.</li>
	<li>Obserwuj mysz w klatce przez 1,5 godziny, a następnie wyjmij urządzenie. Wyjmowanie urządzenia z przytomnej myszy jest szybkie, skuteczne i ogólnie dobrze tolerowane przez mysz, ale nowi użytkownicy mogą preferować znieczulenie myszy na tym etapie.
	<ol>
		<li>Jedną z opcji jest znieczulenie myszy izofluranem.</li>
		<li>Drugą opcją jest umieszczenie myszy na ruszcie na górze klatki, umożliwiając myszowi chwycenie metalowych prętów podczas wyjmowania urządzenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jednym szybkim, płynnym ruchem zdejmij białą taśmę gipsową spod brzucha i usuń urządzenie wraz z czarnym plastrem ze skóry. Uważaj, aby bateria nie odłączyła się jeszcze od urządzenia.</li>
	<li>Umieść mysz z powrotem w klatce domowej.</li>
</ol>
8. Odczytywanie i ocenianie danych
<ol>
	<li>Ostrożnie odłącz akumulator od urządzenia</li>
	<li>Podłącz urządzenie do USB, a następnie podłącz do komputera</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie do odczytu (Sensor_ctrl_app.exe)</li>
	<li>W kolejności kliknij "połącz", "odczyt", "zmień nazwę" i "zapisz", a następnie zamknij program</li>
	<li>Przetwarzanie i ocena danych w oprogramowaniu analitycznym zgodnie z opisem w odpowiedniej instrukcji</li>
</ol>

<ol><li>Schreiber, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+measurement+of+renal+function+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 303 (5), F783-F788 (2012).</li>
<li>MediBeacon. Related Publications. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.medibeacon.com/preclinical/publications/">http://www.medibeacon.com/preclinical/publications/</a> (2018).</li>
<li>Friedemann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+kinetic+model+for+the+transcutaneous+measurement+of+glomerular+filtration+rate+in+experimental+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Improved kinetic model for the transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in experimental animals.</a> Kidney International. 90 (6), 1377-1385 (2016).</li>
<li>Schock-Kusch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+transcutaneous+measurement+of+renal+function+in+various+strains+of+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice.</a> PLoS One. 8 (8), e71519(2013).</li>
<li>Schock-Kusch, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+assessment+of+renal+function+in+conscious+rats+with+a+device+for+measuring+FITC-sinistrin+disappearance+curves%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves.</a> Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).</li>
<li>Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcutaneous+Assessment+of+Renal+Function+in+Conscious+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (109), 53767(2016).</li>
<li>Cowley, A. W. Jr, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+glomerular+filtration+rate+reduction+determined+in+conscious+Dahl+salt-sensitive+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats.</a> Hypertension. 62 (1), 85-90 (2013).</li>
<li>Scarfe, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measures+of+kidney+function+by+minimally+invasive+techniques+correlate+with+histological+glomerular+damage+in+SCID+mice+with+adriamycin-induced+nephropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy.</a> Scientific Reports. 5, 13601(2015).</li>
<li>Lazzeri, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocycle-related+tubular+cell+hypertrophy+and+progenitor+proliferation+recover+renal+function+after+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Endocycle-related tubular cell hypertrophy and progenitor proliferation recover renal function after acute kidney injury.</a> Nature Communications. 9 (1), 1344(2018).</li>
<li>Street, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+adenosine+1a+receptor+signaling+on+GFR+early+after+the+induction+of+sepsis%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of adenosine 1a receptor signaling on GFR early after the induction of sepsis.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 314 (5), F788-F797 (2018).</li>
<li>Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion+model+of+acute+kidney+injury+and+post+injury+fibrosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endotoxemic+acute+renal+failure+is+attenuated+in+caspase-1-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Endotoxemic acute renal failure is attenuated in caspase-1-deficient mice.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 288 (5), F997-F1004 (2005).</li>
<li>Eisner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Major+contribution+of+tubular+secretion+to+creatinine+clearance+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice.</a> Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).</li>
<li>Bankir, L., Yang, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+insights+into+urea+and+glucose+handling+by+the+kidney%2C+and+the+urine+concentrating+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism.</a> Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).</li>
<li>Qi, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serial+determination+of+glomerular+filtration+rate+in+conscious+mice+using+FITC-inulin+clearance%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 286 (3), F590-F596 (2004).</li>
<li>Peters, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+kinetic+basis+of+glomerular+filtration+rate+measurement+and+new+concepts+of+indexation+to+body+size%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Nuclear+Medicine+and+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">The kinetic basis of glomerular filtration rate measurement and new concepts of indexation to body size.</a> European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 31 (1), 137-149 (2004).</li>
<li>Chapman, M. E., Hu, L., Plato, C. F., Kohan, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioimpedance+spectroscopy+for+the+estimation+of+body+fluid+volumes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Bioimpedance spectroscopy for the estimation of body fluid volumes in mice.</a> American Journal of Physiology - Renal Physiology. 299 (1), F280-F283 (2010).</li>
</ol>

D-K, JF i YS są pracownikami firmy MediBeacon GmbH, producenta i dystrybutora transdermalnego monitora GFR. D, S-K i JF są wynalazcami patentów i zgłoszeń patentowych na prezentowaną technologię.

Niniejszy manuskrypt i towarzyszący mu film szkoleniowy zawierają praktyczne wskazówki dotyczące stosowania transdermalnych monitorów GFR u myszy. Najważniejszymi krokami w procedurze są prawidłowe zamocowanie urządzenia na grzbiecie zwierzęcia i bezpieczne owinięcie taśmy wokół brzucha. Najlepsza pozycja to nieco po lewej lub prawej stronie linii środkowej, nad klatką piersiową. Plaster i urządzenie muszą być mocno przymocowane do skóry, ale nie powinny być tak ciasne, aby ograniczały oddychanie, ruch lub wpływały na krążenie krwi w skórze pod urządzeniem, ponieważ doprowadziłoby to do błędnych/niedokładnych pomiarów. Ponadto, ponieważ monitorowanie odbywa się u przytomnych myszy po wyzdrowieniu z narkozy, prawidłowe umieszczenie urządzenia w części ciała o najmniejszej interferencji ruchu skutkuje pomiarami transdermalnymi z niewielkimi artefaktami ruchowymi. Z tego powodu ważne jest, aby urządzenie nie było umieszczone zbyt blisko kończyn górnych, aby myszy mogły swobodnie poruszać ramionami.
Ważne jest, aby depilować myszy na jeden do dwóch dni przed pomiarem GFR, ponieważ depilacja wpływa na pomiar klirensu FITC-sinistriny, przy czym wstępne dane wskazują, że depilacja bezpośrednio przed pomiarem przezskórnego GFR zwiększa pozorny okres półtrwania FITC-sinistrin. Mechanizm tego zjawiska nie jest znany. Dlatego, aby uzyskać wiarygodne pomiary w wielu punktach czasowych i między eksperymentami, zaleca się wcześniejszą depilację myszy, aby umożliwić skórze regenerację po tym procesie przed przystąpieniem do pomiarów GFR. Kremu do depilacji nie należy nakładać na ten sam obszar skóry w ciągu 72 godzin od wcześniejszej aplikacji, aby uniknąć chemicznego uszkodzenia skóry. W wielu przypadkach odrost sierści trwa kilka dni lub nawet tydzień, dzięki czemu można łatwo uniknąć ponownego nałożenia kremu do depilacji w ciągu 72 godzin.
Ponieważ do 50% kreatyniny w surowicy jest wydalane przez przekrój kanalikowyu myszy 13 i ponieważ występuje zwiększone wchłanianie zwrotne mocznika z kanalików nerkowych, gdy myszy są odwodnione14, kreatynina w surowicy i BUN są słabymi markerami czynności nerek. Jednak ze względu na ich wygodę, testy te są nadal stosowane jako główna miara czynności nerek w badaniach przedklinicznych AKI i PChN u myszy. Jednakże, zgodnie z głównym udziałem wydzielania kanalikowego w wydalaniu kreatyniny u myszy z normalną lub prawie normalną czynnością nerek13, kreatynina w surowicy wykazywała niewielką korelację z klirensem FITC-sinistryny przy wysokich wskaźnikach klirensu (niski okres półtrwania FITC-sinistriny), co wskazuje, że kreatynina jest niewrażliwą miarą czynności nerek u myszy z łagodnym uszkodzeniem nerek. W przeciwieństwie do tego, podczas gdy BUN dobrze koreluje z klirensem FITC-sinistrin u myszy z łagodnymi zaburzeniami czynności nerek, istnieje słaba korelacja między klirensem BUN i FITC-sinistrin u myszy z cięższym uszkodzeniem nerek (wysoki okres półtrwania FITC-sinistriny). Jest to prawdopodobnie spowodowane skutkami reabsorpcji mocznika związanej z odwodnieniem u chorych zwierząt z ciężkim uszkodzeniem nerek.
Główną zaletą transdermalnego pomiaru GFR, w porównaniu ze wszystkimi innymi technikami usuwania bolusa lub stałej infuzji do pomiaru GFR, jest to, że nie wymaga on starannie zaplanowanego pobierania krwi lub moczu. Może to być szczególnie trudne u myszy, ponieważ mają one niską całkowitą objętość krwi i wydalanie moczu w porównaniu ze szczurami. Co więcej, z myszami należy obchodzić się tylko w celu założenia urządzenia i wstrzyknięcia, ale nie w celu wielokrotnego nakłucia żyły, jak jest to wymagane w klasycznych eksperymentach z klirensem bolusa15. Ponadto czas trwania znieczulenia jest krótki, w związku z czym możliwe jest wykonywanie powtarzających się pomiarów u poszczególnych myszy w czasie. Częstotliwość, z jaką można wykonywać pomiary, zależy przede wszystkim od stanu zdrowia myszy, zdolności badacza do wstrzykiwań dożylnych oraz lokalnych przepisów instytucjonalnych dotyczących powtarzających się sesji znieczulenia. U zdrowych, nieuszkodzonych myszy transdermalne pomiary GFR mogą być wykonywane codziennie, przy minimalnym lub żadnym negatywnym wpływie na mysz. Jednak jest mało prawdopodobne, aby zranione myszy cierpiące na AKI lub PChN tolerowały powtarzające się sesje znieczulenia, tak samo jak zdrowe myszy, dlatego częstotliwość pomiarów powinna zostać zmniejszona.
Głównym ograniczeniem transdermalnego pomiaru GFR, w porównaniu z metodami klirensu bolusa do pomiaru GFR u myszy, jest to, że kinetyka wydalania jest mierzona tylko jako zmiana względnej intensywności fluorescencji w czasie, a nie jako bezwzględne stężenia znacznikowe. Z tego powodu możliwe jest zmierzenie tylko stałej szybkości pojedynczego wykładniczego rozpadu kinetycznego wydalania, co jest bardzo bliskim oszacowaniem GFR znormalizowanego na objętości zewnątrzkomórkowej16. Aby wyrazić GFR w ml/min, objętość zewnątrzkomórkową zwierzęcia należy oszacować przy użyciu współczynnika konwersji, który został ustalony we wcześniejszych badaniach, w których przeprowadzono jednoczesne pomiary stężeń FITC-sinistryny w osoczu1. Jednak ten współczynnik konwersji może nie szacować prawidłowo objętości płynu zewnątrzkomórkowego równie dobrze u wszystkich myszy, ponieważ na objętość płynu może wpływać wiele czynników zewnętrznych, w tym wiek, płeć, stan nawodnienia (na który mogą mieć wpływ interwencje chirurgiczne, a także uszkodzenie nerek)i waga. Jednak w przeciwieństwie do metody dawkowania w bolusie do oceny GFR u myszy, przezskórny pomiar GFR podlega mniejszej zmienności zależnej od operatora, ponieważ nie mają na niego wpływu błędy dawkowania ani błędy w czasie pobierania krwi.
Innym ograniczeniem techniki przezskórnego pomiaru GFR jest to, że w trakcie pomiaru mogą wystąpić przesunięcia sygnału wyjściowego z powodu wybielania fluoroforów skóry i znieczulenia wymaganego do założenia urządzenia i wstrzyknięcia znacznika. To ograniczenie zostało rozwiązane przez Friedemanna i współpracowników poprzez implementację algorytmu korekcyjnego3. Wdrożenie tego algorytmu doprowadziło do poprawy precyzji techniki transdermalnej porównywalnej z techniką stałej infuzji oceny GFR.
Często zadawanym pytaniem jest to, czy pigmentacja skóry u różnych szczepów myszy wpływa na przezskórny klirens FITC-sinistrin. Pigmentacja skóry zmniejsza intensywność sygnału FITC-sinistrin, ponieważ ciemne pigmenty pochłaniają niebieskie pobudzenie i zielone sygnały emisyjne z pomiarów FITC-sinistriny. Jednak szybkość wydalania FITC-sinistrin jest niezależna od ogólnego natężenia sygnału. Co więcej, podczas gdy zmierzony sygnał jest niższy, sygnał tła jest również niższy u myszy pigmentowanych. Ponieważ sygnał tła jest mieszaniną autofluorescencji fluoroforów skóry i odbicia światła wzbudzającego, odkryliśmy, że stosunek sygnału tła do maksimum jest porównywalny, a nawet poprawiony u zwierząt pigmentowanych. Ponadto artefakty ruchowe, które są spowodowane ekspozycją otaczającej skóry na odbite światło, są zmniejszone u myszy pigmentowanych, ponieważ odbite światło jest również pochłaniane przez pigmentowaną skórę.
Podsumowując, przedstawiona przez nas technika pozwala na precyzyjny pomiar GFR u świadomych, swobodnie poruszających się myszy o każdym typie skóry. Ponieważ technika ta jest niezależna od pobierania próbek krwi, może być stosowana wielokrotnie na tym samym zwierzęciu do obserwacji podłużnych w modelach PChN, a także do pomiaru szybkich zmian GFR, które zachodzą po indukcji AKI.

Użycie przezskórnych monitorów GFR u myszy zostało po raz pierwszy zgłoszone przez Schreibera i współpracowników w 2012 roku i zostało potwierdzone przez porównanie pomiarów GFR uzyskanych przy użyciu tej techniki, z wynikami uzyskanymi przez bezpośredni pomiar klirensu bolusa FITC-sinistrin z seryjnych próbek krwi1. Do tej pory ukazało się 35 recenzowanych publikacji, w których zastosowano przezskórne monitory GFR u szczurów i myszy (regularnie aktualizowaną listę artykułów w czasopismach i abstraktów konferencyjnych, w których zastosowano przedkliniczny monitor GFR, można znaleźć na stronie MediBeacon 2). Transdermalne pomiary GFR u szczurów i myszy zostały opisane w wielu publikacjach1,3,4,5, a także opublikowano film instruktażowy demonstrujący jego zastosowanie u szczurów6. Jednak pomiary na myszach wiążą się z dodatkowymi wyzwaniami technicznymi. W tym miejscu przedstawiamy pierwszy szczegółowy praktyczny przewodnik dotyczący stosowania transdermalnych monitorów GFR u myszy.
Istnieje wiele powodów, dla których badacze zaczynają preferować stosowanie transdermalnych monitorów GFR do oceny funkcji nerek w modelach gryzoni. Wykazano, że transdermalny pomiar klirensu FITC-sinistrin zapewnia bardziej czuły i dokładny pomiar czynności nerek w porównaniu z tradycyjnymi parametrami czynności nerek, takimi jak kreatynina w surowicy i azot mocznikowy we krwi (BUN)7,8. Wdrażając ulepszony algorytm oceny, Friedemann i współpracownicy wykazali, że system osiąga precyzję porównywalną ze złotym standardem, techniką ciągłego infuzji do pomiaru GFR3. Ostatnie badania wykazały również, że analiza sekwencyjna przy użyciu przezskórnych monitorów GFR może być stosowana do badania wczesnych zmian w funkcji nerek, a także powrotu do stanu funkcjonalnego po indukcji ostrego uszkodzenia nerek (AKI) bez ingerencji w objętość krwi lub hemodynamikę zwierząt, ponieważ test nie wymaga sekwencyjnego pobierania próbek krwi9,10. Możliwość wielokrotnego pomiaru GFR z wysoką precyzją i czułością u tego samego zwierzęcia sprawia, że technika ta jest atrakcyjna dla wielu różnych dyscyplin badawczych. Transdermalne monitory GFR są wykorzystywane przez firmy farmaceutyczne do oceny toksyczności nowych związków, a także na uniwersytetach do badań podstawowych i translacyjnych.

<table><tbody><tr><td>Transdermalny monitor GFR (w zestawie z 1 urządzeniem, 2 bateriami i 1 ładowarką)</td><td>MediBeacon GmbH</td><td>TDM-MH001</td><td>Oprogramowanie do odczytu: MPD Lab; Oprogramowanie analityczne: MPD Studio</td></tr><tr><td>Dodatkowe baterie</td><td>MediBeacon GmBH</td><td>PWR-BT0001</td><td></td></tr><tr><td>Łatki mocujące</td><td>MediBeacon GmbH</td><td>mały: PTC-SM001; duży: PTC-LG001</td><td></td></tr><tr><td>FITC-sinistrin</td><td>MediBeacon GmbH</td><td>FTC-FS001</td><td></td></tr><tr><td>Hipoalergiczna taśma jedwabna</td>, <td>np. Durapore (1538-2), lub Kendall (7138C), lub Leukosilk (01032-00)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komora anestezjologiczna, izofluran, tlen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poduszka</td><td></td><td></td><td></td>grzewcza</tr><tr><td>Golarka</td><td></td><td></td><td></td>elektryczna</tr><tr><td>Krem do depilacji (depilacji)</td> <td>np. Veet lub Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Patyczki kosmetyczne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Waciki kosmetyczne Timer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chusteczki</td><td></td><td></td><td></td></tr> z <tr><td>70% etanolem</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy

Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mice

Transdermalna analiza współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest uznaną techniką, która jest używana do oceny funkcji nerek w mysich i szczurzych modelach ostrego uszkodzenia nerek i przewlekłej choroby nerek. System pomiarowy składa się ze zminiaturyzowanego detektora fluorescencji, który jest bezpośrednio przymocowany do skóry na grzbiecie przytomnego, swobodnie poruszającego się zwierzęcia i mierzy kinetykę wydalania egzogennego znacznika GFR, sinistriny sprzężonej z izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC) (analog inuliny). System ten został szczegółowo opisany u szczurów. Jednak ze względu na ich mniejszy rozmiar, pomiar przezskórnego GFR u myszy stanowi dodatkowe wyzwanie techniczne. W związku z tym w niniejszym artykule przedstawiamy pierwszy szczegółowy praktyczny przewodnik dotyczący stosowania transdermalnych monitorów GFR u myszy, oparty na połączonym doświadczeniu trzech różnych badaczy, którzy przeprowadzali ten test na myszach przez wiele lat.

W tej sekcji prezentujemy reprezentatywne wyniki zastosowania transdermalnego monitora GFR. Monitor transdermalny był wykorzystywany w różnych szczepach myszy oraz modelach AKI i CKD2.
Rysunek 2 przedstawia reprezentatywne krzywe klirensu FITC-sinistryny u samców myszy BALB/c przed i po urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym (IRI) z jednoczesną nefektomią przeciwstronną. FITC-sinistryna jest szybko usuwana z krwiobiegu u zdrowych myszy (Rysunek 2A), natomiast klirens jest znacznie opóźniony u myszy z AKI (Rysunek 2B, C). U myszy z bardzo ciężkim AKI może nie wystąpić żadna zmiana fluorescencji FITC-sinistryny podczas 90-minutowego okresu pomiaru, co wskazuje na całkowity brak filtracji kłębkowej (Rysunek 2C).
Przezskórny pomiar GFR jest małoinwazyjny i może być wykorzystywany do monitorowania zmian funkcji nerek u tych samych myszy w wielu punktach czasowych. Rycina 3 przedstawia zmiany GFR określone poprzez sekwencyjne przezskórne pomiary klirensu FITC-sinistryny w punkcie wyjściowym oraz w 1., 2. i 4. dniu po wywołaniu IRI (jednostronne niedokrwienie z jednoczesną przeciwstawną nefrektomią). Przedstawione dane obejmują okres półtrwania klirensu FITC-sinistryny (Rycina 3A) oraz GFR (Rycina 3B) obliczony na podstawie zmierzonego okresu półtrwania klirensu FITC-sinistryny, zgodnie z opisem Schreiber et al1.
Na Rysunku 4 przewlekła choroba nerek (CKD) została wywołana u samców myszy BALB/c poprzez przeprowadzenie przedłużonego jednostronnego IRI, a następnie opóźnionej nefrektomii przeciwstronnej, zgodnie z opisem11. GFR oceniono za pomocą przezskórnego prześwitu FITC-sinistryny w 26. dniu po początkowym IRI. Wydłużenie okresu półtrwania FITC-sinistryny (Rysunek 4A), a w konsekwencji spadek GFR (Rysunek 4B), wskazuje na upośledzenie funkcji nerek u tych myszy. Dane te dowodzą, że przezskórny pomiar GFR może być stosowany do oceny zmian funkcji nerek u myszy z CKD.
Rysunek 5A pokazuje, że okres półtrwania FITC-sinistryny ściśle koreluje z półilościową oceną histologiczną uszkodzenia kanalikowego w pełnym zakresie pomiarów GFR u myszy zdrowych oraz u myszy z różnym stopniem ciężkości AKI wywołanego przez IRI. W przeciwieństwie do tego, kreatynina w surowicy i azot mocznika we krwi (BUN) wykazały dodatnią, lecz słabszą korelację z klirensem FITC-sinistryny (Rysunek 5B, C), co wskazuje, że przezskórne pomiary GFR stanowią bardziej wiarygodny wskaźnik uszkodzenia nerek (wyniki uszkodzenia kanalikowego) po AKI wywołanym przez IRI niż poziom kreatyniny w surowicy lub BUN.
<img alt="Układ eksperymentalny gojenia rany u myszy; klej, przymocowane urządzenie, opatrunek; badanie procesu gojenia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58520/58520fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Mocowanie transdermicznego monitora GFR. Fotografie usuwania sierści (A), umieszczania taśmy pod myszą (B), umieszczania urządzenia na skórze myszy (C) oraz zabezpieczania urządzenia poprzez owinięcie taśmy wokół myszy i urządzenia (D-E) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58520/58520fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres zaniku intensywności fluorescencji, zależna od czasu analiza spektralna, trzypanelowy wykres danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58520/58520fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Przykładowe krzywe klirensu FITC-sinistryny u samców myszy BALB/c przed i po urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym (IRI) z jednoczesną kontralateralną nefrektomią. Krzywe klirensu w stanie wyjściowym (A) oraz jeden dzień po operacji IRI (B) u tej samej myszy, wskazujące na upośledzoną funkcję nerek u tego zwierzęcia. (C) Krzywa klirensu u myszy z cięższym urazem jeden dzień po operacji IRI. W okresie pomiaru nie odnotowano klirensu FITC-sinistryny, co wskazuje na niewydolność nerek. Czarne punkty reprezentują surowe dane, niebieskie linie reprezentują dopasowanie tróprzedziałowe, a zielone linie reprezentują 95% przedziały ufności. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58520/58520fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Okres półtrwania FITC-sinistryny, wykresy GFR porównujące 31 min IRI oraz grupę Sham w ciągu 4 dni; analiza statystyczna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58520/58520fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Samce myszy BALB/c w wieku 8-10 tygodni poddano jednostronnemu niedokrwieniu z jednoczesną przeciwstawną nefrektomią (n=5). GFR oceniano w stanie wyjściowym oraz w 1., 2. i 4. dobie po operacji, a następnie porównano z myszami kontrolnymi poddanymi operacji pozornej (sham) (n=5). Okres półtrwania FITC-sinistryny w (A), wraz z masą ciała myszy, został wykorzystany do obliczenia GFR w (B). Punkty danych reprezentują poszczególne zwierzęta, a słupki błędów reprezentują średnią i błąd standardowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58520/58520fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Równowaga statyczna; wykres; okres półtrwania FITC-sinistryny, porównanie GFR; analiza danych; badanie funkcji nerek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58520/58520fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 4"> 
Rycina 4: Samce myszy BALB/c w wieku 8–10 tygodni poddano jednostronnemu niedokrwieniu z opóźnioną nefrektomią przeciwstronną w 8. dniu (n=5). GFR oceniono w 26. dniu i porównano go z GFR u zdrowych myszy kontrolnych w tym samym wieku (n=5). Okres półtrwania FITC-sinistryny w (A), wraz z masą ciała myszy, posłużył do obliczenia GFR w (B). Punkty danych reprezentują poszczególne zwierzęta, a słupki błędów reprezentują średnią i odchylenie standardowe. Uszkodzenie cewkowe oceniono w skali 0–50 na podstawie stopnia martwicy i tworzenia się złogów przez ślepego obserwatora (L.R.) na przekrojach nerek barwionych kwasem okresowym i Schiffem. Metoda ta została zaadaptowana z pracy Wang i współpracowników12. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58520/58520fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykresy korelacji: okres półtrwania FITC-sinistryny a uszkodzenie kanalikowe, Scr, BUN; analiza regresji liniowej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58520/58520fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Korelacja trzech miar funkcji/uszkodzenia nerek (ocena histologiczna uszkodzenia kanalikowego (n=39), kreatynina w surowicy (n=30) oraz azot mocznika we krwi (BUN) (n=30)) z klirensem FITC-sinistryny (okres półtrwania). Samce myszy BALB/c poddano różnym okresom jednostronnego zaklemowania szypuły nerkowej (25–45 min) lub operacji pozorowanej, przy jednoczesnej przeciwstronnej nefrektomii w celu wywołania różnego stopnia ciężkości AKI; parametry funkcji nerek i badanie histopatologiczne oceniono w 4. dniu po IRI. Wynik uszkodzenia kanalikowego wykazał silną korelację dodatnią z klirensem FITC-sinistryny (A; R2 = 0,88), podczas gdy kreatynina w surowicy (B) oraz BUN (C) wykazały korelację dodatnią, lecz słabszą z klirensem FITC-sinistryny (odpowiednio R2 = 0,64 i 0,52). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58520/58520fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Tutaj opisujemy protokół pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) u świadomych, swobodnie poruszających się myszy za pomocą transdermalnego monitora GFR.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy

Transdermal analysis of glomerular filtration rate (GFR) is an established technique that is used to assess renal function in mouse and rat models of ...

Dzisiaj zademonstrujemy technikę transdermalnego pomiaru filtracji kłębuszkowej lub tGFR u myszy. Jest kilka cech tej metody, o których myślę, że warto wspomnieć. Po pierwsze, obecnie tGFR jest najdokładniejszym sposobem oceny funkcji nerek u myszy.Po drugie, tGFR jest wykonywany u przytomnych, swobodnie poruszających się myszach, dzięki czemu pozwala uniknąć powikłań znieczulenia. Po trzecie, po opanowaniu tej techniki rozsądnie jest być w stanie wykonać od 30 do 40 pomiarów tGFR w ciągu jednego dnia. Wreszcie, pomiary tGFR mogą być wykonywane wielokrotnie na myszach in vitro.Oznacza to, że możemy wykonywać seryjne pomiary czynności nerek w stanach ostrych i przewlekłych. Główną zaletą tej techniki jest to, że pozwala ona naukowcom mierzyć współczynnik filtracji kłębuszkowej lub GFR u świadomych, swobodnie poruszających się myszy z dużą precyzją i czułością. Jeden do dwóch dni przed pomiarem tGFR, po potwierdzeniu braku reakcji na uszczypnięcie palca, umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej.Za pomocą golarki elektrycznej przycinaj w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu, aby usunąć większość sierści z jednej strony grzbietu myszy, od górnej części tylnych nóg do szyi i w poprzek żeber. Za pomocą wacika nałóż cienką warstwę kremu do depilacji na odsłoniętą skórę w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu, aby upewnić się, że krem jest nakładany jak najbliżej skóry i usuń krem po jednej do trzech minut czystymi wacikami i ciepłą wodą. W dniu zabiegu przyciąć plaster samoprzylepny o wymiarach sześć na trzy centymetry do rozmiaru urządzenia GFR, a następnie odkleić tylną część plastra i przykleić urządzenie do samoprzylepnej strony plastra za pomocą diod elektroluminescencyjnych umieszczonych bezpośrednio nad przezroczystym okienkiem.Następnie przyklej mały kawałek plastra do baterii. Aby przymocować monitor, gdy znieczulona mysz znajduje się w pozycji leżącej, oczyść wstępnie ogoloną skórę 70% etanolem i dostosuj szerokość około 12-centymetrowego kawałka taśmy, rozrywając go wzdłuż. Umieść taśmę pod myszą tak, aby dwa centymetry z jednej strony zwierzęcia składały się na jednej krawędzi prawej strony taśmy, aby ułatwić umieszczanie i zdejmowanie po pomiarze.Następnie podłącz baterię do urządzenia, zdejmując podkład z baterii i bezpiecznie umieszczając baterię na urządzeniu. Urządzenie jest gotowe do użycia, a akwizycja danych rozpoczyna się, gdy niebieskie diody LED zaczną migać. Usuń podkład z łatki na urządzeniu i umieść urządzenie na ogolonej skórze tak, aby okienko odsłaniające diody LED znajdowało się nad żebrami zabezpieczającymi prawą stronę urządzenia taśmą.Ważne jest, aby zapewnić bezpieczne mocowanie urządzenia, nie ograniczając ruchomości myszy ani nie wywierając zbyt dużego nacisku na skórę. Następnie mocno owiń lewą stronę taśmy wokół myszy i urządzenia. Pozwól urządzeniu nagrywać stały odczyt tła przez trzy minuty.W międzyczasie należy ogrzać ogon poduszką pod głowę i załadować strzykawkę insulinową odpowiednią eksperymentalną objętością FITC-sinistriny do wstrzyknięcia, zaokrągloną do najbliższych 10 mikrolitrów. FITC-sinistrin należy podawać dożylnie w jednym płynnym, ale szybkim bolusie. Ważne jest, aby użytkownik czuł się komfortowo z wstrzyknięciami dożylnymi, ponieważ konieczne jest skuteczne podanie FITC-sinistrin w jednym bolusie, a nie w kilku próbach, co spowoduje wiele pików na krzywej klirensu.Aby zmierzyć tGFR, umieść mysz w jej własnej klatce z monitorowaniem do pełnego leżenia i pozwól, aby klirens FITC-sinistrin był rejestrowany przez 1,5 godziny. Pod koniec okresu pomiaru umieść mysz na ruszcie na górze klatki i pozwalając myszy chwycić metalowe pręty, przeciągnij taśmę od spodu brzucha jednym szybkim, płynnym ruchem. Następnie usuń taśmę z urządzenia i plaster ze skóry, uważając, aby bateria nie odłączyła się od urządzenia i umieść mysz z powrotem w klatce.Aby ocenić dane, ostrożnie odłącz baterię i użyj USB, aby podłączyć urządzenie do komputera. Otwórz oprogramowanie do czytania i kliknij Połącz, Przeczytaj, Zmień nazwę i Zapisz. Następnie zamknij program i proces oraz oceń dane w oprogramowaniu analitycznym zgodnie z instrukcjami producenta.Podczas gdy FITC-sinistryna jest szybko usuwana z krążenia u zdrowych myszy, klirens ten jest dramatycznie opóźniony u myszy z ostrym uszkodzeniem nerek. U myszy z bardzo ciężkim ostrym uszkodzeniem nerek może wystąpić bardzo mały lub żaden klirens fluorescencji FITC-sinistryny przez cały 90-minutowy okres pomiaru, co wskazuje na całkowity brak filtracji kłębuszkowej. Transdermalny pomiar GFR jest minimalnie inwazyjny i dlatego może być stosowany do monitorowania zmian w czynności nerek u poszczególnych zwierząt w wielu punktach czasowych.Rzeczywiście, w tym reprezentatywnym eksperymencie sekwencyjne pomiary wykazały zmiany w funkcji nerek po zero, trzem, dwóch i czterech dniach po niedokrwieniu uszkodzenia reperfuzyjnego. W tym mysim modelu przewlekłej choroby nerek odwrotna zależność okresu półtrwania FITC-sinistryny do GFR może być bezpośrednio skorelowana z upośledzoną funkcją nerek obserwowaną u tych zwierząt. Rzeczywiście, okres półtrwania FITC-sinistryny ściśle koreluje z półilościową oceną histologiczną uszkodzenia kanalików w pełnym zakresie pomiarów GFR u myszy nieuszkodzonych i u myszy o różnym nasileniu ostrego uszkodzenia nerek wywołanego uszkodzeniem reperfuzyjnym niedokrwiennym.W przeciwieństwie do tego, kreatynina w surowicy i azot mocznikowy we krwi wykazują dodatnią, ale słabszą korelację z klirensem FITC-sinistriny, co wskazuje, że przezskórne pomiary GFR zapewniają bardziej wiarygodną miarę uszkodzenia nerek niż kreatynina w surowicy lub azot mocznikowy we krwi. Transdermalny pomiar GFR jest bardziej czułą miarą czynności nerek niż tradycyjne biomarkery, takie jak kreatynina i BUN. Zapewnia to dokładniejszą ocenę skuteczności nowych terapii chorób nerek w badaniach przedklinicznych.Najbardziej krytycznymi krokami w tej metodzie są prawidłowe przymocowanie urządzenia do grzbietu myszy i pomyślne podanie dożylnie FITC-sinistrin. Te kroki są niezbędne do uzyskania dokładnej oceny GFR u myszy.

transdermal-measurement-of-glomerular-filtration-rate-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Technika wykorzystująca mikroskopię 2-fotonową intavital o wysokiej rozdzielczości do bezpośredniej wizualizacji i ilościowego określenia filtracji gloemrarnej w kłębuszkach nerkowych na powierzchni. Metoda ta pozwala na bezpośrednie określenie charakterystyk przepuszczalności makrocząsteczek zarówno w stanie normalnym, jak i chorobowym.

Kwantyfikacja przepuszczalności kłębuszkowej makrocząsteczek fluorescencyjnych za pomocą mikroskopii 2-fotonowej u szczurów Wistar w Monachium

Pomiar współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem oceny funkcji nerek. Tutaj opisujemy metodę wysokoprzepustową, która umożliwia określenie GFR u przytomnych myszy za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia bolusa, oznaczenie izotiocyjanianu fluoresceiny (FITC)-inuliny w osoczu i obliczenie GFR za pomocą dwufazowego modelu rozpadu wykładniczego.

Wysokoprzepustowa metoda pomiaru współczynnika filtracji kłębuszkowej u świadomych myszy

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie zasad i technik pomiaru i obliczania szybkości filtracji kłębuszkowej, szybkości przepływu moczu oraz wydalania sodu i potasu u szczura. Ta demonstracja może być wykorzystana do zapewnienia uczniom ogólnego zrozumienia koncepcyjnego, jak mierzyć czynność nerek.

Demonstracja w laboratorium fizjologii: szybkość filtracji kłębuszkowej u szczura

Określenie współczynnika filtracji kłębuszkowej (GFR) jest złotym standardem do oceny ogólnej funkcji nerek. Jednak tradycyjne procedury pomiaru tego parametru są kłopotliwe i wymagają dużej inwestycji czasu. W tym miejscu opisujemy szybszą i minimalnie inwazyjną metodę przezskórnego oznaczania GFR.

Przezskórna ocena czynności nerek u świadomych gryzoni

Ten protokół opisuje pełne badanie nerek, które powinno być przeprowadzone na mysich modelach choroby kłębuszków nerkowych. Metody te pozwalają na szczegółową analizę funkcjonalną, strukturalną i mechanistyczną funkcji kłębuszków nerkowych, którą można zastosować do wszystkich mysich modeli choroby kłębuszków nerkowych.

Ocena czynności nerek w mysich modelach choroby kłębuszków nerkowych

Tutaj prezentujemy protokół do badania przepuszczalności kłębuszków nerkowych u myszy za pomocą bardzo czułego, nieradioaktywnego znacznika. Metoda ta pozwala na powtarzalne analizy moczu przy małych objętościach moczu.

Bardzo czuły pomiar przepuszczalności kłębuszków nerkowych u myszy z izotiocyjanianem fluoresceiny i polisarozą 70

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest idealnym markerem do oceny funkcji nerek. Jednak standardowa metoda pomiaru polegająca na wstrzykiwaniu inuliny z seryjną analizą krwi i moczu jest niepraktyczna. W artykule przedstawiono praktyczną metodę transdermalnego pomiaru GFR u prosiąt.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u prosiąt wentylowanych mechanicznie

Przedstawiono technikę chirurgiczną implantacji dostępnych komercyjnie nadajników telemetrycznych służących do ciągłego pomiaru biopotencjału (jednokanałowe EKG), częstotliwości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała oraz aktywności ruchowej u swobodnie poruszających się myszy. Zaprezentowano również zalecenia i protokoły dotyczące opieki pooperacyjnej i uśmierzania bólu w celu poprawy procesu rekonwalescencji, dobrostanu oraz przeżywalności zwierząt.

Implantacja nadajników radiotelemetrycznych umożliwiających pozyskiwanie danych dotyczących EKG, częstości akcji serca, wewnętrznej temperatury ciała i aktywności u swobodnie poruszających się myszy laboratoryjnych

Lezkość jest zaburzeniem rozwojowym kory wzrokowej, któremu często towarzyszy silna supresja jednego oka. Przedstawiamy nową technikę pomiaru i leczenia supresji międzypocznej u pacjentów z amblyopią, którą można wdrożyć przy użyciu gogli wirtualnej rzeczywistości lub przenośnego urządzenia iPod Touch.

Pomiar i leczenie supresji w amblyopii

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Poznaj transdermalną metodę pomiaru szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy przy użyciu monitora tGFR i FITC-sinistriny. Ta technika umożliwia precyzyjną ocenę czynności nerek u świadomych zwierząt bez konieczności stosowania znieczulenia.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u myszy

Przeglądaj więcej filmów