Name: Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-24T13:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Poznaj rozszerzoną hepatektomię 78% w mysim modelu do badania regeneracji wątroby i małego przeszczepu. Metoda pozwala ocenić terapie genowe A20 poprawiające przeżycie pooperacyjne w transplantologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty NIH R01 DK063275 i HL086741 dla CF. PB i TA są odbiorcami stypendium NRSA z grantu szkoleniowego NHLBI T32 HL007734.

Metody opisane w tym protokole procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Beth Israel Deaconess Medical Center (BIDMC). Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi IACUC i ośrodka badawczego BIDMC.
1. Przygotowanie przedoperacyjne myszy
<ol>
	<li>Ogol brzuch myszy od połowy mostka do okolicy nadłonowej za pomocą maszynki do strzyżenia.</li>
	<li>Wywołaj znieczulenie ogólne za pomocą 1-4% izofluranu w 100% tlenu. Po znieczuleniu połóż mysz na wznak na polu operacyjnym z poduszką grzewczą pod spodem. Przed wykonaniem nacięcia mocno ściśnij palec u nogi, aby upewnić się, że nie ma odruchu pedałowania (jeśli jest obecny, zwierzę zareaguje). Dostosuj poziom znieczulenia zgodnie z potrzebami, aby osiągnąć stan znieczulenia ogólnego. 
	UWAGA: Miareczkowanie izofluranu należy stosować w razie potrzeby, aby utrzymać odpowiednie znieczulenie ogólne.</li>
	<li>Podawać 1,2 mg/kg buprenorfiny o przedłużonym uwalnianiu (ER) podskórnie w celu znieczulenia pooperacyjnego. Ułóż mysz na wznak z wyprostowanymi kończynami przednimi i tylnymi i zabezpiecz kończyny taśmą; Następnie przygotuj sterylne pole do zabiegu. 
	UWAGA: Upewnij się, że kończyny przednie są rozluźnione, gdy są zabezpieczone, aby oddychanie nie było utrudnione.</li>
	<li>Przygotuj jamę brzuszną za pomocą ciepłych sterylnych wacików z solą fizjologiczną i betadyną, naprzemiennie 3 razy między każdym wacikiem. Ułóż brzuch w sterylny sposób.</li>
</ol>
2. Hepatektomia
<ol>
	<li>Wykonaj pionowe nacięcie laparotomii w linii środkowej przez skórę od wyrostka mieczykowatego do okolicy nadłonowej za pomocą skalpela. Następnie naciąć linię białą ostrymi nożyczkami, aby wejść do jamy otrzewnej i przedłużyć to nacięcie na długość nacięcia skóry. 
	UWAGA: Bezpieczniej jest najpierw naciąć linea alba w obszarze podmieczykowatym, gdzie wątroba znajduje się głęboko w ścianie brzucha, aby uniknąć uszkodzenia leżącego poniżej jelita.</li>
	<li>Cofnąć ścianę brzucha na boki za pomocą odpowiednich zwijaczy, a następnie zacisnąć wyrostek mieczykowaty hemostatem i cofnąć mostek wyżej, aby odsłonić wątrobę.</li>
	<li>Cofnij wątrobę niżej, aby odsłonić więzadło pospolite, a następnie przeciąć więzadło wzdłuż wątroby za pomocą ostrych nożyczek. Cofnij wątrobę wyżej w kierunku klatki piersiowej, aby odsłonić więzadło wątrobowo-żołądkowe i więzadła wewnątrzwątrobowe płata i przeciąć te struktury za pomocą ostrych mikronożyczek. 
	UWAGA: Retrakcja powinna być wykonywana bardzo delikatnie za pomocą wilgotnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, ponieważ wątroba, otoczona kapsułką Glissona, jest bardzo delikatna i łatwa do posiniaczenia i skaleczenia.</li>
	<li>Cofnij płat środkowy wyżej, utrzymując lewy płat w pierwotnej pozycji anatomicznej. Owiń jedwabny szew 5-0 wokół górno-środkowej części LL. Odbij LL wyżej w kierunku klatki piersiowej, aby odsłonić dolną powierzchnię płata, zbliż końce szwu u podstawy płata i zawiąż szew u podstawy. Upewnij się, że szew nie utrudnia przepływu krwi w żyle głównej dolnej (IVC) lub żyle wrotnej przed zawiązaniem szwu w celu podwiązania LL. 
	UWAGA: Najlepiej jest zawiązać ten szew, gdy LL odbija się wyżej w kierunku klatki piersiowej, tak aby triada wrotna była dobrze odsłonięta podczas podwiązania. Ułatwia to resekcję płata w pobliżu podstawy bez naruszania sąsiednich struktur.</li>
	<li>Wytnij LL tuż dystalnie do opaski szwu za pomocą ostrych nożyczek i upewnij się, że mały mankiet tkanki (~ 2 mm) oddziela szew od krawędzi wyciętego płata. Potwierdź hemostazę.</li>
	<li>Odbić płat środkowy wyżej w kierunku klatki piersiowej, umieścić jedwabny szew 5-0 wokół podstawy ML i przywrócić ML do pierwotnej pozycji anatomicznej. Przybliż końce szwów nad podstawą górnej części ML i upewnij się, że zawiąż je u podstawy płata. Wyciąć podwiązany ML, pozostawiając mały mankiet z resztkami tkanki wokół opaski szwowej. Potwierdź hemostazę.</li>
	<li>Zmobilizuj wątrobę od prawej do lewej, aby odsłonić prawy górny i dolny płat i ostrożnie odzwierciedlić te płaty przyśrodkowo i dolnie. Owiń szew 5-0 na górno-przyśrodkowym aspekcie RUL, aby upewnić się, że szew otacza podstawę RUL, a następnie odbija RUL w kierunku klatki piersiowej. Owiń szew pod RUL i zawiąż końce blisko jego podstawy, a następnie wyciąć go, pozostawiając mały mankiet z resztkami tkanki wokół opaski do szwów. 
	UWAGA: Wiązanie zbyt proksymalnie u podstawy RUL może upośledzać dopływ krwi do RLL, co może skutkować niedokrwieniem RLL i śmiercią myszy w ciągu 24 godzin po operacji. W przeciwieństwie do tego, wiązanie zbyt dystalnie od podstawy RUL zmniejsza ilość wyciętej masy wątroby, zwiększając w ten sposób wskaźniki przeżycia pooperacyjnego ponad to, czego się oczekuje.</li>
	<li>Przywróć pozostałą wątrobę do spoczynkowej pozycji anatomicznej i zapewnij hemostazę. W razie potrzeby należy uciskać gazą miejsca niewielkiego krwawienia na wyciętych brzegach wątroby.</li>
	<li>Zamknij ścianę brzucha w linii środkowej (warstwy powięzi i mięśni) za pomocą nici poliglaktynowej 5-0 w nieprzerwany sposób. Zamknij nacięcie skóry zszywkami lub szwami monofilamentowymi 5-0.</li>
	<li>Przerwij znieczulenie i monitoruj mysz, aż odzyska przytomność i będzie mogła normalnie się poruszać.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Obserwuj mysz po operacji, aby zapewnić odpowiednią regenerację (tj. mysz jest przytomna, czujna i porusza się w klatce) i kontrolę bólu. Badaj mysz co 2 godziny do 6 godzin po zabiegu, a następnie codziennie. 
	UWAGA: Oczekuje się, że po operacji mysz będzie poruszać się wolniej w klatce. Mysz powinna dojść do siebie w odizolowanej klatce od innych myszy i wrócić do towarzystwa innych myszy dopiero wtedy, gdy jest w pełni wyleczona.</li>
	<li>Podawać podgrzane normalne zastrzyki z soli fizjologicznej (0,1-1,0 ml, podskórnie lub dootrzewnowo), jeśli mysz stanie się hipowolemiczna z powodu niewyczuwalnego płynu lub nadmiernej utraty krwi po operacji.</li>
</ol>

Mouse Extended Hepatectomy Model for Liver Regeneration Studies

<ol><li>Martins, P. N., Theruvath, T. P., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+partial+hepatectomies%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Rodent models of partial hepatectomies.</a> Liver Int. 28 (1), 3-11 (2008).</li>
<li>Higgins, G., Anderson, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+pathology+of+the+liver+I.+Restoration+of+the+liver+of+the+white+rat+following+partial+surgical+removal%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Pathol%22%5BJournal%5D)">Experimental pathology of the liver I. Restoration of the liver of the white rat following partial surgical removal.</a> Arch Pathol. 12, 186-202 (1931).</li>
<li>Koniaris, L. G., McKillop, I. H., Schwartz, S. I., Zimmers, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Surg%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration.</a> J Am Coll Surg. 197 (4), 634-659 (2003).</li>
<li>Fausto, N., Campbell, J. S., Riehle, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration.</a> Hepatology. 43 (2), S45-S53 (2006).</li>
<li>Inderbitzin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+provides+accurate+and+precise+volume+determination+of+the+regenerating+mouse+liver%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gastrointest+Surg%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging provides accurate and precise volume determination of the regenerating mouse liver.</a> J Gastrointest Surg. 8 (7), 806-811 (2004).</li>
<li>Clavien, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+critical+for+liver+surgery+and+partial+liver+transplantation%3A+size+or+quality%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">What is critical for liver surgery and partial liver transplantation: size or quality.</a> Hepatology. 52 (2), 715-729 (2010).</li>
<li>Dahm, F., Georgiev, P., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small-for-size+syndrome+after+partial+liver+transplantation%3A+definition%2C+mechanisms+of+disease+and+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Small-for-size syndrome after partial liver transplantation: definition, mechanisms of disease and clinical implications.</a> Am J Transplant. 5 (11), 2605-2610 (2005).</li>
<li>Hori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+and+reproducible+hepatectomy+in+the+mouse+using+the+clip+technique%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Simple and reproducible hepatectomy in the mouse using the clip technique.</a> World J Gastroenterol. 18 (22), 2767-2774 (2012).</li>
<li>Kamali, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+liver+resection+in+mice%3A+state+of+the+art+and+pitfalls-a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">Extended liver resection in mice: state of the art and pitfalls-a systematic review.</a> Eur J Med Res. 26 (1), 6(2021).</li>
<li>Mitchell, C., Willenbring, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reproducible+and+well-tolerated+method+for+2%2F3+partial+hepatectomy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice.</a> Nat Protoc. 3 (7), 1167-1170 (2008).</li>
<li>Borowiak, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Met+provides+essential+signals+for+liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Met provides essential signals for liver regeneration.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (29), 10608-10613 (2004).</li>
<li>Boyce, S., Harrison, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+detailed+methodology+of+partial+hepatectomy+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">A detailed methodology of partial hepatectomy in the mouse.</a> Lab Anim (NY). 37 (11), 529-532 (2008).</li>
<li>Greene, A. K., Puder, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+hepatectomy+in+the+mouse%3A+technique+and+perioperative+management%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Partial hepatectomy in the mouse: technique and perioperative management.</a> J Invest Surg. 16 (2), 99-102 (2003).</li>
<li>Mitchell, C., Willenbring, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erratum%3A+A+reproducible+and+well-tolerated+method+for+2%2F3+partial+hepatectomy+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Erratum: A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice.</a> Nat Protoc. 9 (6), 1532(2014).</li>
<li>Studer, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significant+lethality+following+liver+resection+in+A20+heterozygous+knockout+mice+uncovers+a+key+role+for+A20+in+liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+Differ%22%5BJournal%5D)">Significant lethality following liver resection in A20 heterozygous knockout mice uncovers a key role for A20 in liver regeneration.</a> Cell Death Differ. 22 (12), 2068-2077 (2015).</li>
<li>Longo, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A20+protects+mice+from+lethal+radical+hepatectomy+by+promoting+hepatocyte+proliferation+via+a+p21waf1-dependent+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">A20 protects mice from lethal radical hepatectomy by promoting hepatocyte proliferation via a p21waf1-dependent mechanism.</a> Hepatology. 42 (1), 156-164 (2005).</li>
<li>Michalopoulos, G. K., DeFrances, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration.</a> Science. 276 (5309), 60-66 (1997).</li>
<li>Diehl, A. M., Rai, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration.+3.+Regulation+of+signal+transduction+during+liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration. 3. Regulation of signal transduction during liver regeneration.</a> FASEB J. 10 (2), 215-227 (1996).</li>
<li>Diehl, L., Morse, M. A comparison of selected organ weights and clinical pathology parameters in male and female CD-1 and CByB6F1 hybrid mice 12-14 weeks in age. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf">https://www.criver.com/sites/default/files/resources/doc_a/AComparisonofSelectedOrganWeightsandClinicalPathologyParametersinMaleandFemaleCD-1andCByB6F1HybridMice12-14WeeksinAge.pdf</a> (2023).</li>
<li>CD-1® IGS mouse. Charles River Laboratories. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611">https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-1r-igs-mouse?region=3611</a> (2023).</li>
<li>C57BL/6J mouse organ weight. The Jackson Laboratory. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx">https://www.jax.org/de/-/media/jaxweb/files/jax-mice-and-services/b6j-data-summary.xlsx</a> (2023).</li>
<li>Inderbitzin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+capacity+of+individual+liver+lobes+in+the+microsurgical+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Regenerative capacity of individual liver lobes in the microsurgical mouse model.</a> Microsurgery. 26 (6), 465-469 (2006).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L-carnitine+promotes+liver+regeneration+after+hepatectomy+by+enhancing+lipid+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22J+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">L-carnitine promotes liver regeneration after hepatectomy by enhancing lipid metabolism.</a> J Transl Med. 21 (1), 487(2023).</li>
<li>Linecker, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Omega-3+fatty+acids+protect+fatty+and+lean+mouse+livers+after+major+hepatectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Omega-3 fatty acids protect fatty and lean mouse livers after major hepatectomy.</a> Ann Surg. 266 (2), 324-332 (2017).</li>
<li>Haber, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+levels+of+glucose-6-phosphatase+gene+and+protein+expression+reflect+an+adaptive+response+in+proliferating+liver+and+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">High levels of glucose-6-phosphatase gene and protein expression reflect an adaptive response in proliferating liver and diabetes.</a> J Clin Invest. 95 (2), 832-841 (1995).</li>
<li>Rickenbacher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arguments+against+toxic+effects+of+chemotherapy+on+liver+injury+and+regeneration+in+an+experimental+model+of+partial+hepatectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Arguments against toxic effects of chemotherapy on liver injury and regeneration in an experimental model of partial hepatectomy.</a> Liver Int. 31 (3), 313-321 (2011).</li>
<li>Aravinthan, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+preexisting+and+post-transplant+diabetes+mellitus+on+outcomes+following+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">The impact of preexisting and post-transplant diabetes mellitus on outcomes following liver transplantation.</a> Transplantation. 103 (12), 2523-2530 (2019).</li>
<li>Gonzalez, H. D., Liu, Z. W., Cashman, S., Fusai, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+for+size+syndrome+following+living+donor+and+split+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Gastrointest+Surg%22%5BJournal%5D)">Small for size syndrome following living donor and split liver transplantation.</a> World J Gastrointest Surg. 2 (12), 389-394 (2010).</li>
<li>Mahmud, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+prediction+models+for+post-operative+mortality+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Risk prediction models for post-operative mortality in patients with cirrhosis.</a> Hepatology. 73 (1), 204-218 (2021).</li>
<li>Kooby, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+steatosis+on+perioperative+outcome+following+hepatic+resection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gastrointest+Surg%22%5BJournal%5D)">Impact of steatosis on perioperative outcome following hepatic resection.</a> J Gastrointest Surg. 7 (8), 1034-1044 (2003).</li>
<li>Ma, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mesenchymal-epithelial+transition+factor-agonistic+antibody+accelerates+cirrhotic+liver+regeneration+and+improves+mouse+survival+following+partial+hepatectomy%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">A mesenchymal-epithelial transition factor-agonistic antibody accelerates cirrhotic liver regeneration and improves mouse survival following partial hepatectomy.</a> Liver Transpl. 28 (5), 782-793 (2022).</li>
<li>Hori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+and+sure+methodology+for+massive+hepatectomy+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Gastroenterol%22%5BJournal%5D)">Simple and sure methodology for massive hepatectomy in the mouse.</a> Ann Gastroenterol. 24 (4), 307-318 (2011).</li>
<li>Ramsey, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A20+protects+mice+from+lethal+liver+ischemia%2Freperfusion+injury+by+increasing+peroxisome+proliferator-activated+receptor-alpha+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Transpl%22%5BJournal%5D)">A20 protects mice from lethal liver ischemia/reperfusion injury by increasing peroxisome proliferator-activated receptor-alpha expression.</a> Liver Transpl. 15 (11), 1613-1621 (2009).</li>
<li>Arvelo, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A20+protects+mice+from+D-galactosamine%2Flipopolysaccharide+acute+toxic+lethal+hepatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">A20 protects mice from D-galactosamine/lipopolysaccharide acute toxic lethal hepatitis.</a> Hepatology. 35 (3), 535-543 (2002).</li>
</ol>

Nie ma żadnych konfliktów interesów, które można by ujawnić.

Aby skutecznie przeprowadzić rozszerzoną 78% hepatektomię powodującą 50% śmiertelność u myszy, bardzo ważne jest, aby każdy płat wątroby został precyzyjnie wycięty. Ten poziom kompetencji i precyzji można osiągnąć tylko wtedy, gdy procedura jest wykonywana wielokrotnie. Krzywa szkolenia różni się w zależności od operatora, ale zazwyczaj wymaga 3-6 miesięcy praktyki. Resekcja wątroby, która usuwa mniej niż 78% TLM, skutkowałaby wyższymi wskaźnikami przeżycia, podczas gdy resekcja wątroby, która usuwa więcej niż 78% TLM, skutkowałaby większą śmiertelnością. Każda resekcja płata jest wyzwaniem, choć nie w takim samym stopniu.
Lewy płat jest najłatwiejszy do niezawodnego wycięcia. Podstawa LL jest wąska, a po lepszym odbiciu operator może łatwo zidentyfikować podstawę wątroby i zawiązać szew w tej samej pozycji z prawie identyczną objętością resekcji płata za każdym razem. Płat środkowy ma najszerszą podstawę w porównaniu z LL i RUL. W związku z tym wymaga to od operatora dokładnego oszacowania, gdzie należy umieścić szew i starannego przybliżenia końców szwu u podstawy ML przed wycięciem płata. Gdy ML jest zawiązany zbyt proksymalnie, szew może utrudnić żylny drenaż wątroby lub utrudnić powrót krwi z IVC do serca. Gdy ML jest zawiązany zbyt dystalnie, dochodzi do resekcji niewystarczającej masy wątroby, a ryzyko krwotoku na brzegu resekcji wzrasta, ponieważ podstawa ML jest szersza. Prawy górny płat jest prawdopodobnie najtrudniejszy do wiarygodnej sekcji. Anatomiczne umiejscowienie RUL z tyłu w jamie otrzewnej utrudnia całkowite owinięcie szwu wokół jego podstawy, co może skutkować niepełną resekcją tego płata. W przeciwieństwie do tego, jeśli szew jest zawiązany zbyt proksymalnie u podstawy RUL, dopływ krwi do prawego dolnego płata może być zagrożony, powodując niedokrwienie tego RLL i zwiększając prawdopodobieństwo śmiertelności pooperacyjnej.
Inne kluczowe elementy minimalizujące ryzyko związane z zabiegiem obejmują minimalizację znieczulenia ogólnego (np. Izofluranu) w celu zmniejszenia toksyczności i zapewnienie odpowiedniej hemostazy po każdej resekcji płata w celu ograniczenia krwotoku pooperacyjnego. Ważne jest, aby wziąć pod uwagę, że rozszerzona 78% hepatektomia jest korzystnie wykonywana u dorosłych myszy w wieku 8-12 tygodni, ponieważ starsze myszy mogą wykazywać większą zmienność wskaźników przeżycia ze względu na większą masę ciała i zmniejszoną zdolność regeneracyjną wątroby, podczas gdy młodsze myszy mogą cierpieć na większe komplikacje techniczne ze względu na mniejszy rozmiar wątroby i wyższy wskaźnik powikłań związanych ze znieczuleniem. Przypuszczamy, że obserwowana 50% śmiertelność po 78% hepatektomii odpowiada wewnętrznym cechom pojedynczej myszy, które odnoszą się do subtelnych zmian anatomicznych we względnym procencie masy każdego płata wątroby w stosunku do całkowitej masy wątroby między poszczególnymi zwierzętami. 78% hepatektomia u myszy stanowi anatomiczny próg, przy którym tylko 50% zwierząt może w porę i skutecznie zregenerować się i przeżyć, podczas gdy pozostałe 50% nie udaje się tego zrobić i umiera. Przyznajemy również, że subtelne różnice w manipulacji wątrobą mogą być związane z różnym stopniem uszkodzenia wątroby, a tym samym wypaczają tę delikatną równowagę w kierunku niepowodzenia regeneracjii śmierci.
Jednak najbardziej ograniczającym czynnikiem pozostaje opanowanie samego zabiegu chirurgicznego, co może przyjść tylko z praktyką. Praktyka jest niezbędna, aby zapewnić powtarzalny wynik poprzez precyzyjne mapowanie szwów u podstawy każdego płata wątroby. Jedną z uwag ostrzegawczych jest to, że indywidualne różnice w anatomii wątroby u myszy - które są rzadkie - mogą wymagać pewnych modyfikacji w technice. Inne interwencje, które należy rozważyć indywidualnie dla każdego przypadku w celu poprawy sukcesu, obejmują podawanie zwykłych bolusów z soli fizjologicznej w przypadku dużych niewykrywalnych strat płynów lub znacznego krwotoku oraz przedłużony ręczny ucisk lub elektrokoagulację na brzegu wątroby w przypadkach utrzymującego się krwotoku.
Podsumowując, rozszerzona 78% hepatektomia w modelu mysim jest cenną techniką dla badań translacyjnych. Intensywne szkolenie ma kluczowe znaczenie dla osiągnięcia technicznie pomyślnego wyniku związanego z tą procedurą. Myszy są nie tylko preferowanym gatunkiem małych zwierząt, które są łatwe w obsłudze i stosunkowo niedrogie, ale są również dostępne w wielu dobrze przebadanych szczepach wsobnych, a także w stale rosnącej liczbie linii genetycznie modyfikowanych (transgenicznych, nokautujących (KO), specyficznych dla typu komórkowego i warunkowych KO), co umożliwia dokładne badania mechanistyczne 3,9,23. Oprócz genetycznie zmodyfikowanych myszy, różne patologie, w tym niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby, marskość wątroby i cukrzyca, o których wiadomo, że wpływają na przeżycie i wyniki po resekcji wątroby, można łatwo wywołać u myszy 24,25,26,27,28,29,30,31.
Jak wspomniano wcześniej, klasyczne pH 2/3 pozostaje niezwykle cenne, ale nie podsumowuje wysokiej śmiertelności, która jest związana z przedłużoną resekcją wątroby z powodu raka lub zespołem małego dla rozmiaru po przeszczepieniu wątroby, gdy masa wątroby jest anatomicznie lub funkcjonalnie nieodpowiednia (np. w stłuszczeniu wątroby)7,32,33,34 . Prawidłowo wykonana rozszerzona 78% hepatektomia powoduje 50% zgon pooperacyjny, co lepiej odzwierciedla rzeczywistość kliniczną, taką jak po rozległych resekcjach wątroby z powodu urazu lub raka oraz w kontekście zespołu małego dla rozmiaru po przeszczepieniu brzeżnych przeszczepów wątroby, a także po zwykłej operacji wątroby u pacjentów z ciężkim niealkoholowym stłuszczeniowym zapaleniem wątroby (NASH) lub marskością wątroby16, Lokal mieszkalny 32. Ten mysi model stanowi bardzo cenny i niezbędny krok w celu przetestowania nowych strategii terapeutycznych w celu poprawy wyników we wszystkich tych warunkach. Wszelkie pozytywne wyniki na myszach z pewnością znacznie zmniejszą liczbę zwierząt potrzebnych do przeprowadzenia przedtranslacyjnych badań na dużych zwierzętach przed klinicznym przełożeniem innowacyjnych terapii.

Modele chirurgicznej resekcji wątroby u myszy i szczurów, po raz pierwszy opisane w 1931 roku, są najczęstszymi modelami eksperymentalnymi wykorzystywanymi do badania molekularnych podstaw regeneracji wątroby. Mogą być również przydatne w translacyjnych badaniach naukowych w celu testowania i opracowywania strategii poprawy wyników po rozszerzonej resekcji wątroby lub przeszczepie nieoptymalnych przeszczepów wątroby1,2,3,4. Częściowa hepatektomia (PH) u myszy polega na usunięciu około 2/3 (66%) całkowitej masy wątroby (TLM), co w przypadku przeprowadzenia u zdrowych zwierząt daje wyjątkowe wyniki5. Procedura jest krótkotrwała, łatwa do odtworzenia ze względu na niewielkie różnice w anatomii wątroby myszy, a przeżycie pooperacyjne zwykle zbliża się do 100%1.
Częściowa hepatektomia 2/3 obejmująca resekcję lewego płata (LL) i środkowego płata (ML) pozwala na regenerację pozostałych płatów względnie bez przeszkód spowodowanych zapaleniem płata lub ograniczeniem dopływu i odpływu wątroby. Zwiększony przepływ żylny wrotnej, a następnie naprężenie ścinające sinusoidalne komórki śródbłonka wątroby po PH powodują trwałą regulację w górę ekspresji śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS), a następnie uwalnianie tlenku azotu (NO), co przyczynia się do pobudzania hepatocytów do proliferacji i regeneracji wątroby3. Wyniki powszechnie badane po 2/3 PH w modelach chorób, takich jak niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby lub w określonym tle genetycznym, obejmują ryzyko ostrej niewydolności wątroby, jakościowe i ilościowe pomiary zdolności regeneracyjnych wątroby oraz inne reakcje biologiczne na stres lub uraz1,3.
Jednak mysi model naśladujący funkcjonalny lub anatomiczny zespół małych dla dużych rozmiarów, jaki występuje po rozszerzonej resekcji wątroby z powodu raka lub przeszczepie marginalnych (stłuszczenie lub przedłużony czas niedokrwienia) lub częściowych (podzielonych lub z wątroby żywego dawcy) przeszczepów wątroby, pozostaje do ugruntowania. Aby zaspokoić tę potrzebę, potrzebne są modele bardziej rozległych resekcji wątroby, które wykraczają poza utrzymanie minimalnej (i funkcjonalnej) masy wątroby, do modelowania zespołu wątroby o małej wielkości i zwiększonej śmiertelności, która jest związana z tym zespołem6,7.
Anatomia wątroby myszy wykazuje minimalne różnice. Wątroba myszy składa się z pięciu płatów, z których każdy stanowi następujący procent całkowitej masy wątroby: płat lewy (LL; 34,4 ± 1,9%), płat środkowy (ML; 26,2 ± 1,9%), prawy górny (zwany również prawym górnym) płat (RUL; 16,6 ± 1,4%), prawy dolny (zwany również prawym dolnym) płat (RLL; 14,7 ± 1,4%) i płat ogoniasty (CL, 8.1 ± 1.0%)1,5. Każdy płat jest zaopatrywany przez triadę wrotną, w tym gałąź tętnicy wątrobowej, gałąź żyły wrotnej i przewód żółciowy5. Historycznie opisano kilka technik wykonywania 2/3 PH poprzez resekcję LL i ML. Należą do nich: 1) technika klasyczna, która składa się z pojedynczej ligatury en bloc u podstawy każdego z wyciętych płatów; 2) technika klipsa hemostatycznego, wykorzystująca klipsy tytanowe nakładane u podstawy wyciętych płatów; 3) technikę oszczędzania miąższu zorientowaną na naczynie, polegającą na zakładaniu szwów kłujących proksymalnie do klamry; oraz 4) technika mikrochirurgiczna zorientowana na naczynia, w której żyła wrotna i gałęzie tętnicy wątrobowej są podwiązywane przed resekcją płata1. Chociaż każda technika ma względne mocne i słabe strony, żadna z nich nie zapewnia większej śmiertelności1,8,9.
W tym badaniu prezentujemy nowatorską metodę na rozszerzone 78% pH u myszy. W tym modelu trzy z pięciu płatów wątroby, w tym LL, ML i RUL, są usuwane oddzielnie przy użyciu techniki ligaturowej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1). Zabieg ten prowadzi do resekcji około 78% (77,2 ± 5,2%) całkowitej masy wątroby. Nasz wybór usunięcia LL i ML osobno, a nie "en bloc", jak w klasycznej technice PH, minimalizuje powikłania związane z resekcją en bloc tych dwóch płatów, takie jak zwężenie żyły głównej nadwątrobowej i zwiększone ryzyko martwicy pozostałych płatów, gdy pojedyncza ligatura jest stosowana zbyt blisko żyły głównej1, 10,11,12,13,14. Ma to kluczowe znaczenie przed przejściem do ostatniego kroku tej procedury, aby usunąć RUL. Ta rozległa hepatektomia u myszy C57BL/6 typu dzikiego w wieku 8-12 tygodni powoduje 50% śmiertelność w ciągu 1 tygodnia od operacji z powodu nieudanej regeneracji wątroby powodującej piorunującą niewydolność wątroby15,16. Ten mysi model zwiększonej śmiertelności po rozszerzonej hepatektomii o sile 78% odpowiednio podsumowuje patofizjologię zespołu małego dla rozmiaru i umożliwia opracowanie i przetestowanie nowych strategii w celu poprawy wyników.

<table><tbody><tr><td>2 x 2</td><td>gaza Covidien</td><td>2146</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>5-O Nylonowy szew monofilamentowy</td><td>Oasis</td><td>50-118-0631</td><td>Chirurgia: Zamknięcie skóry</td></tr><tr><td>5-O Jedwabny szew</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-50</td><td>Chirurgia: podwiązanie płata wątroby</td></tr><tr><td>5-O Vicryl Suture</td><td>Ethicon</td><td>NC9335902</td><td>Chirurgia: Zamknięcie ściany brzucha</td></tr><tr><td>Kleszcze</td> <td>AddsonaBraintree Scientific</td><td>FC028</td><td>Surgery:</td></tr><tr><td>waciki nasączone alkoholem do preparacji (2)</td><td>BD</td><td>326895</td><td>Środek dezynfekujący</td></tr><tr><td>Buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu&nbsp;</td><td>Zoopharm</td><td>N/A Akumulatorowy</td> trymer <td>do analgezji</td></tr><tr><td></td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-9868-14</td><td>Zakrzywione</td></tr><tr><td>kleszcze</td> do golenia <td>Braintree Scientific</td><td>FC0038</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Braintree Scientific</td><td>FC79-1</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Izofluran Inhalacyjny środek znieczulający&nbsp;</td><td>Patterson Veterinary</td><td>RXISO-250</td> Stabilizator magnesu do <td>znieczulenia ogólnego</td></tr><tr><td>(2-szczelinowy) (2)</td><td>Braintree Scientific</td><td>ACD-001</td><td>Chirurgia: do trzymania małych zwijaczy</td></tr><tr><td>Stabilizator magnetyczny (4-szczelinowy)&nbsp;</td><td>Braintree Scientific</td><td>ACD-002</td><td>Chirurgia: do trzymania małych retraktorów</td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>Braintree Scientific</td><td>SC-MI 151</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Taca operacyjna</td><td>Braintree Scientific</td><td>ACD-0014</td><td>Chirurgia: do ustalenia pola operacyjnego&nbsp;</td></tr><tr><td>Powidon jod 10% wacik (2)</td><td>Skalpel dezynfekujący</td> <td>Medline</td><td>MDS093901ZZ</td></tr> (<tr><td>15 ostrzy)</td><td>Produkty chirurgiczne Aspen</td><td>371615</td><td>Chirurgia: preparacja</td></tr><tr><td>Ostre nożyczki (zakrzywione)</td><td>Braintree Scientific</td><td>SC-T-406</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Ostre nożyczki (proste)</td><td>Braintree Scientific</td><td>SC-T-405</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Mały Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td>Chirurgia: preparacja</td></tr><tr><td>Kleszcze tkankowe (proste x2)</td><td>Braintree Scientific</td><td>FC1001</td><td>Chirurgia: rozwarstwienie</td></tr><tr><td>Podkładka rozgrzewająca (18" x 26")</td>Pompka do <td>podkładów rozgrzewających</td> <td>Stryker</td><td>TP 700</td></tr> Zwijacz z drutu <tr><td></td><td>grzewającego</td><td>Stryker</td><td>TP 700</td></tr><tr><td>(2)&nbsp;</td><td>Braintree Scientific</td><td>ACD-005</td><td>Surgery: w celu ułatwienia odsłonięcia jamy otrzewnej</td></tr><tr><td>Xenotec Isoflurane Small Animal Anesthesia System</td><td>Braintree Scientific</td><td>EZ-108SA</td><td>Znieczulenie ogólne: Zawiera wazylizator izofluranu i konsolę, komorę indukcyjną, regulator/wąż, maskę na twarz (M)</td></tr></tbody></table>

rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym

Extended 78&#37; Hepatectomy in a Mouse Surgical Model

Częściowa hepatektomia 2/3 u myszy jest wykorzystywana w badaniach nad zdolnością regeneracyjną wątroby i badaniem wyników resekcji wątroby w wielu modelach chorobowych. W klasycznej częściowej hepatektomii 2/3 u myszy dwa z pięciu płatów wątroby, a mianowicie lewy i środkowy płat reprezentujący około 66% masy wątroby, są wycinane en bloc z oczekiwanym przeżyciem pooperacyjnym wynoszącym 100%. Bardziej agresywne częściowe hepatektomie są technicznie trudniejsze i dlatego rzadko są stosowane u myszy. Nasza grupa opracowała mysi model techniki rozszerzonej hepatektomii, w której trzy z pięciu płatów wątroby, w tym lewy, środkowy i prawy górny płat, są wycinane oddzielnie w celu usunięcia około 78% całkowitej masy wątroby. Ta przedłużona resekcja u zdrowych myszy pozostawia resztki wątroby, która nie zawsze jest w stanie utrzymać odpowiednią i terminową regenerację. Brak regeneracji ostatecznie skutkuje 50% śmiertelnością pooperacyjną w ciągu 1 tygodnia z powodu piorunującej niewydolności wątroby. Ta procedura rozszerzonej 78% hepatektomii u myszy stanowi unikalny model chirurgiczny do badania zespołu małego dla rozmiaru i oceny strategii terapeutycznych w celu poprawy regeneracji wątroby i wyników w warunkach przeszczepu wątroby lub rozszerzonej resekcji wątroby w przypadku raka.

Oczekuje się, że prawidłowo przeprowadzona rozszerzona hepatektomia 78% wywoła 50% śmiertelność w ciągu 1 tygodnia u zdrowych dorosłych myszy w wieku 8-12 tygodni16. Przy prawidłowym wykonaniu zabiegu spodziewana jest minimalna utrata krwi. Ewentualne utrzymujące się krwawienie można opanować poprzez ucisk manualny. Śmierć okołooperacyjna w ciągu 24 h od zabiegu jest często spowodowana błędami technicznymi. Do niepowodzeń technicznych należą: przypadkowe uszkodzenie dużych naczyń krwionośnych powodujące niekontrolowany krwotok śródoperacyjny; znaczny krwotok pooperacyjny, często wynikający z pozostałego krwawienia z marginesów resekcji wątroby; uszkodzenie struktur sąsiednich, takich jak przypadkowe podwiązanie przylegającej triady wrotnej, żyły wrotnej lub żyły głównej dolnej (IVC); niedokrwienie prawego płata dolnego (RLL) w wyniku zbyt proksymalnego podwiązania prawego płata górnego (RUL) względem podstawy płata; oraz powikłania wynikające z znieczulenia ogólnego. Objawy niewydolności wątroby obejmują postępującą letargię, zlepianie się sierści, anoreksję i hipoglikemię, które często stają się widoczne w ciągu 24 h po operacji.
Dwa spodziewane wyniki po rozszerzonej hepatektomii 78% to przeżycie lub śmierć. W pierwszym scenariuszu mysz regeneruje się prawidłowo po operacji, w ciągu 72 h wraca do normalnej aktywności i przeżywa powyżej 7 dni. Laparotomia wykonana 9–10 dni po operacji wykazuje pełną regenerację masy wątroby sprzed zabiegu4,16,17,18. Drugim wynikiem byłaby śmiertelność w ciągu 2–7 dni po operacji. Mysz może wykazywać początkowe oznaki regeneracji w ciągu pierwszych 12 h po zabiegu, ale następnie jej stan pogarsza się stosunkowo szybko z powodu rozwoju piorunującej niewydolności wątroby16. Mysz wykazuje oznaki stresu, utratę masy ciała i postępującą letargię aż do śmierci. Przykłady nieoczekiwanych wyników obejmują śmierć z powodu powikłań technicznych lub wskaźniki przeżywalności myszy znacznie powyżej lub poniżej 50% po rozszerzonej hepatektomii 78%.
Nasze laboratorium opracowało tę rozszerzoną hepatektomię 78% i potwierdziło jej użyteczność w wcześniejszej publikacji, wykazując, że rozszerzona hepatektomia 78% u zdrowych, 8-tygodniowych myszy BALB/c skutkuje 50% śmiertelnością, którą można było znieść, jeśli wątroba myszy została uprzednio zmodyfikowana tak, aby eksprymować A20 (Tumor Necrosis Factor Inducible Protein 3 [TNFAIP3]), dostarczone dożylnie za pomocą rekombinowanego adenowirusa16. W niniejszym badaniu przeprowadzonym przez Longo i wsp., zdrowa mysz BALB/c została poddana hepatektomii 78% 5 dni po podaniu rekombinowanego wektora adenowirusowego eksprymującego ludzkie A20 (rAd.A20) lub kontrolną β-galaktozydazę (rAd.βGal). Włączono również dodatkową, nieleczoną grupę kontrolną. Po hepatektomii 78% Longo i wsp. zaobserwowali, że 6 z 12 (50%) nieleczonych myszy przeżyło zabieg (Rysunek 2)16.
Dwa czynniki determinujące biegłość obejmują 1) ograniczenie komplikacji technicznych, wymienionych powyżej, z których główną jest niedokrwienie prawego płata bocznego (RLL), prowadzące do wczesnej śmierci, oraz 2) zapewnienie wystarczającej mobilizacji prawego płata górnego (RUL), bez której nie można w pełni ocenić wielkości RUL, a w konsekwencji nie można go prawidłowo wyciąć. Zmniejsza to masę wyciętej tkanki wątroby, a tym samym podnosi ogólny wskaźnik przeżywalności znacznie powyżej oczekiwanych 50%. W początkowym okresie szkolenia badacza/autora, 10 z 15 (67%) zdrowych dorosłych samców i samic myszy szczepów CD1 i C57BL/6 w wieku 11–21 tygodni przeżyło 1 tydzień po hepatektomii w zakresie 78% (z wyłączeniem 3 zgonów technicznych) (Tabela 1)19,20,21. Dalsze szkolenie w zakresie szczegółowego zrozumienia anatomii wątroby myszy w celu poprawy mobilizacji RUL i ułatwienia adekwatnej resekcji, mierzonej szacunkowym procentem hepatektomii, było niezbędne do osiągnięcia oczekiwanego 50% wskaźnika przeżywalności po hepatektomii w zakresie 78%. Po uznaniu pełnego osiągnięcia biegłości technicznej, 8 z 16 myszy (50%; z wyłączeniem 1 zgonu technicznego) przeżyło 1 tydzień po hepatektomii w zakresie 78%.
<img alt="Anatomia wątroby szczura z etapami podwiązania, schemat. Pokazano płat środkowy i ogoniasty, z zaznaczeniem usuniętych obszarów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66528/66528fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Pozycjonowanie myszy do hepatektomii oraz anatomia wątroby. (Lewo) Przedstawienie wizualne ułożenia myszy do laparotomii i rozszerzonej hepatektomii w zakresie 78%. Mysz jest ukazana w pozycji na plecach z nacięciem laparotomii w linii środkowej. (Prawo) Anatomia wątroby myszy przedstawiona od dołu z kolorowymi liniami wyznaczającymi miejsca resekcji. Płat lewy, płat środkowy oraz górne płaty prawe są resekowane sekwencyjnie po podwiązaniu szwem u ich podstawy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66528/66528fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres przeżywalności po hepatektomii 78%; dzień po operacji vs. procent przeżywalności; badania grup NI, rAd. A20, rAd. β-gal." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66528/66528fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Przewaga w przeżywalności po rozszerzonej (78%) hepatektomii u myszy zmodyfikowanych w celu nadekspresji A20. Dane dotyczące przeżywalności po 78% rozszerzonej hepatektomii u myszy kontrolnych nieleczonych (niezainfekowanych NI), leczzonych rAd.βGal oraz rAd.A20. Nadekspresja A20 w wątrobach myszy przyniosła istotną przewagę w przeżywalności w porównaniu z grupami kontrolnymi NI (50%) i rAd.βGal (13%) (n = 12 myszy/grupa). Rycina pochodzi z pracy Longo i wsp.16. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66528/66528fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody >
		<tr >
			<td></td>
			<td >Przeżyły</td>
			<td >Padły</td>
			<td >Błąd techniczny</td>
			<td >Suma</td>
			<td >Szacowany % hepatektomii</td>
			<td >Wskaźnik przeżywalności</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >Przed certyfikacją</td>
			<td >10</td >
			<td >5</td >
			<td >3</td >
			<td >18</td >
			<td >68 ± 3.9%</td >
			<td >10/15 (66%)</td >
		</tr >
		<tr >
			<td >Po certyfikacji</td>
			<td >8</td >
			<td >8</td >
			<td >1</td >
			<td >17</td >
			<td >79 ± 2.4%</td >
			<td >8/16 (50%)</td >
		</tr >
	</tbody >
</table>
Tabela 1: Wyniki treningu rozszerzonej hepatektomii 78%. Wyniki przeżywalności w ciągu 1 tygodnia po rozszerzonej hepatektomii 78% u zdrowych dorosłych myszy CD1 i C57BL/6 w wieku 11-21 tygodni. Biegłość techniczną określono samodzielnie na podstawie obserwowalnych usprawnień w sukcesie technicznym i odpowiedniej resekcji prawego płata górnego, obliczonych jako szacowany procent hepatektomii (Średnia ± SEM).

Mysi model częściowej 2/3 (66%) hepatektomii jest dobrze opisany w literaturze, ale rzadko stosowano bardziej rozbudowane hepatektomie naśladujące zespół małego dla rozmiaru po przeszczepie wątroby. Opisujemy rozszerzoną 78% procedurę hepatektomii w modelu mysim, która powoduje około 50% śmiertelności pooperacyjnej u zdrowych myszy.

Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym

Partial 2/3 hepatectomy in mice is used in research to study the liver's regenerative capacity and explore outcomes of liver resection in a number of ...

Zakres naszych badań polega na ocenie strategii terapeutycznych mających na celu poprawę regeneracji i naprawy wątroby, które mogą pomóc w poprawie wyników pacjentów w przypadku przeszczepienia wątroby przy użyciu brzeżnych przeszczepów wątroby, a także rozszerzonej resekcji wątroby w przypadku raka, który jest bardziej narażony na pierwotne niefunkcjonowanie i ostrą niewydolność wątroby. Nasz zespół wykorzystuje platformy genomiczne, proteomiczne i metabolomiczne do badania regeneracji wątroby i identyfikowania nowych celów terapeutycznych w celu poprawy wyników. Nasze laboratoria koncentrują się na opracowywaniu najnowocześniejszych platform terapii genowej w celu dostarczania hepatoprotekcyjnego i regeneracyjnego genu A20 wątroby.Odkryliśmy silną funkcję hepatoprotekcyjną A20, zwaną również TNFAIP3, dzięki połączonym funkcjom przeciwzapalnym, antyapoptotycznym i proproliferacyjnym w hepatocytach. Terapie genowe A20 ukierunkowane na wątrobę chroniły przed śmiertelnością w mysich modelach toksycznego zapalenia wątroby, przedłużyły się o 78% i letalne radykalne hepatektomie o 90%, a także przedłużyły niedokrwienie wątroby. Ostatnie obiecujące badania przedtranslacyjne na dużych zwierzętach preludium kliniczne tłumaczenia tej terapii.Protokół ten oferuje unikalny model chirurgiczny przeznaczony do badania zespołu małego dla rozmiaru, a także oceny strategii terapeutycznych w celu poprawy wyników rozległych hepatektomii z powodu raka i zwiększenia wskaźników udanych przeszczepów wątroby o marginalnych i rozszerzonych kryteriach. Gdy 78% hepatektomia jest wykonywana prawidłowo, procedura ta skutkuje około 50% przeżyciem pooperacyjnym, w przeciwieństwie do prawie 100% przeżycia związanego z klasyczną częściową hepatektomią w dwóch trzecich u zdrowych myszy. Aby rozpocząć, umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej.Po wykonaniu pionowego nacięcia laparotomii w linii środkowej należy wejść do jamy otrzewnej, nacinając linię białą ostrymi nożyczkami aż do długości nacięcia skóry. Następnie zacisnąć wyrostek mieczykowaty hemostatem, cofnąć mostek górnie i za pomocą odpowiednich retraktorów otworzyć bocznie ścianę brzucha. Delikatnie pociągnij odsłoniętą wątrobę w dół i przeciąć więzadło poszyte wzdłuż wątroby za pomocą ostrych nożyczek.Po cofnięciu wątroby wyżej w kierunku klatki piersiowej, przeciąć więzadło wątrobowo-żołądkowe i więzadła wewnątrzwątrobowe za pomocą ostrych mikronożyczek. Następnie cofnij płat środkowy wyżej, utrzymując lewy płat w pierwotnej pozycji anatomicznej. Owiń jedwabny szew 5-0 wokół górnej środkowej części lewego płata.Następnie odbij lewy płat wyżej w kierunku klatki piersiowej, aby odsłonić spód i zawiąż szew u podstawy, aby zabezpieczyć końce. Za pomocą ostrych nożyczek wytnij lewy płat dystalnie do węzła szwu, utrzymując dwumilimetrowy mankiet tkankowy między szwem a wyciętą krawędzią płata. Po uniesieniu płata środkowego w kierunku klatki piersiowej, owiń jedwabny szew 5-0 wokół jego podstawy i umieść płat z powrotem na miejscu.Zabezpiecz i zawiąż końce szwów nad podstawą płata, a następnie wytnij podwiązany płat środkowy, pozostawiając mały mankiet tkanki wokół opaski do szwów. Po potwierdzeniu hemostazy zmobilizuj wątrobę od prawej do lewej i ostrożnie cofnij odsłonięte prawe górne i dolne płaty przyśrodkowo i dolnie. Za pomocą szwu 5-0 obejmij górny przyśrodkowy aspekt prawego górnego płata, a następnie odbij płat w kierunku klatki piersiowej.Następnie owiń i zawiąż szew pod prawym górnym płatem i wyciąć go, pozostawiając mały mankiet z resztek tkanki. Przenieś pozostałą wątrobę do jej naturalnej lokalizacji anatomicznej. Aby utrzymać hemostazę, należy uciskać gazą krwawiące obszary na wyciętych brzegach wątroby.Na koniec zamknij ścianę brzucha w linii środkowej za pomocą szwu poliglaktynowego 5-0, a następnie nacięcie skóry szwem monofilamentowym 5-0. Zazwyczaj śmierć myszy następuje w ciągu dwóch do trzech dni, ale 50% wskaźnik przeżycia pooperacyjnego zaobserwowano u zdrowych myszy w ciągu tygodnia po przedłużonej 78% hepatektomii.

extended-78-hepatectomy-in-a-mouse-surgical-model

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zakłócenie przepływu żółci powoduje ciężkie zapalne cholestatyczne uszkodzenie wątroby z charakterystyczną, zależną od czasu sekwencją zmian morfologicznych. W tym miejscu przedstawiamy protokół chirurgicznego podwiązania przewodu żółciowego wspólnego u myszy, który pozwala na wywołanie silnej odpowiedzi zwłóknieniowej po 21 do 28 dniach.

Podwiązanie dróg żółciowych u myszy: indukcja zapalnego uszkodzenia wątroby i zwłóknienia przez chalestazę obturacyjną

Wysoka częstość nawrotów nowotworu po resekcji przerzutów do wątroby pozostaje nierozwiązanym problemem. Ilustrowany model myszy może być przydatny do zbadania przyczyn takich nawrotów. Po raz pierwszy łączy model resekcji wątroby z wstrzyknięciem komórek nowotworowych do wątroby.

Wpływ resekcji wątroby na wzrost guza wewnątrzwątrobowego

Opisaliśmy protokół wykonywania częściowej hepatektomii (PHx) i przeszczepu komórek przez śledzionę w NOD. SCID (NOD. CB17-Prkdcscid/J) myszy. W tym protokole wykonuje się nacięcie w celu odsłonięcia i wycięcia lewego płata wątroby, a następnie kolejne nacięcie w celu dośledziony przeszczepu komórek.

Wewnątrzśledzionowe przeszczepienia hepatocytów po częściowej hepatektomii w NOD. Myszy SCID

Tutaj prezentujemy częściowe podwiązanie dróg żółciowych jako chirurgiczny model uszkodzenia i regeneracji wątroby u gryzoni.

Częściowe podwiązanie dróg żółciowych u myszy: kontrolowany model zlokalizowanej cholestazy obturacyjnej

Tutaj prezentujemy nową metodę częściowej resekcji lewego płata wątroby u noworodków (dzień 0) myszy. Ten nowy protokół jest odpowiedni do badania ostrego uszkodzenia wątroby i reakcji na uraz u noworodków.

Hepatektomia zrazikowa częściowa: chirurgiczny model morfologicznej regeneracji wątroby

Tutaj opisujemy rozwój klinicznie istotnego mysiego modelu raka wątroby, podsumowującego typowe cechy immunologiczne raka wątrobowokomórkowego (HCC).

Onkogenny, indukowany hepatocytami, ortotopowy mysi model raka wątrobowokomórkowego powstającego w warunkach zapalenia i zwłóknienia wątroby

Model zwierzęcy ostrej niewydolności wątroby, opracowany w obecnym badaniu, stanowi realną alternatywę dla badania potencjalnych terapii. Obecny model wykorzystuje łączny efekt fizycznego i polekowego uszkodzenia wątroby i zapewnia odpowiednie okno czasowe do zbadania potencjału nowych terapii.

Opracowanie szczurzego modelu ostrej niewydolności wątroby poprzez połączenie 70% częściowej hepatektomii i paracetamolu

Obecny protokół optymalizuje metody perfuzji/decelularyzacji wątroby in situ i mikroskopii dwufotonowej w celu stworzenia niezawodnej platformy do wizualizacji dynamiki przebudowy macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) podczas niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby (NASH).

Obrazowanie 3D macierzy zewnątrzkomórkowej wątroby w mysim modelu niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia ortotopowych ksenoprzeszczepów raka wątrobowokomórkowego z podwiązaniem tętnicy wątrobowej i bez niej oraz wykonywania nieinwazyjnego obrazowania hipoksji guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) przy użyciu [18F]Fluoromisonidazolu ([18F]FMISO) i [18F]Fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG).

Nieinwazyjne obrazowanie PET/MR w ortotopowym mysim modelu raka wątrobowokomórkowego

Hepatocyty bogate w lipidy są nieodłącznym elementem regeneracji wątroby, ale zazwyczaj są tracone po odwirowaniu w gradiance gęstości. W tym miejscu przedstawiamy zoptymalizowany protokół izolacji komórek, który zachowuje stłuszczeniowe hepatocyty, uzyskując reprezentatywne populacje regenerujących się hepatocytów po częściowej hepatektomii u myszy.

Izolacja regenerujących się hepatocytów po częściowej hepatektomii u myszy

Wykazano, że powiązanie podziału wątroby i podwiązania żyły wrotnej w przypadku etapowej hepatektomii (ALPPS) powoduje niezwykłą regenerację wątroby po kilku tygodniach od operacji pierwszego etapu. Modele zwierzęce, które przeszły ALPPS, zostały opracowane w celu zbadania potencjalnej zdolności regeneracji wątroby i osiągnięcia korzystnych wyników klinicznych.

Mysi model skojarzonej partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowego zabiegu hepatektomii wspomaganego mikroskopią

Poznaj rozszerzoną hepatektomię 78% w mysim modelu do badania regeneracji wątroby i małego przeszczepu. Metoda pozwala ocenić terapie genowe A20 poprawiające przeżycie pooperacyjne w transplantologii.

Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym

Przeglądaj więcej filmów