Name: Implantacja kaniuli wewnątrzczaszkowej do seryjnych infuzji limfocytów T lokoregionalnego receptora chimerycznego antygenu (CAR) u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 22 s
Description: Poznaj metodę implantacji kaniuli wewnątrzczaszkowej u myszy do seryjnych infuzji limfocytów T CAR w terapii nowotworów OUN. Technika umożliwia wielokrotne dawkowanie bez inwazyjnych zabiegów chirurgicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Fundusze na tę pracę zostały zapewnione przez Matthew Larson Foundation, Grayson Saves Foundation, Hyundai Hope on Wheels Young Investigator Award, Kortney Rose Foundation, National Institutes of Health NCI K12 CA076931-19 i 1K08CA263179-01, oraz Departament Obrony W81XWH-21-1-0221.

Wszystkie procedury protokołu zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szpitala Dziecięcego w Filadelfii (IAC 19-000907), który jest akredytowany przez AAALAC. W badaniu tym wykorzystano 6-12-tygodniowe myszy NOD scid gamma (NSG) z ortotopowymi guzami ksenoprzeszczepu; Jednak protokół może być stosowany na każdym szczepie myszy. Myszy NSG trzymano w sterylnych warunkach barierowych, a operację przeprowadzono w sterylnych komorach bezpieczeństwa biologicznego. Gdy używany jest materiał ludzki, taki jak komórki nowotworowe lub limfocyty T, procedury i postępowanie z nimi muszą zostać zakończone w komorach bezpieczeństwa biologicznego ABSL-2.
1. Przygotowanie myszy do operacji
<ol>
	<li>Znieczulić mysz w komorze indukcyjnej izofluranem (2-4%) przy natężeniu przepływu tlenu 1 l/min, aż do osiągnięcia odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia (około 5 min).</li>
	<li>Zważyć mysz za pomocą wagi z dokładnością do 0,1 g i podać podskórnie buprenorfinę o spowolnionym uwalnianiu (SR) (1 mg/kg) lub inny środek przeciwbólowy. 
	UWAGA: Buprenorfina SR zapewnia działanie przeciwbólowe przez 72 godziny.</li>
	<li>Ogol sierść na czubku głowy myszy za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia lub środków do depilacji.</li>
	<li>Za pomocą szpatułki delikatnie otwórz spód ramienia stereotaktycznego i włóż kaniulę prowadzącą za pomocą kleszczy. Dokręć na ramieniu, aby zabezpieczyć kaniulę tak, aby około 1/2 do 2/3 białej plastikowej części kaniuli wystawało z dna otworu, wraz z całą metalową długością kaniuli o długości 5 mm.</li>
	<li>Włóż i zabezpiecz górne zęby myszy w belce zgryzowej aparatu stereotaktycznego. Pociągnij stożek nosowy do przodu i dokręć go, upewniając się, że mysz wdycha izofluran.</li>
	<li>Zamontuj mysz na rozgrzanym aparacie stereotaktycznym za pomocą nauszników lub listew nausznych, unikając nadmiernego nacisku. 
	UWAGA: Podgrzana taca powinna mieć włożony termometr doodbytniczy, a taca grzewcza powinna dostosować się tak, aby utrzymać normalną temperaturę ciała myszy podczas zabiegu.</li>
	<li>Nałóż sterylną maść okulistyczną na oba oczy za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką.</li>
	<li>Przetrzyj pole operacyjne powidonem jodu na waciku lub aplikatorze, a następnie nasącz je alkoholem. Wykonaj ten krok w sumie trzy razy.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem zabiegu należy uszczypnąć palec u nogi kleszczami, aby ocenić, czy sedacja jest odpowiednia.</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny
UWAGA: Wszystkie aspekty procedury chirurgicznej wykorzystują wysterylizowane narzędzia i techniki aseptyczne. Myszy kontynuują znieczulenie izofluranem (2-4%) przez cały czas trwania zabiegu, około 10-20 min.
<ol>
	<li>Delikatnie podnieś skórę głowy między uszami za pomocą kleszczy. Za pomocą sterylnych nożyczek przetnij uniesioną skórę głowy równolegle do czaszki i usuń owalny płat skóry (0,75-1 cm długości), aby odsłonić czaszkę. 
	UWAGA: Nożyczki są preferowane zamiast skalpela, aby zapewnić czysty, owalny otwór i zapobiec niepotrzebnym uszkodzeniom otaczającej skóry i tkanek. </li>
	<li>Odepchnij powięź za pomocą skalpela lub wacików z bawełnianą końcówką i hemostatycznego bawełnianego granulatu, aby w razie potrzeby spowolnić nadmierne krwawienie. 
	UWAGA: Używanie drewnianej strony sterylnej bawełnianej końcówki może również odepchnąć powięź i uniknąć nadmiernego krwawienia.</li>
	<li>Zidentyfikuj punkty orientacyjne bregma i lambda, odpowiednie przednie i tylne znaki na czaszce, gdzie spotykają się płytki czaszkowe13. 
	UWAGA: Identyfikację można ułatwić, przecierając górną część odsłoniętej czaszki wodą utlenioną.</li>
	<li>Delikatnie naciąć czaszkę za pomocą skalpela, aby stworzyć powierzchnię, na której można przymocować akryl. Nacinanie powinno obejmować wiele linii liniowych o długości około 0,5-1 cm pod kątem 90° względem siebie.</li>
	<li>Za pomocą ramienia stereotaktycznego zlokalizuj kaniulę w interesującym Cię punkcie orientacyjnym (bregma lub lambda). Po zlokalizowaniu podnieś końcówkę kaniuli 1-2 mm nad powierzchnię czaszki i przejdź do żądanych współrzędnych. W przypadku wstrzyknięć donowotworowych wykorzystuje się te same współrzędne A/P i M/L, co w przypadku umieszczenia guza.</li>
	<li>Na odsłoniętej czaszce, z dala od miejsca, w którym wejdzie kaniula, wykonaj dwa otwory na za pomocą igły 18 G lub wiertła chirurgicznego. Upewnij się, że otwory są rozmieszczone tak, aby było wystarczająco dużo miejsca na kaniulę. Za pomocą wiertła przekręć otwory na, aż zaczepią się o czaszkę. Włóż i dokręć dwie w otworach za pomocą śrubokręta z płaską końcówką. Następnie delikatnie pociągnij do góry, aby upewnić się, że są dokręcone. 
	UWAGA: Nie wkładaj, dopóki nie zrównają się z czaszką, ponieważ mogą uszkodzić mózg myszy pod spodem. Pozostaw co najmniej 1-2 mm odstęp między śrubą a czaszką.</li>
	<li>Za pomocą igły 18 G lub wiertła chirurgicznego przewierć czaszkę w określonych współrzędnych, aby utworzyć otwór do wprowadzenia kaniuli.</li>
	<li>Za pomocą ramienia stereotaktycznego opuść kaniulę do żądanej współrzędnej D/V. 
	UWAGA: Współrzędna D/V implantacji kaniuli musi uwzględniać długość projekcji manekina i kaniul zabiegowych i może być bardziej powierzchowna niż ortotopowe wstrzyknięcie komórek nowotworowych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>W porcelanowej 12-dołkowej płytce napełnij jedną studzienkę proszkiem żywicy akrylowej (około 0,3 g) i 10-15 kroplami (około 0,5-0,75 ml) płynu z żywicy akrylowej. W ten sposób powstaje lepki materiał o białym kolorze. Pobrać mieszaninę do strzykawki o pojemności 1 ml i użyć jej do pokrycia i pokrycia czaszki, wypełniając przestrzenie wokół kaniuli i. 
	UWAGA: Lepki materiał z czasem twardnieje w cement, dlatego ten krok należy wykonać natychmiast po wymieszaniu.</li>
	<li>Podczas gdy cement jest nadal giętki, poluzuj na ramieniu stereotaktycznym i użyj szpatułki w otworze na dole, aby delikatnie zwolnić kaniulę z uchwytu i powoli cofnij ramię stereotaktyczne w górę od myszy.</li>
	<li>Gdy cement całkowicie wyschnie, włóż atrapę kaniuli do kaniuli prowadzącej i mocno ją zabezpiecz, obracając zgodnie z ruchem wskazówek zegara.</li>
	<li>Po zakończeniu procedury umieść mysz z powrotem w jej ogrzewanej klatce domowej, aby uważnie monitorować, zapewniając odpowiednią regenerację i rejestrując wszelkie obserwacje pozabiegowe, w tym to, że mysz w pełni odzyskała przytomność, przed powrotem do kolonii. 
	UWAGA: Generalnie zaleca się umieszczenie tylko połowy klatki na poduszce grzewczej, aby zwierzę mogło przesunąć się na chłodniejszą stronę, aby uniknąć przegrzania.</li>
	<li>W razie potrzeby należy podać dodatkowe leki przeciwbólowe, jeśli myszy wykazują zachowania wskazujące na ból po operacji, takie jak meloksykam w dawce 5 mg/kg podawany podskórnie raz dziennie przez okres do 3 dni.</li>
</ol>
3. Przygotowanie komórek CAR T
<ol>
	<li>Zmierz stężenie wstępnie transfekowanych limfocytów CAR T za pomocą licznika komórek.</li>
	<li>Odwirować wstępnie transfekowane limfocyty T przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej (RT).</li>
	<li>Odessać supernatant za pomocą sterylnej pipety Pasteura w systemie aspiracji próżniowej i ponownie zawiesić osad w buforowanym roztworze soli fizjologicznej (PBS) do pożądanego stężenia. Typowe objętości dostarczania to 2-5 μL. Typowe dawki komórek to 0,5-5 x 106 komórek.</li>
</ol>
4. Wlewy z limfocytów CAR T
<ol>
	<li>Przygotuj kaniulę zabiegową, przepuszczając górną część przez mały kawałek rurki PKG.</li>
	<li>Napełnij strzykawkę z zawiesiną komórek CAR T i włóż ją przez drugi koniec rurki PKG na tyle, aby pokryć górną część kaniuli terapeutycznej.</li>
	<li>Znieczulić mysz izofluranem (2-4%) przy natężeniu przepływu tlenu 1 l/min.</li>
	<li>Ustabilizuj kaniulę prowadzącą za pomocą kleszczy u podstawy, a następnie ostrożnie odkręć i wyjmij atrapę kaniuli, umożliwiając dostęp do kaniuli prowadzącej. 
	UWAGA: Konfiguracja stereotaktyczna nie jest konieczna, ale może być użyta do ustabilizowania głowy do zabiegu.</li>
	<li>Podawać limfocyty CAR T przez 1 minutę i przytrzymać kaniulę leczniczą na miejscu przez dodatkową 1 minutę po zaprzestaniu infuzji.</li>
	<li>Wyjmij kaniulę zabiegową i mocno przykręć atrapę kaniuli z powrotem na miejsce.</li>
	<li>Podawać podskórnie meloksykam (5 mg/kg) w celu opcjonalnego zwalczania bólu.</li>
</ol>

<ol><li>Curtin, S. C., Minino, A. M., Anderson, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declines+in+cancer+death+rates+among+children+and+adolescents+in+the+United+States%2C+1999-2014%5BTitle%5D)+AND+%22NCHS+Data+Brief%22%5BJournal%5D)">Declines in cancer death rates among children and adolescents in the United States, 1999-2014.</a> NCHS Data Brief. 257, 1-8 (2016).</li>
<li>Rohaan, M. W., Wilgenhof, S., Haanen, J. B. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adoptive+cellular+therapies%3A+the+current+landscape%5BTitle%5D)+AND+%22Virchows+Archiv%22%5BJournal%5D)">Adoptive cellular therapies: the current landscape.</a> Virchows Archiv. 474 (4), 449-461 (2019).</li>
<li>Sadelain, M., Brentjens, R., Riviere, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+basic+principles+of+chimeric+antigen+receptor+design%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">The basic principles of chimeric antigen receptor design.</a> Cancer Discovery. 3 (4), 388-398 (2013).</li>
<li>Maude, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tisagenlecleucel+in+children+and+young+adults+with+B-cell+lymphoblastic+leukemia%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia.</a> The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).</li>
<li>Wagner, J., Wickman, E., DeRenzo, C., Gottschalk, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CAR+T+cell+therapy+for+solid+tumors%3A+Bright+future+or+dark+reality%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy%22%5BJournal%5D)">CAR T cell therapy for solid tumors: Bright future or dark reality.</a> Molecular Therapy. 28 (11), 2320-2339 (2020).</li>
<li>Vitanza, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locoregional+infusion+of+HER2-specific+CAR+T+cells+in+children+and+young+adults+with+recurrent+or+refractory+CNS+tumors%3A+an+interim+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Locoregional infusion of HER2-specific CAR T cells in children and young adults with recurrent or refractory CNS tumors: an interim analysis.</a> Nature Medicine. 27 (9), 1544-1552 (2021).</li>
<li>Majzner, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GD2-CAR+T+cell+therapy+for+H3K27M-mutated+diffuse+midline+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">GD2-CAR T cell therapy for H3K27M-mutated diffuse midline gliomas.</a> Nature. 603 (7903), 934-941 (2022).</li>
<li>Vitanza, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraventricular+B7-H3+CAR+T+cells+for+diffuse+intrinsic+pontine+glioma%3A+preliminary+first-in-human+bioactivity+and+safety%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Intraventricular B7-H3 CAR T cells for diffuse intrinsic pontine glioma: preliminary first-in-human bioactivity and safety.</a> Cancer Discovery. 13 (1), 114-131 (2023).</li>
<li>Theruvath, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locoregionally+administered+B7-H3-targeted+CAR+T+cells+for+treatment+of+atypical+teratoid%2Frhabdoid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Locoregionally administered B7-H3-targeted CAR T cells for treatment of atypical teratoid/rhabdoid tumors.</a> Nature Medicine. 26 (5), 712-719 (2020).</li>
<li>Donovan, L. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locoregional+delivery+of+CAR+T+cells+to+the+cerebrospinal+fluid+for+treatment+of+metastatic+medulloblastoma+and+ependymoma%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Locoregional delivery of CAR T cells to the cerebrospinal fluid for treatment of metastatic medulloblastoma and ependymoma.</a> Nature Medicine. 26 (5), 720-731 (2020).</li>
<li>Brown, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regression+of+glioblastoma+after+chimeric+antigen+receptor+T-Cell+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Regression of glioblastoma after chimeric antigen receptor T-Cell therapy.</a> The New England Journal of Medicine. 375 (26), 2561-2569 (2016).</li>
<li>Bourne, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+microdialysis%3A+30+years+as+a+tool+for+the+neuroscientist%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Pharmacology+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Intracerebral microdialysis: 30 years as a tool for the neuroscientist.</a> Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 30 (1-2), 16-24 (2003).</li>
<li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automatically+detecting+bregma+and+lambda+points+in+rodent+skull+anatomy+images%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Automatically detecting bregma and lambda points in rodent skull anatomy images.</a> PLoS One. 15 (12), 0244378(2020).</li>
<li>Foster, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+GPC2-directed+chimeric+antigen+receptors+using+mRNA+for+pediatric+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+for+Immunotherapy+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Development of GPC2-directed chimeric antigen receptors using mRNA for pediatric brain tumors.</a> Journal for Immunotherapy of Cancer. 10 (9), 004450(2022).</li>
<li>Akhavan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T+cells+for+brain+tumors%3A+Lessons+learned+and+road+ahead%5BTitle%5D)+AND+%22Immunological+Reviews%22%5BJournal%5D)">T cells for brain tumors: Lessons learned and road ahead.</a> Immunological Reviews. 290 (1), 60-84 (2019).</li>
</ol>

JBF posiada patent związany z immunoterapiami ukierunkowanymi na glipikan 2 (GPC2). Wszyscy pozostali autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Terapia komórkami CAR T zrewolucjonizowała leczenie nowotworów hematologicznych i wykazuje obiecującą wartość w leczeniu litych guzów mózgu 6,7,8. Protokół ten został opracowany, aby umożliwić przedkliniczną ocenę lokoregionalnego dostarczania komórek CAR T w leczeniu nowotworów OUN u dzieci. System kaniuli replikuje zbiornik Ommaya lub Rickhama, system cewnika dokomorowego stosowany obecnie w trwających badaniach klinicznych terapii komórkami CAR T w guzach OUNu dzieci 6,7,8, podkreślając znaczenie i potencjał translacyjny tych metod. System ten pozwala na wielokrotne dostarczanie limfocytów CAR T, które omijają barierę krew-mózg, podobnie jak metody stosowane w trwających badaniach klinicznych. Dostarczanie lokoregionalne może zapewnić maksymalną skuteczność w OUN9, a także może zmniejszyć ryzyko toksyczności ogólnoustrojowej związanej z transportem z krążenia15. Podczas gdy dostarczanie stereotaktyczne może zapewnić pojedynczą dawkę do OUN, zaletą tego systemu jest możliwość podania wielu powtarzanych dawek w określone miejsce w OUN bez konieczności przeprowadzania wielu operacji. Ograniczenia tej procedury obejmują stałe miejsce porodu bez możliwości zmiany lokalizacji lub dokonania regulacji po założeniu kaniuli oraz możliwość przemieszczenia kaniuli.
Krytycznym krokiem w tym protokole jest implantacja stałej kaniuli prowadzącej we współrzędnej D/V, która uwzględnia projekcję kaniul zabiegowych. Kaniula zabiegowa będzie wystawać poza końcówkę kaniuli prowadzącej, dlatego należy zadbać o to, aby umieszczenie spowodowało dostarczenie limfocytów CAR T do obszaru zainteresowania. Długości projekcji kaniuli zabiegowej można dostosować, a z doświadczenia autora wynika, że 0,5 mm to przydatna długość projekcji. Taka długość zapewnia, że terapeutyk nie pozostaje w kaniuli prowadzącej po dozowaniu, ale także nie wymaga znacznego dostosowania współrzędnych D/V kaniuli prowadzącej do obszaru zainteresowania. Dodatkowym ważnym krokiem w tym protokole jest czas, w którym kaniula lecznicza pozostaje na miejscu po infuzji komórek CAR T. Kaniulę leczniczą należy trzymać na miejscu przez co najmniej 1 minutę po zakończeniu infuzji, aby zapobiec przeciekom i utracie lokoregionalnego dostarczania terapii komórkami CAR T.
Rozwiązywanie problemów z tą metodą jest proste, a większość powikłań polega na trudnościach z wyjęciem atrapy kaniuli lub włożeniem kaniuli zabiegowej do stałej kaniuli prowadzącej, prawdopodobnie z powodu zaschniętej krwi po wewnętrznej stronie kaniuli prowadzącej. Można to łatwo rozwiązać, delikatnie przepuszczając atrapę kaniuli przez kaniulę prowadzącą, aż opór będzie mniejszy, a zanieczyszczenia zostaną usunięte. Żywica akrylowa może czasami odsuwać się od czaszki, powodując utratę systemu kaniuli. Z naszego doświadczenia wynika, że jest to na ogół ograniczone przez nacięcie czaszki skalpelem i umieszczenie dwóch. Ponadto z klatki usuwane są wszelkie przedmioty, które mogą przypadkowo przyłożyć siłę do kaniuli, gdy mysz się porusza, takie jak niektóre chatki do wzbogacania myszy z małymi otworami.
Podsumowując, opisano tutaj protokół wprowadzania systemu kaniuli w mysich modelach guzów OUN w celu wielokrotnego dostarczania komórek CAR T. Umieszczenie kaniuli można dostosować do wielu lokalizacji porodu w lokalizacjach lokalnych, testując skuteczność różnych miejsc porodu. Ponadto system ten może być stosowany w dodatkowych terapiach poza limfocytami CAR T do oceny skuteczności przy omijaniu bariery krew-mózg, a także może być przydatny do oceny terapii w mysich modelach zaburzeń nieonkologicznych.

Pomimo postępów w chemioterapii, radioterapii i chirurgii, nowotwory ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są najbardziej śmiertelnym nowotworem złośliwym w pediatrii1, podkreślając ważną potrzebę nowych metod z bardziej pomyślnymi wynikami. Dzięki znaczącym postępom w dziedzinie immunoterapii, podejścia adoptywnej terapii komórkowej (ACT) wykazały obiecujące wyniki w różnych nowotworach, zwłaszcza w nowotworach hematologicznych2. Terapia limfocytami T z chimerycznym receptorem antygenowym (CAR), specyficzny rodzaj ACT, wykorzystuje naturalną zdolność układu odpornościowego do rozpoznawania i zabijania szkodliwych komórek poprzez przekierowanie specyficzności limfocytów T w celu wytworzenia limfocytów T ukierunkowanych na nowotwór3. Terapia komórkami CAR T wykazała znaczny sukces w leczeniu białaczek i chłoniaków4, co czyni ją obiecującym podejściem immunoterapeutycznym i zachęca do badań nad guzami litymi. Jednak do tej pory terapia komórkami CAR T w guzach litych osiągnęła niewielki sukces kliniczny i stoi przed wieloma wyzwaniami, takimi jak nieefektywna penetracja guza, ograniczona liczba docelowych antygenów i supresyjne mikrośrodowisko guza5.
Ostatnie badania kliniczne rozpoczęły ocenę terapii komórkami CAR T w przypadku guzów OUN u dzieci, dostarczając dowodów na słuszność koncepcji i wczesne dowody aktywności limfocytów T we wstępnych raportach6,7,8. Podczas gdy większość początkowych danych przedklinicznych koncentrowała się na dożylnym podawaniu limfocytów CAR T, ostatnie dowody przedkliniczne sugerują wyższość dostarczania lokoregionalnego w klasie CNS<sup="xref">9,10, która została również z powodzeniem wykorzystana w kilku badaniach klinicznych6,7,8,11. Dotychczasowe badania przedkliniczne, w których uwzględniono lokoregionalne dostarczanie limfocytów CAR T do OUN, opierały się na pojedynczej wewnątrzczaszkowej dawce komórek CAR T dostarczanej stereotaktycznie9,10. Jednak badania kliniczne na ludziach wymagały wielokrotnych infuzji limfocytów CAR T w klasie CNS<sup="xref">6,7,8,11, podkreślając potrzebę oceny wielu powtarzających się infuzji w badaniach przedklinicznych. Celem tej procedury jest skuteczne przetestowanie seryjnych wlewów limfocytów CAR T za pomocą cewnika w ortotopowych mysich modelach guzów mózgu u dzieci. Zaletą tej techniki jest uniknięcie wielu zabiegów chirurgicznych w celu zapewnienia powtarzających się zabiegów wewnątrzośrodkowych układu nerwowego. Kaniule były głównie używane do mikrodializy, pobierania próbek neuroprzekaźników i dostarczania substancji neuroaktywnych w neurobiologii i badaniach behawioralnych u gryzoni12, z ograniczonymi doniesieniami o ich zastosowaniu do dostarczania leków przeciwnowotworowych. Opierając się na wcześniejszych doniesieniach, protokół ten wykorzystuje stereotaktycznie umieszczony system kaniuli na stałe do dostarczania komórek CAR T w mysich modelach ksenoprzeszczepów guzów OUN. Protokół może być wykorzystany do testowania dodatkowych terapii w mysich modelach zaburzeń neurologicznych lub neuroonkologicznych i może być pomocny w testowaniu nowych terapii, w których ominięcie bariery krew-mózg ma kluczowe znaczenie dla skuteczności.

<table><tbody><tr><td>Igły 18 G</td><td>BD 511097</td><td></td><td>1 1/2 cala metalowa piasta</td></tr><tr><td>Płyn z żywicy akrylowej</td><td>Lang Dental&nbsp;</td><td>B1323&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Żywica akrylowa w proszku</td><td>Lang Dental&nbsp;</td><td>B1323&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Chusteczki nasączone alkoholem</td><td>Wirówka do</td><td>326895</td><td></td>BD</tr><tr><td>5240</td><td>Eppendorf</td><td>5420000040</td><td>Wirówka&nbsp;</td></tr><tr><td>Waciki z końcówką bawełnianą</td><td>Puritan</td><td>826-WC</td><td>Szerokość rękojeści = 2.11 mm (0.083), Szerokość główki = 1.27 mm (0.050), Długość rączki = 147.62 mm (5.812), Długość całkowita = 152.4 mm (6), Długość głowicy = 12.7 mm (0.500)</td></tr><tr><td>Uchwyt wiertła&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>DH-1&nbsp;</td><td>Uchwyt do wierteł do D56-D70&nbsp;</td></tr><tr><td>Wiertło&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>D58&nbsp;</td><td>1,07 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Atrapa kaniuli&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>C315DCS-5/SPC&nbsp;</td><td>Konfiguracja: Mała czapka; &nbsp; Długość: Wytnij 5,00 mm poniżej cokołu; Projekcja: 0,50 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Śrubokręt z płaską końcówką&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>SD-80&nbsp;</td><td>Śrubokręt&nbsp;</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Fine Science Tools</td><td>11051-10</td><td>Kleszcze</td></tr><tr><td>Prowadnica kaniuli&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>C315GS-5/SPC&nbsp;</td><td>Konfiguracja: wysokość cokołu 5,00 mm; Długość: Cięcie 5,00 mm poniżej postumentu&nbsp;</td></tr><tr><td>Hemostatyczne granulki bawełniane z racemiczną epinefryną&nbsp;</td><td>Pascal&nbsp;</td><td>1151602&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>MOXI Z Mini automatyczny licznik komórek Zestaw&nbsp;</td><td>Moxi</td><td>MXZ001</td><td>Licznik ogniw</td></tr><tr><td>NOD&nbsp; scid&nbsp; myszy gamma (NSG)</td><td>Jackson Laboratory</td><td>5557</td> 6 <td>do 12-tygodniowych samców i samic</td></tr><tr><td>Pipet Pasteura</td><td>VWR</td><td>14673-043</td><td></td></tr><tr><td>Rurki PKG&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>C313CT&nbsp;</td><td>Średnica: 0,58 mm x 1,27 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Płytka porcelanowa 12-dołkowa</td><td>Flinn Scientific</td><td>AP6064&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Powidon jod</td><td>Medline</td><td>MDS093943</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>World Precision Instrument</td><td>50-822-457</td><td>Jednorazowy skalpel, nr 10, sterylny, 10/pudełko, plastikowy uchwyt ze linijki 6"</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>0-80 X 3/32&nbsp;</td><td>2,4 mm&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Ramka stereotaktyczna&nbsp;</td><td>David Kopf Instrumenty&nbsp;</td><td>940&nbsp;</td><td>Model 940 Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt z cyfrowym wyświetlaczem Konsola&nbsp;</td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki studenckie</td><td>Fine Science Tools</td><td>91460-12</td><td>Nożyczki</td></tr><tr><td>Kaniula zabiegowa&nbsp;</td><td>Technologie P1&nbsp;</td><td>C315IS-5/SPC&nbsp;</td><td>33GA; &nbsp; Konfiguracja: Standardowa wewnętrzna; Długość: Wytnij 5,00 mm poniżej cokołu; Projekcja: 0,50 mm&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Strzykawki zabiegowe&nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>87908</td><td>5 & mikro; L, Strzykawka specjalna (SN) z igłą cementowaną model 75, 75SN/22/0.5"/PT3&nbsp;</td></tr><tr><td>Vactrap XL&nbsp;</td><td>System próżniowy Foxx Life Sciences</td><td>305-4401-FLS</td><td></td></tr></tbody></table>

implantacja kaniuli wewnątrzczaszkowej do seryjnych infuzji limfocytów t lokoregionalnego receptora chimerycznego antygenu (car) u myszy

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice

Guzy OUN u dzieci są odpowiedzialne za większość zgonów związanych z rakiem u dzieci i mają złe rokowania, pomimo postępów w chemioterapii i radioterapii. Ponieważ wiele nowotworów nie ma skutecznych metod leczenia, istnieje pilna potrzeba opracowania bardziej obiecujących opcji terapeutycznych, takich jak immunoterapie; szczególnie interesujące jest zastosowanie terapii limfocytami T z chimerycznym receptorem antygenowym (CAR) skierowanej przeciwko nowotworom OUN. Cele powierzchniowe komórek, takie jak B7-H3, IL13RA2 i disialogangliozyd GD2, ulegają silnej ekspresji na powierzchni kilku guzów OUN u dzieci i dorosłych, co stwarza możliwość zastosowania terapii komórkami CAR T przeciwko tym i innym celom powierzchniowym. Aby ocenić powtarzające się lokoregionalne dostarczanie limfocytów CAR T w przedklinicznych modelach mysich, stworzono system cewników na stałe, który podsumowuje cewniki stosowane obecnie w badaniach klinicznych na ludziach. W przeciwieństwie do podawania stereotaktycznego, system cewnika na stałe pozwala na wielokrotne dawkowanie bez konieczności przeprowadzania wielu operacji. Protokół ten opisuje umieszczenie wewnątrz guza stałej kaniuli prowadzącej, która została wykorzystana do skutecznego testowania seryjnych wlewów komórek CAR T w ortotopowych mysich modelach guzów mózgu u dzieci. Po ortotopowym wstrzyknięciu i wszczepieniu komórek nowotworowych u myszy, doguzowe umieszczenie stałej kaniuli prowadzącej jest zakończone na aparacie stereotaktycznym i zabezpieczone i żywicą akrylową. Kaniule zabiegowe są następnie wprowadzane przez stałą kaniulę prowadzącą w celu wielokrotnego dostarczania limfocytów CAR T. Stereotaktyczne umieszczenie kaniuli prowadzącej można dostosować tak, aby dostarczało limfocyty CAR T bezpośrednio do komory bocznej lub innych miejsc w mózgu. Platforma ta oferuje niezawodny mechanizm badań przedklinicznych powtarzających się infuzji wewnątrzczaszkowych limfocytów CAR T i innych nowatorskich metod leczenia tych wyniszczających nowotworów dziecięcych.

Pomyślna implantacja kaniuli do OUN myszy 
Myszy z prawidłowo wykonaną kaniulacją mają stabilnie osadzoną kaniulę prowadzącą, która nie utrudnia codziennej aktywności (Rycina 2A) oraz pozwala na łatwe wprowadzenie kaniuli terapeutycznej i podawanie cieczy bez oporu (Rycina 2B). Według naszych doświadczeń większość kaniul pozostaje na miejscu przez ponad 4 tygodnie, choć w 0-25% przypadków mogą one z czasem zostać przesunięte. Weryfikację prawidłowego umiejscowienia można potwierdzić, wstrzykując do kaniuli barwnik błękit Evansa. Na przykład kaniula wprowadzona do komory bocznej wykazuje obecność błękitu Evansa w całym układzie komorowym w miarę przemieszczania się barwnika w płynie mózgowo-rdzeniowym, co potwierdza prawidłowe umiejscowienie (Rycina 2C). W przypadku kaniul wprowadzonych do guza błękit Evansa jest widoczny w miejscu implantacji guza.
Skuteczne dostarczanie komórek CAR-T do OUN w celu leczenia guzów ksenoprzeszczepowych. 
Skuteczność systemu kaniuli wewnątrzczaszkowej oraz efekt terapeutyczny komórek CAR-T w modelach mysich można mierzyć za pomocą różnych mechanizmów, w tym obrazowania bioluminescencyjnego oraz całkowitego przeżycia. Komórki CAR-T skierowane przeciwko GPC2 przetestowano w modelach mysiego medulloblastoma oraz rozlanego glejaka linii środkowej, odpowiednio 7316-4509 i 7316-3058, stosując wielokrotne dawkowanie komórek CAR-T poprzez opisany system kaniuli wewnątrzczaszkowej14. Ortotopowe umiejscowienie i przyjęcie się guza potwierdzono obrazowaniem bioluminescencyjnym, a kaniule wprowadzono do łoża guza, korzystając z tych samych współrzędnych, co przy ortotopowym umiejscowieniu guza. Leczenie polegało na infuzjach komórek GPC2 CAR-T raz lub dwa razy w tygodniu przez 2-4 tygodnie, co łącznie stanowiło od czterech do sześciu dawek. Po zastosowaniu terapii, leczenie komórkami CAR-T skierowanymi przeciwko GPC2 wywołało znaczną regresję guza w modelu medulloblastoma 7316-4509 (p &lt; 0,01) (Rycina 3A) oraz znacząco przedłużyło przeżycie w przypadku rozlanego glejaka linii środkowej w obrębie wzgórza 7316-3058 (p &lt; 0,05) (Rycina 3B)14.
<img alt="System implantów śrubowych, prowadnica z końcówkami 0,5 mm i 2 mm, przedstawiona na schemacie porównawczym do pomiaru." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64886/64886fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Kanula prowadząca z atrakiem projekcyjnym i kanulami terapeutycznymi. (A) Kanula prowadząca z zamontowanymi atrakaami projekcyjnymi o wysunięciu 0,5 mm i 2 mm. (B) Kanula prowadząca z zamontowanymi kanulami terapeutycznymi o wysunięciu 0,5 mm i 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64886/64886fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna u myszy w celu przygotowania okna czaszkowego; układ eksperymentalny dla badań neuroobrazowania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64886/64886fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: System podawania przez kaniulę terapeutyczną dla wielokrotnych dawek komórek CAR T. (A) Kaniula wszczepiona w czaszkę myszy z założoną zatyczką, gdy nie jest używana. (B) Infuzja komórek CAR T do guza mostu via kaniuli terapeutycznej podczas znieczulenia myszy. (C) Weryfikacja umiejscowienia kaniuli w komorze bocznej z użyciem barwnika błękitu Evansa. Barwnik wprowadzono przez kaniulę, po czym przeprowadzono eutanazję i wycięcie mózgu, wykazując obecność barwnika w całym układzie komorowym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64886/64886fig02large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres promieniowania w funkcji dni oraz wykres prawdopodobieństwa przeżycia wykazujący skuteczność leczenia w badaniu eksperymentalnym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64886/64886fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Komórki CAR T skierowane przeciwko GPC2 pośredniczą w odpowiedziach przeciwnowotworowych i przedłużają przeżycie w dziecięcych guzach mózgu in vivo. (A) Ilościowe oznaczenie bioluminescencji ortotopowego ksenoprzeszczepu medulloblastoma grupy 4 7316-4509 leczonego komórkami mRNA CAR T skierowanymi przeciwko GPC2 lub CD19. Dawki są zaznaczone strzałkami na wykresie. Dane przedstawiono jako średnia z SD, n = 9-11 myszy w grupie. (B) Przeżycie całkowite myszy z implantowanym ksenoprzeszczepem DMG wzgórza 7316-3058 leczonych sześcioma powtórzonymi dawkami 2 x 106 komórek CAR T. Dawki są zaznaczone strzałkami na wykresie. n = 7 myszy w grupie. **p &lt; 0.01; *p &lt; 0.05; ns = brak istotności statystycznej. Rycina została powielona za zgodą Foster i wsp.14. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64886/64886fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Guzy ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są główną przyczyną zgonów związanych z rakiem u dzieci, a lokoregionalne terapie immunologiczne są coraz częściej testowane dla pacjentów w badaniach klinicznych. Protokół ten opisuje metody lokoregionalnej implantacji kaniuli u myszy w celu przedklinicznej oceny infuzji immunoterapeutycznych ukierunkowanych na guzy OUN.

Implantacja kaniuli wewnątrzczaszkowej do seryjnych infuzji limfocytów T lokoregionalnego receptora chimerycznego antygenu (CAR) u myszy

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy ...

Protokół ten replikuje system cewnika dokomorowego stosowany w trwających badaniach klinicznych w celu przetestowania lokalnego regionalnego dostarczania terapii limfocytami T CAR skierowanej przeciwko nowotworom ośrodkowego układu nerwowego. Główną zaletą tej techniki jest możliwość podania wielu powtarzanych dawek lokalnej terapii regionalnymi komórkami T CAR bez wykonywania wielu inwazyjnych zabiegów chirurgicznych. System ten może być wykorzystany do badania różnych środków terapeutycznych w różnych miejscach porodu, a tym samym może zapewnić wgląd w niezliczone obszary badawcze w neurobiologii.Na początek połóż znieczuloną mysz z ogoloną głową na stole operacyjnym i delikatnie otwórz dolną część ramienia stereotaktycznego za pomocą szpatułki. Włóż kaniulę za pomocą kleszczyków i zabezpiecz ją, dokręcając na ramieniu, aż połowa do dwóch trzecich białej plastikowej części i pięć milimetrów kaniuli będą wystawać z dna otworu. Włóż i zabezpiecz górne zęby myszy w belce zgryzowej aparatu stereotaktycznego.Pociągnij stożek nosowy do przodu i dokręć go, upewniając się, że mysz wdycha izofluran. Następnie zamontuj mysz na rozgrzanym aparacie stereotaktycznym za pomocą nauszników lub nauszników, unikając nadmiernego nacisku. Zdezynfekuj miejsce operacji i wykonaj cięcie równoległe do czaszki, jak opisano w rękopisie.Użyj wacików z bawełnianą końcówką, aby odepchnąć powięź. Zidentyfikuj punkty orientacyjne, bregmę i lambdę na czaszce odpowiadające przednim i tylnym znakom, w których spotykają się płytki czaszkowe. Aby stworzyć powierzchnię do mocowania akrylu, delikatnie wykonaj kilka nacięć w poprzek czaszki za pomocą skalpela.Za pomocą ramienia stereotaktycznego zlokalizuj kaniulę w interesującym Cię punkcie orientacyjnym. Podnieś końcówkę kaniuli o jeden do dwóch milimetrów ponad powierzchnię czaszki i przejdź do żądanych współrzędnych. Używając igły o rozmiarze 18 lub wiertarki chirurgicznej, wykonaj dwa otwory na w odsłoniętej czaszce z dala od miejsca, w którym wchodzi kaniula, zapewniając wystarczająco dużo miejsca na kaniulę.Przekręć wiertło przez otwór na, aż przymocuje się do czaszki. Za pomocą śrubokręta z płaską końcówką włóż i dokręć dwie w otworach. Następnie delikatnie pociągnij do góry, aby upewnić się, że jest dobrze dokręcona.Aby wprowadzić kaniulę, utwórz otwór w czaszce w określonych współrzędnych za pomocą igły o rozmiarze 18 lub wiertła chirurgicznego. Za pomocą ramienia stereotaktycznego opuść kaniulę do żądanej współrzędnej DV. Mając około 0,3 grama żywicy akrylowej w proszku i 10 do 15 kropli płynu na porcelanowej 12-dołkowej płytce, załaduj przygotowany lepki biały materiał do jednomililitrowej strzykawki.Pokryj czaszkę i wypełnij przestrzenie wokół kaniuli i przykręć. Poluzuj na ramieniu stereotaktycznym, gdy cement jest elastyczny. Delikatnie użyj szpatułki, aby zwolnić kaniulę z uchwytu w dolnym otworze i schuj ramię stereotaktyczne z dala od myszy.Po wyschnięciu cementu włóż atrapę kaniuli do kaniuli prowadzącej i obróć zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aby ją mocno zabezpieczyć. Po zakończeniu procedury umieść mysz z powrotem w ogrzanej klatce domowej w celu odzyskania sprawności. Aby przygotować kaniulę zabiegową, należy włożyć jej górną część do rurki PKG.Następnie napełnij strzykawkę leczniczą zawiesiną limfocytów T CAR i wprowadź ją przez drugi koniec rurki PKG, zakrywając górną część kaniuli zabiegowej. Po znieczuleniu myszy przymocuj kaniulę prowadzącą do podstawy za pomocą kleszczy. Odkręć i wyjmij atrapę kaniuli, umożliwiając dostęp do kaniuli prowadzącej.Podawaj limfocyty T CAR przez jedną minutę i przytrzymaj kaniulę leczniczą na miejscu przez dodatkową minutę. Po wyjęciu kaniuli zabiegowej należy mocno przykręcić atrapę kaniuli. Następnie podawaj meloksykam podskórnie w celu kontroli bólu.Terapia limfocytami T CAR ukierunkowana na GPC2 spowodowała znaczną regresję guza w rdzeniaku zarodkowym i znacznie wydłużyła przeżycie w modelu rozlanego glejaka w linii środkowej wzgórza. Podczas wprowadzania kaniuli prowadzącej do miejsca wewnątrznowotworowego ważne jest, aby zrozumieć, że współrzędne grzbietowo-brzuszne mogą być bardziej powierzchowne niż wstrzyknięcie guza, aby uwzględnić długość projekcji manekina i kaniuli terapeutycznej.

intracranial-cannula-implantation-for-serial-locoregional-chimeric

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Niniejszy protokół opisuje izolację i dysocjację tkanki medulloblastoma myszy oraz późniejsze alloprzeszczepienie komórek nowotworowych do myszy biorców z niedoborem odporności w celu zainicjowania wtórnego medulloblastoma.

Wewnątrzczaszkowe ortotopowe przeszczepianie allogeniczne komórek medulloblastoma u myszy z niedoborem odporności

Ten film przedstawia procedurę implantacji kaniuli wewnątrzczaszkowej w mysim modelu guza mózgu, w celu ułatwienia podania środka immunoterapeutycznego. Dostarczenie limfocytów T receptora antygenu chimerycznego specyficznych dla glipikan-2 w mikrośrodowisku guza wyzwala aktywację limfocytów T, powodując lizę guza i regresję guza.

Wewnątrzczaszkowa implantacja kanularna u myszy w celu dostarczenia środków terapeutycznych do guzów mózgu

Źródło: Lim, M., et al. Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej. J. Vis. Exp. (2022)W tym filmie znieczulona mysz przechodzi zabieg chirurgiczny, w którym komórki rakowe są wstrzykiwane do wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), aby ułatwić celowe dostarczanie do mózgu. Procedura polega na precyzyjnym zszywaniu i manipulowaniu tętnicami szyjnymi w celu skierowania wstrzykniętych komórek w kierunku tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), co z...

Modelowanie przerzutów guza mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Opisujemy nowatorską technikę obrazowania in vivo, która łączy fluorescencyjne chimeryczne myszy z oknami wewnątrzczaszkowymi i mikroskopią 2-fotonową o wysokiej rozdzielczości. Ta platforma obrazowania wspomaga badania dynamicznych zmian w tkance mózgowej i mikrokrążeniu na poziomie pojedynczej komórki, po patologicznych urazach i jest przystosowana do oceny wewnątrzczaszkowego dostarczania i dystrybucji leków.

Nowatorska technika obrazowania in vivo o wysokiej rozdzielczości do badania dynamicznej odpowiedzi struktur wewnątrzczaszkowych na wzrost guza i terapie

Limfodepletywne i immunomodulacyjne efekty standardu leczenia chemioterapią i radioterapią mogą być wykorzystane do zwiększenia skuteczności przeciwnowotworowej immunoterapii limfocytami T. Przedstawiamy metodę generowania limfocytów T receptora antygenu chimerycznego (CAR) specyficznych dla EGFRvIII i podawania ich w kontekście standardowej opieki nad glejakiem.

Wytwarzanie limfocytów CAR T do terapii adoptywnej w kontekście standardu opieki nad glejakiem

Przerzuty do mózgu stały się pilną, niezaspokojoną potrzebą medyczną, ponieważ częstość ich występowania wzrosła, podczas gdy opcje terapeutyczne pozostały paliatywne. Tworzenie eksperymentalnych modeli zwierzęcych przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek nowotworowych do tętnicy szyjnej ułatwia badania mechanistyczne biologii choroby i ocenę nowych schematów interwencji.

Wstrzyknięcie komórek raka tętnicy szyjnej w celu wytworzenia mysich modeli przerzutów do mózgu

Tutaj prezentujemy protokół przygotowania i stereotaktycznego podawania allogenicznych ludzkich limfocytów u myszy z niedoborem odporności z ortotopowymi ludzkimi pierwotnymi guzami mózgu. Badanie to dostarcza dowodów na słuszność koncepcji zarówno wykonalności, jak i skuteczności przeciwnowotworowej immunoterapii komórkowych dostarczanych do mózgu.

Stereotaktyczny transfer adoptywny cytotoksycznych komórek odpornościowych w mysich modelach ortotopowego ludzkiego glejaka wielopostaciowego ksenoprzeszczepów

Ten protokół usprawnia produkcję wektorów retrowirusowych i transdukcję mysich limfocytów T, ułatwiając efektywne wytwarzanie mysich komórek CAR-T.

Wydajne wytwarzanie mysich chimerycznych receptorów antygenowych (CAR)-T

Naprawa tętnicy wewnątrzszyjnej w modelu mysim po wstrzyknięciu przywraca przepływ krwi do tętnicy bez negatywnego wpływu na dystrybucję wstrzykniętego materiału. Naprawa miejsca wstrzyknięcia ułatwia kolejne wstrzyknięcia przez tę samą tętnicę i zapobiega niedokrwieniu mózgu u szczepów myszy, które nie mają pełnego koła Willisa.

Ułatwienie powtórnych iniekcji do tętnicy szyjnej w modelach mysich za pomocą nowatorskiej techniki naprawy miejsca wstrzyknięcia

Celem tego protokołu jest dostarczenie badaczom wysoce powtarzalnej techniki implantacji czaszkowych.

Steryotatyczna wewnątrzczaszkowa implantacja linii komórek xenotransplantatu pochodzenia pacjenckiego z glioblastomu u myszy

Poznaj metodę implantacji kaniuli wewnątrzczaszkowej u myszy do seryjnych infuzji limfocytów T CAR w terapii nowotworów OUN. Technika umożliwia wielokrotne dawkowanie bez inwazyjnych zabiegów chirurgicznych.

Implantacja kaniuli wewnątrzczaszkowej do seryjnych infuzji limfocytów T lokoregionalnego receptora chimerycznego antygenu (CAR) u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Implantacja kaniuli wewnątrzczaszkowej do seryjnych infuzji limfocytów T lokoregionalnego receptora chimerycznego antygenu (CAR) u myszy

Przeglądaj więcej filmów