Name: Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-05-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Poznaj metodę implantacji bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w owcach do ciągłego monitorowania hemodynamicznego. Technika umożliwia długoterminowe zbieranie danych o ciśnieniu krwi i rytmie serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały wspólnie wspierane przez Additional Ventures oraz grant American Heart Association #24AVCSASV1276047 / Christopher Breuer / 2024. Prace te były również wspierane przez Brett Boyer Foundation / Christopher Breuer / 2024. Doceniamy oddany personel weterynarzy w Animal Research Core. Chcemy również wyrazić wdzięczność Mary Walker, DVM, MS, za jej bezcenną wiedzę i czujną opiekę podczas całego badania.

Ten protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR20-00121). Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi opisanymi w Przewodniku Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczącym użycia i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Badania te opierały się na wytycznych Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments. Owce Dorset o wadze od 23 do 38 kg i wieku 2-12 miesięcy były trzymane w specyficznym środowisku wolnym od patogenów z dostępem do jedzenia i wody przez co najmniej tydzień przed operacją. Sprzęt i odczynniki użyte w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Niech owce przejdą przez zespół weterynarzy na tydzień przed operacją, aby upewnić się, że mogą bezpiecznie poddać się znieczuleniu. Szybko zjeść zdrowe owce i nie pijaj wody przez 12 godzin przed zabiegiem.</li>
	<li>Sedacja z kombinacją ketaminy (4 mg/kg) i diazepamu (0,5 mg/kg) wstrzykiwanych przez żyłę szyjną wewnętrzną (IJ).</li>
	<li>Gol owce zgodnie z planowaną procedurą (szczegółowo opisaną poniżej) oraz nad udem, aby umieścić elektrokauteryjną podkładkę uziemiającą. Oczyść miejsca operacji alkoholem.</li>
	<li>Do tchawicy należy wprowadzić rurkę endotracyjną o średnicy 8-9 mm o pojedynczym lumenie.</li>
	<li>Należy założyć rurkę orogastryczną w celu dekompresji żołądka i żwacza.</li>
	<li>Do żyły prawej szyjnej lub bocznej żyły odpiszczelowej należy wprowadzić cewnik żylny o pojedynczym lumenie (16-18 G) do żyły odpiszczelowej bocznej do ciągłego podawania płynów, ciągłego podawania propofolu (CRI) oraz podawania leków w razie potrzeby.</li>
	<li>Umieść linię tętniczą (22-24 G) w tętnicy usznej w celu ciągłego monitorowania ciśnienia krwi.</li>
	<li>Załóż mankiet ciśnieniowy na prawą przednią kończynę do pomiaru ciśnienia nieinwazyjnego, klips na ucho lub język do monitorowania saturacji tlenem oraz elektroelektro do EKG na wszystkich czterech kończynach.</li>
	<li>Podczas zabiegu utrzymuj znieczulenie za pomocą inhalowanego izofluranu 1%-3% z 100%O2 i/lub propofolu CRI (20-45 mg/kg/h).</li>
	<li>Aseptycznie oczyść miejsca operacji za pomocą preparatu na bazie chlorheksydyny i przykryć go w standardowy sterylny sposób.</li>
	<li>Podawaj cefazolinę (25 mg/kg) do profilaktyki antybiotykowej przed nacięciem i podawaj dawkę co 4 godziny w trakcie operacji w razie potrzeby.</li>
	<li>Podanie podskórnego zastrzyku znieczulenia miejscowego, takiego jak bupivakaina 0,25%, we wszystkich planowanych miejscach nacięcia przed nacięciem.</li>
</ol>
2. Przygotowanie urządzeń telemetrycznych
<ol>
	<li>Otwórz program telemetryczny i włącz urządzenie telemetryczne za pomocą przełącznika magnetycznego, gdy jest ono jeszcze zapakowane w oryginalnym opakowaniu.</li>
	<li>W programie programowym kliknij Hardware znajdujący się na górnym pasku i wybierz Edytuj PhysioTel Digital (CLC) Configuration, aby przypisać jednostkę telemetryczną do kontrolera łącza komunikacyjnego (CLC).</li>
	<li>Po wybraniu CLC otworzy się jego strona Szczegóły CLC . Na tej stronie kliknij Wyszukiwanie implantów, co rozpocznie wyszukiwanie urządzeń implantowych włączonych w pobliżu.</li>
	<li>Kliknij Dodaj, aby dodać jednostkę telemetryczną do listy wybranych implantów . Urządzenie pojawi się teraz na liście Skonfigurowanych Implantów na stronie Szczegóły CLC . Kliknij Zapisz i wyjdź.</li>
	<li>Rozpocznij akwizycję danych, naciskając przycisk Play obok nazwy jednostki telemetrycznej w zakładce Kontrola próbkowania . Automatycznie otworzy się wykres pokazujący akwizycję danych na żywo.</li>
	<li>Wyjmij urządzenie z zewnętrznego opakowania i przenieś je do sterylnego opakowania wewnętrznego na stół operacyjny.</li>
	<li>Wyzeruj urządzenie, póki pozostaje w jego wnętrzu. Poczekaj, aż pomiary z urządzenia będą stabilne przez 30 sekund i użyj ustabilizowanych wartości średniego ciśnienia niepulsacyjnego (NPMN) jako przesunięcia.</li>
	<li>W Subject Setup wybierz ikonę ustawień obok parametru, który jest zerowany, i otwórz zakładkę Przesunięcia . Wprowadź wartość przesunięcia uzyskaną z pomiarów NPMN do pola tekstowego.</li>
	<li>Po wpisaniu offsetu sprawdź, czy odczyty NPMN wynoszą 0 ± 0,1 mmHg. Jeśli nie, powtarzaj krok 2.7, aż wartości będą w pożądanym zakresie.</li>
	<li>Wykonaj kroki 2.7-2.9 dla obu kanałów ciśnienia.</li>
	<li>Przed włożeniem cewników czujników ciśnieniowych do naczynia krwionośnego stuknij w końcówkę, aby zidentyfikować odpowiadający mu kanał. Tapy stają się widoczne na wyjściu fali.</li>
	<li>Do pomiaru ciśnienia tętnicznego używaj cewnika odpowiadającego kanałowi ciśnienia lewej komory (LVP) oraz kanałowi ciśnienia krwi (BP) do pomiaru ciśnienia żylnego.</li>
	<li>W zakładce Standardowych Atrybutów w oknie dialogowym Analiza Analizy Ciśnienia Krwi ustaw minimalną wysokość impulsu na 1 mmHg dla kanału BP.</li>
</ol>
3. Metoda 1: Kanylacja tętnicy udowej i żył
<ol>
	<li>Gol owce w szerokim obwodzie wokół prawego pachwina oraz na brzuchu i klatce piersiowej.</li>
	<li>Ułóż owce na plecach na stole operacyjnym, z przednimi kończynami unieruchomionymi w zgięciu za pomocą elastycznego pasa materiałowego, a tylne kończyny przymocowane w wyprostowaniu za pomocą węzła ślizgowego, umożliwiającego dostęp do pachwiny (Rysunek 1A).</li>
	<li>Wykonaj 5 cm poprzeczne nacięcie w prawym obszarze pachwinowym, centrowane nad tętnicą wyczuwalną, około 1 cm poniżej załamania pachwinowego.</li>
	<li>Za pomocą kombinacji elektrokauterycznej i tępej sekcji przecień tkankę podskórną do trójkąta udowego. Zlokalizuj naczynia udowe, wyczuwając tętnicę.</li>
	<li>Podziel mięsień sartorius i przywodziciel długi wzdłuż kierunku włókien mięśniowych, aby odsłonić naczynia udowe (Rysunek 1B).</li>
	<li>Stosując kombinację tępego i ostrego przecięcia, oczyść tkankę łączną z naczyń udowych wokół obwodu.</li>
	<li>Przeprowadzić podwójnie pętlową jedwabną wiązkę 2-0 wokół obu naczyń bliższych i dalszych od miejsca kaniulacji w celu tymczasowej ligacji naczyń.</li>
	<li>Wykonaj 6-cm poprzeczne nacięcie przez skórę w prawej dolnej części brzucha, około 3 cm powyżej zgięcia pachwinowego.</li>
	<li>Stosując kombinację elektrokauteryzacji i tępej dyssekcii, przecień tkankę tłuszczową podskórną i łączną, tworząc kieszeń o wymiarach 6 cm x 4 cm powierzchowną względem zewnętrznego skośnego brzucha.</li>
	<li>Włóż urządzenie telemetryczne do kieszeni podskórnej i zabezpiecz je za pomocą jedwabnego szwu 2-0 (Rysunek 1C).</li>
	<li>Przebij antenę urządzenia telemetrycznego pod tkankę podskórną i zabezpiecz ją za pomocą szwu jedwabnego 2-0.</li>
	<li>Aby umieścić elektrody biopotencjalne (EKG), wykonaj 1-cm nacięcia przeciwte w skórze na środkowej i dolnej części brzucha, a także w dolnej i górnej części klatki piersiowej. Przebij tunel podskórny, aby połączyć te nacięcia z kieszenią ciała urządzenia i skierować elektrody EKG do pożądanego miejsca.</li>
	<li>Umieść dodatnią elektrodę w tkance podskórnej po lewej stronie dolnej części mostka. Upewnij się, że silikonowa rurka jest usunięta, aby odsłonić końcówkę stalowego drutu pod spodem.</li>
	<li>Umieść ujemną elektrodę w tkance podskórnej po prawej stronie górnej części mostka.</li>
	<li>Nadmiar przewodów dla obu przewodów można zwinąć i zabezpieczyć w miejscu podskórnym za pomocą szwu jedwabnego 2-0.</li>
	<li>Utworzyć tunel podskórny od kieszeni urządzenia dolnej części brzucha do nacięcia pachwinowego i przeprowadzić przez niego oba cewniki ciśnieniowe.</li>
	<li>Umieść ścieg typu torebki za pomocą szywu polipropylenowego 6-0 wokół miejsca kanulacji zarówno tętnicy udowej, jak i żyły, który można zabezpieczyć plastikową opaską.</li>
	<li>Napełnij końcówki żelu cewnika żelem o wysokiej lepkości, aby zapobiec krzepnięciu wewnątrz końcówek cewnika, zapewniając brak pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Podaj dawkę dożylnej heparyny (100 jednostek/kg) 3 minuty przed kanilowaniem.</li>
	<li>Zaciskaj proximalne i dystalne jedwabne opaski 2-0 wokół tętnicy udowej. Ostrożnie naciń naczynie w centrum ściegu torebki skalpelem #11 i lekko rozszerzyj końcówką zakrzywionego hemostatu.</li>
	<li>Włóż cewnik ciśnieniowy odpowiadający kanałowi LVP i przesuń go do aorty brzusznej, poluzując bliższą jedwabną opaskę uciskową, aby umożliwić przejście cewnika. Zaciskaj szew na sznurku torebki i zawiąż go wokół cewnika.</li>
	<li>Powtórz kroki 3.20 i 3.21 dla kaniulacji żyły udowej za pomocą cewnika ciśnieniowego odpowiadającego kanałowi BP i przesuwaj go do dożylnej jamy brzusznej (Rysunek 1D).</li>
	<li>Potwierdź, że końcówki cewników są odpowiednio umieszczone w kości dożylnej i aorcie za pomocą fluoroskopii.</li>
	<li>Zbliż mięsień sartoriusowy za pomocą szwu 2-0 wchłaniającego się.</li>
	<li>Skórę zamykaj głębokimi szwami skórnymi i podskórnymi, odpowiednio za pomocą szwów 3-0 i 4-0.</li>
</ol>
4. Metoda 2: Kanyluacja tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wewnętrznej
<ol>
	<li>Ogol owce w szerokim obwodzie wokół lewej szyi i w dół na klatce piersiowej.</li>
	<li>Umieść owcę w prawym bocznym dekubitusie na stole operacyjnym, z lewą przednią kończyną zabezpieczoną w zgięciu za pomocą węzła ślizgowego, aby odsłonić klatkę piersiową (Rysunek 2A).</li>
	<li>Wykonaj 5 cm podłużne nacięcie skóry nad lewą tętnicą szyjną i żyłą IJ, około 7 cm w czaszce od wlotu klatki piersiowej.</li>
	<li>Za pomocą elektrokauteryzacji przecień tkankę tłuszczową podskórną, tkankę łączną i platyzmę, aby odsłonić naczynia szyjne (rysunek 2B).</li>
	<li>Za pomocą kombinacji tępego i ostrego rozwarstwienia, oczyść tkankę łączną z lewej tętnicy szyjnej i żyły IJ obwodowo.</li>
	<li>Przeprowadzić podwójnie pętlową jedwabną wiązkę 2-0 wokół obu naczyń bliższych i dalszych od miejsca kaniulacji w celu tymczasowej ligacji naczyń.</li>
	<li>Wykonaj 6-cm podłużne nacięcie u podstawy lewej szyi, pomiędzy łopatką a kręgosłupem szyjnym.</li>
	<li>Za pomocą kombinacji elektrokauteryzacji i tępej sekcji przecień tkankę tłuszczową podskórną i łączną tworzy kieszeń o wymiarach 6 cm x 4 cm sięgającą w kierunku kręgosłupa.</li>
	<li>Włóż urządzenie telemetryczne do kieszeni podskórnej i zabezpiecz je za pomocą jedwabnego szwu 2-0.</li>
	<li>Przebij antenę urządzenia telemetrycznego pod tkankę podskórną i zabezpiecz ją za pomocą szwu jedwabnego 2-0.</li>
	<li>Wykonaj 1-cm nacięcia przeciwskórne u podstawy szyi, a także w dolnej lewej i prawej górnej części klatki piersiowej, aby umieścić elektrody EKG. Przebij tunel podskórny, aby połączyć te nacięcia z kieszenią ciała urządzenia i skierować elektrody EKG do pożądanego miejsca (Rysunek 2C).</li>
	<li>Umieść EKG podobnie jak opisane powyżej kroki przy zabiegu implantacji kości udowej (sekcja 3).</li>
	<li>Stwórz tunel podskórny od bocznej kieszeni urządzenia do nacięcia przyśrodkowego na szyi i przeciągnij przez nie oba cewniki ciśnieniowe. Przygotuj te cewniki ciśnieniowe żelem przed kanulacją, zgodnie z procedurą implantacji kości udowej.</li>
	<li>Używając szycia polipropylenowego 6-0, umieść szew w kształcie torebki wokół miejsca kanylowania obu naczyń i zabezpiecz plastikowym opaskiem.</li>
	<li>Podaj dawkę dożylnej heparyny (100 jednostek/kg) 3 minuty przed kanilowaniem.</li>
	<li>Zaciskaj proksymalne i dystalne jedwabne opaski 2-0 wokół tętnicy szyjnej. Ostrożnie naciń naczynie w centrum ściegu torebki skalpelem #11 i lekko rozszerzyj końcówką zakrzywionego hemostatu.</li>
	<li>Włóż cewnik ciśnieniowy odpowiadający kanałowi LVP i przesuń go do aorty wznoszącej się klatki piersiowej, poluzując bliższy jedwabny opaski uciskowy w celu umożliwienia przejścia cewnika. Zaciskaj szew na sznurku torebki i zawiąż go wokół cewnika.</li>
	<li>Powtórz kroki 4.16 i 4.17 dla kanulacji lewej żyły IJ za pomocą cewnika ciśnieniowego odpowiadającego kanałowi BP i przesuwaj go do SVC klatki piersiowej.</li>
	<li>Potwierdź właściwe położenie końcówek cewników w SVC klatki piersiowej i aorcie wstępującej za pomocą fluoroskopii (Rysunek 2D).</li>
	<li>Przybliż mięsień platysmy za pomocą szwu 2-0.</li>
	<li>Skórę zamykaj głębokimi szwami skórnymi i podskórnymi, odpowiednio za pomocą szwów 3-0 i 4-0.</li>
</ol>
5. Odbudowa
<ol>
	<li>Przestań stosować znieczulenie. Usuń rurkę orogastryczną i wyciągnij ją, gdy owca oddycha bez pomocy respiratora. Zazwyczaj dzieje się to po tym, jak owca wykazuje oznaki pobudzenia (ruch, mruganie, reakcja na bolesne bodźce, napięcie szczęki, żucie).</li>
	<li>Usuń linię tętniczą. UWAGA: Urządzenie telemetryczne może zapewnić ciągłe monitorowanie ciśnienia krwi, jeśli jeden z jego cewników ciśnieniowych został włożony do aorty.</li>
	<li>Przenieś owce do odosobnionego mieszkania w celu rekonwalescencji. Pomóż owcy utrzymać się w pozycji pozycji mostkowej, a następnie w stanie.</li>
	<li>Podawaj dożylnie banaminę (2,2 mg/kg) oraz podskórną buprenorfinę (0,03 mg/kg) w leczeniu bólu pooperacyjnego (stosuj się do zaleceń weterańskich w placówce).</li>
</ol>

<ol><li>Fontan, F., Baudet, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+repair+of+tricuspid+atresia%5BTitle%5D)+AND+%22Thorax%22%5BJournal%5D)">Surgical repair of tricuspid atresia.</a> Thorax. 26 (3), 240-248 (1971).</li>
<li>Attanavanich, S., Limsuwan, A., Vanichkul, S., Lertsithichai, P., Ngodngamthaweesuk, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-stage+versus+two-stage+modified+fontan+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Cardiovasc+Thorac+Ann%22%5BJournal%5D)">Single-stage versus two-stage modified fontan procedure.</a> Asian Cardiovasc Thorac Ann. 15 (4), 327-331 (2007).</li>
<li>Bove, E. L., Lloyd, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staged+reconstruction+for+hypoplastic+left+heart+syndrome.+Contemporary+results%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Staged reconstruction for hypoplastic left heart syndrome. Contemporary results.</a> Ann Surg. 224 (3), discussion 394-385 387-394 (1996).</li>
<li>Iskander, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+morbidity+and+mortality+outcomes+between+hybrid+palliation+and+norwood+palliation+procedures+for+hypoplastic+left+heart+syndrome%3A+Meta-analysis+and+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Comparison of morbidity and mortality outcomes between hybrid palliation and norwood palliation procedures for hypoplastic left heart syndrome: Meta-analysis and systematic review.</a> J Clin Med. 13 (14), 4244(2024).</li>
<li>Salik, I., Mehta, B., Ambati, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSalik%2C+I+%22Bidirectional+Glenn+Procedure+or+Hemi-Fontan%22">Bidirectional Glenn Procedure or Hemi-Fontan</a>. , Statpearls. Treasure Island, FL. (2024).</li>
<li>Daley, M., D'udekem, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+optimal+Fontan+operation%3A+Lateral+tunnel+or+extracardiac+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">The optimal Fontan operation: Lateral tunnel or extracardiac conduit.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (6), 1825-1834 (2021).</li>
<li>Jalal, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+and+applications+of+experimental+animal+models+of+Fontan+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Role and applications of experimental animal models of Fontan circulation.</a> J Clin Med. 13 (9), 2601(2024).</li>
<li>Al Balushi, A., Mackie, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein-losing+enteropathy+following+Fontan+palliation%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Protein-losing enteropathy following Fontan palliation.</a> Can J Cardiol. 35 (12), 1857-1860 (2019).</li>
<li>Emamaullee, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fontan-associated+liver+disease%3A+Screening%2C+management%2C+and+transplant+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Fontan-associated liver disease: Screening, management, and transplant considerations.</a> Circulation. 142 (6), 591-604 (2020).</li>
<li>Mazza, G. A., Gribaudo, E., Agnoletti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiology+and+complications+of+Fontan+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomed%22%5BJournal%5D)">The pathophysiology and complications of Fontan circulation.</a> Acta Biomed. 92 (5), e2021260(2021).</li>
<li>Schwartz, I., Mccracken, C. E., Petit, C. J., Sachdeva, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late+outcomes+after+the+Fontan+procedure+in+patients+with+single+ventricle%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">Late outcomes after the Fontan procedure in patients with single ventricle: A meta-analysis.</a> Heart. 104 (18), 1508-1514 (2018).</li>
<li>Zafar, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+kidney+function+after+the+Fontan+operation%3A+Jacc+review+topic+of+the+week%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Long-term kidney function after the Fontan operation: Jacc review topic of the week.</a> J Am Coll Cardiol. 76 (3), 334-341 (2020).</li>
<li>Van Puyvelde, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+the+Fontan+circulation+in+sheep%3A+A+survival+model%5BTitle%5D)+AND+%22Interact+Cardiovasc+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Creation of the Fontan circulation in sheep: A survival model.</a> Interact Cardiovasc Thorac Surg. 29 (1), 15-21 (2019).</li>
<li>Cysyk, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+in+vivo+test+of+a+right+heart+replacement+blood+pump+for+failed+Fontan+circulation%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+J%22%5BJournal%5D)">Chronic in vivo test of a right heart replacement blood pump for failed Fontan circulation.</a> ASAIO J. 65 (6), 593-600 (2019).</li>
<li>Cysyk, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniaturized+Fontan+circulation+assist+device%3A+Chronic+in+vivo+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+J%22%5BJournal%5D)">Miniaturized Fontan circulation assist device: Chronic in vivo evaluation.</a> ASAIO J. 67 (11), 1240-1249 (2021).</li>
<li>D'udekem, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validating+the+concept+of+mechanical+circulatory+support+with+a+rotary+blood+pump+in+the+inferior+vena+cava+in+an+ovine+Fontan+model%5BTitle%5D)+AND+%22Bioengineering+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Validating the concept of mechanical circulatory support with a rotary blood pump in the inferior vena cava in an ovine Fontan model.</a> Bioengineering (Basel). 11 (6), 594(2024).</li>
<li>Granegger, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feasibility+of+an+animal+model+for+cavopulmonary+support+with+a+double-outflow+pump%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+J%22%5BJournal%5D)">Feasibility of an animal model for cavopulmonary support with a double-outflow pump.</a> ASAIO J. 69 (7), 673-680 (2023).</li>
<li>Wei, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+circulatory+support+of+a+univentricular+Fontan+circulation+with+a+continuous+axial-flow+pump+in+a+piglet+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+J%22%5BJournal%5D)">Mechanical circulatory support of a univentricular Fontan circulation with a continuous axial-flow pump in a piglet model.</a> ASAIO J. 61 (2), 196-201 (2015).</li>
<li>Zhu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cavopulmonary+support+with+a+microaxial+pump+for+the+failing+Fontan+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+J%22%5BJournal%5D)">Cavopulmonary support with a microaxial pump for the failing Fontan physiology.</a> ASAIO J. 61 (1), 49-54 (2015).</li>
<li>Kelly, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+a+chronic+single-stage+sheep+Fontan+model%5BTitle%5D)+AND+%22JTCVS+Open%22%5BJournal%5D)">Investigation of a chronic single-stage sheep Fontan model.</a> JTCVS Open. 21, 268-278 (2024).</li>
<li>Anderson, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetry+for+cardiovascular+monitoring+in+a+pharmacological+study%3A+New+approaches+to+data+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis.</a> Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).</li>
<li>Kearney, K., Appleby, C., Kieper, J., Atterson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+data+sciences+international+PhysioTel%E2%84%A2+D70+and+PhysioTel%E2%84%A2+digital+telemetry+platforms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of data sciences international PhysioTel™ D70 and PhysioTel™ digital telemetry platforms.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 81, 364-365 (2016).</li>
<li>Physiotel digital l series. , At
 <a target="_blank" href="https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry/large-animal/physiotel-digital-l">https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry/large-animal/physiotel-digital-l</a> (2024).</li>
</ol>

Projekt ten został sfinansowany przez Additional Ventures Cures Collaborative z Palo Alto, Kalifornia.

Opracowaliśmy dwie metody chirurgiczne wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego do modelu owiec. Urządzenie zostało pomyślnie wszczepione 5 owcom, aby zapewnić ciągłe, długoterminowe monitorowanie i rejestrowanie kilku parametrów sercowo-naczyniowych, w tym tętna, ciśnienia tętnicowego oraz lokalnych ciśnień żylnych z IVC jamy brzusznej i klatki piersiowej. Wszystkie owce przeszły operację implantacji urządzenia bez poważnych komplikacji i miesiąc później przeszły jednoetapową operację Fontana.
<p clas...

Opracowanie procedury Fontana w 1971 roku przyniosło znaczącą poprawę wyników u pacjentów z pojedynczą komorą1. Celem tej operacji jest oddzielenie powrotu żylnego układu i płucnego do serca, co zwiększa systemową natlenienie i odciąża objętościową komorę układową. Od momentu wprowadzenia wprowadzono wiele modyfikacji w podejściu chirurgicznym. Obecnie całkowite pomostowanie prawego serca najczęściej osiąga się poprzez rekonstrukcję etapową 2,3. Zazwyczaj pierwszy etap odbywa się w pierwszym tygodniu życia4. Następnie pacjenci przechodzą drugi etap, który obejmuje albo procedurę Glenna, albo hemi-Fontan, mającą na celu przekierowanie przepływu krwi z żyły głowej górnej (SVC) do tętnicy płucnej (PA)5. Następnie następuje procedura Fontana, która polega na utworzeniu przewodu pozasercowego lub bocznego tunelu pomiędzy żyłą krzyżową dolną (IVC) a PA6. Postępy chirurgiczne, takie jak te dokonywane w historii procedury Fontana, nie byłyby możliwe bez użycia modeli zwierzęcych7.
Chociaż procedura Fontana znacząco poprawia oczekiwaną długość życia pacjentów z jedną komorą, powszechnie wiadomo, że powstałe krążenie, które działa bez pompy podpłucnej, powoduje znaczne obciążenie chorobowe w dłuższej perspektywie w wyniku przewlekle podwyższonego centralnego ciśnienia żylnego (CVP) oraz obniżonego przepływu serca 8,9,10,11,12 . Przewlekłe modele zwierzęce Fontan są cennym atutem do badania późnych wyników fizjologicznych związanych z tą operacją13. Aktywne zbieranie danych parametrów sercowo-naczyniowych, takich jak CVP, tętno i inne parametry życiowe, w celu uchwycenia zmian hemodynamicznych po operacji, jest niezbędne dla kompleksowej oceny rozwijającej się patofizjologii. Ponadto modele zwierzęce są niezbędnym narzędziem do testowania możliwości nowatorskich urządzeń wspomagających komory, zaprojektowanych w celu złagodzenia hemodynamicznych niedociągnięć krążenia Fontana in vivo 14,15,16,17,18,19.
Jednak skuteczne zbieranie danych stanowi poważne wyzwanie. Inwazyjne techniki oparte na cewnikach są ograniczone przez przejściowy charakter, związane z tym ryzyko proceduralne oraz brak możliwości monitorowania stanu zwierzęcia przez dłuższy czas. Ponadto wcześniejsze próby stworzenia modelu Fontana dla dużych zwierząt były utrudnione przez niskie wskaźniki przeżywalności, prawdopodobnie z powodu niezdolności normalnych serc do przystosowania się do ostrego ustanowienia cyrkulacji Fontana 7,20. W tym celu wykorzystanie bezprzewodowych systemów telemetrycznych stanowi nowatorskie rozwiązanie dla długoterminowego zbierania danych kardiologicznych w czasie rzeczywistym u swobodnie poruszających się zwierząt21,22. Urządzenia te mogą również umożliwić ścisłe monitorowanie po operacji, co może prowadzić do poprawy dobrostanu i przeżycia zwierząt.
Tutaj opisujemy metodologię pomyślnej implantacji i zastosowania bezprzewodowego systemu telemetrycznego23 w modelu owiec Fontana. Technika ta zapewniła solidny i niezawodny sposób ciągłego zbierania danych hemodynamicznych, umożliwiając badanie ciśnienia żylnego i innych kluczowych parametrów fizjologicznych. Wdrożenie tej technologii w modelach przedklinicznych jest kluczowe dla pogłębienia naszej wiedzy o fizjologii Fontana oraz rozwoju nowych strategii terapeutycznych mających na celu poprawę długoterminowych wyników pacjentów z Fontanem.

<table><tbody><tr><td>Roztwór chlorku sodu 0,9%</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>Apteka</td><td>Reanimacja płynem śródoperacyjna i płukanie rany</td></tr><tr><td>16 G dożylnie cewnik</td><td>BD</td><td>382259</td><td>Do podawania płynów i leków</td></tr><tr><td>22 G cewnik wewnątrznaczyniowy</td><td>BD</td><td>381423</td><td>Dla tętnicowych&nbsp; Monitorowanie ciśnienia krwi</td></tr><tr><td>70% alkohol izopropylowy</td><td>Aspen Vet</td><td>11795782</td><td>Miejscowy roztwór czyszczący</td></tr><tr><td>Nabój ACT</td><td>Abbot Diagnostics</td><td>03P86-25</td><td>Aktywowany czas krzepnięcia</td></tr><tr><td>Klamra do ręcznika Backhaus</td><td>Medline</td><td>MDS1411111</td><td>Aby przykleić sterylną zasłonę&nbsp;</td></tr><tr><td>Banamine</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Kontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 50 mg/mL, dawka 2,2 mg/kg</td></tr><tr><td>Mankiet do pomiaru ciśnienia</td><td>Royal Philips</td><td>9.89803E+11</td><td>Nieinwazyjne monitorowanie ciśnienia krwi</td></tr><tr><td>Bupiwakainowy chlorek</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Znieczulenie miejscowe: stężenie 2,5 mg/mL, dawka 2,5 mg/kg</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Kontrola bólu pooperacyjnego: stężenie 0,3 mg/mL, dawka 0,03 mg/kg</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły Castroviejo</td><td>Medline</td><td>MDS0750386</td><td>Uchwyt na igły podczas zszywania naczyń krwionośnych</td></tr><tr><td>Podkładka do czyszczenia kauterów</td><td>Kardynał Zdrowia</td><td>300-2SS</td><td>Do czyszczenia końcówki ołówka do kauteryzacji</td></tr><tr><td>Ołówek kauteryjski</td><td>Medline</td><td>ESRK3002L</td><td>Do sekcji z użyciem elektrokauteru</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Profilaktyka antybiotykowa</td></tr><tr><td>Cetacaine</td><td>Cetylit</td><td>220</td><td>Spray znieczulający miejscowo do intubacji</td></tr><tr><td>Chloraprep</td><td>BD</td><td>930825</td><td>Miejscowy środek antyseptyczny</td></tr><tr><td>Kleszcze aurazowe Debakey</td><td>Medline</td><td>MDS1130630F</td><td>Do obsługi tkanek</td></tr><tr><td>Diazepam</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Środek uspokajający: stężenie 5 mg/mL, dawka 0,5 mg/kg</td></tr><tr><td>Elektrody EKG</td><td>3M</td><td>2570</td><td>Monitorowanie EKG</td></tr><tr><td>Rurka tchawicowa, rozmiar 8-9</td><td>Covidien</td><td>86452, 86114 lub 86454</td><td>Aby zabezpieczyć drogi oddechowe</td></tr><tr><td>Kleszcze hemostatyczne Hartmanna</td><td>Medline</td><td>MDS1221109</td><td>Do zaciskania naczyń krwionośnych i trzymania małych szwów</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Antykoagulant: 1 000 jednostek USP/mL</td></tr><tr><td>Zestaw przetwornika ciśnienia</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>VSYPX12N</td><td>Dla tętnicowych&nbsp; Monitorowanie ciśnienia krwi</td></tr><tr><td>Klips językowy pulsoksymetru</td><td>Nellcor</td><td>PO736</td><td>Do pulsoksymetrii</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>Apteka</td><td>Znieczulenie: dawka 1-3%</td></tr><tr><td>Kleszcz Kantrowitza (kąt prosty)</td><td>Medline</td><td>MDS1243528</td><td>Do tępego przecięcia naczyń krwionośnych</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Hospira Pharmaceuticals</td><td>Apteka</td><td>Środek uspokajający: stężenie 100 mg/mL, dawka 4 mg/kg</td></tr><tr><td>Laparotomia osłona</td><td>Medline</td><td>DYNJP3008</td><td>Sterylna tkanina</td></tr><tr><td>Żelka nawilżająca</td><td>Medline</td><td>MDS0322273Z</td><td>Smar do rurki endotrachealnej</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły Mayo Hegar</td><td>Medline</td><td>MDS2418420F</td><td>Uchwyt na igły podczas szycia tkanek miękkich</td></tr><tr><td>Nożyczki Mayo</td><td>Medline</td><td>MDS0816121</td><td>Cięcie szwów</td></tr><tr><td>Nożyczki zakrzywione Metzenbauma</td><td>Medline</td><td>MDS3223226</td><td>Do ostrych sekcji</td></tr><tr><td>Igły i strzykawki</td><td>Kardynał Zdrowia</td><td>309604</td><td>Do podawania leków dożylnie i podskórnie,</td></tr><tr><td>Optixcare</td><td>Aventix</td><td>OPX-4252</td><td>Smar rogówkowy</td></tr><tr><td>Szew jedwabny Perma-Hand</td><td>Ethicon</td><td>C016D</td><td>Do podwiązywania naczyń krwionośnych i podskórnego przyczepiania urządzenia telemetrycznego</td></tr><tr><td>Cyfrowe urządzenie telemetryczne PhysioTel</td><td>Data Sciences International</td><td>Model L21</td><td>Implant urządzenia telemetrycznego bezprzewodowego</td></tr><tr><td>Mikrokleszcze przekłuwane</td><td>Medline</td><td>MDG384908</td><td>Obsługa małymi igłami&nbsp;</td></tr><tr><td>Plastikowa opaska uciskowa i szynka</td><td>Medtronic&nbsp;</td><td>79013</td><td>Aby ułatwić hemostazę podczas kanilowacji naczyń</td></tr><tr><td>Worek ciśnieniowy</td><td>Carefusion</td><td>64-10029</td><td>Do monitorowania ciśnienia tętnicznego</td></tr><tr><td>Szew Prolene 6-0</td><td>Ethicon</td><td>8307H</td><td>Ścieg torebkowy do kanulacji naczyń</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Fresenius Kabi</td><td>Apteka</td><td>Środek znieczulający: stężenie 10 mg/mL, dawka 20-45 mg/kg/h</td></tr><tr><td>Ostrze skalpela #10</td><td>Medline</td><td>MDS15310</td><td>Do nacięć skóry</td></tr><tr><td>Ostrze skalpelu #11</td><td>Medline</td><td>CISION11CS</td><td>Do nacięcia naczyń krwionośnych</td></tr><tr><td>Kleszcze do migdałków Schnidta</td><td>Medline</td><td>MDS5018719</td><td>Do tępych sekcji tkanki podskórnej</td></tr><tr><td>Nosze SoftCarry</td><td>Cztery Flagi nad Aspen</td><td>SSTR-4</td><td>Do transportu zwierząt</td></tr><tr><td>Sterylny jednorazowy ręcznik OR</td><td>Medline</td><td>MDT2168201</td><td>Sterylna tkanina</td></tr><tr><td>Sterylna misa</td><td>LSL Industries</td><td>5232</td><td>Aby utrzymać roztwór soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Sterylna bawełniana gąbka rentgenowska, wykrywalna</td><td>Medline</td><td>NON21430LF</td><td>Absorpcja płynów</td></tr><tr><td>Rurka orugastrowa</td><td>Jorgensen Lab, Inc.</td><td>J0348R</td><td>Do dekompresji żołądka i żwacza</td></tr><tr><td>Port T-port</td><td>Medline</td><td>DYNDTN0001</td><td>Dożylne złącze rurki cewnikowej</td></tr><tr><td>Worek odpływu moczu</td><td>Covidien</td><td>3512</td><td>Łączy się z rurką orogastryczną, aby pobierać płyny żołądkowe</td></tr><tr><td>Weterynarijski trokar ze styletem</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>TRO-STY 7B-12</td><td>Do prowadzenia przewodów telemetrycznych przez tkankę podskórną</td></tr><tr><td>Szew Vicryl 2-0</td><td>Ethicon</td><td>VCPB269H</td><td>Zamknięcie tkanki miękkiej podskórnej</td></tr><tr><td>Szew Vicryl 3-0</td><td>Ethicon</td><td>VCPB416H</td><td>Zamknięcie głębokiej warstwy skórnej</td></tr><tr><td>Szew Vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td>J494H</td><td>Zamknięcie warstwy podskórnej</td></tr><tr><td>Koc grzewczy</td><td>Jorgensen Lab, Inc.</td><td>J1034B</td><td>Aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia</td></tr><tr><td>Retraktor Weitlandera</td><td>Teleflex Medical</td><td>165358</td><td>Do wycofania rany</td></tr><tr><td>Ssanie końcówki żarówki Yankauer</td><td>Medline</td><td>DYND50138</td><td>Sterylne zarządzanie odpadami</td></tr></tbody></table>

implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego

Wireless Telemetry Device Implantation in a Fontan Ovine Model for Continuous and Long-Term Hemodynamic Monitoring

Chociaż procedura Fontana znacząco poprawia oczekiwaną długość życia pacjentów z pojedynczą komorą, powszechnie wiadomo, że powstałe krążenie powoduje znaczne obciążenie chorobowe w dłuższej perspektywie w wyniku przewlekle podwyższonego ciśnienia żylnego w centrum oraz obniżonego czasu czynności serca. Przewlekłe modele zwierzęce Fontan są cennym narzędziem do badania późnych wyników fizjologicznych związanych z tą operacją oraz niezbędnym narzędziem do oceny przyszłych urządzeń mających na celu łagodzenie niepowodzenia Fontana. Jednak wcześniejsze próby stworzenia przewlekłych modeli Fontana były utrudnione przez niskie wskaźniki przeżywalności. Dodatkowo skuteczne zbieranie danych hemodynamicznych stanowi poważne wyzwanie dla swobodnie poruszających się zwierząt. W tym celu wykorzystanie bezprzewodowych, implantowalnych systemów telemetrycznych stanowi nowatorskie rozwiązanie do monitorowania danych sercowo-naczyniowych w czasie rzeczywistym i długoterminowym. Protokół ten opisuje metodologię chirurgicznego wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owiec Fontana do przeżycia, umożliwiając ciągłe i bieżące rejestrowanie kilku parametrów hemodynamicznych, w tym tętna, ciśnienia tętnicowego oraz lokalnych ciśnień w dolnej (IVC) i górnej żyły głowej (SVC). Urządzenia telemetryczne zostały wszczepione z kanulacją tętnicy szyjnej i żyły szyjnej lub tętnicy udowej i żyły, aby umieścić cewniki czujnikowe w aorcie wstępującej oraz SVC lub aorcie brzusznej i dożylnej (IVC). Wykorzystanie bezprzewodowych systemów telemetrycznych umożliwiło ścisły monitoring pooperacyjny po jednoetapowej operacji Fontan, co przyczyniło się do poprawy dobrostanu i przeżycia zwierząt.

Wyniki operacji Łącznie 13 owiec przeszło jednoetapową operację Fontana, obejmującą całkowite połączenie naczyniowo-płucne z odłączeniem zarówno SVC, jak i IVC od prawego przedsionka, bezpośrednią zespolenie od końca do boku SVC do PA oraz umieszczenie przewodu pozasercowego między dożylnym a PA. Owce przechodziły ten zabieg w średnim wieku 13,3 ± 7,6 miesiąca. Spośród nich 3 owce przeszły implantację bezprzewodowym urządzeniem telemetrycznym z umieszczeniem cewników czujników ciśnieniowych w aortę ...

Protokół ten opisuje metodologię chirurgiczną wszczepienia bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego dla dużych zwierząt, umożliwiającego ciągłe i długoterminowe zbieranie danych hemodynamicznych, w tym tętna, ciśnienia tętnic, ciśnienia żyły dolnej i górnej oraz rytmu sercowego.

Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego

While the Fontan procedure drastically improves life expectancy for patients with single ventricle, it is well recognized that the resulting circulation ...

Dlatego nasze laboratorium prowadzi badania translacyjne kliniczne skoncentrowane na wrodzonych wadach serca i opracowaliśmy kilka modeli dużych zwierząt do oceny wydajności przeszczepów naczyń inżynieryjnych tkankowo, a także badania późnych zmian fizjologicznych związanych z krążeniem fontanowym. Swobodne poruszanie się dużych zwierząt, ścisłe monitorowanie hemodynamiczne po operacji oraz długoterminowe zbieranie danych, w przeciwieństwie do ludzi, mogą stanowić poważne wyzwania. Dzięki naszemu protokołowi możemy uzyskać długoterminowe i w czasie rzeczywistym dane hemodynamiczne, co pozwala nam badać późne zmiany fizjologiczne, a także inicjować terapie ukierunkowane na cele u naszych zwierząt, co ostatecznie poprawia ich przeżywalność.[Narrator] Umieść owcę w prawym bocznym pięciobitu na stole operacyjnym i zabezpiecz lewą przednią kończynę za pomocą węzła ślizgowego, aby odsłonić klatkę piersiową. Wykonaj pięciocentymetrowe podłużne nacięcie skóry nad lewą tętnicą szyjną i wewnętrzną żyłą szyjną, około siedmiu centymetrów od czaszki od wlotu klatki piersiowej. Za pomocą elektrokauteryzacji przecień tkankę tłuszczową, tkankę łączną i mięsień platyzmy, aby odsłonić naczynia szyjne. Stosując kombinację tępych i ostrych rozwarstwień, oczyścij tkankę łączną obwodowo od lewej tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wewnętrznej. Teraz przełóż podwójnie pętlową jedwabną wiązkę 2-O wokół obu naczyń, bliższą i dalszą od miejsca kaniulacji, aby tymczasowo je podwiązać. Następnie wykonaj sześciocentymetrowe nacięcie podłużne u podstawy lewej szyi, pomiędzy łopatką a kręgosłupem szyjnym. Stosując kombinację elektrokauteryzacji i tępej sekcji, przecień tkankę tłuszczową podskórną i łączną, tworząc kieszeń sześciu na cztery centymetry sięgającą w kierunku kręgosłupa. Następnie włóż urządzenie telemetryczne do kieszeni podskórnej i zabezpiecz je za pomocą jedwabnego szwu 2-0. Przebij antenę urządzenia telemetrycznego pod tkankę podskórną i zabezpiecz ją na miejscu za pomocą szwu 2-0 z jedwabiu. Teraz wykonaj nacięcia skórne kontrtrujące jeden centymetr u podstawy szyi, dolnej lewej części klatki piersiowej i górnej prawej piersi, aby umieścić elektrokardiogram. Przebij tunel podskórny, aby połączyć te nacięcia z kieszenią ciała urządzenia i skierować przewody na ich zamierzone miejsca. Umieść dodatnią elektrodę elektrokardiogramową w tkance podskórnej po lewej stronie dolnej części mostka, usuwając silikonową rurkę i otaczając końcówkę stalowego drutu pod spodem. Umieść ujemną elektrodę w tkance podskórnej po prawej stronie górnej części mostka. Przygotuj cewniki ciśnieniowe żelem przed kanulacją. Stwórz tunel podskórny od kieszeni bocznej urządzenia do nacięcia przyśrodkowego szyi i przeciągnij oba cewniki ciśnieniowe za pomocą szwu polipropylenowego 6-0, załóż szwę torebki wokół miejsca kaniulacji obu naczyń i zabezpiecz je plastikową opaską. Następnie dokręć bliższe i dalsze jedwabne opaski 2-O wokół tętnicy szyjnej, ostrożnie naciń naczynie w centrum ściegu torebki skalpelem z ostrza numer 11 i lekko rozszerzyj końcówką zakrzywionego hemostatu. Włóż cewnik ciśnieniowy do kanału ciśnieniowego lewej komory do aorty wznoszącej się klatki piersiowej. Poluzuj proximalny jedwabny opaski uciskową, aby umożliwić przejście cewnika, a następnie dokręć szew sznurka torebki wokół cewnika. Powtórz poprzednie kroki, aby kanulować lewą żyłę szyjną wewnętrzną za pomocą cewnika ciśnieniowego dla kanału ciśnieniowego, i przesuwaj ją do żyły piersiowej górnej. Potwierdź położenie końcówek cewników w żyłie piersiowej górnej oraz aorcie schodzącej za pomocą fluoroskopii. Na koniec przybliż mięsień platysmy za pomocą szwu chłonnego 2-O. Skórę zamykaj głębokimi szwami skórnymi za pomocą szwów 3-O chłonnych oraz obszar podskórny szwami 4-O chłonnymi. Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego umożliwiała ciągłe monitorowanie kilku parametrów sercowo-naczyniowych, w tym tętna, ciśnienia tętnicznego oraz ciśnienia w żyłie dolnej lub górnej. Na przykład trendy hemodynamiczne u jednej owcy po zabiegu fontana wykazały szczyt tętna około trzeciego dnia, podczas gdy ciśnienie w żyłie dolnej wykazywało łagodny, ale utrzymujący się wzrost ciśnienia od czasu operacji do 21. dnia po operacji. Obserwowano zmienności ciśnienia żylnego od minuty do minuty, choć ogólne trendy wydawały się wykazywać ostry wzrost ciśnienia zarówno w żyłie dolnej brzusznej, jak i górnej w oddziale piersiowej po ustanowieniu krążenia fontana. Inwazyjne pomiary ciśnienia w żyłie piersiowej górnej wykazały średnie wartości wahające się między dwoma a czterema milimetrami rtęci, co ściśle odpowiadało odczytom z urządzenia telemetrycznego, które średnio wynosiły około 1,1 milimetra rtęci. Ciśnienie w dolnej żyły odwłokowej było stale wyższe podczas pozycji leżącej i znacząco spadało za każdym razem, gdy owce przechodziły do pozycji stojącej.

wireless-telemetry-device-implantation-fontan-ovine-model-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Przedstawiamy protokół korzystania z systemu radio-telemetrycznego do rejestrowania parametrów sercowo-naczyniowych u szczurów z transektem rdzenia kręgowego T4 osiem tygodni po przeszczepieniu embrionalnej nerwowej komórki macierzystej pnia mózgu w miejsce uszkodzenia. Telemetria to zaawansowana technika dokładnej oceny funkcji układu krążenia u przytomnych, swobodnie poruszających się szczurów z uszkodzeniem rdzenia kręgowego.

System radiotelemetryczny do monitorowania funkcji układu krążenia u szczurów z przecięciem rdzenia kręgowego i przeszczepami embrionalnych nerwowych komórek macierzystych

Protokół krok po kroku do międzypozycyjnego umieszczania naczyń TEV (Tissue Engineered Departments) w tętnicy szyjnej owcy za pomocą zespolenia end-to-end i cyfrowej oceny w czasie rzeczywistym in vivo, aż do uśmiercenia zwierzęcia.

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Duże modele zwierzęce odgrywają istotną rolę w badaniach przedklinicznych nad transplantacją. Ze względu na podobieństwa do konfiguracji klinicznej, świński model ortotopowego autotransplantacji nerki opisany w tym artykule stanowi doskonałe warunki in vivo do testowania technik konserwacji narządów i interwencji terapeutycznych.

Ortotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni z wykorzystaniem 24-godzinnego zachowania narządów i ciągłej telemetrii

Badanie przedstawia protokół projektowania, produkcji i umieszczania nowatorskiego systemu ciągłego zapisu EEG/EKG u królików. Ten przewodowy system pozwala na ciągłe zapisy EEG/EKG z dziewięciu różnych elektrod na głowie i klatce piersiowej, co ułatwia kompleksową ocenę aktywności elektrycznej w mózgu i sercu.

Zabieg chirurgicznego wszczepienia implantu i konfiguracja okablowania do ciągłego, długoterminowego monitorowania EEG/EKG u królików

Mechanizmy nagłej niespodziewanej śmierci w epilepsji (SUDEP) są słabo poznane i trudne do przetłumaczenia z obecnych modeli. Transgeniczne króliki mogą oferować wgląd w te mechanizmy. Opisujemy metodę długoterminowych, ciągłych zapisów elektroencefalografii i elektrokardiografii u transgenicznych królików w celu oceny poważnych zdarzeń, które mogą prowadzić do śmierci.

Implantacja urządzeń telemetrycznych do elektroencefalogramu i elektrokardiogramu w zestawach dla noworodków

W tym artykule przedstawiono krok po kroku protokół dotyczący wszczepienia implantu telemetrycznego in vivo w aortę zstępującą szczurów, umożliwiając ciągłe i długotrwałe monitorowanie parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury ciała oraz aktywności zwierząt przed i po ciężkim urazie rdzenia piersiowego wysokiego stopnia piersiowego.

In Vivo Telemetria do rejestrowania długoterminowych parametrów sercowo-naczyniowych, temperatury i aktywności w modelach szczurów z urazami rdzenia kręgowego

Opisano kroki niezbędne do codziennego strojenia i optymalizacji wydajności cytometru masowego CyTOF. Omówiono uwagi dotyczące optymalnego przygotowania próbek oraz szybkości...

Cytometria masowa: Protokół codziennego strojenia i analizy próbek komórek na cytometrze masowym CyTOF

Macierz zewnątrzkomórkowa ulega znacznej przebudowie podczas gojenia się ran, stanów zapalnych i nowotworzenia. Przedstawiamy nowatorskie podejście do mikroskopii immunofluorescencyjnej przyżyciowej do wizualizacji dynamiki fibrylarnych, a także siatkowych składników matrycy z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową przy użyciu mikroskopii epifluorescencyjnej lub dwufotonowej.

Długoterminowe przyżyciowe obrazowanie immunofluorescencyjne składników macierzy tkankowej z mikroskopią epifluorescencyjną i dwufotonową

Tutaj prezentujemy protokół kohodowli komórek pierwotnych, modeli tkanek i biopsji dziurkowania w mikroprzepływowym chipie wielonarządowym przez okres do 28 dni. Ludzkie mikronaczyniowe komórki śródbłonka skóry, agregaty wątroby i biopsje skóry z powodzeniem połączono we wspólnym krążeniu pożywki.

Wielonarządowy chip - platforma mikroprzepływowa do długoterminowej kokultury wielotkankowej

Poznaj metodę implantacji bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w owcach do ciągłego monitorowania hemodynamicznego. Technika umożliwia długoterminowe zbieranie danych o ciśnieniu krwi i rytmie serca.

Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego (Wideo) | JoVE Journal

Implantacja bezprzewodowego urządzenia telemetrycznego w modelu owcowym Fontana do ciągłego i długoterminowego monitorowania hemodynamicznego

Przeglądaj więcej filmów