Name: Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 23 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjną resekcję guza mózgu u gryzoni z automatycznym systemem zachowania tkanek. Ta metoda umożliwia przeżycie zwierząt po operacji i prowadzenie badań podłużnych nad progresją choroby oraz skutecznością terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez University of Maryland oraz Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee. Do niniejszego badania wykorzystano samice myszy C57BL/6 w wieku 6-8 tygodni. Myszy pozyskano ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów). Przestrzegano wszystkich przepisów poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2), w tym stosowania masek, rękawiczek i fartuchów.
1. Początkowa implantacja guza wewnątrzczaszkowego
<ol>
	<li>W początkowej fazie badania wstrzyknij doczaszkowo każdej myszy 100 000 komórek (linia komórkowa glejaka myszy GL261) zawieszonych w 4 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (1x PBS) na głębokość 2,5 mm zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem7.</li>
	<li>Określ ilościowo sygnał guza u każdej myszy za pomocą systemu obrazowania in vivo8 9 dni po implantacji guza. 
	UWAGA: W razie potrzeby podziel myszy na dwie grupy w oparciu o obciążenie guza. W niniejszym badaniu dwie grupy to: (1) myszy o stosunkowo małym obciążeniu guzem (średni sygnał bioluminescencyjny = 5,5e+006 ± 0,1e+006 fotonów/s, n = 10) oraz (2) myszy o stosunkowo dużym obciążeniu guzem (średni sygnał bioluminescencyjny = 1,69e+007 ± 0,2e+007 fotonów/s, n = 10), (p < 0,05, test Manna-Whitneya)9.</li>
	<li>Podziel każdą grupę na dwie porównywalne podgrupy. 
	UWAGA: W tym badaniu dwie podgrupy to: myszy nieleczone (n = 5) i myszy z guzami poddawane resekcji chirurgicznej za pomocą MIRS (n = 5), (p > 0,05, test Manna-Whitneya)<klasa sup = "xref">9.</li>
	<li>Począwszy od dnia resekcji, śledź postęp guza za pomocą systemu obrazowania in vivo z częstotliwością opartą na wzorcu wzrostu guza. 
	UWAGA: W przypadku linii komórkowej GL261 należy śledzić postęp guza w dniu resekcji, a następnie co 3-6 dni.</li>
</ol>
2. Resekcja guza za pomocą MIRS
<ol>
	<li>Znieczulić mysz za pomocą mieszaniny gazów izofluranu-O2 w komorze indukcyjnej lub dootrzewnowego wstrzyknięcia roztworu ksylazyny/ketaminy.
	<ol>
		<li>W przypadku stosowania znieczulenia gazowego należy ustawić natężenie przepływu gazu na 1.0 ml/min, a parownik na 2.0% w celu indukcji znieczulenia, zwykle wymagając 3-5 minut w komorze (patrz Tabela materiałów).</li>
		<li>W przypadku stosowania środka znieczulającego do wstrzykiwań, znieczulenie myszy poprzez wstrzyknięcie 0,2 ml roztworu znieczulającego (80-100 mg/kg ketaminy i 10-12,5 mg/kg ksylazyny, patrz tabela materiałów) dootrzewnowo.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oceń, czy zwierzę jest odpowiednio uspokojone, szczypiąc palec u nogi. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Przed zabiegiem należy podać podskórnie lek przeciwbólowy (0,03-0,06 mg/kg buprenorfiny).</li>
	<li>Umieść mysz na ramie stereotaktycznej (patrz Tabela materiałów) po potwierdzeniu pełnej sedacji. 
	UWAGA: W przypadku stosowania znieczulenia gazowego należy umieścić nos myszy w stożku nosowym, gdzie podczas zabiegu będzie ona nadal otrzymywać mieszaninę izofluranu-O2 (1,5%).</li>
	<li>Usuń poprzednią zszywkę, a następnie usuń włosy kremem do depilacji lub goleniem. Dezynfekuj skórę za pomocą naprzemiennych cykli peelingu na bazie chlorheksydyny/betadyny i alkoholu. Następnie za pomocą sterylnego skalpela wykonaj 1 cm podłużne nacięcie w linii środkowej wzdłuż poprzedniej blizny pooperacyjnej.</li>
	<li>Przymocuj rękojeść MIRS do ramienia stereotaktycznego za pomocą stage adapter/uchwyt rękojeści, aby zwiększyć stabilność i precyzję.</li>
	<li>Skonfiguruj maszynę MIRS (patrz Tabela materiałów) przy użyciu następujących ustawień (Rysunek 1).
	<ol>
		<li>Włóż zestaw przewodów zasilających na tylnym panelu do gniazda przewodu zasilającego. Włącz lub wyłącz zasilanie systemu, przełączając (1 = WŁ., 0 = WYŁ.).</li>
		<li>Włóż jeden koniec węża azotowego (dostarczonego z konsolą) do męskiej złączki na tylnym panelu konsoli. Obróć nakrętkę łączącą zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby dokręcić połączenie. 
		UWAGA: Przeciwległy koniec węża musi być podłączony do źródła azotu.</li>
		<li>Przed podłączeniem węża do źródła azotu upewnij się, że ciśnienie zasilania nie przekracza 100 psig, co jest ciśnieniem wejściowym zalecanym dla konsoli. 
		UWAGA: Konsola wygeneruje własną aspirację po aktywacji za pomocą pedału nożnego po dostarczeniu azotu do konsoli.</li>
		<li>Zabezpiecz pokrywę portu próżniowego i uszczelnij ją, aby uniknąć wycieków w układzie próżniowym. Wszelkie nieszczelności w systemie aspiracji wpłyną na wydajność konsoli MIRS.</li>
		<li>Jeśli aspiracja jest niższa niż 17 podczas konfiguracji lub zalewania, sprawdź, czy pokrętło zasysania z przodu konsoli jest ustawione na maksymalny poziom (100), upewnij się, że nie ma wycieków w systemie zasysania i potwierdź, że ciśnienie zasilania azotem jest prawidłowe.</li>
		<li>Aby podłączyć pedał nożny do konsoli, włóż szare złącze pedału nożnego do szarego gniazda, aż usłyszysz kliknięcie i zapasuje na swoje miejsce. 
		UWAGA: Złącze pedału nożnego łączy się z konsolą w jednej orientacji i jest wyposażone w klucz.</li>
		<li>Aby podłączyć rękojeść do konsoli, włóż niebieskie złącze rękojeści do niebieskiego gniazda, aż usłyszysz kliknięcie i zapasuje na swoje miejsce. 
		UWAGA: Złącze rękojeści łączy się z konsolą w jednej orientacji i jest wyposażone w klucz.</li>
		<li>Zalej każdą rękojeść przed użyciem systemu, zasysając sterylny płyn z małej miski do otworu, przez rurkę i rękojeść, a następnie do kanistra, aby upewnić się, że wnętrze rurki i rękojeści są nasmarowane w celu zmniejszenia niedrożności tkanek.</li>
		<li>Przygotuj się do aspiracji samej lub aspiracji z cięciem, wybierając odpowiedni tryb na przednim panelu konsoli. Rozpocznij za pomocą pedału nożnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włóż kaniulę 23 G MIRS do otworu zadziorów na głębokość 2.5 mm.</li>
	<li>Proces resekcji należy rozpocząć poprzez wciśnięcie pedału nożnego podłączonego do kaniuli. Wykonaj jeden pełny cykl (360°) lub więcej resekcji za pomocą pokrętła sterującego w rękojeści. 
	UWAGA: Im więcej wykonanych cykli, tym większa objętość wyciętej tkanki nowotworowej.</li>
	<li>Po zakończeniu procesu resekcji wyjmij kaniulę 23 G MIRS z otworu na zadziory i użyj 5 ml 1x PBS, aby przepłukać rurkę i usunąć wszelkie resztki zanieczyszczeń.</li>
	<li>Wyjmij mysz z ramy stereotaktycznej i zamknij ranę zszywaczem lub materiałem do szycia 4-0 (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Umieść mysz na poduszce grzewczej lub pod ciepłym światłem podczas rekonwalescencji po znieczuleniu przed powrotem do klatki.</li>
	<li>Po zakończeniu eksperymentu oczyść kaniulę poprzez przepłukanie. Na przemian ze schłodzonym podłożem i powietrzem, aby "wepchnąć" całą wyciętą tkankę z powrotem do pojemnika do pobierania. Wyjmij pojemnik zbiorczy z systemu i zakryj go dołączoną nasadką.</li>
	<li>Po wykonaniu kroku 2.12 umieść dystalną końcówkę kaniuli w 3% H2O2 i zastosuj ssanie na poziomie 24-25 in Hg, aby napełnić przewód ssący z powrotem do pojemnika na ssący i odstawić na 60-90 s. Przepłukać sterylnym medium pulsującym powietrzem i mediami z przerwami.</li>
	<li>Monitoruj myszy pod kątem wszelkich objawów neurologicznych (nieprawidłowych, nieregularnych ruchów lub drgawek) po zabiegu.</li>
	<li>Poddaj eutanazji myszy z poważnymi zaburzeniami neurologicznymi (stają się ospałe, mają wychudzony wygląd, garbią się lub mają nieregularne ruchy). 
	UWAGA: W niniejszym badaniu do eutanazji każdej myszy użyto 200 mg/kg dostępnego na rynku roztworu do eutanazji (patrz Spis materiałów).</li>
</ol>
3. Pobieranie tkanek za pomocą TPS
<ol>
	<li>Zanurzyć próbkę guza w naczyniu do hodowli tkankowej zawierającym pożywkę do lizy RBC (patrz tabela materiałów) na 5 minut w temperaturze pokojowej. 
	UWAGA: Tkanka pobrana z MIRS do TPS będzie miała głównie postać pojedynczych komórek wraz z małymi kawałkami tkanki.</li>
	<li>Umieść filtr 70 μm (patrz tabela materiałów) na stożkowej probówce o pojemności 50 ml i użyj tłoka strzykawki o pojemności 5 ml, aby przepuścić próbkę guza przez filtr.</li>
	<li>Za pomocą pipety transferowej użyj pożywki RPMI-1640, aby ułatwić przechodzenie komórek i dowolnej masy tkankowej przez filtr.</li>
	<li>Wirować przy 428 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odlać supernatant za pomocą pipety.</li>
	<li>Zawiesić każdą próbkę w 5 ml przygotowanego podłoża RPMI-1640.</li>
	<li>Aby zwiększyć żywotność tkanek, zwłaszcza jeśli duże fragmenty tkanki są uwidocznione przy pierwszym wycisku, dodaj wymagane objętości koktajlu enzymatycznego (zawierającego DNAzę I, kolagenazę IV, dypazę, papainę i EDTA, patrz tabela materiałów) do każdej próbki. Użyj wiru, aby wymieszać roztwory. 
	UWAGA: Krok 3.6 jest opcjonalny. Skład koktajlu enzymatycznego (dla całkowitej objętości 5 ml/próbkę): 300 μl DNAzy I stopnia II, 150 μl kolagenazy/dypazy (rozszczepia fibronektynę, kolagenazę IV, I i aminokwasy niepolarne), 250 μl papainy (proteaza niespecyficzna) i 6 μl 0,5 M EDTA.</li>
	<li>Umieścić próbki w inkubatorze z wytrząsarką ustawioną na 200 obr./min, 37 °C na 20 minut.</li>
	<li>Po 20 minutach wirować próbki w temperaturze 428 x g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant.</li>
	<li>Przefiltrować pojedyncze komórki przez sitko o średnicy 70 μm i wirować w temperaturze 274 x g przez 3 minuty w temperaturze 4 °C. Przeprowadź analizę żywotności komórek10 za pomocą błękitu trypanowego i hemocytometru (patrz tabela materiałów). 
	UWAGA: Żywotność w dniu 0 waha się od 30%-70% i znacznie wzrasta w ciągu 2-3 dni.</li>
	<li>Przejdź do kroków 4, 5 lub 6, w zależności od wymaganego testu żywotności.</li>
</ol>
4. Hodowla komórek w kulturze przylegającej
<ol>
	<li>W certyfikowanym okapie z przepływem laminarnym ponownie zawiesić osad w pożywce adhezyjnej zawierającej surowicę (takiej jak DMEM, 10% roztwór płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% roztwór penicyliny/streptomycyny (P/S)) i komórkach płytki w kolbie z przylegającymi komórkami.</li>
	<li>Komórki należy utrzymywać w kontrolowanym środowisku inkubacyjnym (37 °C, 5% CO2 ).</li>
</ol>
5. Hodowla komórek w hodowli zawiesinowej (neurosfery)
<ol>
	<li>W certyfikowanym okapie z przepływem laminarnym ponownie zawiesić osad w kompletnym podłożu dla komórek macierzystych bez surowicy11 i płytce w kolbie do zawieszania.</li>
	<li>Utrzymuj komórki w kontrolowanym środowisku inkubacyjnym (37 °C, 5% CO2 ) przez 2-3 dni, aby umożliwić tworzenie neurosfery.</li>
	<li>Po wizualizacji neurosfer w pożywce hodowlanej, użyj trypsyny-EDTA lub Accutase (patrz tabela materiałów), aby uzyskać zawiesiny jednokomórkowe do pasażowania. 
	UWAGA: Tak długo, jak zachowana zostanie szczególna ostrożność podczas zbioru i stosowane są odpowiednie podłoża wspomagające nerwowe komórki macierzyste, komórki macierzyste w pobranej tkance muszą w ciągu kilku dni wytworzyć neurosfery.</li>
</ol>
6. Przygotowanie komórek do reimplantacji
<ol>
	<li>Zawiesić osad w stężeniu 100 000 żywych komórek na 4 μl 1x PBS.</li>
	<li>Natychmiast wstrzyknąć naiwnym myszom metodą implantacji guza wewnątrzczaszkowego (krok 1).</li>
</ol>
7. Analiza histologiczna
<ol>
	<li>Bezpośrednio po resekcji wyekstrahuj i utrwal mózgi w 4% paraformaldehydzie (PFA) przez 24 h12.</li>
	<li>Przenieś mózgi do 30% roztworu sacharozy, aż zostaną nasycone sacharozą (zapadnięte na dno pojemnika).</li>
	<li>Przenieś mózgi do 70% roztworu etanolu.</li>
	<li>Wykonaj zatapianie bloków parafinowych, sekcje i standardowe barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) zgodnie z wcześniej opublikowanym raportem13. 
	UWAGA: Grubość każdej sekcji pobranej do barwienia wynosiła 10 μm.</li>
</ol>

<ol><li>Mineo, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognosis+factors+of+survival+time+in+patients+with+glioblastoma+multiforme%3A+a+multivariate+analysis+of+340+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients.</a> Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).</li>
<li>Miyai, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+trends+in+mouse+models+of+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuro-Oncology%22%5BJournal%5D)">Current trends in mouse models of glioblastoma.</a> Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).</li>
<li>Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+strategies+for+improving+the+prognosis+of+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Pharmacotherapy%22%5BJournal%5D)">Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma.</a> Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).</li>
<li>Alomari, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+repurposing+for+Glioblastoma+and+current+advances+in+drug+delivery-a+comprehensive+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Biomolecules%22%5BJournal%5D)">Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature.</a> Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).</li>
<li>Serra, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+intracranial+Acriflavine%2C+temozolomide+and+radiation+extends+survival+in+a+rat+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics+%3A+Official+Journal+of+Arbeitsgemeinschaft+fur+Pharmazeutische+Verfahrenstechnik+eV%22%5BJournal%5D)">Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).</li>
<li>Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resection+of+orthotopic+murine+brain+glioma%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimmunology+and+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Resection of orthotopic murine brain glioma.</a> Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).</li>
<li>Poussard, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+systems+%28IVIS%29+detection+of+a+neuro-invasive+encephalitic+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus.</a> Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).</li>
<li>Lachin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonparametric+statistical+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Nonparametric statistical analysis.</a> JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).</li>
<li>Louis, K. S., Siegel, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+viability+analysis+using+trypan+blue%3A+manual+and+automated+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods.</a> Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).</li>
<li>Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry-based+drug+screening+system+for+the+identification+of+small+molecules+that+promote+cellular+differentiation+of+Glioblastoma+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells.</a> Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).</li>
<li>Rodgers, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Virtual+histology+of+an+entire+mouse+brain+from+formalin+fixation+to+paraffin+embedding.+Part+2%3A+Volumetric+strain+fields+and+local+contrast+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).</li>
<li>Connolly, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elevated+fibroblast+growth+factor-inducible+14+expression+transforms+proneural-like+gliomas+into+more+aggressive+and+lethal+brain+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22GLIA%22%5BJournal%5D)">Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer.</a> GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).</li>
<li>Stall, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+T2+and+FLAIR+imaging+for+target+delineation+in+high+grade+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Radiation+Oncology%22%5BJournal%5D)">Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas.</a> Radiation Oncology. 5, 5(2010).</li>
<li>Das, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+standardized+method+for+the+effective+intraoperative+collection+and+biological+preservation+of+brain+tumor+tissue+samples+using+a+novel+tissue+preservation+system%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22World+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study.</a> World Neurosurgery. , (2022).</li>
<li>Zusman, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissues+harvested+using+an+automated+surgical+approach+confirm+molecular+heterogeneity+of+Glioblastoma+and+enhance+specimen%27s+translational+research+value%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Oncology%22%5BJournal%5D)">Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value.</a> Frontiers in Oncology. 9, (2019).</li>
<li>McLaughlin, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Side-cutting+aspiration+device+for+endoscopic+and+microscopic+tumor+removal%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurological+Surgery+Part+B%22%5BJournal%5D)">Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal.</a> Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).</li>
</ol>

BT posiada fundusze na badania z NIH i jest współwłaścicielem Accelerating Combination Therapies*, a Ashvattha Therapeutics Inc. uzyskała licencję na jeden z jej patentów. GW ma finansowanie z NIH (R01NS107813). HB jest płatnym konsultantem firmy Insightec i przewodniczącym Medycznej Rady Doradczej firmy. Porozumienie to zostało sprawdzone i zatwierdzone przez Uniwersytet Johnsa Hopkinsa zgodnie z jego zasadami dotyczącymi konfliktu interesów. HB jest finansowany na badania przez NIH, Uniwersytet Johnsa Hopkinsa i filantropię oraz jest konsultantem dla CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* i Nurami Medical*. (*obejmuje akcje lub opcje).

Resekcja guza jest podstawą planów leczenia onkologii neurochirurgicznej zarówno w przypadku guzów mózgu o niskim, jak i wysokim stopniu złośliwości. Cytoredukcja i odciążenie guza korelują z poprawą funkcji neurologicznych i całkowitym przeżyciem u pacjentów z guzami mózgu 1,2,5,6. Chociaż protokoły resekcji chirurgicznej zostały wcześniej opisane w modelach gryzoni, protokoły te cierpiały z p...

Glejak wielopostaciowy (GBM) jest najczęstszym i najbardziej agresywnym pierwotnym nowotworem mózgu u dorosłych. Pomimo ostatnich postępów w neurochirurgii, celowanym opracowywaniu leków i radioterapii, 5-letni wskaźnik przeżycia pacjentów z GBM wynosi mniej niż 5%, a statystyka ta nie uległa znaczącej poprawie od ponad trzech dekad1. W związku z tym istnieje potrzeba opracowania skuteczniejszych strategii leczenia.
Aby opracować nowe terapie, staje się coraz bardziej oczywiste, że protokoły badawcze muszą (1) wykorzystywać przekładalne modele przedkliniczne, które dokładnie podsumowują heterogeniczność guza i mikrośrodowisko, (2) odzwierciedlać standardowy schemat terapeutyczny stosowany u pacjentów z GBM, który obecnie obejmuje chirurgię, radioterapię i chemioterapię, oraz (3) uwzględniać różnicę między wyciętym rdzeniem a pozostałością, Invasive Tumor Tissues2,3,4,5. Jednak większość obecnie dostępnych przedklinicznych modeli guzów mózgu albo nie wdraża resekcji chirurgicznej, albo wykorzystuje modele resekcji chirurgicznej, które są stosunkowo czasochłonne, co prowadzi do znacznej utraty krwi lub braku standaryzacji. Ponadto wykonywanie resekcji guzów mózgu gryzoni może być trudne ze względu na brak klinicznie porównywalnych narzędzi lub protokołów chirurgicznych oraz brak ustalonej platformy6 do systematycznego pobierania tkanek (Tabela 1).
Obecny protokół ma na celu opisanie ustandaryzowanego paradygmatu resekcji guza mózgu u gryzoni i zachowania tkanek za pomocą wielofunkcyjnego nieablacyjnego systemu minimalnie inwazyjnej resekcji (MIRS) i zintegrowanego systemu konserwacji tkanek (TPS) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Oczekuje się, że ta unikalna technika zapewni ustandaryzowaną platformę, która może być wykorzystana w różnych badaniach przedklinicznych nad GBM i innymi typami modeli guzów mózgu. Naukowcy badający metody terapeutyczne lub diagnostyczne guzów mózgu mogą wdrożyć ten protokół, aby osiągnąć standaryzowaną resekcję w swoich badaniach.

<table><tbody><tr><td>Strzykawki 1 ml</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>15 ml probówki stożkowe</td><td>Corning</td><td>430052</td><td></td></tr><tr><td>200 proof etanol</td><td>PharmCo</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>pipety 5 ml</td><td>CoStar</td><td>4487</td><td></td></tr><tr><td>Filtr 70 mikronów</td><td>Fisher</td><td>08-771-2</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Millipore Sigma</td><td>SIG-SCR005</td><td></td></tr><tr><td>Anazed (ksylazyna do wstrzykiwań, 100 mg/ml)</td><td>Covetrus</td><td>33198</td><td></td></tr><tr><td>System anestezjologiczny</td><td>Patterson Scientific</td><td>78935903</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na odpady gazów anestezjologicznych</td><td>Patterson Scientific 78909457</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Podkładka ochronna pod ławkę</td><td>Covidien</td><td>10328</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6, 6-8 tygodniowe myszy</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Kod szczepu 027</td><td></td></tr><tr><td>ChroMini Pro</td><td>Moser</td><td>Type 1591-Q</td><td></td></tr><tr><td>Kolagenaza-Rozkład</td><td>Roche</td><td>#10269638001</td><td></td></tr><tr><td>Countess II Automatyczny licznik komórek</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Countess II FL Hemacytometr</td><td>Thermo Fisher</td><td>A25750</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do usuwania zanieczyszczeń</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>#130-109-398</td><td></td></tr><tr><td>D-Lucyferyna</td><td>Goldbio</td><td>LUCK-1G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM F12 media</td><td>Corning</td><td>10-090-CV</td><td></td></tr><tr><td>media DMEM</td><td>Corning</td><td>10-013-CV</td><td></td></tr><tr><td>DNAzy I</td><td>Sigma Aldrich</td><td>#10104159001</td><td></td></tr><tr><td>Probówki Eppendorfa</td><td>Posi-Click</td><td>1149K01</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do eutanazji</td><td>Henry Schein</td><td>71073</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Millipore Sigma</td><td>F4135</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca</td><td>Thermo Fisher</td><td>10437-028</td><td></td></tr><tr><td>Formalin</td><td>Invitrogen</td><td>INV-28906</td><td></td></tr><tr><td>Gaza</td><td>Henry Schein</td><td>101-4336</td><td></td></tr><tr><td>hEGF</td><td>PeproTech EC</td><td>100-15</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma</td><td>H-3149</td><td></td></tr><tr><td>hFGF-b</td><td>PeproTech EC</td><td>1001-18B</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna</td><td>Patterson Scientific</td><td>78933388</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>11695-6777-2</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator izofluranu</td><td>Patterson Scientific</td><td>78916954</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Covetrus</td><td>11695-0703-1</td><td></td></tr><tr><td>Kopf Ramka stereotaktyczna</td><td>Kopf Instruments</td><td>5001</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Lightfield</td><td>BioTek</td><td>Cytation 5</td><td></td></tr><tr><td>Jednostka mikroiniekcyjna</td><td>Kopf</td><td>5001</td><td></td></tr><tr><td>Wiertarka mikrosilnikowa</td><td>System Foredom</td><td>F210418</td><td></td></tr><tr><td>MRI Skaner</td> MRI <td>Bruker</td><td>7T Biospec Avance III Skaner</td><td></td>MRI</tr><tr><td>NICO Myriad System</td><td>NICO Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maść okulistyczna</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr>Puralube<td>Papain</td><td>Sigma Aldrich</td><td>#P4762</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Invitrogen</td><td>#14190250</td><td></td></tr><tr><td>PenStrep</td><td>Millipore Sigma</td><td>N1638</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór Percoll</td><td>Sigma Aldrich</td><td>&nbsp;#P4937</td><td></td></tr><tr><td>Kontroler pipet</td><td>Falcon</td><td>A07260</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór jodu powidonu</td><td>Aplicare</td><td>52380-1905-08</td><td></td></tr><tr><td>Progesteron</td><td>Sigma</td><td>P-8783</td><td></td></tr><tr><td>Putrescine</td><td>Sigma</td><td>P-5780</td><td></td></tr><tr><td>RPMI Media</td><td>Invitrogen</td><td>INV-72400120</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela</td><td>Covetrus</td><td>7319</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela</td><td>Fine Science Tools</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>Marker do skóry</td><td>Time Out</td><td>D538,851</td><td></td></tr><tr><td>Zszywka zmywacz</td><td>MikRon</td><td>ACR9MM</td><td></td></tr><tr><td>Zszywacz</td><td>MikRon</td><td>ACA9MM</td><td></td></tr><tr><td>Zszywki</td><td>Clay Adams</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Rama stereotaktyczna</td><td>Kopf Instruments</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Szew, vicryl 4-0</td><td>Kolba</td><td></td> hodowlana Ethicon J494H <td></td></tr><tr><td>T-75</td><td>Sarstedt</td><td>83-3911-002</td><td></td></tr><tr><td>TheraPEAKTM ACK Bufor lizujący (1x)</td><td>Lonza</td><td>BP10-548E</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna-EDTA</td><td>Corning</td><td>MDT-25-053-CI</td><td></td></tr></tbody></table>

wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności

Implementation of Minimally Invasive Brain Tumor Resection in Rodents for High Viability Tissue Collection

Obecny protokół opisuje ustandaryzowany paradygmat resekcji guza mózgu u gryzoni i zachowania tkanek. W praktyce klinicznej maksymalna resekcja guza jest standardowym leczeniem większości guzów mózgu. Jednak większość obecnie dostępnych przedklinicznych modeli guzów mózgu albo nie obejmuje resekcji, albo wykorzystuje modele resekcji chirurgicznej, które są czasochłonne i prowadzą do znacznej zachorowalności pooperacyjnej, śmiertelności lub zmienności eksperymentalnej. Ponadto przeprowadzanie resekcji u gryzoni może być zniechęcające z kilku powodów, w tym braku klinicznie porównywalnych narzędzi chirurgicznych lub protokołów chirurgicznych oraz braku ustalonej platformy do standaryzowanego pobierania tkanek. Protokół ten kładzie nacisk na zastosowanie wielofunkcyjnego, nieablacyjnego urządzenia do resekcji oraz zintegrowanego systemu konserwacji tkanek zaadaptowanego z klinicznej wersji urządzenia. Urządzenie zastosowane w niniejszym badaniu łączy w sobie przestrajalne ssanie i cylindryczne ostrze przy otworze, aby precyzyjnie sondować, ciąć i odsysać tkankę. Minimalnie inwazyjne urządzenie do resekcji spełnia swoje funkcje za pośrednictwem tego samego otworu w zadziorze, który jest używany do początkowej implantacji guza. Takie podejście minimalizuje zmiany w anatomii regionalnej podczas biopsji lub operacji resekcji i zmniejsza ryzyko znacznej utraty krwi. Czynniki te istotnie skróciły czas operacji (<2 min/zwierzę), poprawiły przeżywalność zwierząt po operacji, zmniejszyły zmienność w grupach eksperymentalnych i skutkują wysoką żywotnością wyciętych tkanek i komórek do przyszłych analiz. Proces ten jest ułatwiony dzięki prędkości ostrza wynoszącej ~1,400 cykli/min, co pozwala na pobieranie tkanek do sterylnego systemu zamkniętego, który można wypełnić wybranym roztworem fizjologicznym. Biorąc pod uwagę rosnące znaczenie badania i dokładnego modelowania wpływu operacji, konserwacji i rygorystycznej analizy porównawczej regionalnych próbek resekcji guza oraz terapii dostarczanych do jamy, ten unikalny protokół rozszerzy możliwości zbadania pytań bez odpowiedzi dotyczących postępowania okołooperacyjnego i odkryć terapeutycznych dla pacjentów z guzem mózgu.

Resekcja chirurgiczna z wykorzystaniem MIRS prowadzi do znaczącego zmniejszenia masy guza 
W grupie z mniejszą masą guza średni wyjściowy sygnał bioluminescencyjny wynosił 5.5e+006 photons/s ± 0.2e+006 w podgrupie poddanej resekcji. Po resekcji średni sygnał bioluminescencyjny spadł do 3.09e+006 photons/s ± 0.3e+006, (p &lt;0.0001, test Mann-Whitneya)9 (Rysunek 2). Sygnał bioluminescencyjny wzrastał w ciągu kolejnych kilku...

Obecny protokół opisuje standaryzowaną resekcję guzów mózgu u gryzoni za pomocą minimalnie inwazyjnego podejścia ze zintegrowanym systemem konserwacji tkanek. Technika ta ma implikacje dla dokładnego odzwierciedlenia standardu opieki w modelach gryzoni i innych zwierząt.

Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności

The present protocol describes a standardized paradigm for rodent brain tumor resection and tissue preservation. In clinical practice, maximal tumor ...

Jest to paradygmat resekcji guza mózgu, który jest bardzo potrzebny w badaniach przedklinicznych nad terapiami guzów mózgu. Pozwala na standaryzowaną resekcję dzięki minimalnie inwazyjnemu podejściu, a jednocześnie jest sprzężony z automatycznym systemem konserwacji tkanek. Protokół ten pozwala zwierzęciu przeżyć po operacji, a tym samym pomaga w zrozumieniu zmian w stanie chorobowym po terapii u tego samego zwierzęcia.Pomaga to w sekwencyjnych i poklatkowych zastosowaniach terapeutycznych. Za pomocą tej techniki możemy ocenić biologię choroby i zaplanować ewentualne późniejsze leczenie. Ma to znaczące implikacje i możliwości w zakresie odkrywania leków i nowych terapii.Koncepcje standaryzowanej resekcji, minimalnie inwazyjnego podejścia i zautomatyzowanego konserwowania tkanek można rozszerzyć na inne rodzaje nowotworów w różnych układach narządów, takie jak guzy wątroby oraz nowotwory głowy i szyi. Protokół jest prosty, a system przyjazny dla użytkownika. Najlepiej zapoznać się z opublikowanym protokołem, który zawiera wszystkie niezbędne kroki i rozwiązywanie problemów.Rozpocznij eksperyment od oceny myszy pod kątem sedacji, szczypiąc palec u nogi. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Następnie umieść mysz na ramce stereotaktycznej.Usuń zszywkę z poprzedniego zabiegu i zdezynfekuj skórę naprzemiennymi cyklami peelingu na bazie chlorheksydyny lub betainy i alkoholu. Następnie za pomocą sterylnego skalpela wykonaj jednocentymetrowe podłużne nacięcie linii środkowej wzdłuż poprzedniej blizny pooperacyjnej. Przymocuj rękojeść MIRS do ramienia stereotaktycznego za pomocą stage adapter.Aby skonfigurować urządzenie MIRS, włóż zestaw przewodu zasilającego na tylnym panelu do gniazda przewodu zasilającego. Włącz lub wyłącz zasilanie systemu, przełączając się między zerem a jedynką. Włóż jeden koniec węża azotowego do złączki męskiej na tylnym panelu konsoli.Obróć nakrętkę łączącą zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby ją dokręcić. Upewnij się, że ciśnienie zasilania nie przekracza 100 PSIG i podłącz wąż do dopływu azotu. Uszczelnij pokrywę portu próżniowego, aby uniknąć wycieków.Sprawdź, czy pokrętło zasysania z przodu konsoli jest ustawione na 100, czy nie ma wycieków w systemie zasysania i czy ciśnienie dopływu azotu jest prawidłowe. Włóż szare złącze pedału nożnego do szarego gniazda, aż usłyszysz kliknięcie. W ten sam sposób włóż niebieskie złącze rękojeści do niebieskiego gniazda.Zalać każdą rękojeść, zasysając sterylny płyn do otworu przez rurkę i rękojeść, a następnie do kanistra, aby upewnić się, że wnętrze rurki i rękojeści są nasmarowane. Wybierz tryb aspiracji na panelu przednim konsoli i rozpocznij za pomocą pedału nożnego. Włóż kaniulę 23-G MIRS do otworu zadziorów na głębokość 2.5 milimetra.Rozpocznij proces resekcji, naciskając pedał nożny podłączony do kaniuli. Wykonaj pełne cykle resekcji za pomocą pokrętła w rękojeści. Po procesie resekcji wyjmij kaniulę MIRS o rozmiarze 23 i dodaj pięć mililitrów 1X PBS, aby przepłukać rurkę i usunąć wszelkie resztki zanieczyszczeń.Następnie zamknij ranę zszywaczem i wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Umieść mysz z powrotem na poduszce grzewczej, aby wyleczyć się ze znieczulenia, zanim umieścisz ją z powrotem w klatce. Po eksperymencie przeoczyść kaniulę schłodzonym medium i powietrzem, aby wepchnąć całą wyciętą tkankę z powrotem do pojemnika zbiorczego.Wyjmij pojemnik zbiorczy z systemu i załóż nakrętkę. Następnie umieść dystalną końcówkę kaniuli w 3% nadtlenku wodoru i zastosuj ssanie, aby napełnić przewód ssący z powrotem do pojemnika na ssawkę. Pozostaw na 60 do 90 sekund i od czasu do czasu pulsuj powietrzem i mediami, aby je przepłukać.Zanurz próbkę guza w naczyniu do hodowli tkankowej zawierającym pożywkę do lizy RBC na pięć minut w temperaturze pokojowej. Następnie umieść filtr o grubości 70 mikronów na 50-mililitrowej stożkowej rurce i użyj tłoka strzykawki, aby przepuścić próbkę guza przez filtr. Za pomocą pipety transferowej użyj pożywki RPMI 1640, aby przepuścić komórki i dowolną masę tkankową przez filtr.Wirować w temperaturze 428 razy G przez pięć minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić każdą próbkę w pięciu mililitrach przygotowanego podłoża RPMI 1640. Umieścić próbki w inkubatorze z wytrząsarką na 20 minut przy 200 obr./min w temperaturze 37 stopni Celsjusza.Po inkubacji odwirować próbki w temperaturze 428 razy G przez pięć minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza i wyrzucić supernatant. Przefiltruj pojedyncze komórki przez sitko o średnicy 70 mikronów i odwiruj w temperaturze 274 razy G przez trzy minuty w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Przeprowadź analizę żywotności komórek za pomocą błękitu trypanowego i hemocytometru.Resekcja chirurgiczna u myszy przy użyciu MIRS spowodowała znaczne zmniejszenie masy guza, na co wskazuje zmniejszenie średniego wyjściowego sygnału bioluminescencyjnego dla grup zarówno z dużym, jak i małym obciążeniem guza. W porównaniu z obrazami MRI guzów przed resekcją, jamę resekcji można zidentyfikować na skanach po resekcji jako duży, okrągły, hipointensywny obszar w miejscu inokulacji guza. W skrawkach barwionych H&E zaobserwowano przezroczystą kolistą jamę resekcji z brzegiem produktów krwiopochodnych, stanem zapalnym i resztkami komórek nowotworowych.Objętość resekcji znacznie się zwiększała, gdy wykonano dwa obroty otworu do cięcia, co pozwoliło na optymalizację objętości resekcji w zależności od obciążenia guza. Porównanie przeżycia myszy z nieleczonymi nowotworami z myszami poddawanymi resekcji guzów za pomocą MIRS wykazało wzrost przeżycia z 16 do 22 dni w grupie małych guzów. Podobnie w grupie z większym obciążeniem nowotworem mediana przeżycia wzrosła z 12 do 19 dni.Obrazy mikroskopowe próbek pobranych z systemu konserwacji tkanek pojawiły się jako pojedyncze komórki z obecnością kilku małych fragmentów tkanki w dniu zero. Po siedmiu dniach komórki zebrane za pomocą MIRS wykazały tworzenie się neurosfery w kulturach zawiesinowych, co wskazywało na ich potencjał inicjacji guza. Ważne jest, aby oczyścić i przepłukać system przewodów bezpośrednio po zabiegu, aby uniknąć zatkania systemu.Po tej procedurze można przeprowadzić badania skuteczności terapii oraz badania markerów diagnostycznych i prognostycznych na zwierzętach, które przeżyły po resekcji chirurgicznej za pomocą minimalnie inwazyjnego systemu resekcji.

implementation-minimally-invasive-brain-tumor-resection-rodents-for

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Ten film przedstawia procedurę chirurgiczną resekcji guza pod kontrolą obrazu i implantacji bio-rusztowania obsianego genetycznie modyfikowanymi mezenchymalnymi komórkami macierzystymi lub MSC eksprymującymi ligand indukujący apoptozę związaną z czynnikiem martwicy nowotworu lub TRAIL. Te terapeutyczne MSCs mają potencjał w leczeniu nowotworów mózgu.

Resekcja guza sterowana fluorescencją i implantacja rusztowania wysiewanego przez MSC w modelu mysim: procedura chirurgiczna mająca na celu dostarczenie terapeutycznych mezenchymalnych komórek macierzystych do jamy resekcji guza mózgu w modelu mysim

Ten film przedstawia procedurę implantacji kaniuli wewnątrzczaszkowej w mysim modelu guza mózgu, w celu ułatwienia podania środka immunoterapeutycznego. Dostarczenie limfocytów T receptora antygenu chimerycznego specyficznych dla glipikan-2 w mikrośrodowisku guza wyzwala aktywację limfocytów T, powodując lizę guza i regresję guza.

Wewnątrzczaszkowa implantacja kanularna u myszy w celu dostarczenia środków terapeutycznych do guzów mózgu

Źródło: Alomari, S., et al. Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje zastosowanie minimalnie inwazyjnego systemu resekcji (MIRS) do wycięcia tkanki nowotworowej od znieczulonej myszy, której wszczepiono guz. Procedura polega na przymocowaniu myszy do ramy stereotaktycznej, ponownym otwarciu poprzedniego miejsca operowanego w celu uzyskania dostępu do mózgu i wprowadzeniu specjalistycznej...

Resekcja guza mózgu u myszy przy użyciu minimalnie inwazyjnego systemu resekcji

Ustaliliśmy korowy model glejaka ortotopowego u myszy do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej, który podsumowuje ograniczenia biofizyczne, które normalnie występują podczas wzrostu guza. Przewlekłe szklane okienko zastępujące czaszkę nad guzem umożliwia śledzenie postępu guza w czasie za pomocą mikroskopii dwufotonowej.

Ortotopowy mysi model glejaka wielopostaciowego utrzymujący fizyczne ograniczenia miąższu mózgu i nadający się do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej

Mózg to unikalne miejsce o cechach, które nie są dobrze reprezentowane przez analizy in vitro lub ektopowe. Ortotopowe modele myszy z powtarzalną lokalizacją i charakterystyką wzrostu można niezawodnie tworzyć za pomocą wstrzyknięć wewnątrzczaszkowych przy użyciu stereotaktycznego przyrządu do fiksacji i niskociśnieniowej pompy strzykawkowej.

Tworzenie anatomicznie dokładnych i odtwarzalnych ksenoprzeszczepów wewnątrzczaszkowych ludzkich guzów mózgu

Terapeutyczne mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) są obiecujące jako metoda leczenia inwazyjnego glejaka. Optymalna transplantacja polega na dostarczeniu MSCs do jamy resekcji guza na rusztowaniach. W tym miejscu przedstawiono techniki przedkliniczne do badania leczenia glejaka wielopostaciowego MSC, w tym: resekcja guza pod kontrolą obrazu; wszczepianie rusztowań z nasionami MSC; i śledzenie terapii pooperacyjnej.

Resekcja glejaka wielopostaciowego pod kontrolą obrazu i wewnątrzczaszkowa implantacja terapeutycznych rusztowań wysiewanych komórkami macierzystymi

Tutaj opisujemy metodę wielofotonowego obrazowania poklatkowego komórek mózgu w wysokiej rozdzielczości przed i po inwazyjnej interwencji chirurgicznej (np. biopsji) u tego samego żywego zwierzęcia. Metoda ta pozwala na badanie wpływu tych inwazyjnych zabiegów chirurgicznych na zachowanie migracyjne, inwazyjne i proliferacyjne komórek nowotworowych na poziomie pojedynczej komórki.

Podłużne obrazowanie przyżyciowe zachowania komórek guza mózgu w odpowiedzi na inwazyjną biopsję chirurgiczną

Mikrodysekcja laserowa (LMD) jest czułą i wysoce powtarzalną techniką, która może być wykorzystana do odkrycia ścieżek pośredniczących w heterogeniczności i inwazji glejaka. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowany protokół izolacji dyskretnych obszarów z tkanki glejaka za pomocą laserowego LMD, a następnie analizy transkryptomicznej.

Mikrodysekcja podregionów glejaka do wychwytywania laserowego w celu przestrzennej i molekularnej charakterystyki heterogeniczności wewnątrznowotworowej, onkostrumieni i inwazji

Tutaj opisujemy przedkliniczny ortotopowy model myszy dla GBM, stworzony przez wewnątrzczaszkowe wstrzyknięcie komórek pochodzących z genetycznie zmodyfikowanych guzów myszy. Model ten wykazuje cechy charakterystyczne dla GBM u ludzi. W przypadku badań translacyjnych guz mózgu myszy jest śledzony za pomocą rezonansu magnetycznego in vivo i histopatologii.

Translacyjne modele ortotopowe glejaka wielopostaciowego

Prezentujemy nowatorskie podejście do dwufotonowej mikroskopii dostarczania przez nowotwór znakowanych fluorescencyjnie nanocząstek tlenku żelaza do glejaka w modelu mysim.

Dwufotonowa mikroskopia przyżyteczna glejaka w modelu mysim

Opracowanie ortotopowych modeli guzów mózgu u dzieci wymaga skrupulatnej precyzji, przy użyciu urządzenia stereotaktycznego do precyzyjnego wszczepiania komórek nowotworowych. Przedstawiona tutaj metodologia przedstawia etapy związane z przygotowaniem komórek guza mózgu, wykonywaniem iniekcji wewnątrzczaszkowych i wdrażaniem systemu monitorowania pooperacyjnego w celu oceny wszczepienia guza mózgu.

Opracowanie ortotopowych modeli ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów dla guzów mózgu przy użyciu urządzenia stereotaktycznego

Poznaj minimalnie inwazyjną resekcję guza mózgu u gryzoni z automatycznym systemem zachowania tkanek. Ta metoda umożliwia przeżycie zwierząt po operacji i prowadzenie badań podłużnych nad progresją choroby oraz skutecznością terapii.

Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności

Przeglądaj więcej filmów