Name: Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Poznaj model sterylnego zapalenia osierdzia u miniswinek Aachener do badania miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków. Ta metoda umożliwia szybką indukcję zmian i wielokrotne badania elektrofizjologiczne bez konieczności powtarzania cewnikowań.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant badawczy Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) oraz grant Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) Uniwersytetu w Antwerpii; przez stypendium Senior Clinical Investigator (dla VFS) oraz granty badawcze Funduszu Badań Naukowych Flandrii (numery wniosków 1842219N, G021019N, G0D0520N i G021420N); przez grant badawczy ERA.Net RUS Plus (2018, Konsorcjum Projektu 278); z grantu Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Dziękujemy firmom Abbott i Boston Scientific za sponsorowanie dużej części przewodów do rozruszników serca oraz firmom Medtronic i Biotronik za wypożyczenie programatora rozrusznika serca. Dziękujemy personelowi ośrodka dla zwierząt Uniwersytetu w Antwerpii za doskonałą opiekę nad zwierzętami.

Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet Etyczny Uniwersytetu w Antwerpii ds. Testów na Zwierzętach (numer sprawy 2019-29) i jest zgodny z wytycznymi Uniwersytetu w Antwerpii dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Do badań wybrano siedemnaście 6-miesięcznych świnek miniaturowych Aachener (samce, kastrowane) o wadze ~20 kg.
1. Leki i znieczulenie
<ol>
	<li>Premedykacja
	<ol>
		<li>Upewnij się, że świnie są na czczo przez 12 godzin, ale z nieograniczonym dostępem do wody.</li>
		<li>W celu uspokojenia należy podawać następujące leki w jednym wstrzyknięciu domięśniowym: atropina 0,05 mg/kg, ketamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.</li>
		<li>Określić dokładną masę ciała świni po utracie przytomności (około 10 minut po podaniu dawki). Przewieź świnię na salę operacyjną.</li>
		<li>Umieść świnię na poduszce grzewczej.</li>
		<li>Zastosuj monitorowanie EKG, pulsoksymetr i wykonaj wstępną termometrię.</li>
		<li>Wprowadzić cewnik pozaigłowy (22 G) do żyły brzeżnej lub żyły odpiszczelowej zewnętrznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>znieczulenie
	<ol>
		<li>W celu indukcji znieczulenia należy podać bolus propofolu (1-4 mg/kg dożylnie) przed rozpoczęciem intubacji. W przypadku stwierdzenia znieczulenia powierzchownego należy podać dodatkowy bolus midazolamu 0,2 mg/kg dożylnie i przystąpić do intubacji po ~5 minutach.</li>
		<li>Intubacja
		<ol>
			<li>Umieść świnię w pozycji leżącej.</li>
			<li>Poproś asystenta, aby przytrzymał otwarty pysk zwierzęcia za pomocą dwóch zawiesi z gazy i/lub rozpieracza do ust. Rozpyl 1 ml (10 mg) lidokainy w krtań za pomocą strzykawki bezigłowej o pojemności 2 ml, odczekaj 30-60 sekund, aby odczulić krtań, a następnie kontynuuj.</li>
			<li>Umieścić rurkę dotchawiczą (ETT) o średnicy wewnętrznej 6,5 mm za pomocą laryngoskopu. Użyj laryngoskopu do wizualizacji, przemieszcz nagłośnię z podniebienia miękkiego i umieść sztylet w ETT dla lepszej manipulacji. 
			UWAGA: Pysk świni nie może być szeroko otwarty, a odległość od czubka nosa do krtani jest duża. W związku z tym wizualizacja kości głośni rima jest ograniczona. W związku z tym ETT i stylet pomagają w wizualizacji.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Po podłączeniu respiratora należy w razie potrzeby podać dodatkowe leki: midazolam 0,5 mg/kg dożylnie i/lub alfentanyl 30 μg/kg dożylnie.</li>
		<li>Stosować następujące ustawienia wentylatora: wentylacja z regulacją objętości (VCV) z wstępnie ustawioną objętością oddechową 10 ml/kg, prowadzącą do szczytowego ciśnienia wdechowego () 11-15 cmH20, dodatniego ciśnienia wydechowego PEEP 2-5 cmH20; częstość oddechów: 12-16 Brpm, aby utrzymać stężenie CO2 w końcówce oddechowej (ETCO2) w zakresie 35-45 mmHg; FiO2: 50% (do zmniejszenia, gdy nasycenie wynosi 100%); sewofluran 2,5%.</li>
		<li>Do znieczulenia należy stosować alfentanyl 0,5-1 μg·(kg·min)-1 CRI.</li>
		<li>Podawać bolus 10 ml/kg osoczolu 3-5 ml·(kg·h)-1 przez 10-20 minut w celu skorygowania niedociśnienia spowodowanego hipowolemią.</li>
		<li>Podać 1 g cefazoliny IV. Na każde 2 godziny zabiegu należy podawać dodatkowe 500 mg cefazoliny IV. 
		UWAGA: Przegląd leków stosowanych w nagłych wypadkach, które należy mieć pod ręką na sali operacyjnej, znajduje się w Tabeli 1. Cewnikowanie pęcherza moczowego jest trudne u samców świń i na ogół nie jest konieczne do tej procedury.</li>
		<li>Ogol klatkę piersiową i szyję zwierzęcia.</li>
		<li>Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu i podrażnieniu oczu podczas znieczulenia.</li>
		<li>Stale monitoruj kluczowe parametry. Sprawdzaj głębokość znieczulenia co najmniej co 10 minut, oceniając, czy tonus żuchwy jest rozluźniony, odruch powiekowy jest nieobecny, oczy są obrócone i nie ma behawioralnych oznak pobudzenia. Sprawdź kolor błony śluzowej i czas napełniania naczyń włosowatych, aby ocenić perfuzję tkanek. Zapisz wszystkie dane, wraz ze wszystkimi podanymi lekami, w indywidualnej karcie znieczulenia.</li>
		<li>Umiejscowienie linii tętniczej
		<ol>
			<li>Przygotuj system przewodzenia ciśnienia. Dodaj 5000 j.m. heparyny do torebki dożylnej zawierającej 500 ml 0,9% NaCl.</li>
			<li>Ustawić zwierzę w pozycji leżącej na plecach. Wyprostuj nogę i zlokalizuj tętnicę udową za pomocą ultradźwięków z sondą naczyniową w ustawieniu szyjnym. Zdezynfekuj okolicę pachwinową chlorheksydyną. Użyj umonium do sterylizacji sondy ultradźwiękowej (lub użyj sterylnej osłony przetwornika) i użyj sterylnych rękawiczek, aby zapewnić technikę antyseptyczną.</li>
			<li>Nakłuć tętnicę udową pod kontrolą USG. Założyć osłonę 3 Fr za pomocą techniki Seldingera. 
			UWAGA: Ze względu na małą średnicę tętnicy udowej pomocne może być pozwolenie asystentowi na wprowadzenie drutu prowadzącego przez igłę. Samo podniesienie sondy ultradźwiękowej może spowodować przemieszczenie końcówki igły.</li>
			<li>Zamocuj osłonę za pomocą szwu. Podłącz osłonę do przetwornika i przepłucz. Monitoruj ciśnienie krwi tętniczej w czasie rzeczywistym.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Chirurgia
<ol>
	<li>preparat
	<ol>
		<li>Upewnij się, że zwierzę leży na wznak w stabilnej pozycji. Aby uzyskać dodatkową stabilność, umieść wstępnie ogrzane worki dożylne w pozycji przykręgosłupowej, aby podeprzeć zwierzę.</li>
		<li>Umieść płytkę uziemiającą elektrokoagulacji pod zwierzęciem. Użyj niewielkiej ilości żelu do ultradźwięków, aby zapewnić prawidłowy kontakt ze skórą.</li>
		<li>Przygotowanie skóry: ogolić zwierzę w następujących miejscach: szyja, kończyny górne, przednia część klatki piersiowej, górna część brzucha, miejsca elektrod pachwinowych i EKG. Wykonaj trzy naprzemienne peelingi alkoholem 70% i jodem 2%, aby odpowiednio zdezynfekować skórę.</li>
		<li>Umieść sterylne zasłony. Owiń pazury zwierzęcia w sterylne prześcieradła lub rękawiczki. Użyj sterylnej gazy, aby je schować.</li>
		<li>Aby zapewnić sterylne warunki, owiń obszar operacyjny sterylnymi osłonami chirurgicznymi, używaj sterylnych narzędzi i pracuj w sterylnych warunkach aż do zamknięcia skóry. 
		UWAGA: Podczas zabiegu chirurdzy muszą nosić czepek do włosów, maskę na usta, fartuch chirurgiczny i sterylne rękawiczki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Chirurgiczne założenie stałego cewnika do żyły centralnej (CVC)
	<ol>
		<li>Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie w rowku na przyśrodkowej granicy mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego. Tępo wypreparuj, aż dojdziesz do żyły szyjnej wewnętrznej.</li>
		<li>Usuń tkankę włóknistą wokół żyły i umieść szew kwadratowy (= 3 do 4 szwów tworzących koło) z Prolenem 6-0 wokół pożądanego miejsca cewnikowania, aby uzyskać kontrolę nad naczyniami.</li>
		<li>Kankaniuj żyłę szyjną wewnętrzną za pomocą 3-francuskiego potrójnego światła CVC przy użyciu techniki Seldingera. Zacisnąć szew Prolene 6-0 wokół cewnika.</li>
		<li>Przymocuj uchwyt cewnika do mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.</li>
		<li>Tuneluj trzy luminy cewnika oddzielnie: użyj dużej pary nożyczek preparacyjnych, aby utworzyć tunel, a atraumatyczny zacisk przeciągnij światło cewnika przez tunel. Przymocuj końce cewnika mocno do skóry i załóż bezigłowy port do wstrzykiwań. Miejsca wyjścia światłości cewnika znajdują się za uchem i jak najdalej od miejsca nacięcia, aby zapewnić maksymalną długość trajektorii cewnika pod skórą.</li>
		<li>Zamknij miejsce nacięcia w dwóch warstwach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sternotomia
	<ol>
		<li>Wykonaj środkowe nacięcie od rękojeści mostka do 3 cm poniżej wyrostka mieczykowatego, aż mostek stanie się widoczny.</li>
		<li>Dosadnie wypreparuj doogonowo od wyrostka mieczykowatego. Połóż palec na trzewnej stronie mostka i usuń tkankę łączną tak daleko, jak to możliwe, podążając za trzewną powierzchnią mostka. 
		UWAGA: Tkanka łączna jest usuwana, aby zapobiec uszkodzeniu mięśnia sercowego podczas wykonywania sternotomii.</li>
		<li>Użyj piły mostkowej, aby rozciąć mostek. Kontroluj wszystkie miejsca krwawienia. Użyj rozpieracza mostka, aby zwiększyć dostęp do jamy klatki piersiowej. Unikaj uszkodzenia opłucnej.</li>
		<li>Ostrożnie otwórz osierdzie i użyj szwów wiszących, aby utrzymać go z dala od pola operacyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieszczenie odprowadzenia stymulatora serca (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1)
	<ol>
		<li>Umieść przewód rozrusznika serca w lewym przedsionku.
		<ol>
			<li>Przetestuj mechanizm wysuwania i wciągania mocującej przewód. Następnie umieść końcówkę na (zakrzywionych) kleszczach i w razie potrzeby wyginaj sztyft o 60°.</li>
			<li>Umieść kompres na lewej komorze i delikatnie odciągnij go na bok, aby mieć widok na lewe przedsionki. 
			UWAGA: Ucisk na komorę szybko spowoduje niedociśnienie. Upewnij się, że anestezjolog przewiduje to za pomocą małej dawki noradrenaliny przez CVC. Zwolnij komorę, gdy średnie ciśnienie krwi spadnie poniżej 40 mmHg przez >20 s. Kontynuuj tylko wtedy, gdy ciśnienie krwi zwierzęcia się unormuje.</li>
			<li>Po uwidocznieniu lewego przedsionka mocno przyłóż końcówkę ołowiu do wolnej ściany lewego przedsionka, jak najbliżej żył płucnych i jak najdalej od komory. Wkręć go, przedłużając spiralę do tkanki przedsionkowej, najlepiej z lekkim nachyleniem. Zrób to tak szybko, jak to możliwe i natychmiast zwolnij ciśnienie w lewej komorze.</li>
			<li>Zmierz próg wykrywania i stymulacji oraz impedancję przewodu za pomocą programowalnego stymulatora elektrycznego lub programatora rozrusznika serca. Upewnij się, że nie ma nadmiernego wychwytywania komór (szeroki zespół QRS w EKG) podczas stymulacji przy wysokim napięciu (10 V). Jeśli nie jest spełniony, wycofaj spiralę przewodu i zacznij od nowa od kroku 2.4.1.1. 
			UWAGA: Normalny próg stymulacji powinien wynosić <1 V przy szerokości impulsu 0,5 ms (typowo ~0,5 V @0,5 ms).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Umieść przewód rozrusznika serca na prawym przedsionku, całkowicie analogicznie do umieszczenia elektrody lewego przedsionka.</li>
		<li>Upewnij się, że oba przewody opuszczają klatkę piersiową w linii środkowej; przewód lewego przedsionka musi być tunelowany przez podskórną tkankę tłuszczową w jamie brzusznej od wyrostka mieczykowatego do lewej strony, a prawy przewód przedsionkowy do prawego boku.</li>
		<li>Zrób kieszeń rozrusznika serca w podskórnej tkance tłuszczowej po lewej i prawej stronie świni. Podłącz rozruszniki serca do przewodów i umieść je w kieszeniach. Podłącz rozrusznik zdolny do wykonywania impulsów (50 Hz) z przewodem lewej błony przedsionkowej (aby umożliwić stymulację) i rozrusznikiem serca innego producenta (w celu uniknięcia przesłuchów podczas jednoczesnego odczytu obu rozruszników) do prawego przewodu przedsionkowego (aby umożliwić wykrywanie). Zamknij w 2 warstwach za pomocą klasycznych pojedynczych szwów, warstwę wewnętrzną za pomocą Vicryl 1-0, a warstwę zewnętrzną za pomocą Mersilene 0.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Indukcja jałowego zapalenia osierdzia
	<ol>
		<li>Ponownie odsłoń przedsionki, delikatnie odciągając komory na bok. Przykryj komory gazą (a następnie zabierz gazę).</li>
		<li>Rozpyl sterylny talk na powierzchnię nasierdzia obu przedsionków za pomocą dozownika dołączonego do opakowania. Ponieważ po tej manipulacji nastąpi bradykardia i niedociśnienie, daj sercu wystarczająco dużo czasu na samoistne wyzdrowienie po około jednej minucie; W razie potrzeby należy rozpocząć lub zwiększyć szybkość infuzji kroplówki z noradrenaliną.</li>
		<li>Pozostaw jedną warstwę sterylnej gazy (5 cm x 5 cm) na powierzchni nasierdzia obu przedsionków: jeden kawałek po lewej i jeden po prawej.</li>
		<li>Sprawdź położenie przewodów rozrusznika po raz ostatni przed rozpoczęciem zamykania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamykanie skrzyni
	<ol>
		<li>Pozostaw drenaż w śródpiersiu i przeprowadź go tunelem do powierzchni skóry. Podłącz odpływ do sterylnego słoika próżniowego; Otwórz połączenie, gdy pierwsza warstwa skóry jest zamknięta (aby uniknąć wycieku powietrza). Usuń odpływ podczas przywracania zwierzęcia do stajni.</li>
		<li>Zamknij osierdzie za pomocą Prolene 6-0.</li>
		<li>Zamknij mostek klasyczną techniką szyjki macicy za pomocą drutu ze stali nierdzewnej.</li>
		<li>Zamknij tkankę podskórną w dwóch warstwach wchłanialną nicią.</li>
		<li>Wykonaj blokadę mostka, infiltrując 5 ml 0,5% bupiwakainy w skórę; zapewnić kontakt kostny z mostkiem, aby naciekać okostną. 
		UWAGA: Alternatywnie, może być jeszcze lepiej zastosować analgezję zapobiegawczą, wykonując blokadę mostka PRZED nacięciem mostka.</li>
		<li>Zamknij skórę ciągłym szwem śródskórnym za pomocą nici wchłanialnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Stopniowo wyłączaj wszystkie środki uspokajające, jednocześnie zamykając skórę zwierzęcia.</li>
	<li>Trzymaj zwierzę na sali operacyjnej ze ścisłym monitorowaniem temperatury ciała, wentylacji i drożności dróg oddechowych, natlenienia i parametrów hemodynamicznych.</li>
	<li>Ze względu na znaczny spadek temperatury ciała, który często występuje podczas zabiegu, utrzymuj zwierzę w cieple za pomocą, poduszki grzewczej i gorących okładów. Zapewnij tlen podczas rekonwalescencji, zwłaszcza gdy zauważysz dreszcze.</li>
	<li>Nałożyć plaster z fentanylem o stężeniu 50 μg/h w celu znieczulenia pooperacyjnego. Ponieważ istnieje opóźnienie 6-8 godzin, zanim plaster z fentanylem zacznie działać, należy podać podskórnie 0,05-0,1 mg/kg morfiny, aby skrócić ten okres.</li>
	<li>Kiedy stan zwierzęcia jest stabilny, wykazuje wzrost temperatury ciała, może podnieść głowę, połyka, wykazuje normalne odruchy oczne i oddycha spontanicznie, swobodnie i głęboko, bez założonej elektrowstrząsu, bez oznak niedrożności górnych dróg oddechowych, może zostać przetransportowane z powrotem do kojca. Zapewnić środki grzewcze w fazie odzyskiwania (np. lampa na podczerwień, mata grzewcza, koce). 
	UWAGA: Należy unikać umieszczania zwierzęcia z powrotem w kojcu zbyt wcześnie, ponieważ możliwe jest zatrzymanie oddechu, nawet kilka godzin po odstawieniu narkotyków.</li>
	<li>Wykonaj kontrolę zwierzęcia: co 15 minut przez pierwszą godzinę po operacji, a następnie co godzinę przez pierwsze 4-6 godzin lub częściej, jeśli zwierzę nie czuje się komfortowo. Gdy zwierzę wykazuje oznaki bólu, należy podawać podskórnie dodatkową morfinę w dawce 0,025–0,05 mg/kg co 2 godziny, aż poczuje się komfortowo. Podawać 1 g cefazoliny 8 i 16 godzin po zabiegu. 
	UWAGA: Ocena bólu składa się z elementów subiektywnych, takich jak postawa, zachowanie (stanie, jedzenie, picie) i grymas. Obiektywnymi objawami bólu są przyspieszone tętno, podwyższona częstość oddechów i oddychanie powierzchowne. Zwierzę powróci do normalnego stanu i zachowania w ciągu 24 godzin. Usuń plaster z fentanylem w 3 dniu po operacji.</li>
</ol>
4. Tachypacing przedsionków do indukcji migotania przedsionków
<ol>
	<li>Ketaminę w dawce 10 mg/kg mc. i midazolam w dawce 0,5 mg/kg należy wstrzyknąć domięśniowo (bez atropiny) i poczekać, aż zostanie osiągnięty wystarczający poziom uspokojenia.</li>
	<li>Ponownie zważyć świnię w celu obserwacji. Umieść zwierzę w chuście krępującej i przynieś je na salę operacyjną.</li>
	<li>Podłącz monitorowanie EKG i saturacji tlenem i umieść głowice programatora nad odpowiadającymi im rozrusznikami. Przesłuchaj rozruszniki serca.</li>
	<li>Sprawdź ustawienia rozrusznika serca pod kątem występowania spontanicznego migotania przedsionków. Poszukaj ostrzeżenia o przewodach komorowych podczas korzystania z rozrusznika dwukomorowego.</li>
	<li>Określ impedancję oraz progi wykrywania i stymulacji. Podczas wykonywania badań elektrofizjologii (EP) zawsze należy poruszać się z dwukrotnie wyższym napięciem progowym i zwracać uwagę na wzrost progu napięcia podczas eksperymentu.</li>
	<li>Określ efektywny okres refrakcji przedsionkowej (AERP) przybliżony przez najkrótszą długość cyklu, przy której wychwytywanie 1:1 jest utrzymywane podczas stymulacji serii. 
	UWAGA: Ta metoda różni się od klinicznego oznaczania AERP, ale jest bardziej odpowiednia dla tego protokołu.</li>
	<li>Określ czas przewodzenia między odprowadzeniami lewym i prawego przedsionka, mierząc czas między zainicjowaniem skoku stymulacji a depolaryzacją przedsionków na odprowadzeniu prawym przedsionku.</li>
	<li>W przypadku pierwszego protokołu należy zastosować tempo serii przez 20 s z długością cyklu AERP + 30 ms. Po ustaniu stymulacji sprawdź, czy nie ma migotania przedsionków i zmierz, jak długo trwa epizod. Zrób przerwę na co najmniej 5 sekund między każdą sesją stymulacji i poczekaj, aż tętno w rytmie zatokowym powróci do wartości wyjściowej. Powtórz to ≥10 razy; zwróć uwagę na wyświetlanie indukowalności AF w procentach - stosunek "udanych" prób do całkowitej liczby prób wywołania AF. 
	UWAGA: Tylko odcinki > 5 s są uważane za istotne.</li>
	<li>W przypadku drugiego protokołu należy zastosować tempo serii przez 20 s, zaczynając od długości cyklu AERP + 20 ms. Podczas następnej serii zmniejsz długość cyklu, aż do minimalnej długości cyklu z przechwytywaniem 1:1. Powtórz to co najmniej 10 razy. Zwróć uwagę na czas trwania AF i indukowalność AF.</li>
	<li>W trzecim protokole należy zastosować tempo serii przez 5 s przy 50 Hz. Powtórz to co najmniej 10 razy. Zwróć uwagę na czas trwania AF i indukowalność AF.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu się obudzić lub kontynuuj inne procedury (np. echokardiografię, leczenie, pobieranie krwi)</li>
</ol>
5. Eutanazja
<ol>
	<li>Po eksperymencie – który trwał miesiąc – zwierzęta są poddawane eutanazji za pomocą przedawkowania pentobarbitalu dożylnie (50 mg/kg, dożylnie). Humanitarnymi punktami końcowymi eutanazji były utrzymujące się objawy silnego bólu lub dyskomfortu, pomimo odpowiedniego leczenia. Jest to oceniane klinicznie na co dzień: niepokojące objawy obejmują nadciśnienie, tachykardię, przyspieszoną częstość oddechów, zmiany w zachowaniu (niepokój, unieruchomienie, wokalizacja) i zaciskanie szczęki.</li>
</ol>
6. Pozorna chirurgia
<ol>
	<li>Wykonaj ten sam protokół bez rozpylania talku na nasierdzie przedsionka lub pozostawiania warstwy sterylnej gazy.</li>
</ol>

<ol><li>Hindricks, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2020+ESC+Guidelines+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+developed+in+collaboration+with+the+European+Association+for+Cardio-Thoracic+Surgery+%28EACTS%29%3A+The+Task+Force+for+the+diagnosis+and+management+of+atrial+fibrillation+of+the+European+Society+of+Cardiology+%28ESC%29+Developed+with+the+special+contribution+of+the+European+Heart+Rhythm+Association+%28EHRA%29+of+the+ESC%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC.</a> European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).</li>
<li>Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+atrium+and+embolic+stroke%3A+myopathy+not+atrial+fibrillation+as+the+requisite+determinant%5BTitle%5D)+AND+%22JACC.+Clinical+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant.</a> JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).</li>
<li>Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+myopathy%5BTitle%5D)+AND+%22JACC%3A+Basic+to+Translational+Science%22%5BJournal%5D)">Atrial myopathy.</a> JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).</li>
<li>Jalife, J., Kaur, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+remodeling%2C+fibrosis%2C+and+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cardiovascular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation.</a> Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).</li>
<li>Fu, X. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-17A+contributes+to+the+development+of+post-operative+atrial+fibrillation+by+regulating+inflammation+and+fibrosis+in+rats+with+sterile+pericarditis%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis.</a> International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).</li>
<li>Liao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TRPV4+blockade+suppresses+atrial+fibrillation+in+sterile+pericarditis+rats%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats.</a> JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+inflammation+in+the+initiation+and+maintenance+of+atrial+fibrillation+and+the+protective+effect+of+atorvastatin+in+a+goat+model+of+aseptic+pericarditis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Medicine+Reports%22%5BJournal%5D)">Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis.</a> Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).</li>
<li>Vizzardi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+atrial+fibrillation+recurrence%3A+a+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review.</a> Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).</li>
<li>Dosdall, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+atrial+fibrillation+causes+left+ventricular+dysfunction+in+dogs+but+not+goats%3A+experience+with+dogs%2C+goats%2C+and+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).</li>
<li>Schuttler, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Animal models of atrial fibrillation.</a> Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).</li>
<li>Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation+begets+atrial+fibrillation.+A+study+in+awake+chronically+instrumented+goats%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats.</a> Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).</li>
<li>Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+different+pacing+protocols+on+the+induction+of+atrial+fibrillation+in+a+transvenously+paced+sheep+model%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+and+Clinical+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model.</a> Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).</li>
<li>Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+animal+model+of+atrial+flutter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">A new animal model of atrial flutter.</a> Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).</li>
<li>Schwartzman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+plasma-based%2C+amiodarone-impregnated+material+decreases+susceptibility+to+atrial+fibrillation+in+a+post-cardiac+surgery+model%5BTitle%5D)+AND+%22Innovations%22%5BJournal%5D)">A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model.</a> Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).</li>
<li>BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.vetcompendium.be/nl">https://www.vetcompendium.be/nl</a> (2021).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Swine+in+the+laboratory.+Surgery%2C+anesthesia%2C+imaging%2C+and+experimental+techniques%2C+Third+edition%22">Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition</a>. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).</li>
<li>Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine">https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine</a> (2021).</li>
<li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+surgical+techniques+in+the+Gottingen+minipig%3A+intubation%2C+bladder+catheterization%2C+femoral+vessel+catheterization%2C+and+transcardial+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).</li>
</ol>

Żaden z autorów nie ma do ujawnienia żadnego konfliktu interesów.

Wiarygodny duży model zwierzęcy jest głównym atutem w badaniach nad miopatią przedsionkową i migotaniem przedsionków oraz w opracowywaniu nowych metod leczenia migotania przedsionków. Wszczepienie elektrod rozrusznika serca do nasierdzia przedsionka umożliwiło długotrwałą obserwację i powtarzalne badania elektrofizjologiczne, co jest trudne u małych zwierząt. Miniświnki są łatwe w obsłudze, a ich serca są strukturalnie i fizjologicznie podobne do ludzkiego serca10.
Ster...

Migotanie przedsionków (AF) jest najczęstszą przyczyną zaburzeń rytmu serca, prowadzącą do znacznej zachorowalności, śmiertelności i wydatków na opiekę zdrowotną1. W wielu przypadkach migotanie przedsionków jest jedynie elektrycznym objawem leżącej u podstaw miopatii przedsionkowej, która jest definiowana przez strukturalną, elektryczną, autonomiczną i kurczliwą przebudowę przedsionków. Ta miopatia przedsionków może prowadzić do migotania przedsionków i udaru mózgu2,3. Większość terapii jest ukierunkowana tylko na przebudowę elektryczną, ale nie jest ukierunkowana na podstawowe zmiany strukturalne w przedsionkach (stan zapalny i zwłóknienie)4,5,6,7. Jest to prawdopodobnie jeden z powodów, dla których obecne terapie są tylko marginalnie skuteczne, zwłaszcza w bardziej zaawansowanej miopatii przedsionkowej8.
Powtarzalny model zwierzęcy jest kluczowy do zwalczania stanów zapalnych i zwłóknień obecnych w miopatii przedsionkowej. Modele tachypacingu przedsionków zostały opracowane u kilku dużych gatunków zwierząt9,10,11,12. W tych modelach tkanka przedsionkowa jest stymulowana w sposób ciągły przez długie okresy, aby wywołać zmiany elektryczne i ostatecznie strukturalne. Głównymi wadami modeli tachypacingu są długi czas oczekiwania na pojawienie się strukturalnych objawów miopatii przedsionkowej oraz ich znaczenie tylko w przypadku zespołów klinicznych, w których nieprawidłowości elektryczne rozwijają się przed miopatią przedsionkową. Teoretycznym ryzykiem jest awaria stymulacji z powodu zwłóknienia podczas długiej obserwacji9.
W modelach sterylnego zapalenia osierdzia, sterylny talk jest rozpylany na powierzchni nasierdzia przedsionków w celu wywołania ostrej reakcji zapalnej i zwłóknieniowej, co skutkuje miopatią przedsionków13,14. Świnie mają anatomię i fizjologię serca podobną do ludzkiej, dlatego modele świń mają duże znaczenie translacyjne. Zaletą stosowania minipigów jest to, że są one łatwiejsze w obsłudze ze względu na ich mniejszy rozmiar niż konwencjonalne szczepy świń i mogą być utrzymywane przez długi czas bez znaczącego wzrostu masy ciała10. Wszystkie te powody sprawiają, że sterylne zapalenie osierdzia u świnek miniaturowych jest doskonałym modelem do badania miopatii przedsionkowej i migotania. Ten protokół i wideo mają na celu ułatwienie konfiguracji tego modelu w różnych ośrodkach badawczych i standaryzację protokołów badania indukowalności migotania przedsionków.

<table><tbody><tr><td>Świnka Aachener, 6-miesięczna, samiec, wykastrowana, waga 15-25 kg</td><td>Carfil</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Znieczulenie i przygotowanie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EKG Rurka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>dotchawicza 6,5 mm ID</td><td>Covidien</td><td>115-65OR</td><td></td></tr><tr><td>Kardiowerter-defibrylator zewnętrzny</td><td>Innomed</td><td>Cardio-aid 200B</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>OK.OUB</td> <td>60321</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik dożylny 22 GA, 1 cal</td><td>BD</td><td>381323</td><td></td></tr><tr><td>Rozmiar ostrza laryngoskopu 4</td> Monitor <td>Miller</td><td>SUS426601</td><td></td></tr><tr><td>GE</td><td>Medical Systems</td><td>2600040-003</td><td></td></tr><tr><td>Respirator</td><td>Datex-Ohmeda</td><td>1009-9000-000</td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Aesculap</td><td>GT 104 / REF 985203</td><td></td></tr><tr><td>Pompa sterownika strzykawkowego</td><td>Fresenius Kabi</td><td>082470</td><td></td></tr><tr><td>Umiejscowienie linii tętniczej i żyły centralnej</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3-lummen do cewnikowania żył centralnych, 7 francuski, 16 cm, 0,032 cala prowadnica</td><td>Arrow medical</td><td>EU-22703-PL</td><td></td></tr><tr><td>Arteral cewnik 3 francuski, 8 cm</td><td>Vygon</td><td>1,15,090</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie dostępowe Caresite Luer</td><td>B. Braun</td><td>415122-01</td><td></td></tr><tr><td>Płyny: dożylne worki z osoczem, glukoza 5%, NaCl 0,9% (500 ml lub 1000 ml)</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>heparynizowana sól fizjologiczna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igły: 18 Ga / 40 mm i 22 Ga / 40 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do monitorowania ciśnienia, 195 cm</td><td>Edwards Nauki przyrodnicze</td><td>T005021M</td><td></td></tr><tr><td>Rurka ciśnieniowa 180 cm</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>50P172</td><td></td></tr><tr><td>szew z igłą</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków</td><td>Powłoka Zealand</td><td>446-1</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonografia z sondą naczyniową</td><td>Philips healthcare</td><td>EPIQ 7C / REF BZE1723</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw chirurgiczny</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne z końcówką</td><td>Martin</td><td>11-934-25</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Debakey zakrzywione 60 stopni</td><td>Aesculap</td><td>FB403</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze anatomiczne</td><td>AS</td><td>13-102-16</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Debakey</td><td>Geister</td><td>10-0634</td><td></td></tr><tr><td>Moduł do elektrokoagulacji</td><td>Alsa Alsatom</td><td>SU 140/D MPC</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyty do drutu ze stali nierdzewnej</td><td>COBE</td><td>013-123</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito</td><td>Leibinger</td><td>32-01008</td><td></td></tr><tr><td>Sterownik igłowy, drobny</td><td>Delacroix-Chevalier</td><td>50302-21</td><td></td></tr><tr><td>Sterownik igłowy, normalny</td><td>Aesculap</td><td>BM 77</td><td></td></tr><tr><td>Rozpieracz żeber</td><td>Martin</td><td>24-178-01</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>0511</td><td>nr 24</td></tr><tr><td>Nożyczki do drutu ze stali nierdzewnej</td><td>Jakobi</td><td>411830</td><td></td></tr><tr><td>Rozrzutniki</td><td>AS</td><td>16-058-00</td><td></td></tr><tr><td>Piła mostkowa</td><td>Eure-Power</td><td>5000020</td><td></td></tr><tr><td>Brzeszczot do mostka</td><td>MicroAire</td><td>ZR-032M</td><td></td></tr><tr><td>Materiały eksploatacyjne chirurgiczne</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący: jod, chlorheksydyna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ołówek do elektrokoagulacji z przyciskiem, 5 m</td><td>Dongguan QueenMed Sprzęt</td><td>ESPB4001LQ</td><td></td></tr><tr><td>Rurka żołądkowa</td><td>Vygon</td><td>390.12</td><td></td></tr><tr><td>Mersilene-0, 75 cm</td><td>Ethicon</td><td>F2505H</td><td></td></tr><tr><td>Monocryl 3-0, 70 cm</td><td>Ethicon</td><td>Y423H</td><td></td></tr><tr><td>Maski na usta, siatki</td><td></td><td></td><td></td>na włosy</tr><tr><td>Termos Oriflex-4 do chirurgicznego dreningu</td><td>Oriplast Krayer</td><td>VK00352</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 6-0, 75 cm</td><td>Ethicon</td><td>8711H</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny monofilamentowy ze stali nierdzewnej</td><td>Ethicon</td><td>W995</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny Zasłony</td><td>3M</td><td>9010</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna gaza 20 x 10 cm</td><td>Stella</td><td>35921</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne rękawiczki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterylny fartuch</td><td></td><td></td><td></td>chirurgiczny</tr><tr><td>Steritalc PF3</td><td>Novatech</td><td>16863</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl-0, 75 cm</td><td>Ethicon</td><td>V324H</td><td></td></tr><tr><td>Stymulacja serca</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Smycz do stymulacji bipolarnej Fineline II Sterox EZ 58 cm</td><td>Boston Scientific</td><td>4474</td><td></td></tr><tr><td>Smycz do stymulacji bipolarnej Tendril STS 58 cm</td><td>Abbott</td><td>2088TC</td><td></td></tr><tr><td>Ellegaard G&ouml; ttingen Minipig Frame 3</td><td>Lomir</td><td>DF H1PU</td><td></td></tr><tr><td>Ellegaard G&ouml; ttingen Pokrowiec na zawiesie dla świnki</td><td>Lomir</td><td>SS CEG1</td><td></td></tr><tr><td>Stymulator serca Micropace</td><td>Boston Scientific</td><td>EPS 320</td><td></td></tr><tr><td>Rozrusznik serca do stymulacji</td><td>Medtronic</td><td>Azure XT DR MRI SureScan</td><td></td></tr><tr><td>Rozrusznik serca do wykrywania</td><td>Biotronik</td><td>Eluna 8 DR-T</td><td></td></tr><tr><td>Programator stymulatora serca do stymulacji</td><td>Medtronic</td><td>CareLink Encore 29901A</td><td></td></tr><tr><td>Programator stymulatora do wykrywania</td><td>Biotronik</td><td>ICS 3000 DS CD-W US</td><td></td></tr><<tr><td>u>Medicine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL</td><td>Sterop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atropine 0,5 mg/mL, 1 mL</td><td>Sterop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catapressan 150 &micro; g/ml, 1 ml klonidyny</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>BE021402</td><td></td></tr><tr><td>Cefazolina 2 g proszek</td><td>Mylan</td><td>BE319794</td><td></td></tr><tr><td>Cordarone 50 mg/ml, 3 ml amiodaron</td><td>Sanofi</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Durogesic 50 &micro; g/h plastry fentanylowe</td><td>Janssen-Cilag</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glukoza 5%, 500 ml</td><td>Baxter</td><td>AE0063</td><td></td></tr><tr><td>Ketalar 50 mg/ml, 10 ml</td><td>Pfizer</td><td>804101</td><td></td></tr><tr><td>Lanoxin 0,25 mg/ml, 2 ml digoksyna</td><td>Aspen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Marcaine 0,5% + adrenalina 1:200 000</td><td>Aspen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/ml, 3 ml</td><td>B. Braun</td><td>3521740</td><td></td></tr><tr><td>Morfine 10 mg/ml, 1 ml</td><td>Sterop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9%, 500 ml</td><td>Baxter</td><td>AKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Nitro Pohl 1 mg/ml, 5 ml nitrogliceryna</td><td>Pohl Boskamp</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Noradrenalina 1 mg/ml, 4 ml</td><td>Aguettant</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plasmalyte 1000 mL</td><td>Baxter</td><td>AKE0324</td><td></td></tr><tr><td>Propofol 10 mg/mL, 20 ml</td><td>B. Braun</td><td>3521810</td><td></td></tr><tr><td>Protamina 1400 j.m./ml, 5 ml</td><td>Leo pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rapifen 0,5 mg/ml, 2 ml</td><td>Janssen-Cilag</td><td>95103</td><td></td></tr><tr><td>Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sevorane Quick Fill 100% sewofluranu, 250 mL</td><td>Abbvie</td><td>1283-415</td><td></td></tr><tr><td>Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium</td><td>Aspen</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

sterylne zapalenie osierdzia u świnek aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Sterile Pericarditis in Aachener Minipigs As a Model for Atrial Myopathy and Atrial Fibrillation

Migotanie przedsionków (AF) to najczęstsza arytmia spowodowana strukturalną przebudową przedsionków, zwana również miopatią przedsionków. Obecne terapie są ukierunkowane tylko na nieprawidłowości elektryczne, a nie na leżącą u ich podstaw miopatię przedsionkową. Do opracowania nowych terapii niezbędny jest powtarzalny, duży zwierzęcy model miopatii przedsionków. W pracy przedstawiono model sterylnej miopatii przedsionków wywołanej zapaleniem osierdzia u świnek miniaturowych z grupy Aachener. Sterylne zapalenie osierdzia wywołano poprzez rozpylenie sterylnego talku i pozostawienie warstwy sterylnej gazy na powierzchni nasierdzia przedsionkowego. Doprowadziło to do stanu zapalnego i zwłóknienia, dwóch kluczowych elementów patofizjologii miopatii przedsionków, co sprawia, że przedsionki są podatne na indukcję migotania przedsionków. Dwie elektrody rozrusznika serca umieszczono nasierdziowo na każdym przedsionku i podłączono do dwóch rozruszników serca różnych producentów. Strategia ta pozwoliła na wielokrotną nieinwazyjną zaprogramowaną stymulację przedsionków w celu określenia indukowalności migotania przedsionków w określonych punktach czasowych po operacji. Zastosowano różne protokoły do badania indukowalności migotania przedsionków. Zaletami tego modelu są jego znaczenie kliniczne, z indukowalnością migotania przedsionków i szybką indukcją stanu zapalnego i zwłóknienia - oba obecne w miopatii przedsionkowej - oraz jego odtwarzalność. Model będzie przydatny w opracowywaniu nowych terapii ukierunkowanych na miopatię przedsionków i migotanie przedsionków.

Zachorowalność i śmiertelność: 
Podczas opracowywania tego modelu jałowego zapalenia osierdzia u minipigów rasy Aachener odnotowaliśmy śmiertelność okołoperacyjną u 4 z 17 świń (23,5%): 3 z 4 zgonów wystąpiło podczas pierwszych 6 operacji w wyniku tzw. „efektu krzywej uczenia się”. Przyczyny były następujące: 2 świnie padły z powodu pooperacyjnego zatrzymania oddechu; problem ten rozwiązano poprzez zmniejszenie dawki alfentanylu. Jedna świnia padła z powodu migotania komór podczas pierwszej sesji stym...

Opisujemy sterylny model zapalenia osierdzia u świnek miniaturowych w celu zbadania miopatii przedsionków i migotania przedsionków (AF). Przedstawiamy techniki chirurgiczne i anestezjologiczne, strategie dostępu naczyniowego oraz protokół badania indukowalności migotania przedsionków.

Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Atrial fibrillation (AF) is the most common arrhythmia caused by structural remodeling of the atria, also called atrial myopathy. Current therapies only ...

Miopatia przedsionkowa może powodować migotanie przedsionków, które jest najczęstszą arytmią u ludzi. Model sterylnego zapalenia osierdzia jest wiarygodnym, dużym modelem zwierzęcym, który przypomina patogenezę miopatii przedsionkowej. Model ten zapewnia szybką indukcję miopatii przedsionkowej w ciągu kilku tygodni.Ponadto wielokrotne badania elektrofizjologiczne można łatwo przeprowadzić w okresie obserwacji bez konieczności wielokrotnego cewnikowania. Ze względu na podobieństwo anatomii i fizjologii w porównaniu z ludźmi, prezentowany tutaj model miniświnki może być wykorzystany do badania patofizjologii miopatii przedsionków i migotania przedsionków, ale może być również wykorzystany w przedklinicznym odkrywaniu leków. Zacznij od przygotowania systemu przewodzącego ciśnienie.Dodaj 5 000 jednostek międzynarodowych heparyny do worka dożylnego z 500 mililitrami 0,9% soli fizjologicznej. Ułóż zwierzę w pozycji leżącej, a następnie wyprostuj nogę i zlokalizuj tętnicę udową za pomocą ultradźwięków z sondą naczyniową w ustawieniu tętnicy szyjnej. Zdezynfekuj okolicę pachwinową chlorheksydyną.Nakłuć tętnicę udową pod kontrolą USG i wprowadzić 3 osłonki francuskie za pomocą techniki Seld

sterile-pericarditis-aachener-minipigs-as-model-for-atrial-myopathy

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten protokół opisuje model zawału mięśnia sercowego (MI) świni za pomocą 90-minutowej zamkniętej klatki piersiowej zamknięcia balonu wieńcowego lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD), po której następuje reperfuzja. Ponadto przedstawiono również protokół dla kilku parametrów końcowych, takich jak czynność serca, hemodynamika, opór mikronaczyniowy i wielkość zawału.

Zawał mięśnia sercowego i ocena wyników funkcjonalnych u świń

Tutaj demonstrujemy protokół standaryzacji procedur pobierania próbek z ustalonego modelu ostrego zawału mięśnia sercowego u świń, aby zwiększyć jego wartość translacyjną w zrozumieniu patofizjologii niedokrwienia mięśnia sercowego/uszkodzenia reperfuzyjnego i przetestować nowych kandydatów na leki.

Udoskonalenie modelu zawału mięśnia sercowego u świń w zamkniętej klatce piersiowej poprzez standaryzację procedur pobierania próbek tkanek i krwi

Tutaj prezentujemy protokół do wywołania kardiomiopatii wywołanej tachykardią u świń. Model ten stanowi skuteczny sposób badania hemodynamiki postępującej przewlekłej niewydolności serca i skutków zastosowanego leczenia.

Kardiomiopatia wywołana tachykardią jako model przewlekłej niewydolności serca u świń

Tutaj opisujemy zoptymalizowaną, opartą na Langendorffie procedurę izolacji jednokomórkowych kardiomiocytów przedsionkowych z szczurzego modelu niewydolności serca związanej z zespołem metabolicznym z zachowaną frakcją wyrzutową. Ręczna regulacja ciśnienia śródświetlnego w jamach serca jest wdrażana w celu uzyskania funkcjonalnie nienaruszonych miocytów odpowiednich do badań pobudzenia, skurczu i sprzężenia.

Izolacja kardiomiocytów przedsionkowych od szczurzego modelu niewydolności serca związanej z zespołem metabolicznym z zachowaną frakcją wyrzutową

Tutaj prezentujemy protokół indukcji kriouszkodzenia lewej komory, po którym następuje wszczepienie łaty mięśnia sercowego, pochodzącej z ludzkich kardiomiocytów komórek iPS w modelu świnki morskiej.

Implantacja plastrów sercowo-mięśniowych pochodzących z hiPSC po urazie mięśnia sercowego w modelu świnki morskiej

Ogólnym celem obecnego badania jest przedstawienie technik indukcji zawału mięśnia sercowego (MI) i niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego (post-MI HF) u dorosłych miniświnek z Getyngi z zamkniętą klatką piersiową oraz charakterystyka modelu post-MI HF u miniświnek z Getyngi w porównaniu do świń rasy Landrace.

Niewydolność serca po zawale mięśnia sercowego w modelu niedrożności/reperfuzji wieńcowej z zamkniętą klatką piersiową u świń miniaturowych i landrace

Obecny protokół opisuje krok po kroku procedurę tworzenia modelu miniświni niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową przy użyciu zstępującego zwężenia aorty. Przedstawiono również metody oceny morfologii, histologii i funkcji tego modelu choroby serca.

Chirurgiczny model niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową u tybetańskich świnek miniaturowych

Niniejszy protokół opisuje optymalizację parametrów eksperymentalnych przy użyciu stymulacji przezprzełykowej do oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy.

Optymalizacja stymulacji przezprzełykowej w celu oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy

Przedstawiamy minimalnie inwazyjny model długoterminowego stymulowania serca z leporyną, który można wykorzystać do sztucznego stymulowania i rozwoju niewydolności serca w badaniach przedklinicznych.

Translacyjny model królika przewlekłego stymulowania serca

Niniejszy raport zawiera szczegółowy opis metodologii i wyników jednoczesnego endokardialnego i epikardialnego mapowania optycznego wzbudzenia elektrycznego w nienaruszonym lewym przedsionku serca owczego perfundowanego metodą Langendorffa podczas indukowanego rozciąganiem migotania przedsionków.

Optyczne mapowanie wysokiej rozdzielczości wsierdzia i osierdzia w owczym modelu migotania przedsionków wywołanego rozciąganiem

Poznaj model sterylnego zapalenia osierdzia u miniswinek Aachener do badania miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków. Ta metoda umożliwia szybką indukcję zmian i wielokrotne badania elektrofizjologiczne bez konieczności powtarzania cewnikowań.

Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Przeglądaj więcej filmów